Name: creation of abdominal adhesions in mice
Uploaded: 2016-08-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 44 s
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MDL fue apoyada por el Colegio Americano de Cirujanos (AEC) Beca de Investigación Residente. MSH fue apoyado por el Instituto de Medicina Regenerativa de California (CIRM) la formación Clinical Fellow subvención TG2-01159. MSH, HPL, y MTL fueron apoyados por la Sociedad Americana de Cirujanos Maxilofaciales (ASMS) / Fundación Cirujanos Maxilofaciales (MSF) Premio Beca de investigación. HPL fue apoyado por el NIH subvención R01 GM087609 y un regalo de Ingrid Lai y Bill Shu en honor a Anthony Shu. HPL y MTL fueron apoyados por el Laboratorio Hagey Pediátrica Medicina Regenerativa y la Fundación Oak. MTL fue apoyada por el / Fondo Olivier Gunn.

El siguiente protocolo ha sido aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Stanford (IACUC) y cumple con todas las directrices éticas institucionales respecto al uso de los animales de investigación. 1. Creación de adherencias abdominales <ol><li> Iniciar el ratón en dieta de pienso antibiótico una semana antes del procedimiento. </li><li> Autoclave los instrumentos quirúrgicos y de pre-calentamiento de la solución de irrigación con agua salina. </li><li> Anestesiar al ratón usando 2% de isoflurano inhalado. </li><li> Usando una cortadora de cabello seguido de una aplicación rápida (5-10 seg) de agente depilatorio, eliminar el pelo de la mayoría de la superficie del abdomen. Eliminar completamente el agente depilatorio limpiando suavemente con una gasa húmeda y, opcionalmente, por mojar con cuidado la mitad inferior del ratón en el agua caliente. secar bien el animal. </li><li> Coloque el hocico del animal en el cono de la nariz anestésico. Durante toda la operación, seguimiento cuidadoso de la rtasa espiratorio del animal y valorar el caudal de anestesia según sea necesario. </li><li> Utilice un dispositivo de calentamiento, tal como una almohadilla de calefacción o de una lámpara de calentamiento, para prevenir la hipotermia. </li><li> Antes de preparar el abdomen, asegurar el ratón con tiras de cinta colocados por encima y por debajo del abdomen para evitar que el ratón se mueva durante la cirugía. Desinfectar el abdomen con betadine, a continuación, siga con el 70% de etanol. Incluir la mayor área posible en la preparación, incluyendo el pelo en los bordes de la zona afeitada. Coloque un paño estéril sobre el ratón. (Figura 1) </li><li> Por vía subcutánea inyectar 0,1 mg / kg de buprenorfina, o 3 g de un 30 g de ratón. </li><li> Hacer la incisión de la piel. <ol><li> A partir de la línea media del abdomen inferior, agarre la piel con pinzas y hacer un corte vertical de poca profundidad en la piel con unas tijeras afiladas. </li><li> Realizar el corte en sentido superior a la xifoides con las tijeras. Tenga cuidado de introducir sólo la piel. </li></ol></li><li> Como la musculatura abdominal es now visible que cubre las vísceras, sujete la línea media de la musculatura con pinzas y con mucho cuidado hacer un pequeño corte en él usando unas tijeras afiladas. Asegúrese de no cortar accidentalmente en un órgano abdominal. </li><li> Después de entrar en el espacio peritoneal con un pequeño corte y ver la capa muscular se alejan de los órganos abdominales, extender el corte superiormente e inferiormente mediante la inserción de las tijeras en la apertura y corte con cuidado en ambas direcciones. Extender la incisión desde el xifoides superior hasta encima de la vejiga inferior. (Figura 2) </li><li> Ahora que los intestinos están expuestos, localizar el ciego y suavemente exteriorizar ella. Evite agarrar el ciego con unas pinzas dentadas o afiladas. En lugar de utilizar una pinza atraumática como un Adson fórceps dentadas. </li><li> Desgastar el ciego con papel de lija. <ol><li> raspe suavemente toda la superficie de ambos lados del ciego con lija de grano 100 para 30 - 60 seg hasta que la superficie se convierte en appea menos brillante y petequiasr en la superficie. Si el cirujano es diestro, que ayuda a orientar el ciego con la punta mirando hacia la derecha y la caída del ciego sobre el dedo índice izquierdo del cirujano. (Figura 3) </li><li> Realizar el lijado con cuidado, ya que es fácil de provocar accidentalmente una perforación de la pared del ciego delgada. Una pequeña cantidad de arenilla se debe sentir como el papel de lija se mueve a lo largo de la superficie del ciego. Si el papel de lija se sintió en varias ocasiones se enganche en el ciego, esto probablemente causará un desgarro en la pared del ciego. Observe cuidadosamente para asegurar que las partículas de papel de lija no desplazan y permanecen en el abdomen, ya que esto puede causar una reacción de cuerpo extraño excesiva. </li><li> Si se produce un desgarro en la pared del ciego, concluido el procedimiento y sacrificar al animal. </li><li> Si un vaso sanguíneo cecal es cortado por el papel de lija y causa sangrado, aplique presión durante un máximo de dos minutos con una gasa. Sin embargo, si el sangrado persiste después de este tiempo, colocar una sutura monofilamento figura en forma de ocho alrededor del 7-0punto de sangrado. Esto detendrá de forma fiable el sangrado en casi todos los casos. Tenga cuidado de no incorporar una gran cantidad de pared del ciego en la sutura, ya que se corre el riesgo de necrosis de la parte afectada del muro. </li></ol></li><li> Lesionar la pared lateral abdominal derecha. <ol><li> Utilice una tira de papel de lija para desgastar la superficie peritoneal de los músculos de la pared lateral abdominal derecha. Ser más agresivo con el lijado aquí que en el ciego y continuará hasta que toda la superficie de la pared lateral abdominal derecha aparece maltratado. Evitar el lijado con tanta fuerza que la piel es visible a través de aberturas en la capa muscular. (Figura 4) </li><li> Con una llave de aguja Castro-Viejo, colocar entre dos y cuatro figura en forma de ocho puntos de sutura de seda 4-0 en la capa muscular de la pared lateral abdominal derecha. Deje las colas de unos 5 mm de largo. Tenga cuidado de no coger accidentalmente la pared intestinal en la sutura. (Figura 5) </li></ol></li><li> Usando una jeringa de 10 ml lleno wITH calentó la solución salina, irrigar los intestinos varias veces. Dirigir la corriente de solución salina en la cavidad abdominal para irrigar el interior del edificio. Si la superficie inferior del ratón se empapa, mover el puntero del ratón sobre o reemplazar la superficie, con el fin de evitar la hipotermia. </li><li> Utilice una gasa estéril colocado sobre la incisión para absorber el exceso de riego. </li><li> Tome una pizca de almidón y se espolvorea sobre la superficie de la pared lateral abdominal derecha y en ambos lados de el ciego. (Figura 6) </li><li> Asegúrese de que no hay sangrado activo. Si no es así, utilice una esponja de gasa para aplicar presión directamente sobre el punto de sangrado hasta que se detenga. Si el sangrado no se detiene fácilmente, colocar una sutura hemostática como se ha descrito anteriormente. </li><li> Usando el extremo romo de las pinzas y un dedo, empujar suavemente los intestinos de nuevo en la cavidad abdominal. Coloque el ciego al lado de las suturas en la pared lateral abdominal derecha a fin de maximizar la formación de adherencias. </li><li> doperder la incisión abdominal. <ol><li> El uso de 6-0 sutura trenzada absorbible, coloque un punto de funcionamiento en la capa muscular de la parte superior de la incisión. </li><li> Ejecutar la sutura hacia abajo, hacia la parte inferior de la incisión, que reúne a la capa muscular. Viajar por aproximadamente 3 mm y tomar 3 picaduras mm con cada nueva puntada. Tenga cuidado de no tomar accidentalmente un trozo de intestino, mientras que la colocación de suturas. </li><li> En la parte inferior de la incisión, dejar un lazo de sutura de la mordedura anterior y usar esto para instrumento atar la sutura. Cortar la sutura dejando 5 mm colas. </li><li> Repita los tres pasos anteriores con 6-0 nylon sutura con monofilamento para cerrar la piel. </li></ol></li><li> Administrar un 20 ml / kg en bolo de solución salina por vía subcutánea (aproximadamente 0,5 ml de una 30 g de ratón). </li><li> El uso de una gasa seca, secar bien todo el animal, como el pelaje dorsal tiende a mojarse durante el riego. </li><li> Envuelva un vendaje adhesivo alrededor del abdomen para cubrir la incisión. Tome el cuidado no para restringir la unaLas piernas de Nimal o de la mecánica de respiración con el aderezo. </li><li> Es importante vigilar cuidadosamente al animal mientras se recupera de la anestesia. Administrar buprenorfina cada 12 h durante 2-3 días después del procedimiento para el control del dolor. </li></ol> Tejido 2. La recolección de adhesión <ol><li> Espere un mínimo de siete días después de la cirugía inicial. Una vez más, el autoclave instrumentos quirúrgicos y anestesiar al ratón con isoflurano. </li><li> Esterilizar el abdomen con betadine seguido de 70% de etanol. Afeitarse y depilarse el pelo adicional desde el lado derecho del abdomen, por lo que no serán cubiertos la muestra de adhesión que contienen la piel en el pelo, lo que hace más difícil la histología. </li><li> Utilice una incisión paramedian la izquierda, ya que el intestino es a menudo pegada a la incisión original. Comenzando en el extremo inferior del abdomen, alrededor de 5 mm a la izquierda de la parte inferior de la incisión original, agarran la piel con pequeñas pinzas dentadas y se cortan en la piel con unas tijeras afiladas. Extender esta corte superiormente a la caja torácica. (Figura 7) </li><li> Con unas tijeras, corte en la capa muscular y después de entrar en el espacio peritoneal, extender el corte en la parte superior e inferior de la incisión. Habrá tejido adhesivo haciendo que el ciego y el intestino delgado que se adhieran a la pared lateral derecha del abdomen y, posiblemente, también a la incisión original. (Figura 8) </li><li> Utilizando las tijeras y comenzando en el borde de la incisión, por encima del nivel del ciego, empezar a cortar en la pared abdominal en un círculo alrededor de la zona en la que el intestino es adherente. </li><li> Alternando arriba y por debajo del nivel del ciego, cortar poco a poco todo el camino alrededor de la adhesión y completar el círculo, produciendo una &quot;isla&quot; de la piel y adherente de la pared abdominal en el intestino. (Figura 9) </li><li> Una vez más con las tijeras, corte en el intestino y separar la parte adherente del resto del intestino, produciendo un sándwich de tejido que consta de la piel y la pared abdominalen un lado, el intestino en el otro lado, y el tejido adhesivo que conecta los dos en el medio. (Figura 10) </li><li> Opcionalmente, utilizar unas tijeras de punta para separar bruscamente la piel del músculo de la pared abdominal. Para la histología considere dejando la piel adjunto, pero para la digestión y el aislamiento de células de la piel se puede quitar. Si va a utilizar el tejido para histología, asegúrese de eliminar la mayor cantidad de material de sutura como sea posible sin perturbar excesivamente la interfaz adhesiva. Para la digestión y aislamiento de células que es aceptable dejar las suturas en su lugar, siempre y cuando el tejido se filtra Digest. </li><li> Después de extirpar el tejido adherencia, sacrificar al ratón usando un método humano aprobado por el comité institucional uso de los animales. </li></ol>

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S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+macrophage-dependent+peroxisome+proliferator-activated+receptor+gamma+signalling+on+adhesion+formation+after+abdominal+surgery+in+an+experimental+model.">Effects of macrophage-dependent peroxisome proliferator-activated receptor gamma signalling on adhesion formation after abdominal surgery in an experimental model.</a> Br J Surg. 102 (12), 1506-1516 (2015).</li><li>Whang, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+search+of+the+best+peritoneal+adhesion+model:+comparison+of+different+techniques+in+a+rat+model.">In search of the best peritoneal adhesion model: comparison of different techniques in a rat model.</a> J Surg Res. 167 (2), 245-250 (2011).</li><li>Buckenmaier, C. C., Pusateri, A. E., Harris, R. A., Hetz, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+antiadhesive+treatments+using+an+objective+rat+model.">Comparison of antiadhesive treatments using an objective rat model.</a> Am Surg. 65 (3), 274-282 (1999).</li><li>Rajab, T. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+model+for+the+induction+of+experimental+adhesions.">An improved model for the induction of experimental adhesions.</a> J Invest Surg. 23 (1), 35-39 (2010).</li></ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Los pasos críticos en este procedimiento son: la abrasión a fondo el ciego sin causar perforación, la colocación de suturas en la pared lateral abdominal, y aplicando la cantidad correcta de almidón. Sólo aplique papel de lija para el ciego, o a una pequeña parte específica del intestino. El amplio uso de papel de lija en grandes cantidades de intestino delgado tiende a causar íleo significativa. Tenga cuidado para desgastar el ciego con la fuerza suficiente que la superficie se vuelve áspera, pero no tanto qu...

Las adherencias abdominales son una forma de tejido cicatrizal que se forman en el abdomen, en respuesta a la inflamación, por lo general después de la cirugía o infección intraabdominal. Las adherencias son una causa importante de dolor abdominal crónico y la infertilidad, y son la causa más común de obstrucción del intestino delgado 1. La presencia de adherencias hace que la realización de una segunda operación abdominal más difícil y aumenta la probabilidad de complicaciones 2. A pesar de años de investigación, los mecanismos que subyacen a la formación de adherencias siguen siendo poco conocidos. Se sabe que una lesión inicial a la superficie peritoneal causa una exudación de líquido rico en fibrina, que forma entonces un coágulo que une las superficies de intestino y la pared abdominal juntos 3. Más tarde, los fibroblastos y otras células migran al espacio de adhesivo y secretan tejido conectivo 4. Largo de meses o años la adhesión madura mediante el desarrollo de los vasos sanguíneos y los nervios <sup&gt; 5. Existen varios productos comerciales que están diseñados para reducir la formación de adherencias después de la cirugía abdominal (por ejemplo, Seprafilm). Todos estos productos actúan como barreras mecánicas y detener la formación de adherencias al impedir el contacto físico entre asas intestinales y el 6,7 pared abdominal. A pesar de la evidencia de un ensayo controlado que una barrera de adhesión quirúrgica reduce la formación de adherencias 8, muchos cirujanos anecdóticamente se han decepcionado con la eficacia de los productos barrera mecánica. En la actualidad no existen terapias anti-adherencia a base de drogas, lo que refleja el hecho de que los procesos exactos involucrados en la formación de adherencias son poco conocidos. El desarrollo de una terapia que se dirige específicamente a los agentes celulares o moleculares implicados en la formación de adherencias requerirá una mejor comprensión de los eventos que están implicados en la formación de la adherencia. varios gruposs han identificado las vías moleculares que pueden ser importantes para la formación de adherencias 9-11. Los modelos animales proporcionan un ambiente excelente para el estudio de la formación de adherencias. Muchos estudios se han publicado que describe la creación quirúrgica de adherencia en varios animales, en particular la rata y el ratón 6,12-14. Dada nuestra experiencia con el estudio de la fibrosis en el ratón y la amplia disponibilidad de ratones transgénicos y anticuerpos basado en el ratón, elegimos el ratón como modelo para el estudio de las adherencias. Aquí, se presenta la técnica que hemos desarrollado para crear de forma reproducible y fiable adherencias abdominales en el ratón.

<table><tbody><tr><td>Fisherbrand Absorbent Underpads, 20&quot; x 24&quot;</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-206-62</td><td></td></tr><tr><td>Polylined Sterile Field, 18&quot; x 24&quot;</td><td>Busse Hospital Disposables</td><td>696</td><td>Cut a rectangular hole of the appropriate size</td></tr><tr><td>Isothesia isoflurane</td><td>Henry Schein&amp;nbsp;</td><td>050033</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand Sterile cotton gauze pad, 4&quot; x 4&quot;</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Puralube petrolatum ophthalmic ointment, 1/8 oz. tube</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Nair depilatory cream</td><td>Church &amp;amp; Dwight Co.</td><td>22339-05</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex buprenorphine&amp;nbsp; 0.3 mg/ml</td><td>Reckitt Benckiser Pharmaceuticals Inc.</td><td>NDC 12496-0757-5</td><td></td></tr><tr><td>1 cc insulin syringe, 27&amp;nbsp;G</td><td>Becton Dickinson</td><td>329412</td><td></td></tr><tr><td>Povidone Iodine Prep Solution</td><td>Medline</td><td>MDS093944H</td><td></td></tr><tr><td>Webcol alcohol prep swabs</td><td>Covidien</td><td>6818</td><td></td></tr><tr><td>General-Purpose Labarotory Labeling tape</td><td>VWR</td><td>89097-912</td><td></td></tr><tr><td>BioGel PI surgical gloves</td><td>M&amp;ouml;lnlycke Health Care</td><td>ALA42675Z</td><td></td></tr><tr><td>Micro Forceps with teeth</td><td>Roboz</td><td>RS-5150</td><td></td></tr><tr><td>Fine scissors- sharp</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Straight serrated forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Castro-Viejo needle driver</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>100 grit 1/4 sheet sandpaper</td><td>ACE Hardware</td><td>1010446</td><td>Cut into strips</td></tr><tr><td>4-0 silk suture, 30&quot;, SH needle</td><td>Ethicon</td><td>K831</td><td></td></tr><tr><td>7-0 PDS II absorbable monofilament suture, 30&quot;, BV-1 needle</td><td>Ethicon</td><td>Z135</td><td>Usually comes double-armed. Cut the suture at the midway point to generate two usable sutures.</td></tr><tr><td>Rice starch</td><td>MP Biomedicals</td><td>102955</td><td></td></tr><tr><td>0.9% Sodium Chloride Irrigation</td><td>Baxter</td><td>BHL2F7121</td><td>Warm to 37 &amp;deg;C prior to use</td></tr><tr><td>10 ml syringe</td><td>Becton Dickinson</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Vicryl absorbable braided suture, 18&quot;, RB-1 taper needle</td><td>Ethicon</td><td>J212H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Ethilon nylon monofilament&amp;nbsp; suture, 18&quot;, P-3 needle,&amp;nbsp;</td><td>Ethicon</td><td>1698G</td><td></td></tr><tr><td>Tegaderm Transparent Film Dressing Frame Style, 6 cm x 7 cm</td><td>3M</td><td>1624W</td><td>Cut in half lengthwise</td></tr></tbody></table>

creation of abdominal adhesions in mice

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or intraabdominal infection. The precise mechanisms underlying adhesion formation are poorly understood. Many compounds and physical barriers have been tested for their ability to prevent adhesions after surgery with varying levels of success. The mouse and rat are important models for the study of abdominal adhesions. Several different techniques for the creation of adhesions in the mouse and rat exist in the literature. Here we describe a protocol utilizing abrasion of the cecum with sandpaper and sutures placed in the right abdominal sidewall. The mouse is anesthetized and the abdomen is prepped. A midline laparotomy is created and the cecum is identified. Sandpaper is used to gently abrade the surface of the cecum. Next, several figure-of-eight sutures are placed into the peritoneum of the right abdominal sidewall. The abdominal cavity is irrigated, a small amount of starch is applied, and the incision is closed. We have found that this technique produces the most consistent adhesions with the lowest mortality rate.

<html> A los siete días después de la cirugía, el ciego y el colon ascendente, posiblemente, el hígado y asas de intestino delgado debe ser adherente a la pared abdominal del lado derecho. (Figura 8) tejido extirpado puede ser embebido y se seccionó y producirá excelentes cortes histológicos. (Figura 11, 12) Cuando el procedimiento se realiza correctamente, 100% de los ratones debe tener...

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Creation of Abdominal Adhesions in Mice

Abdominal adhesions that form after surgery are a major cause of pain, infertility, and hospitalization and reoperation for small bowel obstruction. Our surgical procedure for creating abdominal adhesions in mice is a reliable tool to study the mechanisms underlying the formation of adhesions.

Creación de abdominales adherencias en ratones

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or ...

Research

JoVE Journal

Medicine

12.6K vistas.  Stanford University School of Medicine. Abdominal adhesions that form after surgery are a major cause of pain, infertility, and hospitalization and reoperation for small bowel obstruction. Our surgical procedure for creating abdominal adhesions in mice is a reliable tool to study the mechanisms underlying the formation of adhesions.

Video: Creation of Abdominal Adhesions in Mice

Creation of Murine Experimental Abdominal Aortic Aneurysms with Elastase 

Transient intraluminal infusion of porcine pancreatic elastase into the infrarenal segment of the abdominal aorta is the most widely used animal model of abdominal aortic aneurysm (AAA) ever since it was first described in rats by Anidjar and colleagues.1 The rationale for its development was based on the disrupted nature of elastin observed in AAAs. This rat model has been modified to produce AAAs in the infrarenal aortic region of mice.2 The model has the ability to add broad insight into the pathobiology of AAA due to the emergence of numerous transgenic and gene knockout mice. Moreover, it is a viable platform to test potential therapeutic agents for AAA. In this video, we demonstrate the elastase infusion AAA procedure used in our laboratory. 
Mice are anesthetized using 2.5% isoflurane, and a laparotomy is performed under sterile conditions. The abdominal aortais isolated with the assistance of an operating stereomicroscope (Leica). After placing temporary ligatures around the proximal and distal aorta, an aortotomy is created at the bifurcation with the tip of a 30-gauge needle. A heat-tapered segment of PE-10 polyethylene tubing is introduced through the aortotomy and secured. The aortic lumen is subsequently perfused for 5-15 minutes at 100 mm Hg with saline containing type I porcine pancreatic elastase (4.5 U/mL; Sigma Chemical Co.). After removing the perfusion catheter, the aortotomy is repaired without constriction of the lumen.

Creation of Murine Experimental Abdominal Aortic Aneurysms with Elastase

This video shows how to induce abdominal aortic aneurysms (AAA) in mice via transient intraluminal infusion of porcine pancreatic elastase into the infrarenal segment of the abdominal aorta. The model has the ability to add broad insight into the pathobiology of AAA due to the emergence of numerous transgenic and gene knockout mice.

Creación de murino Experimental aneurismas de aorta abdominal con elastasa

Transient intraluminal infusion of porcine pancreatic elastase into the infrarenal segment of the abdominal aorta is the most widely used animal model of ...

Investigación

Biología

Bile Duct Ligation in Mice: Induction of Inflammatory Liver Injury and Fibrosis by Obstructive Cholestasis

In most vertebrates, the liver produces bile that is necessary to emulsify absorbed fats and enable the digestion of lipids in the small intestine as well as to excrete bilirubin and other metabolic products. In the liver, the experimental obstruction of the extrahepatic biliary system initiates a complex cascade of pathological events that leads to cholestasis and inflammation resulting in a strong fibrotic reaction originating from the periportal fields. Therefore, surgical ligation of the common bile duct has become the most commonly used model to induce obstructive cholestatic injury in rodents and to study the molecular and cellular events that underlie these pathophysiological mechanisms induced by inappropriate bile flow. In recent years, different surgical techniques have been described that either allow reconnection or reanastomosis after bile duct ligation (BDL), e.g., partial BDL, or other microsurgical methods for specific research questions. However, the most frequently used model is the complete obstruction of the common bile duct that induces a strong fibrotic response after 21 to 28 days. The mortality rate can be high due to infectious complications or technical inaccuracies. Here we provide a detailed surgical procedure for the BDL model in mice that induce a highly reproducible fibrotic response in accordance to the 3R rule for animal welfare postulated by Russel and Burch in 1959.

Disruption of bile flow results in severe inflammatory cholestatic liver injury with a characteristic time-dependent sequence of morphological alterations. Here we present a protocol for the surgical ligation of the common bile duct in mice that allows to induce a strong fibrotic response after 21 to 28 days.

Ligadura del conducto biliar en los ratones: Inducción de la injuria hepática inflamatoria y fibrosis por colestasis obstructiva

In most vertebrates, the liver produces bile that is necessary to emulsify absorbed fats and enable the digestion of lipids in the small intestine as well ...

Medicina

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine balloon denudation model, which is comparable with established vessel injury models in large animals. The aorta denudation model with balloon catheters mimics the clinical setting and leads to comparable pathobiological and physiological changes. Briefly, after performing a horizontal incision in the aorta abdominalis, a balloon catheter will be inserted into the vessel, inflated, and introduced retrogradely. Inflation of the balloon will lead to intima injury and overdistension of the vessel. After removing the catheter, the aortic incision will be closed with single stiches. The model shown in this article is reproducible, easy to perform, and can be established quickly and reliably. It is especially suitable for evaluating expensive experimental therapeutic agents, which can be applied in an economical fashion. By using different knockout-mouse strains, the impact of different genes on MH development can be assessed.

This article demonstrates a murine model to study the development of myointimal hyperplasia (MH) after aortic balloon injury.

Lesión basada en globo para inducir la hiperplasia Myointimal de la Aorta Abdominal de ratón

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

Creation of Colonic Anastomosis in Mice

Intestinal anastomoses are commonly performed in both elective and emergent operations. Even so, anastomotic leaks are a highly feared complications of colonic surgeries and can occur in up to 26% of surgical anastomoses, with mortality being up to 39% for patients with such a leak. Currently, there remains a paucity of data detailing the cellular mechanisms of anastomotic healing. Devising preventative strategies and treatment modalities for anastomotic leak could be greatly potentiated by a better understanding of appropriate anastomotic healing.
A murine model is ideal as previous studies have shown that the murine anastomosis is the most clinically similar to the human case as compared with other animal models. We offer an easily reproducible murine model of colonic anastomosis in mice that will allow for further illustration of anastomotic healing.

Anastomotic leak or breakdown after surgery is a major cause of postoperative morbidity and mortality. Our surgery for creating a colonic anastomosis is a reliable and reproducible method for studying the healing mechanisms of anastomoses.

Creación de Anastomosis de colon en ratones

Intestinal anastomoses are commonly performed in both elective and emergent operations. Even so, anastomotic leaks are a highly feared complications of ...

Murine Appendectomy Model of Chronic Colitis Associated Colorectal Cancer by Precise Localization of Caecal Patch

The human appendix has been recently implicated to play important biological roles in the pathogenesis of various complex diseases, such as colorectal cancer, inflammatory bowel disease, and Parkinson&#8217;s disease. To study the function of the appendix, a gut disease-associated murine appendectomy model has been established and its step-by-step protocol is described here. This report introduces a facile protocol for caecal patch removal in mice followed by the chemical induction of chronic colitis-associated colorectal cancer using a combination of dextran sulfate sodium (DSS) and azoxymethane (AOM). IgA specific cells and IgA concentration were significantly reduced upon removal of the caecal patch in male C57BL/6 mice&#160;compared to those in the sham group. Simultaneously administering 2% DSS and AOM resulted in nearly 80% mice survival in both sham and appendectomy groups without significant body weight loss. Histological results confirmed colonic inflammation and different degrees of adenocarcinoma. This model can be used for the study of the functional role of the appendix in maintaining gut microbiota homeostasis and pathogenesis of gut colitis and malignancies, as well as for the potential development of drug targeting therapies.

The presented protocol describes a facile surgical removal of the appendix (caecal patch) in a mouse followed by the induction of inflammatory bowel disease-associated colorectal cancer. This murine appendectomy model enables investigation of the biological role of the appendix in the pathogenesis of human gastrointestinal disease.

Modelo de apendicectomía murine del cáncer colorrectal asociado a la colitis crónica por localización precisa del parche de Caecal

The human appendix has been recently implicated to play important biological roles in the pathogenesis of various complex diseases, such as colorectal ...

Establishing In Situ Closed Circuit Perfusion of Lower Abdominal Organs and Hind Limbs in Mice

Ex vivo perfusion is an important physiological tool to study the function of isolated organs (e.g. liver, kidneys). At the same time, due to the small size of mouse organs, ex vivo perfusion of bone, bladder, skin, prostate, and reproductive organs is challenging or not feasible. Here, we report for the first time an in situ lower body perfusion circuit in mice that includes the above tissues, but bypasses the main clearance organs (kidney, liver, and spleen). The circuit is established by cannulating the abdominal aorta and inferior vena cava above the iliac artery and vein and cauterizing peripheral blood vessels. Perfusion is performed via a peristaltic pump with perfusate flow maintained for up to 2 h. In situ staining with fluorescent lectin and Hoechst solution confirmed that the microvasculature was successfully perfused. This mouse model can be a very useful tool for studying pathological processes as well as mechanisms of drug delivery, migration/metastasis of circulating tumor cells into/from the tumor, and interactions of immune system with perfused organs and tissues.

A protocol is described for in situ perfusion of the mouse lower body, including the bladder, the prostate, sex organs, bone, muscle and foot skin.

Establecimiento de la perfusión de circuito cerrado en situ de órganos abdominales inferiores y extremidades traseras en ratones

Ex vivo perfusion is an important physiological tool to study the function of isolated organs (e.g. liver, kidneys). At the same time, due to the small ...

<meta charset="utf8"></head><body>Modelo murino para el estudio del íleo postoperatorio mediante manipulación intestinal

Postoperative Ileus Murine Model

Most patients experience postoperative ileus (POI) after surgery, which is associated with increased morbidity, mortality, and hospitalization time. POI is a consequence of mechanical damage during surgery, resulting in disruption of motility in the gastrointestinal tract. The mechanisms of POI are related to aberrant neuronal sensitivity, impaired epithelial barrier function, and increased local inflammation. However, the details remain enigmatic. Therefore, experimental murine models are crucial for elucidating the pathophysiology and mechanism of POI injury and for the development of novel therapies.
Here, we introduce a murine model of POI generated via intestinal manipulation (IM) that is similar to clinical surgery; this is achieved by mechanical damage to the small intestine by massaging the abdomen 1-3 times with a cotton swab. IM delayed gastrointestinal transit 24 h after surgery, as assessed by FITC-dextran gavage and fluorescence detection of the segmental digestive tract. Moreover, tissue swelling of the submucosa and immune cell infiltration were investigated by hematoxylin and eosin staining and flow cytometry. Proper pressure of the IM and a hyperemic effect on the intestine are critical for the procedure. This murine model of POI can be utilized to study the mechanisms of intestinal damage and recovery after abdominal surgery.

<meta charset="utf8"></head><body>Modelo murino de íleo postoperatorio

We describe a murine model of postoperative ileus generated via intestinal manipulation. Gastrointestinal transit function, pathologic changes, and immune cell activation were assessed 24 h after surgery.

Modelo murino de íleo postoperatorio

Most patients experience postoperative ileus (POI) after surgery, which is associated with increased morbidity, mortality, and hospitalization time. POI ...

Inmunología e Infección

Partial Bile Duct Ligation in the Mouse: A Controlled Model of Localized Obstructive Cholestasis

In rodents, complete bile duct ligation (cBDL) of the common bile duct is an established surgical technique for studying obstructive cholestasis and bile duct proliferation. However, long-term experiments can lead to increased morbidity and mortality. In select mouse strains with underlying liver disease, meaningful comparisons can be made even with ligation of a single lobe of the liver, which can reduce animal losses and expenses. Here, we describe partial bile duct ligation (pBDL) in the mouse, in which only the left hepatic bile duct is ligated, causing biliary obstruction in the left lobe but not the remaining lobes. With careful microsurgical technique, pBDL experiments can be cost-effective, since the unligated lobe serves as an internal control to the ligated lobes, when subjected to the same conditions in the same animal. Unlike cBDL, a separate sham-operated control group is not necessary. pBDL is highly useful to directly compare localized versus systemic effects of cholestasis and other retained bile components. pBDL can also be repurposed as a novel method to investigate mechanisms related to medications and cell migration.

Here, we present partial bile duct ligation as a surgical model of liver injury and regeneration in rodents.

Ligadura del conducto biliar parcial en el ratón: un modelo controlado de la colestasis obstructiva localizada

In rodents, complete bile duct ligation (cBDL) of the common bile duct is an established surgical technique for studying obstructive cholestasis and bile ...

Creación de abdominales adherencias en ratones

Resumen

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Capítulos en este video

Creación de murino Experimental aneurismas de aorta abdominal con elastasa

Ligadura del conducto biliar en los ratones: Inducción de la injuria hepática inflamatoria y fibrosis por colestasis obstructiva

Lesión basada en globo para inducir la hiperplasia Myointimal de la Aorta Abdominal de ratón

Creación de Anastomosis de colon en ratones

Modelo de apendicectomía murine del cáncer colorrectal asociado a la colitis crónica por localización precisa del parche de Caecal

Establecimiento de la perfusión de circuito cerrado en situ de órganos abdominales inferiores y extremidades traseras en ratones

Modelo murino de íleo postoperatorio

Modelo murino de íleo postoperatorio

Modelo murino de íleo postoperatorio

Ligadura del conducto biliar parcial en el ratón: un modelo controlado de la colestasis obstructiva localizada