The authors have nothing to disclose.

1. Herstellung der C. elegans Embryonen für Zeitraffer-Mikroskopie mit Mikroperlen <ol><li> Bringen gravid erwachsenen Würmer mit Hilfe eines Schnecken Pick (Platindraht) in einen Tropfen M9-Puffer und sauber aus Bakterien durch erste kräftiges Rühren und dann Übertragen jeder Wurm zu einem benachbarten Tropfen M9 mit einem Wimpern auf einen Zahnstocher / Pipettenspitze montiert oder mit einem spitzen Glaskapillare. </li><li> Verdünne die Dispersion, die das 20 &amp; mgr; m Durchmesser Polystyrolbeads 10fach in M9-Puffer (1 l M9-Puffer enthält 3 g KH 2 PO 4, 6 g Na 2 HPO 4, 5 g NaCl, und nach dem Autoklavieren (20 Minuten, 120 ° C), fügen Sie eine zusätzliche 1 ml einer 1 M MgSO 4 Lösung). </li><li> Einen Mundpipette von jeder Art von dünnen Glaskapillare (zB Schmelzpunkt-Kapillaren oder Kapillaren verwendet werden, um Injektionsnadeln zu ziehen), eine etwa 0,5 m langes Stück Gummi, Silikon oder ähnlichem Material Schlauch (idealerweise transparent), eine 200 &amp; mgr;Pipettenspitze, wobei der Deckel aus einem 200 &amp; mgr; l PCR-Röhrchen, einem hydrophoben Filter für kleine Spritzen (z. B. ein 0,2-0,45 &amp; mgr; m Porengrße und 15-50 mm Durchmesser Nylon, PTFE oder ähnlichem Material Filter) und einem 1000 &amp; mgr; l-Pipettenspitze . Diese Art von Mundpipette sichergestellt, dass kein biologisches Material in Kontakt mit dem Experimentator erhalten. </li><li> Montieren Sie die Pipette durch Einfügen des 200 ul Pipettenspitze mit der Spitze zuerst in die Rohrleitung und schließen Sie es mit dem Deckel eines PCR-Röhrchen, die eine zentrale Perforation, die den Durchmesser der Kapillare verwendet, übereinstimmt. Eine sehr spitz Ahle oder der Zubereitung Nadel verwendet werden, um die Perforation zu erzeugen. </li><li> Zeichnen Sie eine dünne Kapillare und setzen Sie sie in die Perforation. Setzen Sie den Filter in das andere Ende des Schlauchs und legen Sie eine 1000 ul Pipettenspitze als Mundstück (Abbildung 1). </li><li> Sezieren gravid Erwachsenen, indem Würmer in Querrichtung an der Vulva mit einer sauberen Rasierklinge oder Skalpell. HINWEIS: In der Regel werden viele Embryonen e seinnach dem Schneiden xpulsed. Allerdings, wenn frühen Embryonen benötigt werden, haben sie manchmal, um von der Karkasse mit einem Wimpern oder spitzen Nadel freigegeben werden. </li><li> Pipette einen Tropfen der verdünnten Polystyrol-Kügelchen-Dispersion (ca. 4 &amp; mgr; l) auf einen 24x60 mm Deckglas und Transfer-Embryonen in diese Tropfen mit dem Mund Pipette. </li><li> Vorsichtig einen kleinen (zB 18x18 oder 20x20 mm) Deckglas auf der Oberseite der Tropfen und sicherstellen, dass der Tropfen vollständig auszubreiten. HINWEIS: Der Abfall sollte auch klein genug, um nicht die Ränder der kleinen Deckglas zu berühren. </li><li> Verschließen Sie die Halterung mit verflüssigtem Vaseline. Fügen Sie einen Tropfen Immersionsöl auf die 24x60 mm Deckglasseite und fahren Sie mit Abschnitt &quot;Zeitraffer-Mikroskopie&quot;. </li></ol> 2. Herstellung von Adult C. elegans Tiere für Zeitraffer-Mikroskopie mit Nanobeads HINWEIS: In der Regel wird das Protokoll für die Montage erwachsenen Tieren ist eine Anpassung des Protokolls von ref. 18.Mit diesem Protokoll ist es möglich, langfristige Zeitraffer-konfokale Mikroskopie von erwachsenen Tieren durchzuführen. <ol><li> Bereiten Sie eine 1,5% (w / v) Agarose-Lösung in M9-Puffer, Kochen (1 min, 100 ° C im Wasserbad oder in der Mikrowelle). Die Verwendung höherer Konzentrationen von Agarose wird nicht empfohlen, da dies zu der Extrusion des Darms und / oder Teile der Gonade führen. </li><li> Halten Sie sich 2-3 Schichten des Bandes auf zwei Objektträger je. Platzieren Sie eine Diashow ohne Band zwischen den beiden Folien mit Klebeband. </li><li> Verwenden Sie eine Pipettenspitze und einen Tropfen der heißen Agarose-Lösung in der Mitte des mittleren Rutsche. Platzieren schnell eine andere Folie auf die Tropfen, so daß es durch die Bandschichten auf jeder Seite unterstützt wird. Dies wird eine runde und flache Agar-Pad von rund 10 mm Durchmesser zu schaffen. </li><li> Einen Tropfen 100 nm bead-Lösung (unverdünnt, das 2,6% (w / v)) auf die Unterlage. Bringen 1-10 gereinigt erwachsenen Würmer in den Tropfen mit einem Wurm Pick. Dichtung mit 18x18 mm Deckglas und Vaseline wie in Prot erklärtOcol 1. </li></ol> 3. Zeitraffer-Mikroskopie <ol><li> Geben Sie einen Tropfen Immersionsöl auf den Objektträger oder Deckglas-Sandwich. Verwenden Hellfeld bei niedriger Vergrößerung (5x oder 10x-Objektive), um die Probe zu lokalisieren. HINWEIS: Begrenzen Sie die Belichtung mit blauem Licht so viel wie möglich (insbesondere für C. elegans-Embryonen), beispielsweise nicht verwenden, Epi-Fluoreszenz-Mikroskopie zu finden / Fokus der Probe, sondern verwenden Hellfeld statt. </li><li> Wechseln Sie in höherer Vergrößerung (40x oder 60x Ziele), bringen die Probe in den Fokus (entweder zentralen Ebene oder oberen / unteren Ebenen der Probe in Abhängigkeit von der Erfassungssoftware). </li><li> Stellen Sie die Abtastintervalle zu 30 Flugzeuge bei 1 &amp; mgr; m Abstand erfasst jeden 1min. Für den Fall, ist eine automatisierte xy oder xyz-Stufen verfügbar sind, können mehrere Punkte in einer Sitzung aufgezeichnet werden. Wechseln Sie in den Fluoreszenz-Imaging und überprüfen Sie die Scharf. HINWEIS: Versuchen Sie zu vermeiden, mit hohen Laserleistungen, lieber etwas längere Belichtungszeitenbei sehr niedrigen Intensitäten. Maßnahme aufgenommenen Bilder sofort, entweder in der Bildaufnahme-Programm oder in ImageJ zur Sättigung, die die Dynamikbereich Kulturen vermieden, und bedeutet auch übermäßige Strahlenexposition. </li><li> Starten Sie die Aufnahme des Zeitraffer-Serie. HINWEIS: Um auszuschließen Analyse Artefakte, beginnen Sie mit langen (3-10 min) Zeitintervalle zwischen Proben Scannen und die stufenweise Erhöhung der Zeitstichproben zu den gewünschten Intervallen. Entwicklungszeitpunkt als auch Endpunkte in beiden Fällen ähnlich sein sollten, wenn sie eine statistische Analyse. Darüber hinaus ist es oft notwendig, Phototoxizität und die Überlebensrate zu bewerten. Daher erholen Probe aus der Halterung nach Langzeit Zeitraffer-Mikroskopie und prüfen, ob sie weiter leben zu entwickeln /. </li></ol> 4. Die Rekonstruktion eines 3D Zellform-Modell mit IMOD HINWEIS: IMOD-Software finden Sie auf der Web-Seite IMOD: http://bio3d.colorado.edu/imod/. Installation der Software beschreibend gibt. Bei der Verwendung von Windows-Betriebssystemen muss ein Unix-Toolkit installiert werden, was auch als ein Paket auf dem IMOD Homepage zu finden ist. Darüber hinaus gibt es ein hervorragend zusammengestellt 3dmod Einführung auf dem IMOD Webseite (http://bio3d.colorado.edu/imod/doc/3dmodguide.html) zur Verfügung. <ol><li> Öffnen Sie die Unix-Shell und geben Sie &quot;IMOD&quot;. Das Fenster IMOD wird geöffnet. Wählen Sie die Datei mit den Rohdaten (idealerweise eine gestapelte tif oder ähnliches), aus denen ein 3D-Modell zu generieren. </li><li> Suchen Sie die unten und oben von den Objekten in der ZAP-Fenster mithilfe der Informationsfenster (up &amp; down Scroll-Tool). </li><li> Starten Sie Verfolgen der Zell Konturen. Wichtig ist, dass jede Zelle eines Objekts. Beginnen Sie mit der oberen Ebene der einzelnen Zellen und erstellen Sie das erste Kontur es mit dem Informationsfenster. Blättern Sie nach unten in Z und legen Sie eine neue Kontur für jede z-Ebene. </li><li> Wiederholen Sie den Vorgang für so viele Zellen wie benötigt wird, um in 3D zu modellieren. Vergessen Sie nicht, beim Start mit einer neuen Zelle ein neues Objekt zu erstellen. NHINWEIS: Es gibt viele verschiedene Möglichkeiten für die Konturverfolgung und einige hilfreiche Plugins. Bitte besuchen Sie die IMOD Webseite und Online-Lernprogramme für weitere Einzelheiten. In dem hier gezeigten Fall ist die Standardeinstellung verwendet. </li><li> Öffnen Sie das Fenster &quot;Modellansicht&quot;, um die Objekte und ihre Konturen zu inspizieren. </li><li> In der Symbolleiste &quot;Model View&quot; wählen Sie &quot;Edit&quot; - &quot;Objekte&quot;. Die jeweiligen Bearbeitungsfenster wird geöffnet. </li><li> Zum Modellzellen gefüllten und verschlossenen Objekte, wählen Sie &quot;Mesh&quot; als &quot;Zeichnen Sie Datentyp&quot; und &quot;Fill&quot; als &quot;Art zeichnet&quot;. Klicken Sie auf &quot;Meshing&quot; in der scrollbaren Auswahl an der unteren linken Seite des Fensters. Aktivieren Sie die Option &quot;Cap&quot; in der Auswahl in der unteren rechten. Überprüfen Sie so viele Objekte wie erforderlich und klicken Sie auf &quot;Mesh-All&quot;. Das Programm wird feste Gegenstände von den Stapeln von Konturen zu erzeugen. Die z Sampling-Faktor kann durch Veränderung &quot;Z-Skala&quot; im Fenster &quot;View&quot; eingestellt werden. </li><li> Verschieben / Drehen Sie den 3D object (&quot;Edit&quot; - &quot;Ansicht&quot;) und speichern Schnappschüssen oder Movies (&quot;Datei&quot; - &quot;Snap Tiff wie ...&quot; oder &quot;Movie / Montage&quot;). </li></ol> 5. Verfolgung fluoreszenzmarkierten Strukturen mit Endrov HINWEIS: Um die Zellteilung Überreste zu verfolgen, verwenden Sie einen Stamm mit einer nuklearen oder Plasmamembran Marker für Zellidentifikation (zB H2B, PH-PLC-d1) und einer Zellteilung Rest Marker (zB NMY-2, ZEN-4 ). Die nukleare oder Plasmamembran-Markierung ist, um zu bestimmen, welche Zelle die Zellteilung Rest erbt. <ol><li> Für schnelles Laden und Benutzerfreundlichkeit hat der Rohdaten in eine TIFF-Datei umgewandelt werden (zB in ImageJ). Als nächstes öffnen Endrov und laden Sie die Datei an, indem Sie die &quot;Datei laden&quot; aus dem Datei-Menü analysiert werden. Klicken Sie auf das Symbol &quot;2D-Viewer&quot; auf der Symbolleiste. </li><li> Passen Sie das Histogramm durch Klicken auf das Symbol &quot;Fit-Bereich&quot; (das blaue Symbol in der rechten unteren Eckeder Endrov Bildschirm). Stellen Sie die XYZ-Auflösung, indem Sie auf &quot;Data&quot; - &quot;Dateiname&quot; - &quot;Imageset&quot; - &quot;Channel&quot; - &quot;Set XYZ-Auflösung&quot;. Geben Werte für X, Y und Z beispielsweise 5, 5, 1, wenn X und Y-Auflösung von 0,2 &amp; mgr; m und jede Probe 1 um in Z. </li><li> Für Anmerkungen der Kerne, auf die Ebene von Interesse bewegen und klicken Sie auf &quot;2D-Viewer&quot;. Wählen Sie &quot;Lineage&quot; aus dem Dropdown-Menü und wählen Sie &quot;Neue Linie&quot;. </li><li> Durch Klicken und Ziehen auf den Kern, kann es zu kennzeichnen. Um den Kern Name mit der rechten Maustaste und wählen Sie &quot;Umbenennen Teilchen&quot; im Dropdown-Menü. Zum Erhöhen oder Verringern der Durchmesser des Kreises, ziehen Sie den Pfeil-Symbol, das auf der linken Seite des markierten Kreis erscheint. Zur Mittelebene des Kerns zu markieren, klicken Sie die rechte Symbol. Bei Verwendung eines Plasmamembranmarker kann ein großer Bereich gezogen, daß die meisten von der Zelle abdecken wird. </li><li> , In der Zeit und Fläche gehen, wählen Sie den &quot;Rahmen&quot; und &quot;Z&quot;Optionen in der unteren Symbolleiste. Nachdem Sie mit dem nächsten Zeitpunkt, passen Sie die Position oder Größe des Kreises, die den Kern entsprechend markiert. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis die Raupen Zelle teilt. </li><li> Wenn es eine Zellteilung, markieren Sie die Tochterkerne und wechseln Sie zu &quot;Lineage-Viewer&quot;. Dies kann durch Klicken auf das Symbol &quot;Windows&quot; in der oberen Symbolleiste ausgewählt werden. Markieren Sie alle drei Kerne gleichzeitig, um die Option &quot;Lineage&quot; gehen in der oberen Symbolleiste und wählen Sie &quot;Mitarbeiterin Mutter&quot;. </li><li> Wenn Zellverfolgung abgeschlossen ist, um den Kanal Kennzeichnung der Zellteilung Rest für die Verfolgung zu wechseln. Um Kanäle zu wechseln, klicken Sie auf den Dateinamen auf der linken unteren Ecke der Symbolleiste. Die Zellteilung Rest (oder eine andere Struktur) kann wie oben für den Kern beschrieben nachgeführt. </li><li> Wenn nach dem Schließen der Rückkehr in die Software, ist es notwendig, den &quot;2D-Viewer&quot; zu gehen - &quot;Lineage&quot; - &quot;Edit&quot; und auf der Linie Zahl, die bearbeitet werden soll klicken. </li&gt; </ol> 6. Analysieren Cortical Actomyosin Fluss mit PIVlab HINWEIS: PIVlab ist eine frei verfügbare Software von: http://pivlab.blogspot.de/; es kann von innerhalb der MATLAB-Kommandozeilenumgebung durch Eingabe PIVlab_GUI aufgerufen werden. Bei der Arbeit mit PIVlab, ist es empfehlenswert, um das Bild-Serie in einem separaten Ordner speichern. <ol><li> Starten Sie eine neue Sitzung von &quot;Menü Datei&quot;. Laden Sie die Image-Dateien, indem Sie auf die Schaltfläche &quot;Bilder laden&quot;. </li><li> Wählen Sie die Sequenzierung style 1-2, 2-3, ... und navigieren Sie zum Verzeichnis, das die Sequenz von gewünschten Bilder enthält. Wählen Sie die Bilder und klicken Sie auf die Schaltfläche &quot;Hinzufügen&quot; und Import. </li><li> Gehen Sie auf &quot;Analysen-Einstellungen&quot; und wählen Sie &quot;Ausschlüsse (ROI, Maske)&quot;. Alternativ drücken Sie &quot;Strg + E&quot;. Über die Schaltfläche &quot;Draw-Maske (n) für die aktuelle Frame&quot;, um den unerwünschten Teil der Bild / s (dh Bereich außerhalb Embryos) zu inaktivieren. </li><li> Wählen Sie &quot;PIV-Einstellungen&quot; from das Menü &quot;Analyse-Einstellungen&quot;. Alternativ drücken Sie &quot;Strg + S&quot;. Wählen Sie &quot;FFT-Fenster Verformung&quot;, wie die gewünschte PIV-Algorithmus. HINWEIS: Fast-Fourier-Transformation (FFT) reduziert den Rechenaufwand, sondern wird nur empfohlen, das Signal weit über Lärm und wenn die Verschiebung der untersuchten Partikel hat die Hälfte den Pass Bereich analysiert nicht überschreiten (siehe 6.5) ist. </li><li> Geben Sie die folgenden Werte für die drei Durchgänge, die die Fläche der Vernehmung zur Intensitätskreuzkorrelation zwischen aufeinanderfolgenden Bildern sind: Überschreiten 1: Interrogation Bereich von 64 Pixeln mit einem Schritt des 32. Pass 2: Vernehmungs Fläche von 32 Pixeln mit einem Schritt von 16 . Wählen Sie &quot;linear&quot; aus dem Fenster Verformung im Dropdown-Menü. Wählen Gauß-2 * 3-Punkt-Methode zur Subpixel-Verschiebung Schätzung. </li><li> Wählen Sie &quot;Analysieren&quot; von Analyse-Menü und verwenden Sie die Schaltfläche &quot;Analysieren Sie alle Frames&quot;, eine Analyse zu beginnen. </li><li> Für die Nachbearbeitung wählen Sie &quot;Vector Validierung&quot; von &quot;; Nachbearbeitung &quot;Menü und stellen Sie die Standardabweichung (Stdev) Filterschwelle bis 7 und gelten für alle Bilder. </li><li> Wählen Sie &quot;Leiten Sie Parameter / Daten ändern&quot; aus dem Menü &quot;Plot&quot;. Wählen Sie &quot;Vektoren [Pixel / Frame]&quot; vom Dropdown-Menü. Einstellen der Glätte der Vektoren und Hochpaßfilter und gelten für alle Frames. </li><li> Zur Berechnung der Mittelvektoren aller Rahmen, setzen Sie die &quot;Gebrauchte Rahmen&quot; bis 1: Ende und klicken Sie &quot;Gesamtmittelvektoren&quot; -Taste. </li></ol>

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D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Syndecan+defines+precise+spindle+orientation+by+modulating+Wnt+signaling+in+C.+elegans.">Syndecan defines precise spindle orientation by modulating Wnt signaling in C. elegans.</a> Development. 141 (22), 4354-4365 (2014).</li><li>Schnabel, R., Hutter, H., Moerman, D., Schnabel, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+normal+embryogenesis+in+Caenorhabditis+elegans+using+a+4D+microscope:+variability+of+development+and+regional+specification.">Assessing normal embryogenesis in Caenorhabditis elegans using a 4D microscope: variability of development and regional specification.</a> Dev Biol. 184 (2), 234-265 (1997).</li></ol>

Research in the lab of CP is funded by the Deutsche Forschungsgemeinschaft (EXC 115; FOR 1756) and the LOEWE Research Cluster Ubiquitin Networks. CP is further supported by the European Union Framework Program 7 (Marie Curie Actions Project 326632).

Durch Objektverfolgung in der Entwicklung, insbesondere Kern Tracking, ist es gelungen, den zentralen Mustermechanismen aufzuklären C. elegans Embryogenese 1,23,24. Der Ausbau dieser Strategie um einen höheren Durchsatz, hat es vor kurzem gelungen, zusätzliche Strukturierungsregeln aufzudecken und schlagen eine Methode, wie man Strukturierungsregeln ableiten, De-novo-10. Für viele Mutanten sind jedoch die präzise Strukturierung Defekte noch unbekannt. Die hier beschriebenen M...

Mit den stetigen Verbesserungen der fluoreszierenden Proteine, Genomtechnik, Lichtmikroskopie und Computer Soft- und Hardware, ist es nun möglich, die Entwicklung von vielen Modellorganismen zu beispiellosen räumlich-zeitliche Auflösung aufzeichnen. Dies ermöglicht es den Forschern, um Fragen, die bisher nicht behandelt werden konnten bitten oder zu bekannten Entwicklungsprozesse, um für übersehene Aspekte zu suchen denken. Diese Fortschritte sind auf dem Gebiet der quantitativen Entwicklungsbiologie, die bei Umwandlung qualitative, informellen Modelle in quantitativen Modellen durch gründliche Messungen und statistische Analysen sollen entfacht. Tracking-Zellen und subzellulären Strukturen hat es möglich gemacht, um quantitative Modelle der Embryonalentwicklung Aktivität des Nervensystems oder der Zellteilung 1-12 abzuleiten. Durch die Verfolgung der Zellteilung Überreste während der frühen Entwicklung des C elegans Embryo, konnten wir kürzlich zeigen, dass sie ein Stereo folgeneingegeben Pfad und stellen wichtige Polarisationsfaktoren 13,14. Hier werden Protokolle vorgestellt, die quantitative Entwicklungsbiologie Ansätze für Nicht-Experten zugänglich zu machen. Der Fokus liegt auf drei geradlinig, frei verfügbaren Tools, die umsetzbare in jedem Labor, das den Zugang zu Standard-konfokale Mikroskopie und Computer hat, sind. Dazu gehören ein Protokoll, um 3D-Zellformen zu erzeugen, ein Protokoll zur Zellteilung Überreste zu verfolgen, und ein Protokoll, um quantitativ zu beschreiben kortikalen Actomyosin Dynamik. Der Fadenwurm C. elegans wird als beispielhafter Fall verwendet wird, jedoch sind die Verfahren und Instrumente hier beschrieben werden, geeignet für eine Vielzahl von Fragen in anderen biologischen Modellen, beispielsweise kultivierten Zellen, Gewebeexplantate, Organoide oder Sphäroide anderen Embryonen usw. Im Allgemeinen können einige der hier dargestellten Analysen auch mit dem beliebten Open-Source-Tool ImageJ (http://imagej.nih.gov/ij/docs/index durchgeführt werden.html; oder FIJI, &#39;mitgelieferten Batterien &quot;die Version von ImageJ, http://fiji.sc/Fiji), für die viele Plugins für verschiedene quantitative Analysen zur Verfügung stehen. Allerdings sind die Programme hier diskutiert wurden entwickelt, um spezifische Probleme anzugehen. Erstens IMOD, eine Bildverarbeitung, Modellierung und Display-Suite für 3D-Rekonstruktionen der Serienschnitte von Elektronen- oder Lichtmikroskop 15 verwendet werden. IMOD enthält auch Werkzeuge für die Anzeige der 3D-Daten aus jeder Ausrichtung. Zweitens Endrov, ein Java-Programm entwickelt, um die Bildanalyse, Datenverarbeitung, und Annotation von Netzwerken oder Spuren (unter anderem) auf der Grundlage eines erweiterten Plugin-Architektur durchzuführen, mit ImageJ Plugin-Kompatibilität 16. Es enthält über 140 Bildverarbeitungsoperationen und eine erweiterbare Benutzeroberfläche, in dem Modell und Rohdaten werden separat angezeigt. Sein Quellcode kann https://github.com/mahogny/Endrov gefunden werden. Drittens PIVlab, a MATLAB Werkzeug für digitale Particle Image Velocimetry, die dem Benutzer erlaubt, quantitativ und qualitativ analysiert Partikelströmungsfelder 17. Die Verwendung dieser Programme erfordert eine MATLAB-Lizenz, die die Image Processing Toolbox (http://mathworks.com) umfasst. PIVlab ist ein Programm entwickelt, um quantitativ zu beschreiben Fluss. Es berechnet die Geschwindigkeitsverteilung, Größe, Wirbel, Divergenz oder Scher innerhalb von Bildpaaren oder Serie. Hierfür einen kreuzkorreliert kleine Bereiche von Bildern (als &quot;Durchgänge&quot; in dem Protokollabschnitt) eines Bildpaares, um die wahrscheinlichste Teilchenverschiebung abzuleiten. Diese Kreuzkorrelation ergibt einen Korrelationsmatrix, die in dem oder den Frequenzbereich unter Verwendung von entweder direkten Kreuzkorrelation oder einer schnellen Fourier-Transformation (FFT) bzw. ausgewertet werden können. Das hier verwendete Ausrüstung ist ein inverses Mikroskop mit einer Nipkow (&#39;Spinning&#39;) Disc, einer EMCCD, 488 und 561 nm Standard Fest- ausgestattetKörperlaser und 20x Luft oder 40x oder 60x Plan / Apochromat auf Öl- oder Wasserimmersionsobjektive. Es ist jedoch auch möglich, Zeitraffer-Bildgebung in Verbindung mit anderen Bildgebungsverfahren durchführen, beispielsweise punkt-, linien- oder flächen Scanning Laser basierende Mikroskopie, Multi-Photonen-Mikroskopie sowie Epifluoreszenzmikroskopie kombiniert mit Dekonvolution oder strukturierte Erleuchtung. Der Vorteil der Verwendung einer Nipkow-Scheibe-System ist die extrem schnelle Bildaufnahme, insbesondere wenn eine Streaming-Betrieb (kontinuierlicher Bewegung und Abtastung des Objekts in der z-Richtung) ist verfügbar. Darüber hinaus, um die Auflösung zu verbessern, kann ein 1,5-fach Vergrößerungs Extender vor dem EMCCD verwendet werden.

<table><tbody><tr><td>Stereo microscope</td><td>Motic/VWR</td><td>OT4005S</td><td>Stereo microscope for dissection and mounting</td></tr><tr><td>Polybead Polystyrene Microspheres,&amp;nbsp;</td><td>Polysciences</td><td>18329</td><td>Embryo mounting</td></tr><tr><td>20 &amp;micro;m</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Polybead Polystyrene Microspheres,&amp;nbsp;</td><td>Polysciences</td><td>876</td><td>Adult animal mounting</td></tr><tr><td>0.1 &amp;micro;m</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscope slides</td><td>VWR</td><td>631-0902</td><td>Adult animal mounting</td></tr><tr><td>Cover glass 18x18 mm</td><td>VWR</td><td>631-1331</td><td>Embryo/adult mounting</td></tr><tr><td>Cover glass 24x60 mm</td><td>VWR</td><td>631-1339</td><td>Embryo mounting</td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>VWR</td><td>233-5455</td><td>Embryo dissection</td></tr><tr><td>Silicone tubing</td><td>VWR</td><td>228-1501</td><td>Tubing for mouth pipette</td></tr><tr><td>30 mm PTFE membrane filter</td><td>NeoLab</td><td>Jul-01</td><td>Filter for mouth pipette</td></tr><tr><td>Capillary tubes</td><td>VWR</td><td>621-0003</td><td>Pipette tip for mouth pipette</td></tr><tr><td>Vaseline</td><td>Roth</td><td>E746.1</td><td>Embryo/adult mounting</td></tr><tr><td>Agar</td><td>Roth</td><td>5210.5</td><td>Adult animal mounting</td></tr><tr><td>Potassium-di-hydrogenphosphate</td><td>Roth</td><td>P018.2</td><td>M9 buffer</td></tr><tr><td>Di-sodium- hydrogenphosphate</td><td>Roth</td><td>P030.2</td><td>M9 buffer</td></tr><tr><td>Sodium chloride</td><td>Roth</td><td>3957.1</td><td>M9 buffer</td></tr><tr><td>VisiScope Spinning Disc Confocal System</td><td>Visitron Systems</td><td>n/a</td><td>Confocal microscopy</td></tr></tbody></table>

tracking and quantifying developmental processes in c. elegans using open-source tools

Quantitativen Erfassung von Entwicklungsprozessen ist entscheidend, um mechanistische Modelle und grundlegenden ableiten zu identifizieren und zu beschreiben Mutantenphänotypen. Hier Protokolle werden zur Herstellung von Embryonen und erwachsenen C. vorgestellt elegans Tiere für kurz- und langfristigen Zeitraffer-Mikroskopie und Methoden zur Überwachung und Quantifizierung von Entwicklungsprozessen. Die vorgestellten Methoden werden alle auf C basiert elegans Stämme von der Caenorhabditis Genetics Center und auf Open-Source-Software, die leicht in jedem Labor unabhängig von dem Mikroskopiesystem verwendet, implementiert werden kann. Eine Rekonstruktion eines 3D-Zell-Formmodells mit Hilfe der Modellierungssoftware IMOD, manuelle Verfolgung von fluoreszenzmarkierten subzellulärer Strukturen unter Verwendung des Mehrzweck-Bildanalyseprogramm Endrov, und eine Analyse der kortikalen Kontraktionsströmung mit PIVlab (zeitaufgelöste digitale Particle Image Velocimetry Werkzeug für MATLAB) gezeigt. Es wird diskutiert, wie diese Methoden können auch eingesetzt werden to quantitativ erfassen andere Entwicklungsprozesse in verschiedenen Modellen, zum Beispiel Zell Tracking und Tracing Abstammung, Tracking der Vesikel-Flow.

Durch die Verwendung von Protokollen 2, 3, und 4, Zeitraffer-Bildgebung der Gonaden in Wildtyp C. elegans Erwachsenen durchgeführt wird (Stamm OD58 (unc-119 (ED3) III; ltIs38 [PAA1; pie-1 :: GFP :: PH (PLC1delta1) + unc-119 (+)]), ein Membranmarker exprimierenden von einem Keimbahn-Promotor ). Die Konzentration auf die Wende des Gonaden wird ein 3D-Modell der Keimzellen von den Mikroskopiedaten (Abbildung 2) erzeugt wird. Dieses Modell erlaubt es, Veränderungen in der Zellgröße zu analysier...

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Tracking and Quantifying Developmental Processes in C. elegans Using Open-source Tools

Tracking und Quantifizierung von Entwicklungsprozessen in<em&gt; C. elegans</em&gt; Verwendung von Open-Source-Werkzeuge

Here it is shown how to track and quantify developmental processes in C. elegans. The methods presented are based on open-source tools that can be easily implemented. It is demonstrated how to reconstruct 3D cell-shape models, how to manually track subcellular structures, and how to analyze cortical contractile flow.

Quantitatively capturing developmental processes is crucial to derive mechanistic models and key to identify and describe mutant phenotypes. Here ...

tracking-quantifying-developmental-processes-c-elegans-using-open

Research

JoVE Journal

Biology

Tracking and Quantifying Developmental Processes in C. elegans Using Open-source Tools

8.8K Aufrufe.  Goethe University. Here it is shown how to track and quantify developmental processes in C. elegans. The methods presented are based on open-source tools that can be easily implemented. It is demonstrated how to reconstruct 3D cell-shape models, how to manually track subcellular structures, and how to analyze cortical contractile flow.

Serie: Tracking and Quantifying Developmental Processes in C. elegans Using Open-source Tools

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and pathways as well as its ease of cultivation. Several C. elegans disease models have been reported, including neurodegenerative disorders such as Parkinson's disease (PD), which involves the degeneration of dopaminergic (DA) neurons 1. Both transgenes and neurotoxic chemicals have been used to induce DA neurodegeneration and consequent movement defects in worms, allowing for investigations into the basis of neurodegeneration and screens for neuroprotective genes and compounds 2,3.
Screens in lower eukaryotes like C. elegans provide an efficient and economical means to identify compounds and genes affecting neuronal signaling. Conventional screens are typically performed manually and scored by visual inspection; consequently, they are time-consuming and prone to human errors. Additionally, most focus on cellular level analysis while ignoring locomotion, which is an especially important parameter for movement disorders.
We have developed a novel microfluidic screening system (Figure 1) that controls and quantifies C. elegans' locomotion using electric field stimuli inside microchannels. We have shown that a Direct Current (DC) field can robustly induce on-demand locomotion towards the cathode ("electrotaxis") 4. Reversing the field's polarity causes the worm to quickly reverse its direction as well. We have also shown that defects in dopaminergic and other sensory neurons alter the swimming response 5. Therefore, abnormalities in neuronal signaling can be determined using locomotion as a read-out. The movement response can be accurately quantified using a range of parameters such as swimming speed, body bending frequency and reversal time.
Our work has revealed that the electrotactic response varies with age. Specifically, young adults respond to a lower range of electric fields and move faster compared to larvae 4. These findings led us to design a new microfluidic device to passively sort worms by age and phenotype 6.
We have also tested the response of worms to pulsed DC and Alternating Current (AC) electric fields. Pulsed DC fields of various duty cycles effectively generated electrotaxis in both C. elegans and its cousin C. briggsae 7. In another experiment, symmetrical AC fields with frequencies ranging from 1 Hz to 3 KHz immobilized worms inside the channel 8.
Implementation of the electric field in a microfluidic environment enables rapid and automated execution of the electrotaxis assay. This approach promises to facilitate high-throughput genetic and chemical screens for factors affecting neuronal function and viability.

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

A semi-automated micro-electro-fluidic method to induce on-demand locomotion in Caenorhabditis elegans is described. This method is based on the neurophysiologic phenomenon of worms responding to mild electric fields (&#x201C;electrotaxis&#x201D;) inside microfluidic channels. Microfluidic electrotaxis serves as a rapid, sensitive, low-cost, and scalable technique to screen for factors affecting neuronal health.

Mikrofluidik-basierten electrotaxis für On-Demand-Quantitative Analyse von<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; &#39;Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and ...

Forschung

Biotechnik

C. elegans Tracking and Behavioral Measurement

We have developed instrumentation, image processing, and data analysis techniques to quantify the locomotory behavior of C. elegans as it crawls on the surface of an agar plate. For the study of the genetic, biochemical, and neuronal basis of behavior, C. elegans is an ideal organism because it is genetically tractable, amenable to microscopy, and shows a number of complex behaviors, including taxis, learning, and social interaction1,2. Behavioral analysis based on tracking the movements of worms as they crawl on agar plates have been particularly useful in the study of sensory behavior3, locomotion4, and general mutational phenotyping5. Our system works by moving the camera and illumination system as the worms crawls on a stationary agar plate, which ensures no mechanical stimulus is transmitted to the worm. Our tracking system is easy to use and includes a semi-automatic calibration feature. A challenge of all video tracking systems is that it generates an enormous amount of data that is intrinsically high dimensional. Our image processing and data analysis programs deal with this challenge by reducing the worms shape into a set of independent components, which comprehensively reconstruct the worms behavior as a function of only 3-4 dimensions6,7. As an example of the process we show that the worm enters and exits its reversal state in a phase specific manner.

C. elegans Tracking and Behavioral Measurement

We have developed a video-rate tracking microscope system that can record and quantify C. elegans behavior at high resolution and high speeds. We have also developed computational methods to reduce the dimensionality of the worm images to a fundamental set of measurements that completely describe the shape of the worm.

C. elegans Tracking und Behavioral Measurement

We have developed instrumentation, image processing, and data analysis techniques to quantify the locomotory behavior of C. elegans as it crawls on the ...

Neurowissenschaften

Isotropic Light-Sheet Microscopy and Automated Cell Lineage Analyses to Catalogue Caenorhabditis elegans Embryogenesis with Subcellular Resolution

Caenorhabditis elegans (C. elegans) stands out as the only organism in which the challenge of understanding the cellular origins of an entire nervous system can be observed, with single cell resolution, in vivo. Here, we present an integrated protocol for the examination of neurodevelopment in C. elegans embryos. Our protocol combines imaging, lineaging and neuroanatomical tracing of single cells in developing embryos. We achieve long-term, four-dimensional (4D) imaging of living C. elegans&#160;embryos with nearly isotropic spatial resolution through the use of Dual-view Inverted Selective Plane Illumination Microscopy (diSPIM). Nuclei and neuronal structures in the nematode embryos are imaged and isotropically fused to yield images with resolution of ~330 nm in all three dimensions. These minute-by-minute high-resolution 4D data sets are then analyzed to correlate definitive cell-lineage identities with gene expression and morphological dynamics at single-cell and subcellular levels of detail. Our protocol is structured to enable modular implementation of each of the described steps and enhance studies on embryogenesis, gene expression, or neurodevelopment.

Here, we present a combinatorial approach using high-resolution microscopy, computational tools, and single-cell labeling in living C. elegans embryos to understand single cell dynamics during neurodevelopment.

Isotrope Licht-Sheet-Mikroskopie und automatisierte Zelllineage-Analysen zu Katalog-Caenorhabditis elegans Embryogenese mit subzellulärer Auflösung

Caenorhabditis elegans (C. elegans) stands out as the only organism in which the challenge of understanding the cellular origins of an entire nervous ...

Entwicklungsbiologie

Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease

Caenorhabditis elegans is widely recognized for its central utility as a translational animal model to efficiently interrogate mechanisms and therapies of diverse human diseases. Worms are particularly well-suited for high-throughput genetic and drug screens to gain deeper insight into therapeutic targets and therapies by exploiting their fast development cycle, large brood size, short lifespan, microscopic transparency, low maintenance costs, robust suite of genomic tools, mutant repositories, and experimental methodologies to interrogate both in vivo and ex vivo physiology. Worm locomotor activity represents a particularly relevant phenotype that is frequently impaired in mitochondrial disease, which is highly heterogeneous in causes and manifestations but collectively shares an impaired capacity to produce cellular energy. While a suite of different methodologies may be used to interrogate worm behavior, these vary greatly in experimental costs, complexity, and utility for genomic or drug high-throughput screens. Here, the relative throughput, advantages, and limitations of 16 different activity analysis methodologies were compared that quantify nematode locomotion, thrashing, pharyngeal pumping, and/or chemotaxis in single worms or worm populations of C. elegans at different stages, ages, and experimental durations. Detailed protocols were demonstrated for two semi-automated methods to quantify nematode locomotor activity that represent novel applications of available software tools, namely, ZebraLab (a medium-throughput approach) and WormScan (a high-throughput approach). Data from applying these methods demonstrated similar degrees of reduced animal activity occurred at the L4 larval stage, and progressed in day 1 adults, in mitochondrial complex I disease (gas-1(fc21)) mutant worms relative to wild-type (N2 Bristol) C. elegans. This data validates the utility for these novel applications of using the ZebraLab or WormScan software tools to quantify worm locomotor activity efficiently and objectively, with variable capacity to support high-throughput drug screening on worm behavior in preclinical animal models of mitochondrial disease.

Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease

This study presents protocols for two semi-automated locomotor activity analysis approaches in C. elegans complex I disease gas-1(fc21) worms, namely, ZebraLab (a medium-throughput assay) and WormScan (a high-throughput assay) and provide comparative analysis among a wide array of research methods to quantify nematode behavior and integrated neuromuscular function.

Vergleichende Analyse experimenteller Methoden zur Quantifizierung der Tieraktivität bei Caenorhabditis elegans Modellen der mitochondrialen Erkrankung

Caenorhabditis elegans is widely recognized for its central utility as a translational animal model to efficiently interrogate mechanisms and therapies of ...

Verhalten

A Semi-high-throughput Imaging Method and Data Visualization Toolkit to Analyze C. elegans Embryonic Development

C. elegans is the premier system for the systematic analysis of cell fate specification and morphogenetic events during embryonic development. One challenge is that embryogenesis dynamically unfolds over a period of about 13 h; this half day-long timescale has constrained the scope of experiments by limiting the number of embryos that can be imaged. Here, we describe a semi-high-throughput protocol that allows for the simultaneous 3D time-lapse imaging of development in 80&#8211;100 embryos at moderate time resolution, from up to 14 different conditions, in a single overnight run. The protocol is straightforward and can be implemented by any laboratory with access to a microscope with point visiting capacity. The utility of this protocol is demonstrated by using it to image two custom-built strains expressing fluorescent markers optimized to visualize key aspects of germ-layer specification and morphogenesis. To analyze the data, a custom program that crops individual embryos out of a broader field of view in all channels, z-steps, and timepoints and saves the sequences for each embryo into a separate tiff stack was built. The program, which includes a user-friendly graphical user interface (GUI), streamlines data processing by isolating, pre-processing, and uniformly orienting individual embryos in preparation for visualization or automated analysis. Also supplied is an ImageJ macro that compiles individual embryo data into a multi-panel file that displays maximum intensity fluorescence projection and brightfield images for each embryo at each time point. The protocols and tools described herein were validated by using them to characterize embryonic development following knock-down of 40 previously described developmental genes; this analysis visualized previously annotated developmental phenotypes and revealed new ones. In summary, this work details a semi-high-throughput imaging method coupled with a cropping program and ImageJ visualization tool that, when combined with strains expressing informative fluorescent markers, greatly accelerates experiments to analyze embryonic development.

A Semi-high-throughput Imaging Method and Data Visualization Toolkit to Analyze C. elegans Embryonic Development

This work describes a semi-high-throughput protocol that allows simultaneous 3D time-lapse imaging of embryogenesis in 80&#8211;100 C. elegans embryos in a single overnight run. Additionally, image processing and visualization tools are included to streamline data analysis. The combination of these methods with custom reporter strains enables detailed monitoring of embryogenesis.

Ein Instrument zur Analyse der C. elegans Embryonal development

C. elegans is the premier system for the systematic analysis of cell fate specification and morphogenetic events during embryonic development. One ...

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure the activity of neurons during various behaviors. To correlate neural activity with behavior, the animal should not be immobilized but should be able to move. Many behavioral changes occur during long time scales and require recording over many hours of behavior. This also makes it necessary to culture the worms in the presence of food. How can worms be cultured and their neural activity imaged over long time scales? Agarose Microchamber Imaging (AMI) was previously developed to culture and observe small larvae and has now been adapted to study all life stages from early L1 until the adult stage of C. elegans. AMI can be performed on various life stages of C. elegans. Long-term calcium imaging is achieved without immobilizing the animals by using short externally triggered exposures combined with an electron multiplying charge-coupled device (EMCCD) camera recording. Zooming out or scanning can scale up this method to image up to 40 worms in parallel. Thus, a method is described to image behavior and neural activity over long time scales in all life stages of C. elegans.

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Imaging behavior and neural activity over long time scales without immobilization of the animal is a prerequisite to understand behavior. Agarose microfluidic chambers imaging (AMI) can be used to image neural activity and behavior for all life stages of Caenorhabditis elegans.

Agarose Mikrokammern für Langzeit Calcium Imaging von<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure ...

Imaging C. elegans Embryos using an Epifluorescent Microscope and Open Source Software

Cellular processes, such as chromosome assembly, segregation and cytokinesis,are inherently dynamic. Time-lapse imaging of living cells, using fluorescent-labeled reporter proteins or differential interference contrast (DIC) microscopy, allows for the examination of the temporal progression of these dynamic events which is otherwise inferred from analysis of fixed samples1,2. Moreover, the study of the developmental regulations of cellular processes necessitates conducting time-lapse experiments on an intact organism during development. The Caenorhabiditis elegans embryo is light-transparent and has a rapid, invariant developmental program with a known cell lineage3, thus providing an ideal experiment model for studying questions in cell biology4,5and development6-9. C. elegans is amendable to genetic manipulation by forward genetics (based on random mutagenesis10,11) and reverse genetics to target specific genes (based on RNAi-mediated interference and targeted mutagenesis12-15). In addition, transgenic animals can be readily created to express fluorescently tagged proteins or reporters16,17. These traits combine to make it easy to identify the genetic pathways regulating fundamental cellular and developmental processes in vivo18-21. In this protocol we present methods for live imaging of C. elegans embryos using DIC optics or GFP fluorescence on a compound epifluorescent microscope. We demonstrate the ease with which readily available microscopes, typically used for fixed sample imaging, can also be applied for time-lapse analysis using open-source software to automate the imaging process.

Imaging C. elegans Embryos using an Epifluorescent Microscope and Open Source Software

The C. elegans embryo is a powerful system for studying cell biology and development. We present a protocol for live imaging of C. elegans embryos utilizing DIC optics or fluorescence using readily available epifluorescent microscopes and open-source software.

Imaging C. elegans Embryos mit einem Epifluoreszenz-Mikroskop und Open Source Software

Cellular processes, such as chromosome assembly, segregation and cytokinesis,are inherently dynamic. Time-lapse imaging of living cells, using ...

Biologie

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has proven to be an invaluable model organism in helping to tackle this challenge, from inspiring technological approaches,&#160;building the human brain connectome, to actually shedding light on the specific molecular drivers of basic functional patterns. The bulk of the behavioral studies in C. elegans have been performed on solid substrates. In liquid, animals exhibit behavioral patterns that include movement at a range of speeds in 3D, as well as partial body movements, such as a posterior curl without anterior shape change, which introduce new challenges for quantitation. The steps of a simple procedure, and use of a software that enables high-resolution analysis of C. elegans swim behavior, are presented here. The software, named CeleST, uses a specialized computer program that tracks multiple animals simultaneously and provides novel measures of C. elegans locomotion in liquid (swimming). The measures are mostly grounded in animal posture and based on mathematics used in computer vision and pattern recognition, without computational requirements for threshold cut-offs. The software tool can be used to both assess overall swimming prowess in hundreds of animals from combined small batch trials and to reveal novel phenotypes even in well-characterized genetic mutants. The preparation of specimens for analysis with CeleST is simple and low-tech, enabling wide adaptation by the scientific community. Use of the computational approach described here should therefore contribute to the greater understanding of behavior and behavioral circuits in the C. elegans model.

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

An efficient and simple methodology for computer-based analysis of nematode swimming behavior in liquid is described. The method requires little to no investment for C. elegans laboratories. The hardware used is standard, and the computer software for the behavioral analysis (CeleST) is an open source one.

Automatische Analyse von<em&gt; C. elegans</em&gt; Swim Verhalten mit CELEST Software

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has ...

Automated Behavioral Analysis of Large C. elegans Populations Using a Wide Field-of-view Tracking Platform

Caenorhabditis elegans is a well-established animal model in biomedical research, widely employed in functional genomics and ageing studies. To assess the health and fitness of the animals under study, one typically relies on motility readouts, such as the measurement of the number of body bends or the speed of movement. These measurements usually involve manual counting, making it challenging to obtain good statistical significance, as time and labor constraints often limit the number of animals in each experiment to 25 or less. Since high statistical power is necessary to obtain reproducible results and limit false positive and negative results when weak phenotypic effects are investigated, efforts have recently been made to develop automated protocols focused on increasing the sensitivity of motility detection and multi-parametric behavioral profiling. In order to extend the limit of detection to the level needed to capture the small phenotypic changes that are often crucial in genetic studies and drug discovery, we describe here a technological development that enables the study of up to 5,000 individual animals simultaneously, increasing the statistical power of the measurements by about 1,000-fold compared to manual assays and about 100-fold compared to other available automated methods.

Automated Behavioral Analysis of Large C. elegans Populations Using a Wide Field-of-view Tracking Platform

We describe protocols for using the wide field-of-view nematode tracking platform (WF-NTP), which enables high-throughput phenotypic characterization of large populations of Caenorhabditis elegans. These protocols can be used to characterize subtle behavioral changes in mutant strains or in response to pharmacological treatment in a highly scalable fashion.

Automatisierte verhaltensbasierte Analyse der großen C. Elegans Populationen verwenden ein breites Sichtfeld Tracking-Plattform

Caenorhabditis elegans is a well-established animal model in biomedical research, widely employed in functional genomics and ageing studies. To assess the ...

Immunologie und Infektion

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has since been used extensively as a model organism 1. C. elegans possesses key attributes such as simplicity, transparency and short life cycle that have made it a suitable experimental system for fundamental biological studies for many years 2. Discoveries in this nematode have broad implications because many cellular and molecular processes that control animal development are evolutionary conserved 3.
C. elegans life cycle goes through an embryonic stage and four larval stages before animals reach adulthood. Development can take 2 to 4 days depending on the temperature. In each of the stages several characteristic traits can be observed. The knowledge of its complete cell lineage 4,5 together with the deep annotation of its genome turn this nematode into a great model in fields as diverse as the neurobiology 6, aging 7,8, stem cell biology 9 and germ line biology 10. 
An additional feature that makes C. elegans an attractive model to work with is the possibility of obtaining populations of worms synchronized at a specific stage through a relatively easy protocol. The ease of maintaining and propagating this nematode added to the possibility of synchronization provide a powerful tool to obtain large amounts of worms, which can be used for a wide variety of small or high-throughput experiments such as RNAi screens, microarrays, massive sequencing, immunoblot or in situ hybridization, among others. 
Because of its transparency, C. elegans structures can be distinguished under the microscope using Differential Interference Contrast microscopy, also known as Nomarski microscopy. The use of a fluorescent DNA binder, DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole), for instance, can lead to the specific identification and localization of individual cells, as well as subcellular structures/defects associated to them.

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

The easiness of maintaining and propagating the nematode C. elegans make it a nice model organism to work with. The possibility of synchronizing worms allows the work with a significant amount of subjects at the same developmental stage, what facilitates the study of one particular process in many animals.

Grundlegende<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Methoden: Synchronisation und Observation

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has ...

Tracking und Quantifizierung von Entwicklungsprozessen in

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