The authors have nothing to disclose.

C. 1. 준비 엘레 배아는 시간 경과 현미경을위한 마이크로 비드를 사용하여 <ol><li> M9 버퍼의 드롭에 웜 픽 (백금선)를 사용하여 임신하는 성인 웜을 전송하고 격렬하게 교반 한 다음 이쑤시개 / 피펫 팁 상에 장착 눈 래시를 사용 M9의 인접 드롭 각 웜 전사 제에 의해 박테리아를 닦아 또는 뾰족한 유리 모세관을 사용합니다. </li><li> , HPO 4, 5g의 NaCl M9 버퍼 (1 L M9 버퍼 3g의 KH 2를 포함 PO 4, 6 g의 2- 나에 20 ㎛의 직경의 폴리스티렌 비드 10 배를 함유하는 분산액을 희석하고, 오토 클레이브 (20 분, 120 ℃ 이후 C)는,) 1 M 황산 용액의 추가 1 ml에 추가 할 수 있습니다. </li><li> 얇은 유리 모세관의 모든 유형에서 입으로 피펫을 확인합니다 (예를 들어, 포인트 모세 혈관이나 모세 혈관 주사 바늘을 ​​당겨하는 데 사용 용융), 고무, 실리콘 또는 유사한 재료 튜브 (이상적으로 투명)의 약 0.5 m 길이의 조각, 200 μl를피펫 팁, 200 ㎕의 PCR 용 튜브의 뚜껑, 작은 주사기 소수성 필터 (예., 0.2에서 0.45 사이 μm의 공경 15-50mm 직경 나일론, PTFE 또는 유사한 물질 필터), 및 1,000 μL 피펫 팁 . 입 피펫이 유형의 생물학적 물질은 실험자에 접촉 얻을 수 없다는 것을 보장한다. </li><li> 튜브 내로 제 팁 200 μL 피펫 팁을 삽입하여 피펫을 조립하여 사용 모세관의 직경과 일치 중심 천공을 가지고 PCR 튜브의 뚜껑을 끼우. 매우 지적 송곳 또는 제제 바늘 천공을 생성하기 위해 사용될 수있다. </li><li> 얇은 모세관을 그리고 구멍에 삽입합니다. 튜브의 다른 쪽 끝으로 필터를 삽입하고 (그림 1) 입 조각으로 1000 μL 피펫 팁을 삽입합니다. </li><li> 깨끗한 면도날이나 메스와 외음부에 가로 벌레를 절단하여 임신하는 성인을 해부하다. 참고 : 일반적으로, 많은 배아 전자됩니다절단 후 xpulsed. 초기 배아가 필요한 경우, 이들은 때때로 눈 래시 또는 뾰족한 바늘을 사용하여 도체로부터 방출되어야한다. </li><li> 입 피펫을 사용하여이 드롭으로 24x60 mm 커버 유리와 이식란 상에 희석 폴리스티렌 비드 분산 (~ 4 μL)의 피펫 한 방울. </li><li> 조심스럽게 작은 (예를 들어, 18 × 18 또는 20 × 20 mm)를 배치 드롭 위에 유리를 커버하고 드롭이 완전히 퍼져 가지고 있는지 확인하십시오. 참고 : 드롭도 작은 커버 유리의 가장자리를 터치하는 것만으로는 충분하지 작아야한다. </li><li> 액화 바셀린으로 마운트를 밀봉. 24x60 mm 커버 슬립 측에 침지 기름 한 방울을 추가하고 &#39;시간 경과 현미경&#39;섹션을 진행합니다. </li></ol> 성인 C. 2. 준비 엘레 동물 시간 경과 현미경은 나노 비드를 사용하는 주 : 일반적으로, 성인 동물을 장착하기위한 프로토콜 (REF)에서 프로토콜의 적응이다. 18.이 프로토콜로, 그것은 성인 동물의 장기 경과 공 초점 현미경 검사를 수행 할 수있다. <ol><li> 1.5 %를 준비 M9 버퍼에 아가로 오스 솔루션 (/ V W), 종기 (1 분, 물 목욕이나 전자 레인지에서 100 ° C). 이 장 및 / 또는 생식선의 부품 압출로 이어질 수 있기 때문에 아가로 오스의 높은 농도의 사용은 권장되지 않습니다. </li><li> 이 현미경 슬라이드 각에 테이프의 2 ~ 3 층을 스틱. 테이프로 두 슬라이드 사이의 테이프없이 슬라이드를 놓습니다. </li><li> 피펫 팁을 사용하고 중간 슬라이드의 중심에서 뜨거운 아가로 오스 솔루션의 한 방울을 배치합니다. 이 양쪽에 테이프 층에 의해 지원 될 수 있도록 신속하게 드롭에 다른 슬라이드를 배치합니다. 이 약 10mm 직경의 원형과 평면 한천 패드를 작성합니다. </li><li> 패드 상 (V) / W (2.6 %로 희석) 100 nm의 비드 용액 한 방울을 넣어. 웜 픽업과 드롭에 1-10 청소 성인 웜을 전송합니다. 보호 해주는에 설명 된대로 18 × 18 mm의 커버 유리와 바셀린과 인감ocol 1. </li></ol> 3. 시간 경과 현미경 <ol><li> 현미경 슬라이드 또는 커버 유리 샌드위치에 침지 기름 방울을 넣어. 샘플을 찾기 위해 낮은 배율 (배 또는 10 배 렌즈)에서 시야를 사용합니다. 참고 : 예를 들어, (C를 배아 엘레 간스를 위해 특히) 가능한 한 푸른 빛에 노출을 제한 / 찾을 시편에 초점을 대신 시야를 사용하는 에피 형광 현미경을 사용하지 마십시오. </li><li> 높은 배율 (40 배 또는 60 배 목표)로 변경, (중앙 평면 또는 수집 소프트웨어에 따라 샘플의 위 / 아래 비행기를) 초점에 샘플을 가져. </li><li> 1 μm의 간격 (30) 평면에 샘플링 간격을 설정마다 1 분을 기록했다. 자동화 xy- 또는 XYZ 스테이지를 사용할 경우, 다수의 반점은 한 세션에 기록 될 수있다. 형광 이미징로 전환하고 초점을 다시 확인합니다. 참고 : 약간 긴 노출 시간을 사용하지 않고, 높은 레이저 파워를 사용하지 않도록하십시오매우 낮은 강도에서. 측정은 역학 범위 작물 포화를 방지하기 위해 이미지 수집 프로그램 또는 ImageJ에에 하나, 바로 이미지를 획득하고 과도한 방사선 노출을 의미한다. </li><li> 시간 경과 시리즈를 녹음 시작합니다. 참고 : 아티팩트를 분석 제외 샘플 검사 사이의 길이 (3-10 분) 시간 간격으로 시작하여 점차적으로 원하는 간격에 시간 샘플링을 증가시킵니다. 통계 분석을 수행 할 때 두 경우 모두 발달 타이밍뿐만 아니라 엔드 포인트는 비슷해야합니다. 또한, 광독성 및 생존율을 평가하는 것이 필요하다. 따라서 장기적으로 시간 경과 현미경 후 마운트에서 표본을 복구하고 라이브 / 개발을 계속 여부를 확인합니다. </li></ol> 4. IMOD와 3D 셀 형상 모델을 재구성 참고 : http://bio3d.colorado.edu/imod/ : IMOD 소프트웨어가 IMOD 웹 페이지에서 사용할 수 있습니다. 소프트웨어의 설치는 설명이다이 d를. 윈도우 OS를 사용하는 경우, 유닉스 툴킷은 또한 IMOD 웹 페이지에 패키지로 찾을 수있는, 설치해야합니다. 또한, IMOD 웹 페이지 (http://bio3d.colorado.edu/imod/doc/3dmodguide.html)에 사용할 수있는 뛰어난 컴파일 3dmod 소개가있다. <ol><li> 유닉스 쉘을 열고 &quot;IMOD&quot;를 입력. IMOD 창이 열립니다. 3D 모델을 생성 할 수있는 원시 데이터 (이상적으로 적층 TIF 또는 이와 유사한 것)을 사용하여 파일을 선택합니다. </li><li> 정보 창 (최대 및 스크롤 도구 아래)를 사용하여 ZAP 창에서 개체의 하단과 상단을 찾습니다. </li><li> 세포 윤곽을 추적 시작합니다. 중요한 것은, 각 셀은 하나의 객체인지 확인하십시오. 각 셀의 상단면과 함께 시작 창 정보를 이용하여이 첫 번째 형상을 만든다. Z에서 아래로 스크롤하여 각 Z 평면을위한 새로운 윤곽을 만들 수 있습니다. </li><li> 3 차원 모델링에 필요한만큼의 세포에 대해서도 똑같이. 새로운 세포로 시작할 때 새로운 객체를 생성하는 것을 잊지 마십시오. 엔OTE는 : 윤곽 추적 및 여러 유용한 플러그인을위한 여러 가지 방법이 있습니다. 자세한 내용은 IMOD 웹 페이지 및 온라인 자습서를 방문하십시오. 여기에 도시 한 경우, 기본 설정이 사용되었다. </li><li> 개체 및 윤곽을 검사 할 수있는 &quot;모델보기&quot;창을 엽니 다. </li><li> &quot;객체&quot;- &quot;모델보기&quot;도구 모음에서 &quot;편집&quot;을 선택합니다. 각각의 편집 창이 열립니다. </li><li> &quot;데이터 형식을 그리기&quot;와 &quot;도면 스타일&quot;로 &quot;입력&quot;으로 &quot;메시&quot;를 선택, 작성 및 폐쇄 개체로 세포를 모델링합니다. 창의 왼쪽에있는 스크롤 선택에서 &quot;메싱&quot;을 클릭합니다. 오른쪽 아래에있는 선택의 옵션 &quot;모자&quot;를 확인합니다. 필요한만큼 많은 개체를 확인하고 &quot;모든 메쉬&quot;을 클릭합니다. 이 프로그램은 윤곽의 스택에서 고체를 생성합니다. Z - 샘플링 인자는 &quot;보기&quot;창에서 &quot;Z 스케일&quot;을 변경하여 조정할 수있다. </li><li> 이동 / 3D의 objec을 회전T ( &quot;편집&quot;- &quot;보기&quot;) 및 스냅 샷 또는 동영상을 저장 ( &quot;파일&quot;- &quot;스냅 티파니로 ...&quot;또는 &quot;영​​화 / 몽타주&quot;). </li></ol> Endrov 5. 추적 형광 표지 된 구조 참고 : 셀 아이디 (예를 들어, H2B, PH-PLC-D1) 및 세포 분열 남은 마커 (예 : 대한 핵 또는 플라즈마 막 마커 변형을 사용하여, 세포 분열의 잔재를 추적하기 위해, NMY-2, 젠-4 ). 핵 또는 플라즈마 막 마커는 세포 분열의 남은 상속 세포 결정하는 것이 중요하다. <ol><li> 빠른 로딩 및 사용의 용이성을 위해, 원시 데이터 (ImageJ에에서, 예) TIFF 파일로 변환 할 수있다. 다음, 오픈 Endrov 및 파일을로드 파일 메뉴에서 &quot;로드 파일&quot;옵션을 선택하여 분석한다. 도구 모음에서 &quot;2D 뷰어&quot;아이콘을 클릭합니다. </li><li> 오른쪽 아래 모서리에 ( &quot;맞춤 범위&quot;아이콘을 파란색 아이콘을 클릭하여 막대 그래프를 조정Endrov 화면). &quot;파일 이름&quot;- - &quot;Imageset에&quot;를 -에 &quot;데이터&quot;를 이동하여 XYZ 해상도를 설정합니다 &quot;채널&quot;- &quot;XYZ 해상도를 설정합니다.&quot; X 및 Y 해상도가 0.2 μm의 경우 예를 들면 X, Y, Z와, 5, 5, 1의 값을 입력하고 Z. 모든 샘플 1 ㎛ </li><li> 핵 주석의 경우, 관심의 평면으로 이동 &quot;2D 뷰어&quot;을 클릭합니다. 드롭 다운 메뉴에서 &quot;리니지&quot;를 선택하고 &quot;새 계보&quot;를 선택합니다. </li><li> 클릭하고 핵에 드래그하여이를 표시 할 수 있습니다. 핵의 이름을 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고 드롭 다운 메뉴에서 &quot;입자 이름 바꾸기&quot;를 선택합니다. 증가 또는 원의 직경을 감소하기 위해, 마크 원의 왼쪽에 표시되는 화살표 아이콘을 드래그합니다. 핵의 중심 평면을 표시하려면 오른쪽 아이콘을 클릭합니다. 세포막 마커를 사용하는 경우, 큰 구 셀의 대부분을 커버 할 것이다 그려있다. </li><li> 시간과 평면으로 진행하려면, &quot;프레임&quot;과 &quot;Z&quot;를 선택하단 도구 모음에서 옵션을 설정합니다. 다음 시점에 가고 후 따라서 핵 마크 원의 위치 나 크기를 조정한다. 추적 세포가 분열 할 때까지이 과정을 반복합니다. </li><li> 세포 분열이있을 때, 딸이 핵을 표시하고 &quot;리니지 뷰어&quot;로 전환합니다. 이것은 상단 도구 모음에서 &quot;윈도우&quot;아이콘을 클릭하여 선택할 수 있습니다. 마크 동시에 세 개의 핵, 상단 도구 모음에서 &quot;리니지&quot;옵션에 가서 &quot;준 부모&quot;를 선택합니다. </li><li> 셀 추적이 완료되면, 트래킹 셀 분할 잔여 마킹 채널로 전환. 채널을 전환하려면 도구 모음의 왼쪽 하단에있는 파일 이름을 클릭합니다. 핵에 대해 전술 한 바와 같이 세포 분열의 찌꺼기 (또는 다른 구조)이 추적 될 수있다. </li><li> &quot;리니지&quot;- - &quot;편집&quot;편집 될 혈통 번호를 클릭하여 종료 후 소프트웨어로 복귀 할 때, &quot;2D 뷰어&quot;로 이동하는 것이 필요하다. </리&gt; </ol> 6. PIVlab과 두피 액토 마이 오신 흐름 분석 참고 : PIVlab은에서 자유롭게 사용할 수있는 소프트웨어입니다 : http://pivlab.blogspot.de/은; 그것은 PIVlab_GUI을 입력하여 matlab에 명령 줄 환경 내에서 호출 할 수 있습니다. PIVlab 작업 할 때, 그것은 별도의 폴더에 이미지 시리즈를 저장하는 것이 좋습니다. <ol><li> &quot;파일 메뉴&quot;에서 새로운 세션을 시작합니다. &quot;로드 이미지&quot;버튼을 클릭하여 이미지 파일을로드합니다. </li><li> , 시퀀싱 스타일 1-2, 2-3 ...를 선택하고 원하는 이미지의 순서를 포함하는 디렉토리로 이동합니다. 이미지를 선택하고 &quot;추가&quot;버튼을 가져 오기를 클릭합니다. </li><li> &quot;분석 설정&quot;으로 이동하여 &quot;제외 (투자 수익 (ROI), 마스크)&quot;를 선택합니다. 또는 키를 눌러 &quot;Ctrl 키 + E&quot;. 이미지 / S (배아 외부 즉, 영역)의 원치 않는 부분을 비활성화하려면 &quot;현재 프레임에 대한 마스크 (들)을 그립니다&quot;버튼을 사용합니다. </li><li> &quot;PIV 설정&quot;을 선택 FR&quot;분석 설정&quot;메뉴를 OM. 또는 키를 눌러 &quot;Ctrl + S를&quot;. 원하는 PIV 알고리즘으로 &quot;FFT 윈도우 변형&quot;을 선택합니다. 주 : 고속 푸리에 변환 (FFT)의 계산 비용을 줄일 수 있지만, 신호는 물론 잡음 위 연구 입자의 변위 (6.5 참조) 분석 반 패스 영역을 초과하지 않는 경우이다 권장 만한다. </li><li> 연속 된 이미지 사이의 강도 간 상관 관계에 대한 질문의 영역 세 가지 패스에 대해 다음 값을 입력 : 1 패스 : 심문을 64 픽셀의 영역을 32 패스 2 단계 : 심문 32 픽셀의 영역을 16 단계 . 드롭 다운 메뉴 창 변형에서 &quot;선&quot;을 선택합니다. 서브 픽셀 변위 추정 가우스 2 * 3 점법을 선택한다. </li><li> 선택 &quot;분석!&quot; 분석 메뉴와 버튼을 사용에서 분석을 시작하기 위해 &quot;모든 프레임을 분석&quot;. </li><li> 후 처리를 들어 &quot;&quot;벡터 유효성 검사 &quot;를 선택, 후 처리 &quot;메뉴 7 표준 편차 (표준 편차) 필터 임계 값을 설정하고 모든 프레임에 적용됩니다. </li><li> &quot;플롯&quot;메뉴에서 &quot;데이터를 수정 / 매개 변수를 유도&quot;를 선택합니다. 드롭 다운 메뉴에서 &quot;벡터 [PX / 프레임]&quot;를 선택합니다. 벡터와 하이 패스 필터의 부드러움을 조정하고 모든 프레임에 적용됩니다. </li><li> 모든 프레임의 평균 벡터를 계산 1 &quot;중고 프레임&quot;으로 설정하려면 다음 말을하고 &quot;평균 벡터를 계산&quot;버튼을 클릭합니다. </li></ol>

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R., F&#252;rthauer, S., Nishikawa, M., J&#252;licher, F., Grill, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Active+torque+generation+by+the+actomyosin+cell+cortex+drives+left-right+symmetry+breaking.">Active torque generation by the actomyosin cell cortex drives left-right symmetry breaking.</a> Elife. 3, e04165 (2014).</li><li>Kaletta, T., Schnabel, H., Schnabel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Binary+specification+of+the+embryonic+lineage+in+Caenorhabditis+elegans.">Binary specification of the embryonic lineage in Caenorhabditis elegans.</a> Nature. 390 (6657), 294-298 (1997).</li><li>Schnabel, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global+cell+sorting+in+the+C.+elegans+embryo+defines+a+new+mechanism+for+pattern+formation.">Global cell sorting in the C. elegans embryo defines a new mechanism for pattern formation.</a> Dev. Biol. 294 (2), 418-431 (2006).</li><li>Murray, J. I., Bao, Z., Boyle, T. J., Waterston, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+lineaging+of+fluorescently-labeled+Caenorhabditis+elegans+embryos+with+StarryNite+and+AceTree.">The lineaging of fluorescently-labeled Caenorhabditis elegans embryos with StarryNite and AceTree.</a> Nat. Protoc. 1 (3), 1468-1476 (2006).</li><li>Giurumescu, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+semi-automated+analysis+of+morphogenesis+with+single-cell+resolution+in+complex+embryos.">Quantitative semi-automated analysis of morphogenesis with single-cell resolution in complex embryos.</a> Development. 139 (22), 4271-4279 (2012).</li><li>Dejima, K., Kang, S., Mitani, S., Cosman, P. C., Chisholm, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Syndecan+defines+precise+spindle+orientation+by+modulating+Wnt+signaling+in+C.+elegans.">Syndecan defines precise spindle orientation by modulating Wnt signaling in C. elegans.</a> Development. 141 (22), 4354-4365 (2014).</li><li>Schnabel, R., Hutter, H., Moerman, D., Schnabel, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+normal+embryogenesis+in+Caenorhabditis+elegans+using+a+4D+microscope:+variability+of+development+and+regional+specification.">Assessing normal embryogenesis in Caenorhabditis elegans using a 4D microscope: variability of development and regional specification.</a> Dev Biol. 184 (2), 234-265 (1997).</li></ol>

Research in the lab of CP is funded by the Deutsche Forschungsgemeinschaft (EXC 115; FOR 1756) and the LOEWE Research Cluster Ubiquitin Networks. CP is further supported by the European Union Framework Program 7 (Marie Curie Actions Project 326632).

개발 물체 추적을 통해, 특히 핵 추적, 그것은 C. 중앙 패터닝 메커니즘을 규명 할 수 있었다 엘레은 1,23,24를 배아. 더 높은 처리량이 전략을 확대, 추가적인 패턴 규칙을 발견하고 패턴을 추론하는 방법을 방법은 드 노보 (10) 규칙을 제안 최근에 가능했습니다. 많은 돌연변이를 들어, 그러나, 정확한 패터닝 결함은 여전히​​ 알려져 있지 않다. 여기에 설명 된 ...

형광 단백질, 유전자 공학, 광학 현미경, 컴퓨터 소프트 및 하드웨어의 지속적인 개선과 함께, 그것은 전례가없는 시공간 해상도에서 많은 모델 생물의 개발을 기록 할 수있게되었습니다. 이 연구진은 이전에 해결 될 수없는 질문을하거나 간과 측면을 검색하기 위해 알려진 개발 프로세스를 재 방문 할 수 있습니다. 이 진행은 철저한 측정 및 통계 분석에 의해 정량적 모델로 질적, 비공식적 모델 변환을 목표로 양적 발달 생물학의 분야를 촉발했다. 트래킹 셀과 세포 내 구조는 배아 발달, 신경계 활성, 또는 세포 분열 1-12 정량적 모델을 도출하는 것이 가능했다. C의 초기 개발 과정에서 세포 분열의 잔재를 추적하여 엘레 배아, 우리는 그들이 스테레오를 따르는 것이 밝혀 최근 수경로를 입력하고 구성하는 중요한 편광는 13,14 요인. 여기에, 프로토콜은 양적 발달 생물학 비 전문가를위한 접근에 접근 할 것을되게됩니다. 초점은 표준 공 초점 현미경과 컴퓨터에 액세스 할 수있는 모든 실험실에서 구현 가능한 세 개의 직선 앞으로 자유롭게 사용할 수있는 도구에 놓여있다. 이들은 3D 셀 형상을 생성하는 프로토콜, 세포 분열 잔재를 추적 프로토콜 및 정량적 피질 액토 마이 오신 역학을 설명하는 프로토콜을 포함한다. 선충 C. 엘레가 실시 케이스로 사용하지만, 여기에 기술 된 방법과 도구 등 다른 생물학적 예를 들어 모델, 배양 세포, 조직 외식, organoids 또는 타원체, 다른 배아에 질문의 다양한 적합 일반적으로, 여기에 표시된 분석 중 일부는 (http://imagej.nih.gov/ij/docs/index 인기있는 오픈 소스 도구 ImageJ에 수행 할 수 있습니다.HTML; 또는 피지, 다른 정량 분석​​을위한 많은 플러그인을 사용할 수있는 ImageJ에 버전, http://fiji.sc/Fiji을) &#39;배터리 포함&#39;. 그러나, 프로그램은 여기서 설명하는 특정 문제를 해결하기 위해 설계되었습니다. 우선, IMOD, 화상 처리는, 모델링 및 디스플레이 스위트 전자 또는 광학 현미경 (15)로부터 시리얼 섹션들의 3D 재구성을 위해 사용될 수있다. IMOD는 어떤 방향에서 3D 데이터를보기위한 도구가 포함되어 있습니다. 둘째, Endrov, ImageJ에 플러그인 호환성 16, 네트워크 또는 확장 플러그인 구조의 기초 (다른 사람들) 트랙의 이미지 분석, 데이터 처리, 및 주석을 수행하도록 설계된 자바 프로그램. 그것은 140 이미지 처리 작업과 모델 및 원시 데이터를 개별적으로 표시되는 확장 사용자 인터페이스가 포함되어 있습니다. 소스 코드는 https://github.com/mahogny/Endrov에서 찾을 수 있습니다. 셋째, PIVlab, M정량적 및 정 성적으로 입자 유동장 (17)을 분석 할 수 있도록 사용자를 디지털 입자 화상 속도계 애 트랩 용 도구. 이 프로그램의 사용은 처리 도구 상자 (http://mathworks.com) 이미지를 포함하는 MATLAB 라이센스가 필요합니다. PIVlab 정량적 흐름을 설명하기위한 프로그램이다. 이 이미지 쌍 또는 시리즈 내의 속도 분포, 크기, 소용돌이, 발산, 또는 전단을 계산합니다. 이를 위해 가장 가능성 입자 변위를 유도 이미지 쌍 (프로토콜 부분에서 소위 &#39;패스&#39;) 이미지의 작은 영역을 상호 연관. 이 교차 상관은 직접적인 상호 상관 또는 각각 고속 푸리에 변환 (FFT)을 사용하여 공간 또는 주파수 영역에서 분석 될 수 상관 행렬을 산출한다. 여기에 사용 된 장비는 Nipkow ( &#39;방사&#39;) 디스크, EMCCD, 488 및 561 nm의 표준 솔리드 구비 도립 현미경 인상태 레이저 및 석유 또는 물에 침수 목표 아포 크로 매트 20 배 공기 또는 40 배 또는 60 배 계획 /. 그러나, 다른 영상 방식으로 시간 경과 이미징을 수행하는 것이 가능하다, 예를 들면, 포인트 - 투, 라인 - 또는 컨벌루션 또는 구조화 결합 시트 주사 레이저 기반 현미경 멀티 광자 현미경뿐만 아니라, 에피 형광 현미경 조명. Nipkow 디스크 시스템을 사용하는 이점은 스트리밍 모드 (연속 이동 및 Z 차원 물체의 스캐닝)을 사용할 경우 특히, 매우 빠른 화상 취득한다. 또한 분해능을 향상시키기 위해, EMCCD 앞 1.5 배 확대 증량제를 사용할 수있다.

<table><tbody><tr><td>Stereo microscope</td><td>Motic/VWR</td><td>OT4005S</td><td>Stereo microscope for dissection and mounting</td></tr><tr><td>Polybead Polystyrene Microspheres,&amp;nbsp;</td><td>Polysciences</td><td>18329</td><td>Embryo mounting</td></tr><tr><td>20 &amp;micro;m</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Polybead Polystyrene Microspheres,&amp;nbsp;</td><td>Polysciences</td><td>876</td><td>Adult animal mounting</td></tr><tr><td>0.1 &amp;micro;m</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscope slides</td><td>VWR</td><td>631-0902</td><td>Adult animal mounting</td></tr><tr><td>Cover glass 18x18 mm</td><td>VWR</td><td>631-1331</td><td>Embryo/adult mounting</td></tr><tr><td>Cover glass 24x60 mm</td><td>VWR</td><td>631-1339</td><td>Embryo mounting</td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>VWR</td><td>233-5455</td><td>Embryo dissection</td></tr><tr><td>Silicone tubing</td><td>VWR</td><td>228-1501</td><td>Tubing for mouth pipette</td></tr><tr><td>30 mm PTFE membrane filter</td><td>NeoLab</td><td>Jul-01</td><td>Filter for mouth pipette</td></tr><tr><td>Capillary tubes</td><td>VWR</td><td>621-0003</td><td>Pipette tip for mouth pipette</td></tr><tr><td>Vaseline</td><td>Roth</td><td>E746.1</td><td>Embryo/adult mounting</td></tr><tr><td>Agar</td><td>Roth</td><td>5210.5</td><td>Adult animal mounting</td></tr><tr><td>Potassium-di-hydrogenphosphate</td><td>Roth</td><td>P018.2</td><td>M9 buffer</td></tr><tr><td>Di-sodium- hydrogenphosphate</td><td>Roth</td><td>P030.2</td><td>M9 buffer</td></tr><tr><td>Sodium chloride</td><td>Roth</td><td>3957.1</td><td>M9 buffer</td></tr><tr><td>VisiScope Spinning Disc Confocal System</td><td>Visitron Systems</td><td>n/a</td><td>Confocal microscopy</td></tr></tbody></table>

tracking and quantifying developmental processes in c. elegans using open-source tools

정량적으로 개발 프로세스를 캡처하는 것은 돌연변이의 표현형을 식별하고 설명하는 기계적인 모델과 키를 유도하는 것이 중요하다. 여기 프로토콜은 배아와 성인 C. 제조되게됩니다 엘레 장단기 시간 경과 현미경 동물과 발달 과정의 추적 및 정량 방법. 제시된 방법은 모든 C.에 기초 쉽게 사용되는 현미경 시스템의 독립적 실험실에서 구현 될 수 Caenorhabditis 엘레 유전학 센터에서 사용할 수 있으며 오픈 소스 소프트웨어에 간스 균주. 모델링 소프트웨어 IMO​​D를 이용하여 3 차원 셀 형상 모델의 재구성, - 형광 표지 된 세포 내 구조물 다목적 이미지 분석 프로그램 Endrov 및 PIVlab를 사용하여 피질 수축 흐름 분석을 사용하여 수동으로 추적 (시분 디지털 입자 화상 유속계 MATLAB에 대한 도구) 표시됩니다. 그것은 T 이러한 방법도 배포 할 수있는 방법을 설명합니다O를 정량적으로 소포 흐름의 추적, 추적 다른 모델, 예를 들면, 세포 추적 및 계보의 다른 발달 과정을 캡처합니다.

프로토콜 2, 3, 4, 야생형 C. 생식선에서의 시간 경과 이미징을 사용하여 엘레 성인이 수행 (변형 OD58 (UNC-119 (ED3) III; ltIs38 [pAA1, 파이-1 :: GFP :: PH (PLC1delta1) + UNC-119 (+)), 생식 세포 프로모터에서 막 마커를 발현하는 ). 생식선의 회전을 중심으로, 생식 세포의 3D 모델은 현미경 데이터 (그림 2)에서 생성됩니다. 이 모델은, 세포의 통과는 기단 아암 선단을 형성하는 동안 셀 크기?...

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Tracking and Quantifying Developmental Processes in C. elegans Using Open-source Tools

의 발달 프로세스 추적 및 정량화<em&gt; C. 엘레</em&gt; 오픈 소스 도구를 사용하여

Here it is shown how to track and quantify developmental processes in C. elegans. The methods presented are based on open-source tools that can be easily implemented. It is demonstrated how to reconstruct 3D cell-shape models, how to manually track subcellular structures, and how to analyze cortical contractile flow.

Quantitatively capturing developmental processes is crucial to derive mechanistic models and key to identify and describe mutant phenotypes. Here ...

tracking-quantifying-developmental-processes-c-elegans-using-open

Research

JoVE Journal

Biology

Tracking and Quantifying Developmental Processes in C. elegans Using Open-source Tools

8.8K 조회수.  Goethe University. Here it is shown how to track and quantify developmental processes in C. elegans. The methods presented are based on open-source tools that can be easily implemented. It is demonstrated how to reconstruct 3D cell-shape models, how to manually track subcellular structures, and how to analyze cortical contractile flow.

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Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and pathways as well as its ease of cultivation. Several C. elegans disease models have been reported, including neurodegenerative disorders such as Parkinson's disease (PD), which involves the degeneration of dopaminergic (DA) neurons 1. Both transgenes and neurotoxic chemicals have been used to induce DA neurodegeneration and consequent movement defects in worms, allowing for investigations into the basis of neurodegeneration and screens for neuroprotective genes and compounds 2,3.
Screens in lower eukaryotes like C. elegans provide an efficient and economical means to identify compounds and genes affecting neuronal signaling. Conventional screens are typically performed manually and scored by visual inspection; consequently, they are time-consuming and prone to human errors. Additionally, most focus on cellular level analysis while ignoring locomotion, which is an especially important parameter for movement disorders.
We have developed a novel microfluidic screening system (Figure 1) that controls and quantifies C. elegans' locomotion using electric field stimuli inside microchannels. We have shown that a Direct Current (DC) field can robustly induce on-demand locomotion towards the cathode ("electrotaxis") 4. Reversing the field's polarity causes the worm to quickly reverse its direction as well. We have also shown that defects in dopaminergic and other sensory neurons alter the swimming response 5. Therefore, abnormalities in neuronal signaling can be determined using locomotion as a read-out. The movement response can be accurately quantified using a range of parameters such as swimming speed, body bending frequency and reversal time.
Our work has revealed that the electrotactic response varies with age. Specifically, young adults respond to a lower range of electric fields and move faster compared to larvae 4. These findings led us to design a new microfluidic device to passively sort worms by age and phenotype 6.
We have also tested the response of worms to pulsed DC and Alternating Current (AC) electric fields. Pulsed DC fields of various duty cycles effectively generated electrotaxis in both C. elegans and its cousin C. briggsae 7. In another experiment, symmetrical AC fields with frequencies ranging from 1 Hz to 3 KHz immobilized worms inside the channel 8.
Implementation of the electric field in a microfluidic environment enables rapid and automated execution of the electrotaxis assay. This approach promises to facilitate high-throughput genetic and chemical screens for factors affecting neuronal function and viability.

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

A semi-automated micro-electro-fluidic method to induce on-demand locomotion in Caenorhabditis elegans is described. This method is based on the neurophysiologic phenomenon of worms responding to mild electric fields (&#x201C;electrotaxis&#x201D;) inside microfluidic channels. Microfluidic electrotaxis serves as a rapid, sensitive, low-cost, and scalable technique to screen for factors affecting neuronal health.

의 주문형 정량 분석​​을위한 미세 유체 기반 Electrotaxis<em&gt; Caenorhabditis의 엘레</em&gt; &#39;로코

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and ...

연구

생체공학

C. elegans Tracking and Behavioral Measurement

We have developed instrumentation, image processing, and data analysis techniques to quantify the locomotory behavior of C. elegans as it crawls on the surface of an agar plate. For the study of the genetic, biochemical, and neuronal basis of behavior, C. elegans is an ideal organism because it is genetically tractable, amenable to microscopy, and shows a number of complex behaviors, including taxis, learning, and social interaction1,2. Behavioral analysis based on tracking the movements of worms as they crawl on agar plates have been particularly useful in the study of sensory behavior3, locomotion4, and general mutational phenotyping5. Our system works by moving the camera and illumination system as the worms crawls on a stationary agar plate, which ensures no mechanical stimulus is transmitted to the worm. Our tracking system is easy to use and includes a semi-automatic calibration feature. A challenge of all video tracking systems is that it generates an enormous amount of data that is intrinsically high dimensional. Our image processing and data analysis programs deal with this challenge by reducing the worms shape into a set of independent components, which comprehensively reconstruct the worms behavior as a function of only 3-4 dimensions6,7. As an example of the process we show that the worm enters and exits its reversal state in a phase specific manner.

C. elegans Tracking and Behavioral Measurement

We have developed a video-rate tracking microscope system that can record and quantify C. elegans behavior at high resolution and high speeds. We have also developed computational methods to reduce the dimensionality of the worm images to a fundamental set of measurements that completely describe the shape of the worm.

C. elegans 추적 및 행동 측정

We have developed instrumentation, image processing, and data analysis techniques to quantify the locomotory behavior of C. elegans as it crawls on the ...

신경과학

Isotropic Light-Sheet Microscopy and Automated Cell Lineage Analyses to Catalogue Caenorhabditis elegans Embryogenesis with Subcellular Resolution

Caenorhabditis elegans (C. elegans) stands out as the only organism in which the challenge of understanding the cellular origins of an entire nervous system can be observed, with single cell resolution, in vivo. Here, we present an integrated protocol for the examination of neurodevelopment in C. elegans embryos. Our protocol combines imaging, lineaging and neuroanatomical tracing of single cells in developing embryos. We achieve long-term, four-dimensional (4D) imaging of living C. elegans&#160;embryos with nearly isotropic spatial resolution through the use of Dual-view Inverted Selective Plane Illumination Microscopy (diSPIM). Nuclei and neuronal structures in the nematode embryos are imaged and isotropically fused to yield images with resolution of ~330 nm in all three dimensions. These minute-by-minute high-resolution 4D data sets are then analyzed to correlate definitive cell-lineage identities with gene expression and morphological dynamics at single-cell and subcellular levels of detail. Our protocol is structured to enable modular implementation of each of the described steps and enhance studies on embryogenesis, gene expression, or neurodevelopment.

Here, we present a combinatorial approach using high-resolution microscopy, computational tools, and single-cell labeling in living C. elegans embryos to understand single cell dynamics during neurodevelopment.

등방성 라이트 시트 현미경 검사 및 자동 세포 계보 분석을 통해 아닌 간 분해능을 통한 배아 발생 발생

Caenorhabditis elegans (C. elegans) stands out as the only organism in which the challenge of understanding the cellular origins of an entire nervous ...

발생학

Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease

Caenorhabditis elegans is widely recognized for its central utility as a translational animal model to efficiently interrogate mechanisms and therapies of diverse human diseases. Worms are particularly well-suited for high-throughput genetic and drug screens to gain deeper insight into therapeutic targets and therapies by exploiting their fast development cycle, large brood size, short lifespan, microscopic transparency, low maintenance costs, robust suite of genomic tools, mutant repositories, and experimental methodologies to interrogate both in vivo and ex vivo physiology. Worm locomotor activity represents a particularly relevant phenotype that is frequently impaired in mitochondrial disease, which is highly heterogeneous in causes and manifestations but collectively shares an impaired capacity to produce cellular energy. While a suite of different methodologies may be used to interrogate worm behavior, these vary greatly in experimental costs, complexity, and utility for genomic or drug high-throughput screens. Here, the relative throughput, advantages, and limitations of 16 different activity analysis methodologies were compared that quantify nematode locomotion, thrashing, pharyngeal pumping, and/or chemotaxis in single worms or worm populations of C. elegans at different stages, ages, and experimental durations. Detailed protocols were demonstrated for two semi-automated methods to quantify nematode locomotor activity that represent novel applications of available software tools, namely, ZebraLab (a medium-throughput approach) and WormScan (a high-throughput approach). Data from applying these methods demonstrated similar degrees of reduced animal activity occurred at the L4 larval stage, and progressed in day 1 adults, in mitochondrial complex I disease (gas-1(fc21)) mutant worms relative to wild-type (N2 Bristol) C. elegans. This data validates the utility for these novel applications of using the ZebraLab or WormScan software tools to quantify worm locomotor activity efficiently and objectively, with variable capacity to support high-throughput drug screening on worm behavior in preclinical animal models of mitochondrial disease.

Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease

This study presents protocols for two semi-automated locomotor activity analysis approaches in C. elegans complex I disease gas-1(fc21) worms, namely, ZebraLab (a medium-throughput assay) and WormScan (a high-throughput assay) and provide comparative analysis among a wide array of research methods to quantify nematode behavior and integrated neuromuscular function.

미토콘드리아 질환의 카노르하비티스 예르간 모델에서 동물 활동을 정량화하는 실험 방법의 비교 분석

Caenorhabditis elegans is widely recognized for its central utility as a translational animal model to efficiently interrogate mechanisms and therapies of ...

행동분석학

A Semi-high-throughput Imaging Method and Data Visualization Toolkit to Analyze C. elegans Embryonic Development

C. elegans is the premier system for the systematic analysis of cell fate specification and morphogenetic events during embryonic development. One challenge is that embryogenesis dynamically unfolds over a period of about 13 h; this half day-long timescale has constrained the scope of experiments by limiting the number of embryos that can be imaged. Here, we describe a semi-high-throughput protocol that allows for the simultaneous 3D time-lapse imaging of development in 80&#8211;100 embryos at moderate time resolution, from up to 14 different conditions, in a single overnight run. The protocol is straightforward and can be implemented by any laboratory with access to a microscope with point visiting capacity. The utility of this protocol is demonstrated by using it to image two custom-built strains expressing fluorescent markers optimized to visualize key aspects of germ-layer specification and morphogenesis. To analyze the data, a custom program that crops individual embryos out of a broader field of view in all channels, z-steps, and timepoints and saves the sequences for each embryo into a separate tiff stack was built. The program, which includes a user-friendly graphical user interface (GUI), streamlines data processing by isolating, pre-processing, and uniformly orienting individual embryos in preparation for visualization or automated analysis. Also supplied is an ImageJ macro that compiles individual embryo data into a multi-panel file that displays maximum intensity fluorescence projection and brightfield images for each embryo at each time point. The protocols and tools described herein were validated by using them to characterize embryonic development following knock-down of 40 previously described developmental genes; this analysis visualized previously annotated developmental phenotypes and revealed new ones. In summary, this work details a semi-high-throughput imaging method coupled with a cropping program and ImageJ visualization tool that, when combined with strains expressing informative fluorescent markers, greatly accelerates experiments to analyze embryonic development.

A Semi-high-throughput Imaging Method and Data Visualization Toolkit to Analyze C. elegans Embryonic Development

This work describes a semi-high-throughput protocol that allows simultaneous 3D time-lapse imaging of embryogenesis in 80&#8211;100 C. elegans embryos in a single overnight run. Additionally, image processing and visualization tools are included to streamline data analysis. The combination of these methods with custom reporter strains enables detailed monitoring of embryogenesis.

C. elegans 배아 개발을 분석하는 세미 고처리량 이미징 방법 및 데이터 시각화 툴킷

C. elegans is the premier system for the systematic analysis of cell fate specification and morphogenetic events during embryonic development. One ...

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure the activity of neurons during various behaviors. To correlate neural activity with behavior, the animal should not be immobilized but should be able to move. Many behavioral changes occur during long time scales and require recording over many hours of behavior. This also makes it necessary to culture the worms in the presence of food. How can worms be cultured and their neural activity imaged over long time scales? Agarose Microchamber Imaging (AMI) was previously developed to culture and observe small larvae and has now been adapted to study all life stages from early L1 until the adult stage of C. elegans. AMI can be performed on various life stages of C. elegans. Long-term calcium imaging is achieved without immobilizing the animals by using short externally triggered exposures combined with an electron multiplying charge-coupled device (EMCCD) camera recording. Zooming out or scanning can scale up this method to image up to 40 worms in parallel. Thus, a method is described to image behavior and neural activity over long time scales in all life stages of C. elegans.

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Imaging behavior and neural activity over long time scales without immobilization of the animal is a prerequisite to understand behavior. Agarose microfluidic chambers imaging (AMI) can be used to image neural activity and behavior for all life stages of Caenorhabditis elegans.

의 장기 칼슘 이미징을위한 아가로 오스 Microchambers<em&gt; 예쁜 꼬마 선충</em

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure ...

Imaging C. elegans Embryos using an Epifluorescent Microscope and Open Source Software

Cellular processes, such as chromosome assembly, segregation and cytokinesis,are inherently dynamic. Time-lapse imaging of living cells, using fluorescent-labeled reporter proteins or differential interference contrast (DIC) microscopy, allows for the examination of the temporal progression of these dynamic events which is otherwise inferred from analysis of fixed samples1,2. Moreover, the study of the developmental regulations of cellular processes necessitates conducting time-lapse experiments on an intact organism during development. The Caenorhabiditis elegans embryo is light-transparent and has a rapid, invariant developmental program with a known cell lineage3, thus providing an ideal experiment model for studying questions in cell biology4,5and development6-9. C. elegans is amendable to genetic manipulation by forward genetics (based on random mutagenesis10,11) and reverse genetics to target specific genes (based on RNAi-mediated interference and targeted mutagenesis12-15). In addition, transgenic animals can be readily created to express fluorescently tagged proteins or reporters16,17. These traits combine to make it easy to identify the genetic pathways regulating fundamental cellular and developmental processes in vivo18-21. In this protocol we present methods for live imaging of C. elegans embryos using DIC optics or GFP fluorescence on a compound epifluorescent microscope. We demonstrate the ease with which readily available microscopes, typically used for fixed sample imaging, can also be applied for time-lapse analysis using open-source software to automate the imaging process.

Imaging C. elegans Embryos using an Epifluorescent Microscope and Open Source Software

The C. elegans embryo is a powerful system for studying cell biology and development. We present a protocol for live imaging of C. elegans embryos utilizing DIC optics or fluorescence using readily available epifluorescent microscopes and open-source software.

이미징 C. 엘레간스</emEpifluorescent 현미경과 오픈 소스 소프트웨어를 사용> 태아

Cellular processes, such as chromosome assembly, segregation and cytokinesis,are inherently dynamic. Time-lapse imaging of living cells, using ...

생물학

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has proven to be an invaluable model organism in helping to tackle this challenge, from inspiring technological approaches,&#160;building the human brain connectome, to actually shedding light on the specific molecular drivers of basic functional patterns. The bulk of the behavioral studies in C. elegans have been performed on solid substrates. In liquid, animals exhibit behavioral patterns that include movement at a range of speeds in 3D, as well as partial body movements, such as a posterior curl without anterior shape change, which introduce new challenges for quantitation. The steps of a simple procedure, and use of a software that enables high-resolution analysis of C. elegans swim behavior, are presented here. The software, named CeleST, uses a specialized computer program that tracks multiple animals simultaneously and provides novel measures of C. elegans locomotion in liquid (swimming). The measures are mostly grounded in animal posture and based on mathematics used in computer vision and pattern recognition, without computational requirements for threshold cut-offs. The software tool can be used to both assess overall swimming prowess in hundreds of animals from combined small batch trials and to reveal novel phenotypes even in well-characterized genetic mutants. The preparation of specimens for analysis with CeleST is simple and low-tech, enabling wide adaptation by the scientific community. Use of the computational approach described here should therefore contribute to the greater understanding of behavior and behavioral circuits in the C. elegans model.

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

An efficient and simple methodology for computer-based analysis of nematode swimming behavior in liquid is described. The method requires little to no investment for C. elegans laboratories. The hardware used is standard, and the computer software for the behavioral analysis (CeleST) is an open source one.

의 자동 분석<em&gt; C. 엘레</emCeleST 소프트웨어를 사용&gt; 수영 동작

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has ...

Automated Behavioral Analysis of Large C. elegans Populations Using a Wide Field-of-view Tracking Platform

Caenorhabditis elegans is a well-established animal model in biomedical research, widely employed in functional genomics and ageing studies. To assess the health and fitness of the animals under study, one typically relies on motility readouts, such as the measurement of the number of body bends or the speed of movement. These measurements usually involve manual counting, making it challenging to obtain good statistical significance, as time and labor constraints often limit the number of animals in each experiment to 25 or less. Since high statistical power is necessary to obtain reproducible results and limit false positive and negative results when weak phenotypic effects are investigated, efforts have recently been made to develop automated protocols focused on increasing the sensitivity of motility detection and multi-parametric behavioral profiling. In order to extend the limit of detection to the level needed to capture the small phenotypic changes that are often crucial in genetic studies and drug discovery, we describe here a technological development that enables the study of up to 5,000 individual animals simultaneously, increasing the statistical power of the measurements by about 1,000-fold compared to manual assays and about 100-fold compared to other available automated methods.

Automated Behavioral Analysis of Large C. elegans Populations Using a Wide Field-of-view Tracking Platform

We describe protocols for using the wide field-of-view nematode tracking platform (WF-NTP), which enables high-throughput phenotypic characterization of large populations of Caenorhabditis elegans. These protocols can be used to characterize subtle behavioral changes in mutant strains or in response to pharmacological treatment in a highly scalable fashion.

자동화 된 행동 분석의 큰 C. 선 충 인구 넓은 시야의 사용 하 여 추적 플랫폼

Caenorhabditis elegans is a well-established animal model in biomedical research, widely employed in functional genomics and ageing studies. To assess the ...

면역학 및 감염병학

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has since been used extensively as a model organism 1. C. elegans possesses key attributes such as simplicity, transparency and short life cycle that have made it a suitable experimental system for fundamental biological studies for many years 2. Discoveries in this nematode have broad implications because many cellular and molecular processes that control animal development are evolutionary conserved 3.
C. elegans life cycle goes through an embryonic stage and four larval stages before animals reach adulthood. Development can take 2 to 4 days depending on the temperature. In each of the stages several characteristic traits can be observed. The knowledge of its complete cell lineage 4,5 together with the deep annotation of its genome turn this nematode into a great model in fields as diverse as the neurobiology 6, aging 7,8, stem cell biology 9 and germ line biology 10. 
An additional feature that makes C. elegans an attractive model to work with is the possibility of obtaining populations of worms synchronized at a specific stage through a relatively easy protocol. The ease of maintaining and propagating this nematode added to the possibility of synchronization provide a powerful tool to obtain large amounts of worms, which can be used for a wide variety of small or high-throughput experiments such as RNAi screens, microarrays, massive sequencing, immunoblot or in situ hybridization, among others. 
Because of its transparency, C. elegans structures can be distinguished under the microscope using Differential Interference Contrast microscopy, also known as Nomarski microscopy. The use of a fluorescent DNA binder, DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole), for instance, can lead to the specific identification and localization of individual cells, as well as subcellular structures/defects associated to them.

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

The easiness of maintaining and propagating the nematode C. elegans make it a nice model organism to work with. The possibility of synchronizing worms allows the work with a significant amount of subjects at the same developmental stage, what facilitates the study of one particular process in many animals.

기본<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; 방법 : 동기화 및 전망

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has ...

의 발달 프로세스 추적 및 정량화

요약

더 많은 비디오 탐색

이 비디오의 챕터

의 주문형 정량 분석을위한 미세 유체 기반 Electrotaxis

C. elegans 추적 및 행동 측정

등방성 라이트 시트 현미경 검사 및 자동 세포 계보 분석을 통해 아닌 간 분해능을 통한 배아 발생 발생

미토콘드리아 질환의 카노르하비티스 예르간 모델에서 동물 활동을 정량화하는 실험 방법의 비교 분석

C. elegans 배아 개발을 분석하는 세미 고처리량 이미징 방법 및 데이터 시각화 툴킷

의 장기 칼슘 이미징을위한 아가로 오스 Microchambers

이미징 C. 엘레간스 태아

의 자동 분석

자동화 된 행동 분석의 큰 C. 선 충 인구 넓은 시야의 사용 하 여 추적 플랫폼

기본

의 발달 프로세스 추적 및 정량화

요약

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의 주문형 정량 분석​​을위한 미세 유체 기반 Electrotaxis

C. elegans 추적 및 행동 측정

등방성 라이트 시트 현미경 검사 및 자동 세포 계보 분석을 통해 아닌 간 분해능을 통한 배아 발생 발생

미토콘드리아 질환의 카노르하비티스 예르간 모델에서 동물 활동을 정량화하는 실험 방법의 비교 분석

C. elegans 배아 개발을 분석하는 세미 고처리량 이미징 방법 및 데이터 시각화 툴킷

의 장기 칼슘 이미징을위한 아가로 오스 Microchambers

이미징 C. 엘레간스 태아

의 자동 분석

자동화 된 행동 분석의 큰 C. 선 충 인구 넓은 시야의 사용 하 여 추적 플랫폼

기본

의 주문형 정량 분석을위한 미세 유체 기반 Electrotaxis