The authors have nothing to disclose.

1. Preparación de C. elegans embriones para Microscopía Time-lapse usando Microbeads <ol><li> Transferencia gusanos adultos grávidas mediante el uso de un pick gusano (alambre de platino) en una gota de tampón M9 y limpiar las bacterias por primera agitando vigorosamente y luego transferir cada gusano a una caída adyacente de M9 utilizando un latigazo del ojo montado en un / punta de la pipeta selección del diente o utilizar un capilar de vidrio con punta. </li><li> Se diluye la dispersión que contiene las 20 micras perlas de poliestireno de diámetro 10 veces en tampón de M9 (1 L de tampón M9 contiene 3 g KH 2 PO 4, 6 g de Na 2 HPO 4, 5 g de NaCl, y, después de tratamiento en autoclave (20 min, 120 ° C), añadir un adicional de 1 ml de una solución 1 M MgSO4). </li><li> Hacer una pipeta de boca de cualquier tipo de capilar de vidrio delgado (por ejemplo, el derretimiento de los capilares de punto o capilares utilizados para tirar de agujas de inyección), una más o menos 0,5 m de largo pedazo de caucho, silicona o tubería material similar (lo ideal es transparente), unos 200 lpunta de la pipeta, la tapa de un tubo de PCR 200 l, un filtro hidrófobo para jeringas pequeñas (por ejemplo., un 0,2 hasta 0,45 micras de tamaño de poro y de 15-50 mm de diámetro de nylon, PTFE o un filtro de material similar) de punta, y una pipeta de 1.000 l . Este tipo de boca pipeta asegura que ningún material biológico puede ponerse en contacto con el experimentador. </li><li> Montar la pipeta mediante la inserción de la punta de pipeta 200 l con la punta primero en el tubo y conectarlo con la tapa de un tubo de PCR que tiene una perforación central que coincide con el diámetro del capilar utilizado. Una aguja punzón o preparación muy puntiaguda se puede utilizar para generar la perforación. </li><li> Dibuja un capilar fino y la inserta en la perforación. Colocar el filtro en el otro extremo del tubo e insertar una punta de pipeta 1.000 l como pieza de la boca (Figura 1). </li><li> Diseccionar adultos grávidas cortando transversalmente gusanos en la vulva con una hoja de afeitar limpia o escalpelo. NOTA: Por lo general, muchos embriones serán correoxpulsed después del corte. Sin embargo, si se necesitan embriones tempranos, que a veces tienen que ser liberado de la canal mediante un latigazo del ojo de la aguja o punta. </li><li> Pipetear una gota de la dispersión diluida perla de poliestireno (~ 4 l) sobre un vidrio de cubierta 24x60 mm y embriones de transferencia en esta caída usando la pipeta de boca. </li><li> Con cuidado, coloque una pequeña (por ejemplo, 18x18 o 20x20 mm) cubierta de cristal en la parte superior de la gota y asegúrese de que la caída se ha extendido totalmente fuera. NOTA: La caída también debe ser lo suficientemente pequeño como para no tocar los bordes de la pequeña cubierta de vidrio. </li><li> Selle el montaje con vaselina licuado. Añadir una gota de aceite de inmersión en el lado de deslizamiento mm cubierta de 24x60 y proceder a la sección &#39;Time-lapse microscopía&#39;. </li></ol> 2. Preparación de adulto C. elegans Animales de Microscopía Time-lapse usando nanobeads NOTA: En general, el protocolo para el montaje de los animales adultos es una adaptación del protocolo de ref. 18.Con este protocolo, es posible llevar a cabo la microscopía confocal de lapso de tiempo a largo plazo de los animales adultos. <ol><li> Preparar un 1,5% (w / v) solución de agarosa en tampón M9, hervir (1 min, 100 ° C en baño de agua o en el microondas). No se recomienda el uso de concentraciones más altas de agarosa ya que esto puede conducir a la extrusión del intestino y / o partes de la gónada. </li><li> Pegue abajo 2-3 capas de cinta en dos portaobjetos cada uno. Coloque una diapositiva sin cinta entre las dos diapositivas con cinta. </li><li> Utilice una punta de pipeta y colocar una gota de la solución de agarosa caliente en el centro de la diapositiva medio. Colocar rápidamente otra diapositiva a la caída de manera que con el apoyo de las capas de cinta en cada lado. Esto creará una ronda y la almohadilla de agar plana de alrededor de 10 mm de diámetro. </li><li> Ponga una gota de solución de bolas 100 nm (sin diluir, que es 2,6% (w / v)) en la almohadilla. Traslado 1-10 gusanos adultos limpiados en la gota con un pico gusano. Selle con 18x18 mm cubierta de vidrio y de vaselina como se explica en Protocol 1. </li></ol> Microscopía 3. Time-lapse <ol><li> Ponga una gota de aceite de inmersión sobre el portaobjetos de microscopio o el sándwich de vidrio de cobertura. Use campo claro a bajo aumento (5x o 10x lentes) para localizar la muestra. NOTA: Limite la exposición a la luz azul tanto como sea posible (en particular para C. elegans embriones), por ejemplo, no utilice la microscopía epifluorescencia para encontrar / enfocar la muestra pero el uso de campo claro en su lugar. </li><li> Cambie a mayor aumento (40x o 60x objetivos), llevar la muestra en el foco (ya sea plano central o superior / inferior planos de la muestra, en función del software de adquisición). </li><li> Establecer los intervalos de muestreo a 30 aviones en 1 m distancia registran cada 1 min. En caso de que una etapa xyz xy o automatizado está disponible, múltiples manchas se pueden grabar en una sesión. Cambie a imágenes de fluorescencia y comprobar de nuevo el enfoque. NOTA: Trate de evitar el uso de poderes alta láser, en lugar utilizar tiempos de exposición más largos ligeramentea intensidades muy bajas. Medida adquirió imágenes de inmediato, ya sea en el programa de adquisición de la imagen o en ImageJ para evitar la saturación, que cultivos varían las dinámicas y significa también la exposición excesiva a la radiación. </li><li> Comience a grabar la serie de lapso de tiempo. NOTA: Para excluir el análisis de artefactos, comience con largos intervalos (10/03 min) tiempo entre la exploración de la muestra y aumentar gradualmente muestreo temporal de los intervalos deseados. Calendario de desarrollo, así como puntos finales en ambos casos deben ser similares cuando se realiza un análisis estadístico. Por otra parte, a menudo es necesario para evaluar las tasas de supervivencia y fototoxicidad. Por lo tanto, recuperar la muestra desde el monte después de la microscopía de lapso de tiempo a largo plazo y comprobar si continúan desarrollando / live. </li></ol> 4. La reconstrucción de un modelo celular de la forma 3D con IMOD NOTA: El software IMOD está disponible en la página Web IMOD: http://bio3d.colorado.edu/imod/. La instalación del software es describird allí. Cuando se utiliza el sistema operativo Windows, un conjunto de herramientas de Unix tiene que ser instalado, que también se puede encontrar como un paquete en la página web IMOD. Por otra parte, hay una introducción 3dmod excelente compilado disponible en la página web IMOD (http://bio3d.colorado.edu/imod/doc/3dmodguide.html). <ol><li> Abra el shell de Unix y escriba &quot;imod&quot;. La ventana IMOD se abrirá. Seleccione el archivo con los datos en bruto (lo ideal sería un tif apilados o similar) desde el que generar un modelo 3D. </li><li> Busque la parte inferior y superior de los objetos en la ventana de Zap utilizando la ventana de información (arriba y abajo herramienta de desplazamiento). </li><li> Comience trazando las líneas celulares. Es importante destacar que, asegúrese de que cada célula es un objeto. Comience con el plano superior de cada célula y crear el primer contorno allí utilizando la ventana de información. Desplácese hacia abajo en z y crear un nuevo contorno para cada plano z. </li><li> Haga lo mismo con la mayor cantidad de células, según sea necesario para modelar en 3D. No te olvides de crear un nuevo objeto cuando se parte de una nueva célula. norteNOTA: Hay muchas maneras diferentes para el seguimiento de contorno y varios plugins votos. Por favor, visite la página web IMOD y tutoriales en línea para obtener más información. En el caso que se muestra aquí, la configuración predeterminada se ha utilizado. </li><li> Abra el &quot;Model View&quot; de la ventana para inspeccionar los objetos y sus contornos. </li><li> En el &quot;Model View&quot; barra de herramientas seleccione &quot;Edit&quot; - &quot;Objetos&quot;. La ventana de edición correspondiente se abrirá. </li><li> Para modelar células como objetos llenos y cerrados, elija &quot;Mesh&quot; como &quot;Draw Tipo de datos&quot; y &quot;relleno&quot; como &quot;estilo del dibujo&quot;. Haga clic en &quot;roces&quot; en la selección de desplazamiento en la parte inferior izquierda de la ventana. Compruebe el &quot;Cap&quot; opción en la selección en la parte inferior derecha. Compruebe tantos objetos como sea necesario y haga clic en &quot;Mesh todos&quot;. El programa generará objetos sólidos de las pilas de contornos. El factor z-muestreo se puede ajustar cambiando &quot;Z-escala&quot; en la &quot;Vista&quot; de la ventana. </li><li> Mover / girar el obje 3Dt (&quot;Edit&quot; - &quot;Ver&quot;) y guardar instantáneas o películas (&quot;Archivo&quot; - &quot;Snap Tiff como ...&quot; o &quot;Película / Montaje&quot;). </li></ol> 5. Seguimiento fluorescencia estructuras etiquetadas con Endrov NOTA: Con el fin de realizar un seguimiento de los restos de la división celular, utilizar una cepa con un marcador de membrana nuclear o plasma para la identificación de célula (por ejemplo, H2B, PH-PLC-d1) y un marcador remanente división celular (por ejemplo, NMY-2, ZEN-4 ). El marcador de membrana nuclear o plasma es importante para determinar qué celda hereda el remanente de la división celular. <ol><li> Para una carga rápida y facilidad de uso, los datos en bruto tiene que ser convertido a un archivo TIFF (por ejemplo, en ImageJ). A continuación, abra Endrov y cargar el archivo a ser analizados por la elección de la opción &quot;Cargar archivo&quot; en el menú archivo. Haga clic en el icono de &quot;visor 2D&quot; en la barra de herramientas. </li><li> Ajuste del histograma haciendo clic en el icono de &quot;gama Fit&quot; (el icono azul en la esquina inferior derechade la pantalla Endrov). Ajuste el XYZ resolución por ir a &quot;Datos&quot; - &quot;Nombre de archivo&quot; - &quot;ImageSet&quot; - &quot;Canal&quot; - &quot;Establecer XYZ-resolución&quot;. Llene en los valores para X, Y, y Z, por ejemplo, 5, 5, 1 si X e Y resolución es de 0,2 micras y muestra cada 1 m en Z. </li><li> Para anotar los núcleos, pasar al plano de interés y haga clic en &quot;visor 2D&quot;. Seleccione &quot;Lineage&quot; en el menú desplegable y seleccione &quot;Nueva linaje&quot;. </li><li> Al hacer clic y arrastrar en el núcleo, que puede estar marcado. Para nombrar el núcleo, haga clic derecho y elegir la opción &quot;Cambiar el nombre de partículas&quot; en el menú desplegable. Para aumentar o disminuir el diámetro del círculo, arrastre el icono de la flecha que aparece a la izquierda del círculo marcado. Para marcar el plano central del núcleo, haga clic en el icono de la derecha. Cuando se utiliza un marcador de membrana de plasma, una gran esfera se puede extraer que cubrirá la mayor parte de la célula. </li><li> Para continuar en el tiempo y el plano, elija el &quot;Marco&quot; y &quot;Z&quot;opciones en la barra de herramientas inferior. Después de pasar al siguiente punto del tiempo, ajustar la posición o el tamaño del círculo que marca el núcleo en consecuencia. Repita esto hasta que la célula se divide rastreados. </li><li> Cuando hay una división celular, marcar los núcleos hijos y cambiar a &quot;espectador Lineage&quot;. Esto se puede seleccionar haciendo clic en el icono de &quot;Windows&quot; en la barra de herramientas superior. Marcar todos los tres núcleos simultáneamente, ir a la opción &quot;Lineage&quot; en la barra de herramientas superior y seleccione &quot;padre Asociado&quot;. </li><li> Cuando se termina el seguimiento celular, cambiará al canal que marca el resto de la división celular para el seguimiento. Para cambiar de canal, haga clic en el nombre del archivo en la esquina inferior izquierda de la barra de herramientas. El remanente de la división celular (o cualquier otra estructura) pueden ser rastreados como se ha descrito anteriormente para el núcleo. </li><li> Al regresar al software después de cerrar, hay que ir a &quot;Visor 2D&quot; - &quot;Lineage&quot; - &quot;Editar&quot; y hacer clic en el número de linaje que se editará. </li&gt; </ol> 6. Analizar cortical Flujo Actomiosina con PIVlab NOTA: PIVlab es un software disponible gratuitamente en: http://pivlab.blogspot.de/; puede ser invocado desde el entorno de línea de comandos del Matlab tecleando PIVlab_GUI. Cuando se trabaja con PIVlab, se recomienda guardar la serie de imágenes en una carpeta separada. <ol><li> Iniciar una nueva sesión del menú &quot;Archivo&quot;. Cargue los archivos de imagen haciendo clic en el botón &quot;Cargar imágenes&quot;. </li><li> Seleccione el estilo de secuenciación 1-2, 2-3, ... y navegue hasta el directorio que contiene la secuencia de las imágenes deseadas. Seleccione las imágenes y haga clic en el botón &quot;Agregar&quot; y de importación. </li><li> Ir a &quot;Configuración de Análisis&quot; y seleccione &quot;Exclusiones (ROI, Máscara)&quot;. Como alternativa, presione la tecla &quot;Ctrl + E&quot;. Utilice el botón &quot;Draw máscara (s) para el marco actual&quot; para desactivar la parte no deseada de la imagen / s (es decir, la zona de las afueras de embriones). </li><li> Seleccione &quot;Configuración de PIV&quot; from el menú &quot;Ajustes de Análisis&quot;. Como alternativa, presione la tecla &quot;Ctrl + S&quot;. Seleccione la opción &quot;ventana FFT deformación&quot; como el algoritmo PIV deseado. NOTA: la transformación rápida de Fourier (FFT) reduce el coste computacional pero sólo se recomienda la señal es muy por encima de ruido y si el desplazamiento de las partículas estudiadas no exceda de la mitad del área pase analizado (véase 6.5). </li><li> Introduzca los siguientes valores para los tres pasos, que son la zona de interrogación para la correlación cruzada de intensidad entre las imágenes siguientes: Pase 1: Interrogación área de 64 píxeles con un paso de 32. Pass 2: Interrogación superficie de 32 píxeles con un paso de 16 . Seleccione &quot;lineal&quot; de la deformación de la ventana del menú desplegable. Elija el método 2 * 3 puntos de Gauss para el desplazamiento de estimación sub-pixel. </li><li> Seleccione &quot;Analizar!&quot; desde el menú Análisis y utilice el botón &quot;Analizar todos los marcos&quot; para comenzar un análisis. </li><li> Para el procesamiento posterior seleccione &quot;validación vector&quot; de &quot;; Menú y establecer el umbral de filtro de desviación estándar (DESVEST) a 7 y se aplican a todos los marcos Publicar procesamiento &quot;. </li><li> Elija &quot;Derivar parámetros / modificar datos&quot; en el menú &quot;Plot&quot;. Seleccione &quot;Vectors [px / marco]&quot; en el menú desplegable. Ajuste la suavidad de vectores y filtro de paso alto y se aplican a todas las tramas. </li><li> Para calcular los vectores de medias de todos los marcos, establezca los &quot;marcos de segunda mano&quot; a 1: final y haga clic en el botón &quot;Calcular vectores medios&quot;. </li></ol>

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W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Active+torque+generation+by+the+actomyosin+cell+cortex+drives+left-right+symmetry+breaking.">Active torque generation by the actomyosin cell cortex drives left-right symmetry breaking.</a> Elife. 3, e04165 (2014).</li><li>Kaletta, T., Schnabel, H., Schnabel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Binary+specification+of+the+embryonic+lineage+in+Caenorhabditis+elegans.">Binary specification of the embryonic lineage in Caenorhabditis elegans.</a> Nature. 390 (6657), 294-298 (1997).</li><li>Schnabel, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global+cell+sorting+in+the+C.+elegans+embryo+defines+a+new+mechanism+for+pattern+formation.">Global cell sorting in the C. elegans embryo defines a new mechanism for pattern formation.</a> Dev. Biol. 294 (2), 418-431 (2006).</li><li>Murray, J. I., Bao, Z., Boyle, T. J., Waterston, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+lineaging+of+fluorescently-labeled+Caenorhabditis+elegans+embryos+with+StarryNite+and+AceTree.">The lineaging of fluorescently-labeled Caenorhabditis elegans embryos with StarryNite and AceTree.</a> Nat. Protoc. 1 (3), 1468-1476 (2006).</li><li>Giurumescu, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+semi-automated+analysis+of+morphogenesis+with+single-cell+resolution+in+complex+embryos.">Quantitative semi-automated analysis of morphogenesis with single-cell resolution in complex embryos.</a> Development. 139 (22), 4271-4279 (2012).</li><li>Dejima, K., Kang, S., Mitani, S., Cosman, P. C., Chisholm, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Syndecan+defines+precise+spindle+orientation+by+modulating+Wnt+signaling+in+C.+elegans.">Syndecan defines precise spindle orientation by modulating Wnt signaling in C. elegans.</a> Development. 141 (22), 4354-4365 (2014).</li><li>Schnabel, R., Hutter, H., Moerman, D., Schnabel, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+normal+embryogenesis+in+Caenorhabditis+elegans+using+a+4D+microscope:+variability+of+development+and+regional+specification.">Assessing normal embryogenesis in Caenorhabditis elegans using a 4D microscope: variability of development and regional specification.</a> Dev Biol. 184 (2), 234-265 (1997).</li></ol>

Research in the lab of CP is funded by the Deutsche Forschungsgemeinschaft (EXC 115; FOR 1756) and the LOEWE Research Cluster Ubiquitin Networks. CP is further supported by the European Union Framework Program 7 (Marie Curie Actions Project 326632).

A través de seguimiento de objetos en el desarrollo, en particular, de seguimiento nuclear, ha sido posible dilucidar los mecanismos centrales de modelado de C. elegans embriogénesis 1,23,24. Ampliando esta estrategia para un mayor rendimiento, ha sido recientemente posible descubrir reglas de modelado adicionales y proponer un método de cómo deducir patrones gobierna de novo 10. Para muchos mutantes, sin embargo, los defectos de modelado precisas son todavía desconocidos. Lo...

Con las mejoras constantes de las proteínas fluorescentes, la ingeniería del genoma, microscopía óptica y soft y hardware, ahora es posible grabar el desarrollo de muchos organismos modelo con resolución espacio-temporal sin precedentes. Esto permite a los investigadores hacen preguntas que no podían ser abordadas con anterioridad o para revisitar los procesos de desarrollo conocidos con el fin de buscar los aspectos pasados ​​por alto. Este progreso ha despertado el campo de la biología del desarrollo cuantitativo, cuyo objetivo es la transformación de los modelos cualitativos e informales en los modelos cuantitativos mediante mediciones exhaustivas y análisis estadísticos. Seguimiento células y estructuras subcelulares ha hecho posible obtener modelos cuantitativos del desarrollo embrionario, la actividad del sistema nervioso, o división celular 1-12. Mediante el seguimiento de los restos de la división celular durante el desarrollo temprano de la C. elegans embrión, podríamos recientemente revelan que siguen un estéreoruta escrito y constituyen importantes factores de polarización 13,14. Aquí, los protocolos se presentan que hacen biología cuantitativa del desarrollo se acerca accesible para los no expertos. La atención se centra en tres herramientas recta hacia adelante, libremente disponibles que son implementables en cualquier laboratorio que tiene acceso a la microscopía confocal estándar y computadoras. Estos incluyen un protocolo para generar formas de células en 3D, un protocolo para realizar un seguimiento de los restos de la división celular, y un protocolo para describir cuantitativamente la dinámica actomyosin corticales. El nematodo C. elegans se utiliza como un caso ejemplar, sin embargo, los métodos y herramientas descritos aquí son adecuados para una variedad de preguntas en otros modelos biológicos, por ejemplo, células cultivadas, explantes de tejido, organoides o esferoides, otros embriones, etc. En general, algunos de los análisis que se muestran aquí también se puede realizar con el popular herramienta ImageJ código abierto (http://imagej.nih.gov/ij/docs/index.html; o FIJI, las &quot;baterías incluidas&quot; versión de ImageJ, http://fiji.sc/Fiji) para los que se dispone de muchos plugins para diferentes análisis cuantitativos. Sin embargo, los programas aquí descritos están diseñados para hacer frente a problemas específicos. En primer lugar, IMOD, el procesamiento de imágenes, el modelado y la suite de pantalla puede ser utilizado para reconstrucciones en 3D de secciones seriadas de electrones o microscopía de luz 15. IMOD también contiene herramientas para la visualización de los datos 3D a partir de cualquier orientación. En segundo lugar, Endrov, un programa Java diseñado para realizar análisis de imágenes, procesamiento de datos, y la anotación de las redes o pistas (entre otros) sobre la base de una arquitectura de plugin extendida, con ImageJ compatibilidad plug-in 16. Contiene más de 140 operaciones de procesamiento de imágenes y una interfaz de usuario extensible en el que el modelo y los datos brutos se muestran por separado. Su código fuente se puede encontrar en https://github.com/mahogny/Endrov. En tercer lugar, PIVlab, un MHerramienta MATLAB para partículas digital de imagen velocimetría que permite al usuario analizar cuantitativa y cualitativamente campos de flujo de partículas 17. El uso de estos programas requiere una licencia de MATLAB que incluye la Imagen Processing Toolbox (http://mathworks.com). PIVlab es un programa diseñado para describir cuantitativamente el flujo. Se calcula la distribución de velocidad, magnitud, vorticidad, divergencia o cizalla dentro de pares de imágenes o series. Para esto, es cruzada correlaciona áreas pequeñas de las imágenes (llamados &#39;pases&#39; en la sección de protocolo) de un par de imágenes para derivar el desplazamiento de partículas más probable. Esta correlación cruzada se obtiene una matriz de correlación que se puede analizar en el dominio del espacio o de la frecuencia usando cualquiera de correlación cruzada directo o una transformación rápida de Fourier (FFT), respectivamente. El equipo utilizado aquí es un microscopio invertido equipado con un Nipkow (&#39;hilar&#39;) del disco, un EMCCD, 488 y 561 nm sólido-estándarláseres de estado, y 20x o 40x o aire 60x / plan apochromat objetivos inmersión en aceite o agua. Sin embargo, también es posible realizar formación de imágenes de lapso de tiempo con otras modalidades de imagen, por ejemplo, punto-, de línea o microscopía de barrido de hoja basado en láser, microscopía multi-fotón, así como microscopía de epi-fluorescencia combinado con deconvolución o estructurada iluminación. La ventaja de usar un sistema de disco de Nipkow es la adquisición de imágenes extremadamente rápido, especialmente si un modo de transmisión (movimiento continuo y de exploración del objeto en la dimensión z) está disponible. Además, para mejorar la resolución, un extensor de aumento 1,5 veces en la parte delantera de la EMCCD se puede utilizar.

<table><tbody><tr><td>Stereo microscope</td><td>Motic/VWR</td><td>OT4005S</td><td>Stereo microscope for dissection and mounting</td></tr><tr><td>Polybead Polystyrene Microspheres,&amp;nbsp;</td><td>Polysciences</td><td>18329</td><td>Embryo mounting</td></tr><tr><td>20 &amp;micro;m</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Polybead Polystyrene Microspheres,&amp;nbsp;</td><td>Polysciences</td><td>876</td><td>Adult animal mounting</td></tr><tr><td>0.1 &amp;micro;m</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscope slides</td><td>VWR</td><td>631-0902</td><td>Adult animal mounting</td></tr><tr><td>Cover glass 18x18 mm</td><td>VWR</td><td>631-1331</td><td>Embryo/adult mounting</td></tr><tr><td>Cover glass 24x60 mm</td><td>VWR</td><td>631-1339</td><td>Embryo mounting</td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>VWR</td><td>233-5455</td><td>Embryo dissection</td></tr><tr><td>Silicone tubing</td><td>VWR</td><td>228-1501</td><td>Tubing for mouth pipette</td></tr><tr><td>30 mm PTFE membrane filter</td><td>NeoLab</td><td>Jul-01</td><td>Filter for mouth pipette</td></tr><tr><td>Capillary tubes</td><td>VWR</td><td>621-0003</td><td>Pipette tip for mouth pipette</td></tr><tr><td>Vaseline</td><td>Roth</td><td>E746.1</td><td>Embryo/adult mounting</td></tr><tr><td>Agar</td><td>Roth</td><td>5210.5</td><td>Adult animal mounting</td></tr><tr><td>Potassium-di-hydrogenphosphate</td><td>Roth</td><td>P018.2</td><td>M9 buffer</td></tr><tr><td>Di-sodium- hydrogenphosphate</td><td>Roth</td><td>P030.2</td><td>M9 buffer</td></tr><tr><td>Sodium chloride</td><td>Roth</td><td>3957.1</td><td>M9 buffer</td></tr><tr><td>VisiScope Spinning Disc Confocal System</td><td>Visitron Systems</td><td>n/a</td><td>Confocal microscopy</td></tr></tbody></table>

tracking and quantifying developmental processes in c. elegans using open-source tools

Cuantitativamente capturar los procesos de desarrollo es crucial para derivar modelos mecanicistas y clave para identificar y describir los fenotipos mutantes. Aquí se presentan los protocolos para la preparación de los embriones y de adultos C. elegans animales para microscopía de lapso de tiempo corto y largo plazo y los métodos para el seguimiento y cuantificación de los procesos de desarrollo. Los métodos presentados se basan en C. cepas disponibles desde el Caenorhabditis Centro de Genética y en software de código abierto elegans que se pueden implementar fácilmente en cualquier laboratorio independiente del sistema de microscopía utilizado. Una reconstrucción de un modelo de células en forma de 3D usando el IMOD software de modelado, seguimiento manual de las estructuras subcelulares marcadas con fluorescencia utilizando el polivalente programa de análisis de imágenes Endrov, y un análisis de flujo contráctil cortical usando PIVlab (Resuelta en el Tiempo Digital por imágenes de partículas Velocimetría Herramienta para MATLAB) se muestran. Se discute cómo estos métodos también se pueden implementar to cuantitativamente capturar otros procesos de desarrollo en diferentes modelos, por ejemplo, el seguimiento de la célula y del linaje de rastreo, seguimiento del flujo de vesículas.

Mediante el uso de protocolos de 2, 3 y 4, time-lapse de las gónadas de tipo salvaje C. elegans adultos se realiza (OD58 cepa (UNC-119 (ed3) III; ltIs38 [PAA1; pastel-1 :: GFP :: PH (PLC1delta1) + UNC-119 (+)]), que expresa un marcador de membrana de un promotor de la línea germinal ). Centrándose en el turno de la gónada, un modelo 3D de las células germinales se genera a partir de los datos de microscopía (Figura 2). Este modelo permite analizar los cambios en el tamaño celular, mientr...

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Tracking and Quantifying Developmental Processes in C. elegans Using Open-source Tools

El seguimiento y cuantificación de los procesos de desarrollo en<em&gt; C. elegans</em&gt; Uso de las herramientas de código abierto

Here it is shown how to track and quantify developmental processes in C. elegans. The methods presented are based on open-source tools that can be easily implemented. It is demonstrated how to reconstruct 3D cell-shape models, how to manually track subcellular structures, and how to analyze cortical contractile flow.

Quantitatively capturing developmental processes is crucial to derive mechanistic models and key to identify and describe mutant phenotypes. Here ...

tracking-quantifying-developmental-processes-c-elegans-using-open

Research

JoVE Journal

Biology

Tracking and Quantifying Developmental Processes in C. elegans Using Open-source Tools

8.8K vistas.  Goethe University. Here it is shown how to track and quantify developmental processes in C. elegans. The methods presented are based on open-source tools that can be easily implemented. It is demonstrated how to reconstruct 3D cell-shape models, how to manually track subcellular structures, and how to analyze cortical contractile flow.

Video: Tracking and Quantifying Developmental Processes in C. elegans Using Open-source Tools

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and pathways as well as its ease of cultivation. Several C. elegans disease models have been reported, including neurodegenerative disorders such as Parkinson's disease (PD), which involves the degeneration of dopaminergic (DA) neurons 1. Both transgenes and neurotoxic chemicals have been used to induce DA neurodegeneration and consequent movement defects in worms, allowing for investigations into the basis of neurodegeneration and screens for neuroprotective genes and compounds 2,3.
Screens in lower eukaryotes like C. elegans provide an efficient and economical means to identify compounds and genes affecting neuronal signaling. Conventional screens are typically performed manually and scored by visual inspection; consequently, they are time-consuming and prone to human errors. Additionally, most focus on cellular level analysis while ignoring locomotion, which is an especially important parameter for movement disorders.
We have developed a novel microfluidic screening system (Figure 1) that controls and quantifies C. elegans' locomotion using electric field stimuli inside microchannels. We have shown that a Direct Current (DC) field can robustly induce on-demand locomotion towards the cathode ("electrotaxis") 4. Reversing the field's polarity causes the worm to quickly reverse its direction as well. We have also shown that defects in dopaminergic and other sensory neurons alter the swimming response 5. Therefore, abnormalities in neuronal signaling can be determined using locomotion as a read-out. The movement response can be accurately quantified using a range of parameters such as swimming speed, body bending frequency and reversal time.
Our work has revealed that the electrotactic response varies with age. Specifically, young adults respond to a lower range of electric fields and move faster compared to larvae 4. These findings led us to design a new microfluidic device to passively sort worms by age and phenotype 6.
We have also tested the response of worms to pulsed DC and Alternating Current (AC) electric fields. Pulsed DC fields of various duty cycles effectively generated electrotaxis in both C. elegans and its cousin C. briggsae 7. In another experiment, symmetrical AC fields with frequencies ranging from 1 Hz to 3 KHz immobilized worms inside the channel 8.
Implementation of the electric field in a microfluidic environment enables rapid and automated execution of the electrotaxis assay. This approach promises to facilitate high-throughput genetic and chemical screens for factors affecting neuronal function and viability.

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

A semi-automated micro-electro-fluidic method to induce on-demand locomotion in Caenorhabditis elegans is described. This method is based on the neurophysiologic phenomenon of worms responding to mild electric fields (&#x201C;electrotaxis&#x201D;) inside microfluidic channels. Microfluidic electrotaxis serves as a rapid, sensitive, low-cost, and scalable technique to screen for factors affecting neuronal health.

Electrotaxis microfluidos basados ​​en On-Demand Análisis cuantitativo de<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; &#39;Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and ...

Investigación

Bioingeniería

C. elegans Tracking and Behavioral Measurement

We have developed instrumentation, image processing, and data analysis techniques to quantify the locomotory behavior of C. elegans as it crawls on the surface of an agar plate. For the study of the genetic, biochemical, and neuronal basis of behavior, C. elegans is an ideal organism because it is genetically tractable, amenable to microscopy, and shows a number of complex behaviors, including taxis, learning, and social interaction1,2. Behavioral analysis based on tracking the movements of worms as they crawl on agar plates have been particularly useful in the study of sensory behavior3, locomotion4, and general mutational phenotyping5. Our system works by moving the camera and illumination system as the worms crawls on a stationary agar plate, which ensures no mechanical stimulus is transmitted to the worm. Our tracking system is easy to use and includes a semi-automatic calibration feature. A challenge of all video tracking systems is that it generates an enormous amount of data that is intrinsically high dimensional. Our image processing and data analysis programs deal with this challenge by reducing the worms shape into a set of independent components, which comprehensively reconstruct the worms behavior as a function of only 3-4 dimensions6,7. As an example of the process we show that the worm enters and exits its reversal state in a phase specific manner.

C. elegans Tracking and Behavioral Measurement

We have developed a video-rate tracking microscope system that can record and quantify C. elegans behavior at high resolution and high speeds. We have also developed computational methods to reduce the dimensionality of the worm images to a fundamental set of measurements that completely describe the shape of the worm.

C. elegans Seguimiento y Medición del Comportamiento

We have developed instrumentation, image processing, and data analysis techniques to quantify the locomotory behavior of C. elegans as it crawls on the ...

Neurociencias

Isotropic Light-Sheet Microscopy and Automated Cell Lineage Analyses to Catalogue Caenorhabditis elegans Embryogenesis with Subcellular Resolution

Caenorhabditis elegans (C. elegans) stands out as the only organism in which the challenge of understanding the cellular origins of an entire nervous system can be observed, with single cell resolution, in vivo. Here, we present an integrated protocol for the examination of neurodevelopment in C. elegans embryos. Our protocol combines imaging, lineaging and neuroanatomical tracing of single cells in developing embryos. We achieve long-term, four-dimensional (4D) imaging of living C. elegans&#160;embryos with nearly isotropic spatial resolution through the use of Dual-view Inverted Selective Plane Illumination Microscopy (diSPIM). Nuclei and neuronal structures in the nematode embryos are imaged and isotropically fused to yield images with resolution of ~330 nm in all three dimensions. These minute-by-minute high-resolution 4D data sets are then analyzed to correlate definitive cell-lineage identities with gene expression and morphological dynamics at single-cell and subcellular levels of detail. Our protocol is structured to enable modular implementation of each of the described steps and enhance studies on embryogenesis, gene expression, or neurodevelopment.

Here, we present a combinatorial approach using high-resolution microscopy, computational tools, and single-cell labeling in living C. elegans embryos to understand single cell dynamics during neurodevelopment.

Microscopía de lámina de luz isotrópica y análisis de linaje celular automatizado para catalogar Caenorhabditis elegans embriogénesis con resolución subcelular

Caenorhabditis elegans (C. elegans) stands out as the only organism in which the challenge of understanding the cellular origins of an entire nervous ...

Biología del Desarrollo

Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease

Caenorhabditis elegans is widely recognized for its central utility as a translational animal model to efficiently interrogate mechanisms and therapies of diverse human diseases. Worms are particularly well-suited for high-throughput genetic and drug screens to gain deeper insight into therapeutic targets and therapies by exploiting their fast development cycle, large brood size, short lifespan, microscopic transparency, low maintenance costs, robust suite of genomic tools, mutant repositories, and experimental methodologies to interrogate both in vivo and ex vivo physiology. Worm locomotor activity represents a particularly relevant phenotype that is frequently impaired in mitochondrial disease, which is highly heterogeneous in causes and manifestations but collectively shares an impaired capacity to produce cellular energy. While a suite of different methodologies may be used to interrogate worm behavior, these vary greatly in experimental costs, complexity, and utility for genomic or drug high-throughput screens. Here, the relative throughput, advantages, and limitations of 16 different activity analysis methodologies were compared that quantify nematode locomotion, thrashing, pharyngeal pumping, and/or chemotaxis in single worms or worm populations of C. elegans at different stages, ages, and experimental durations. Detailed protocols were demonstrated for two semi-automated methods to quantify nematode locomotor activity that represent novel applications of available software tools, namely, ZebraLab (a medium-throughput approach) and WormScan (a high-throughput approach). Data from applying these methods demonstrated similar degrees of reduced animal activity occurred at the L4 larval stage, and progressed in day 1 adults, in mitochondrial complex I disease (gas-1(fc21)) mutant worms relative to wild-type (N2 Bristol) C. elegans. This data validates the utility for these novel applications of using the ZebraLab or WormScan software tools to quantify worm locomotor activity efficiently and objectively, with variable capacity to support high-throughput drug screening on worm behavior in preclinical animal models of mitochondrial disease.

Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease

This study presents protocols for two semi-automated locomotor activity analysis approaches in C. elegans complex I disease gas-1(fc21) worms, namely, ZebraLab (a medium-throughput assay) and WormScan (a high-throughput assay) and provide comparative analysis among a wide array of research methods to quantify nematode behavior and integrated neuromuscular function.

Análisis comparativo de métodos experimentales para cuantificar la actividad animal en modelos de enfermedad mitocondrial de Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is widely recognized for its central utility as a translational animal model to efficiently interrogate mechanisms and therapies of ...

Comportamiento

A Semi-high-throughput Imaging Method and Data Visualization Toolkit to Analyze C. elegans Embryonic Development

C. elegans is the premier system for the systematic analysis of cell fate specification and morphogenetic events during embryonic development. One challenge is that embryogenesis dynamically unfolds over a period of about 13 h; this half day-long timescale has constrained the scope of experiments by limiting the number of embryos that can be imaged. Here, we describe a semi-high-throughput protocol that allows for the simultaneous 3D time-lapse imaging of development in 80&#8211;100 embryos at moderate time resolution, from up to 14 different conditions, in a single overnight run. The protocol is straightforward and can be implemented by any laboratory with access to a microscope with point visiting capacity. The utility of this protocol is demonstrated by using it to image two custom-built strains expressing fluorescent markers optimized to visualize key aspects of germ-layer specification and morphogenesis. To analyze the data, a custom program that crops individual embryos out of a broader field of view in all channels, z-steps, and timepoints and saves the sequences for each embryo into a separate tiff stack was built. The program, which includes a user-friendly graphical user interface (GUI), streamlines data processing by isolating, pre-processing, and uniformly orienting individual embryos in preparation for visualization or automated analysis. Also supplied is an ImageJ macro that compiles individual embryo data into a multi-panel file that displays maximum intensity fluorescence projection and brightfield images for each embryo at each time point. The protocols and tools described herein were validated by using them to characterize embryonic development following knock-down of 40 previously described developmental genes; this analysis visualized previously annotated developmental phenotypes and revealed new ones. In summary, this work details a semi-high-throughput imaging method coupled with a cropping program and ImageJ visualization tool that, when combined with strains expressing informative fluorescent markers, greatly accelerates experiments to analyze embryonic development.

A Semi-high-throughput Imaging Method and Data Visualization Toolkit to Analyze C. elegans Embryonic Development

This work describes a semi-high-throughput protocol that allows simultaneous 3D time-lapse imaging of embryogenesis in 80&#8211;100 C. elegans embryos in a single overnight run. Additionally, image processing and visualization tools are included to streamline data analysis. The combination of these methods with custom reporter strains enables detailed monitoring of embryogenesis.

Un método de imágenes de semi-alto rendimiento y un kit de herramientas de visualización de datos para analizar el desarrollo embrionario de C. elegans

C. elegans is the premier system for the systematic analysis of cell fate specification and morphogenetic events during embryonic development. One ...

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure the activity of neurons during various behaviors. To correlate neural activity with behavior, the animal should not be immobilized but should be able to move. Many behavioral changes occur during long time scales and require recording over many hours of behavior. This also makes it necessary to culture the worms in the presence of food. How can worms be cultured and their neural activity imaged over long time scales? Agarose Microchamber Imaging (AMI) was previously developed to culture and observe small larvae and has now been adapted to study all life stages from early L1 until the adult stage of C. elegans. AMI can be performed on various life stages of C. elegans. Long-term calcium imaging is achieved without immobilizing the animals by using short externally triggered exposures combined with an electron multiplying charge-coupled device (EMCCD) camera recording. Zooming out or scanning can scale up this method to image up to 40 worms in parallel. Thus, a method is described to image behavior and neural activity over long time scales in all life stages of C. elegans.

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Imaging behavior and neural activity over long time scales without immobilization of the animal is a prerequisite to understand behavior. Agarose microfluidic chambers imaging (AMI) can be used to image neural activity and behavior for all life stages of Caenorhabditis elegans.

Microcámaras de agarosa para Imagen de calcio a largo plazo de<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure ...

Imaging C. elegans Embryos using an Epifluorescent Microscope and Open Source Software

Cellular processes, such as chromosome assembly, segregation and cytokinesis,are inherently dynamic. Time-lapse imaging of living cells, using fluorescent-labeled reporter proteins or differential interference contrast (DIC) microscopy, allows for the examination of the temporal progression of these dynamic events which is otherwise inferred from analysis of fixed samples1,2. Moreover, the study of the developmental regulations of cellular processes necessitates conducting time-lapse experiments on an intact organism during development. The Caenorhabiditis elegans embryo is light-transparent and has a rapid, invariant developmental program with a known cell lineage3, thus providing an ideal experiment model for studying questions in cell biology4,5and development6-9. C. elegans is amendable to genetic manipulation by forward genetics (based on random mutagenesis10,11) and reverse genetics to target specific genes (based on RNAi-mediated interference and targeted mutagenesis12-15). In addition, transgenic animals can be readily created to express fluorescently tagged proteins or reporters16,17. These traits combine to make it easy to identify the genetic pathways regulating fundamental cellular and developmental processes in vivo18-21. In this protocol we present methods for live imaging of C. elegans embryos using DIC optics or GFP fluorescence on a compound epifluorescent microscope. We demonstrate the ease with which readily available microscopes, typically used for fixed sample imaging, can also be applied for time-lapse analysis using open-source software to automate the imaging process.

Imaging C. elegans Embryos using an Epifluorescent Microscope and Open Source Software

The C. elegans embryo is a powerful system for studying cell biology and development. We present a protocol for live imaging of C. elegans embryos utilizing DIC optics or fluorescence using readily available epifluorescent microscopes and open-source software.

Imágenes C. elegans Los embriones utilizando un microscopio de epifluorescencia y software de código abierto

Cellular processes, such as chromosome assembly, segregation and cytokinesis,are inherently dynamic. Time-lapse imaging of living cells, using ...

Biología

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has proven to be an invaluable model organism in helping to tackle this challenge, from inspiring technological approaches,&#160;building the human brain connectome, to actually shedding light on the specific molecular drivers of basic functional patterns. The bulk of the behavioral studies in C. elegans have been performed on solid substrates. In liquid, animals exhibit behavioral patterns that include movement at a range of speeds in 3D, as well as partial body movements, such as a posterior curl without anterior shape change, which introduce new challenges for quantitation. The steps of a simple procedure, and use of a software that enables high-resolution analysis of C. elegans swim behavior, are presented here. The software, named CeleST, uses a specialized computer program that tracks multiple animals simultaneously and provides novel measures of C. elegans locomotion in liquid (swimming). The measures are mostly grounded in animal posture and based on mathematics used in computer vision and pattern recognition, without computational requirements for threshold cut-offs. The software tool can be used to both assess overall swimming prowess in hundreds of animals from combined small batch trials and to reveal novel phenotypes even in well-characterized genetic mutants. The preparation of specimens for analysis with CeleST is simple and low-tech, enabling wide adaptation by the scientific community. Use of the computational approach described here should therefore contribute to the greater understanding of behavior and behavioral circuits in the C. elegans model.

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

An efficient and simple methodology for computer-based analysis of nematode swimming behavior in liquid is described. The method requires little to no investment for C. elegans laboratories. The hardware used is standard, and the computer software for the behavioral analysis (CeleST) is an open source one.

El análisis automatizado de<em&gt; C. elegans</em&gt; Comportamiento de la nadada El uso de software Célest

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has ...

Automated Behavioral Analysis of Large C. elegans Populations Using a Wide Field-of-view Tracking Platform

Caenorhabditis elegans is a well-established animal model in biomedical research, widely employed in functional genomics and ageing studies. To assess the health and fitness of the animals under study, one typically relies on motility readouts, such as the measurement of the number of body bends or the speed of movement. These measurements usually involve manual counting, making it challenging to obtain good statistical significance, as time and labor constraints often limit the number of animals in each experiment to 25 or less. Since high statistical power is necessary to obtain reproducible results and limit false positive and negative results when weak phenotypic effects are investigated, efforts have recently been made to develop automated protocols focused on increasing the sensitivity of motility detection and multi-parametric behavioral profiling. In order to extend the limit of detection to the level needed to capture the small phenotypic changes that are often crucial in genetic studies and drug discovery, we describe here a technological development that enables the study of up to 5,000 individual animals simultaneously, increasing the statistical power of the measurements by about 1,000-fold compared to manual assays and about 100-fold compared to other available automated methods.

Automated Behavioral Analysis of Large C. elegans Populations Using a Wide Field-of-view Tracking Platform

We describe protocols for using the wide field-of-view nematode tracking platform (WF-NTP), which enables high-throughput phenotypic characterization of large populations of Caenorhabditis elegans. These protocols can be used to characterize subtle behavioral changes in mutant strains or in response to pharmacological treatment in a highly scalable fashion.

Análisis conductual de gran C. elegans las poblaciones utilizando un amplio campo de visión de seguimiento plataforma automatizada

Caenorhabditis elegans is a well-established animal model in biomedical research, widely employed in functional genomics and ageing studies. To assess the ...

Inmunología e Infección

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has since been used extensively as a model organism 1. C. elegans possesses key attributes such as simplicity, transparency and short life cycle that have made it a suitable experimental system for fundamental biological studies for many years 2. Discoveries in this nematode have broad implications because many cellular and molecular processes that control animal development are evolutionary conserved 3.
C. elegans life cycle goes through an embryonic stage and four larval stages before animals reach adulthood. Development can take 2 to 4 days depending on the temperature. In each of the stages several characteristic traits can be observed. The knowledge of its complete cell lineage 4,5 together with the deep annotation of its genome turn this nematode into a great model in fields as diverse as the neurobiology 6, aging 7,8, stem cell biology 9 and germ line biology 10. 
An additional feature that makes C. elegans an attractive model to work with is the possibility of obtaining populations of worms synchronized at a specific stage through a relatively easy protocol. The ease of maintaining and propagating this nematode added to the possibility of synchronization provide a powerful tool to obtain large amounts of worms, which can be used for a wide variety of small or high-throughput experiments such as RNAi screens, microarrays, massive sequencing, immunoblot or in situ hybridization, among others. 
Because of its transparency, C. elegans structures can be distinguished under the microscope using Differential Interference Contrast microscopy, also known as Nomarski microscopy. The use of a fluorescent DNA binder, DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole), for instance, can lead to the specific identification and localization of individual cells, as well as subcellular structures/defects associated to them.

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

The easiness of maintaining and propagating the nematode C. elegans make it a nice model organism to work with. The possibility of synchronizing worms allows the work with a significant amount of subjects at the same developmental stage, what facilitates the study of one particular process in many animals.

Básico<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Métodos de sincronización y de observación

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has ...

El seguimiento y cuantificación de los procesos de desarrollo en

Resumen

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Electrotaxis microfluidos basados en On-Demand Análisis cuantitativo de

C. elegans Seguimiento y Medición del Comportamiento

Microscopía de lámina de luz isotrópica y análisis de linaje celular automatizado para catalogar Caenorhabditis elegans embriogénesis con resolución subcelular

Análisis comparativo de métodos experimentales para cuantificar la actividad animal en modelos de enfermedad mitocondrial de Caenorhabditis elegans

Un método de imágenes de semi-alto rendimiento y un kit de herramientas de visualización de datos para analizar el desarrollo embrionario de C. elegans

Microcámaras de agarosa para Imagen de calcio a largo plazo de

Imágenes C. elegans Los embriones utilizando un microscopio de epifluorescencia y software de código abierto

El análisis automatizado de

Análisis conductual de gran C. elegans las poblaciones utilizando un amplio campo de visión de seguimiento plataforma automatizada

Básico

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