MDL foi apoiada pela American College of Surgeons (ACS) Scholarship Residente Research. MSH foi apoiado pelo Instituto da Califórnia de Medicina Regenerativa (CIRM) bolsa de formação Fellow Clínica TG2-01159. MSH, HPL, e MTL foram apoiadas pela Sociedade Americana de Cirurgiões Maxilo (ASMS) / Maxilo Cirurgiões Foundation (MSF) Research Award Grant. HPL foi apoiado pelo NIH conceder R01 GM087609 e um presente de Ingrid Lai e Bill Shu em honra de Anthony Shu. HPL e MTL foram apoiadas pelo Laboratório Hagey for Pediatric Regenerative Medicine e da Fundação Oak. MTL foi apoiado pelo Fundo / Olivier Gunn.

O protocolo a seguir foi aprovado pelo Comitê Animal Care Institucional e Use da Universidade de Stanford (IACUC) e está em conformidade com todas as normas éticas institucionais sobre o uso de animais de pesquisa. 1. Criação de abdominais aderências <ol><li> Inicie o rato na dieta de ração de antibiótico, uma semana antes do procedimento. </li><li> Autoclave os instrumentos cirúrgicos e pré-aquecer a solução de irrigação salina. </li><li> Anestesiar o mouse usando 2% de isoflurano inalado. </li><li> Usando uma máquina de cortar cabelo, seguido por uma aplicação rápida (5-10 segundos) de agente depilatório, remover o cabelo de a maioria da superfície do abdómen. Cuidadosamente remover o agente depilatório esfregando suavemente com uma gaze molhada e, opcionalmente, por molhando cuidadosamente a metade inferior do rato em água quente. Seque bem a animal. </li><li> Coloque o focinho do animal para o cone do nariz anestésico. Durante toda a cirurgia, acompanhar atentamente a rtaxa espiratory do animal e titula-se a taxa de fluxo do anestésico, conforme necessário. </li><li> Usar um dispositivo de aquecimento, tal como uma almofada de aquecimento ou uma lâmpada de aquecimento, para evitar a hipotermia. </li><li> Antes de preparar o abdómen, garantir o mouse com tiras de fita colocadas acima e abaixo do abdômen para impedir o mouse de deslocamento durante a cirurgia. Desinfectar o abdômen com betadine, então siga com etanol 70%. Incluem a maior área possível na preparação, incluindo o cabelo nas bordas da área rapada. Coloque uma cortina estéril sobre o mouse. (Figura 1) </li><li> Injectar por via subcutânea 0,1 mg / kg de buprenorfina, ou 3 ug para um ratinho de 30 g. </li><li> Fazer a incisão na pele. <ol><li> Começando na linha média abdominal inferior, segure a pele com uma pinça e fazer um corte vertical rasa na pele usando uma tesoura afiada. </li><li> Realizar o corte superiormente ao xifóide com a tesoura. Tome cuidado para entrar apenas a pele. </li></ol></li><li> À medida que a musculatura abdominal é now visível cobrindo as vísceras, segure a linha média da musculatura com uma pinça e cuidadosamente fazer um pequeno corte nele usando uma tesoura afiada. Certifique-se de não cortar acidentalmente em um órgão abdominal. </li><li> Depois de entrar no espaço peritoneal com um pequeno corte e vendo a camada muscular afastar os órgãos abdominais, estender o corte superior e inferiormente, inserindo a tesoura na abertura e cuidadosamente corte em ambas as direções. Estender a incisão do xifóide superiormente acima da bexiga inferiormente. (Figura 2) </li><li> Agora que os intestinos são expostos, localizar o ceco e suavemente exteriorização. Evitar agarrar o ceco com pinças dentadas ou afiadas. Em vez disso use uma pinça atraumática, como um Adson forceps serrilhadas. </li><li> Raspe o ceco com uma lixa. <ol><li> Suavemente raspe toda a superfície de ambos os lados do ceco com lixa de grão 100 para 30 - 60 segundos até que a superfície torna-se brilhante e appea menos petéquiasR na superfície. Se o cirurgião é destro, que ajuda a orientar o ceco com a ponta virada para a direita e armar o ceco sobre o dedo indicador esquerdo do cirurgião. (Figura 3) </li><li> Realizar a lixar suavemente, uma vez que é fácil de fazer com que acidentalmente uma perfuração da parede cecal fina. Uma pequena quantidade de arenosidade deve ser sentida como a lixa é movido ao longo da superfície do ceco. Se a lixa é sentida repetidamente travamento no ceco, isso irá provavelmente provocar um rasgo na parede cecal. Observe com cuidado para garantir que as partículas de lixa não desalojar e permanecer no abdómen, pois isso pode causar reação de corpo estranho excessiva. </li><li> Se um rasgo na parede cecal ocorre, encerrar o procedimento e eutanásia do animal. </li><li> Se um vaso sanguíneo cecal é cortado pela lixa e causa sangramento, mantenha a pressão por até dois minutos com gaze. No entanto, se o sangramento persistir após esse tempo, coloque uma figura de oito 7-0 monofilamento de sutura em torno doponto de sangramento. Isto irá parar o sangramento de forma fiável em quase todos os casos. Tome cuidado para não incorporar uma grande quantidade de parede cecal para a sutura, já que esta corre o risco de provocar necrose da parte envolvida da parede. </li></ol></li><li> Ferir a parede lateral abdominal direita. <ol><li> Use uma tira de lixa para lixar a superfície peritoneal do músculo da parede lateral abdominal direita. Seja mais agressivo com o lixamento aqui do que no ceco e continuar até que toda a superfície da parede lateral abdominal direita parece agredido. Evitar lixar tão difícil que a pele é visível através de aberturas na camada muscular. (Figura 4) </li><li> Usando um motorista de agulha Castro-Viejo, coloque entre dois e quatro figura de oito 4-0 pontos de seda para a camada muscular da parede lateral abdominal direita. Deixar as caudas de cerca de 5 mm de comprimento. Tome cuidado para não pegar acidentalmente parede do intestino para a sutura. (Figura 5) </li></ol></li><li> Usando uma seringa de 10 ml cheia wom aquecido salina, irrigar o intestino várias vezes. Dirigir a corrente de soro fisiológico na cavidade abdominal para irrigar o interior bem. Se a superfície inferior do mouse torna-se encharcado, mova o mouse sobre ou substituir a superfície, a fim de evitar a hipotermia. </li><li> Use uma gaze estéril colocado sobre a incisão para absorver o excesso de irrigação. </li><li> Aqui uma pitada de amido e aspergi-lo sobre a superfície da parede lateral abdominal direita e para ambos os lados do ceco. (Figura 6) </li><li> Certifique-se de que não há sangramento ativo. Se não é, utilizar uma esponja de gaze para aplicar pressão directamente sobre o ponto de sangramento até parar. Se o sangramento não parar imediatamente, coloque uma sutura hemostática como descrito acima. </li><li> Usando a extremidade cega da pinça e um dedo, suavemente empurrar o intestino de volta para a cavidade abdominal. Posicionar o ceco ao lado das suturas na parede lateral abdominal direita, a fim de maximizar a formação de aderências. </li><li> Cperder a incisão abdominal. <ol><li> Usando 6-0 sutura entrelaçada absorvível, colocar um ponto corrido para a camada muscular na parte superior da incisão. </li><li> Executar a sutura para baixo em direcção ao fundo da incisão, reunindo a camada muscular. Viajar de cerca de 3 mm e tomar picadas de 3 mm a cada novo ponto. Tome cuidado para não tomar acidentalmente um pedaço de intestino ao colocar suturas. </li><li> Na parte inferior da incisão, deixou um laço de sutura a partir da mordida anterior e utilizar este instrumento para atar o fio de sutura. Corte a sutura deixando 5 mm caudas. </li><li> Repita os três passos anteriores com 6-0 nylon monofilamento de sutura para fechar a pele. </li></ol></li><li> Administrar um 20 ml / kg de solução salina de bolus subcutâneo (cerca de 0,5 ml para um rato de 30 g). </li><li> Usando uma gaze seca, secar completamente todo o animal, como a pele dorsal tende a ficar molhada durante a irrigação. </li><li> Vagamente embrulhar um adesivo curativo em torno do abdômen para cobrir a incisão. Tome cuidado para não restringir a umAs pernas de nimal ou mecânica de respiração com o curativo. </li><li> acompanhar atentamente o animal como ele se recupera da anestesia. Administrar buprenorfina cada 12 horas durante 2-3 dias após o procedimento para controle da dor. </li></ol> 2. A colheita adesão tecidual <ol><li> Espere um mínimo de sete dias após a cirurgia inicial. Mais uma vez, autoclave instrumentos cirúrgicos e anestesiar o rato com isoflurano. </li><li> Esterilizar o abdômen com betadine seguido por 70% de etanol. Raspar e depilar cabelo adicional a partir do lado direito do abdómen de modo a que a amostra de adesão contendo pele não irá ser coberto no cabelo, o que torna mais difícil a histologia. </li><li> Use uma incisão paramediana esquerda, desde intestino é muitas vezes preso à incisão inicial. Começando na extremidade inferior do abdómen, cerca de 5 mm para a esquerda do fundo da incisão original, compreender a pele com pinças dentadas pequenas e corte na pele, com uma tesoura afiada. Estender este corte superior,ly à caixa torácica. (Figura 7) </li><li> Com uma tesoura, para cortar a camada muscular e depois de entrar na cavidade peritoneal, alargar o corte no topo e no fundo da incisão. Haverá tecido adesivo causando o ceco e no intestino delgado para aderir à parede lateral direita do abdómen e, eventualmente, também para a incisão inicial. (Figura 8) </li><li> Usando as tesouras e a partir da borda da incisão, acima do nível do ceco, iniciar o corte na parede abdominal em círculo em torno da área onde o intestino é aderente. </li><li> Alternando acima e abaixo do nível do ceco, reduzir gradualmente a toda a volta a adesão e completar o círculo, dando origem a uma &quot;ilha&quot; da pele e aderente parede abdominal para o intestino. (Figura 9) </li><li> Novamente usando a tesoura, cortado no intestino e separar a parte aderente a partir do restante do intestino, obtendo-se uma sanduíche de tecido que consiste em pele e parede abdominalde um lado, do intestino, do outro lado, e o tecido adesivo que liga os dois no meio. (Figura 10) </li><li> Opcionalmente, utilizar tesouras de pontas para separar nitidamente da pele a partir do músculo da parede abdominal. Para a histologia considerar deixar a pele em anexo, mas para a digestão e isolamento de células a pele pode ser removido. Se o tecido vai ser utilizado para a histologia, certifique-se para remover o material de sutura, tanto quanto possível, sem perturbar excessivamente a interface adesiva. Para a digestão e o isolamento de células é aceitável para deixar as suturas no lugar, desde que o tecido digerido é filtrado. </li><li> Após excisão de tecido de adesão, eutanásia do mouse usando um método humano aprovado pelo seu comitê de uso de animais institucional. </li></ol>

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	<li>Ellis, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adhesion-related+hospital+readmissions+after+abdominal+and+pelvic+surgery:+a+retrospective+cohort+study.">Adhesion-related hospital readmissions after abdominal and pelvic surgery: a retrospective cohort study.</a> Lancet. 353 (9163), 1476-1480 (1999).</li><li>Brochhausen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+strategies+and+future+perspectives+for+intraperitoneal+adhesion+prevention.">Current strategies and future perspectives for intraperitoneal adhesion prevention.</a> J Gastrointest Surg. 16 (6), 1256-1274 (2012).</li><li>diZerega, G. S., Campeau, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peritoneal+repair+and+post-surgical+adhesion+formation.">Peritoneal repair and post-surgical adhesion formation.</a> Hum Reprod Update. 7 (6), 547-555 (2001).</li><li>Hellebrekers, B. W., Kooistra, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pathogenesis+of+postoperative+adhesion+formation.">Pathogenesis of postoperative adhesion formation.</a> Br J Surg. 98 (11), 1503-1516 (2011).</li><li>Herrick, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+peritoneal+adhesions+are+highly+cellular,+innervated,+and+vascularized.">Human peritoneal adhesions are highly cellular, innervated, and vascularized.</a> J Pathol. 192 (1), 67-72 (2000).</li><li>Beyene, R. T., Kavalukas, S. L., Barbul, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intra-abdominal+adhesions:+Anatomy,+physiology,+pathophysiology,+and+treatment.">Intra-abdominal adhesions: Anatomy, physiology, pathophysiology, and treatment.</a> Curr Probl Surg. 52 (7), 271-319 (2015).</li><li>ten Broek, R. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Benefits+and+harms+of+adhesion+barriers+for+abdominal+surgery:+a+systematic+review+and+meta-analysis.">Benefits and harms of adhesion barriers for abdominal surgery: a systematic review and meta-analysis.</a> Lancet. 383 (9911), 48-59 (2014).</li><li>Becker, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevention+of+postoperative+abdominal+adhesions+by+a+sodium+hyaluronate-based+bioresorbable+membrane:+a+prospective,+randomized,+double-blind+multicenter+study.">Prevention of postoperative abdominal adhesions by a sodium hyaluronate-based bioresorbable membrane: a prospective, randomized, double-blind multicenter study.</a> J Am Coll Surg. 183 (4), 297-306 (1996).</li><li>Cassidy, M. R., Sherburne, A. C., Heydrick, S. J., Stucchi, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combined+intraoperative+administration+of+a+histone+deacetylase+inhibitor+and+a+neurokinin-1+receptor+antagonist+synergistically+reduces+intra-abdominal+adhesion+formation+in+a+rat+model.">Combined intraoperative administration of a histone deacetylase inhibitor and a neurokinin-1 receptor antagonist synergistically reduces intra-abdominal adhesion formation in a rat model.</a> Surgery. 157 (3), 581-589 (2015).</li><li>Thaler, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coincidence+of+connective+tissue+growth+factor+expression+with+fibrosis+and+angiogenesis+in+postoperative+peritoneal+adhesion+formation.">Coincidence of connective tissue growth factor expression with fibrosis and angiogenesis in postoperative peritoneal adhesion formation.</a> Eur Surg Res. 37 (4), 235-241 (2005).</li><li>Hong, G. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+macrophage-dependent+peroxisome+proliferator-activated+receptor+gamma+signalling+on+adhesion+formation+after+abdominal+surgery+in+an+experimental+model.">Effects of macrophage-dependent peroxisome proliferator-activated receptor gamma signalling on adhesion formation after abdominal surgery in an experimental model.</a> Br J Surg. 102 (12), 1506-1516 (2015).</li><li>Whang, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+search+of+the+best+peritoneal+adhesion+model:+comparison+of+different+techniques+in+a+rat+model.">In search of the best peritoneal adhesion model: comparison of different techniques in a rat model.</a> J Surg Res. 167 (2), 245-250 (2011).</li><li>Buckenmaier, C. C., Pusateri, A. E., Harris, R. A., Hetz, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+antiadhesive+treatments+using+an+objective+rat+model.">Comparison of antiadhesive treatments using an objective rat model.</a> Am Surg. 65 (3), 274-282 (1999).</li><li>Rajab, T. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+model+for+the+induction+of+experimental+adhesions.">An improved model for the induction of experimental adhesions.</a> J Invest Surg. 23 (1), 35-39 (2010).</li></ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Os passos críticos neste processo são: abrasão completamente o ceco sem causar perfuração, colocando-se suturas na parede lateral abdominal, e aplicar a quantidade certa de amido. Apenas se aplicam lixa ao ceco, ou a uma pequena porção específica do intestino. Amplo uso de lixa em grandes quantidades de intestino delgado tende a causar íleo significativa. Tome cuidado para raspar o ceco com força suficiente para que a superfície torna-se áspera, mas não tanto que as lágrimas de parede. Encontrar esse equil...

adesões abdominais são uma forma de tecido cicatricial que se formam no abdómen em resposta à inflamação, tipicamente, após a cirurgia ou a infecção intra-abdominal. As aderências são uma das principais causas de dor abdominal crônica e infertilidade, e são a causa mais comum de obstrução do intestino delgado 1. A presença de aderências torna a executar uma segunda operação abdominal mais difícil e aumenta a probabilidade de complicações 2. Apesar de anos de investigação, os mecanismos subjacentes à formação de aderências permanecem pouco compreendidos. Sabe-se que uma lesão inicial à superfície peritoneal provoca uma exsudação de fluido rica em fibrina, o qual forma um coágulo que se liga as superfícies do intestino e a parede abdominal juntamente 3. Mais tarde, os fibroblastos e outras células migram para o espaço adesiva e secretar tecido conjuntivo 4. Ao longo de meses ou anos a adesão amadurece através do desenvolvimento de vasos sanguíneos e nervos <sup&gt; 5. Vários produtos comerciais existentes que foram concebidos para reduzir a formação de adesões após cirurgia abdominal (por exemplo, Seprafilm). Todos estes produtos actuam como barreiras mecânicas e parar a formação de aderência, impedindo o contacto físico entre alças intestinais e a parede abdominal 6,7. Apesar das evidências de um estudo controlado que uma barreira de adesão cirúrgica reduz a formação de aderências 8, muitos cirurgiões anecdotally foram decepcionado com a eficácia dos produtos barreira mecânica. Actualmente não há terapias anti-adesão à base de drogas, o qual reflecte o facto de que os processos precisos envolvidos na formação de aderências são mal compreendidos. O desenvolvimento de uma terapia que visa especificamente agentes celulares e moleculares envolvidas na formação de aderências exigirá uma melhor compreensão dos eventos que estão envolvidas na formação da adesão. vários gruposs identificaram vias moleculares que podem ser importantes para a formação de aderências 9-11. Os modelos animais proporcionam um meio ambiente excelente para o estudo da formação de aderências. Muitos estudos foram publicados descrevendo a criação cirúrgica de adesão em vários animais, em particular o rato e ratinho 6,12-14. Dada a nossa experiência com o estudo fibrose no mouse e a ampla disponibilidade de ratinhos transgénicos e anticorpos baseado no mouse, escolhemos o rato como modelo para o estudo de aderências. Relata-se a técnica que desenvolvemos para criar reprodutível e confiável aderências abdominais no rato.

<table><tbody><tr><td>Fisherbrand Absorbent Underpads, 20&quot; x 24&quot;</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-206-62</td><td></td></tr><tr><td>Polylined Sterile Field, 18&quot; x 24&quot;</td><td>Busse Hospital Disposables</td><td>696</td><td>Cut a rectangular hole of the appropriate size</td></tr><tr><td>Isothesia isoflurane</td><td>Henry Schein&amp;nbsp;</td><td>050033</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand Sterile cotton gauze pad, 4&quot; x 4&quot;</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Puralube petrolatum ophthalmic ointment, 1/8 oz. tube</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Nair depilatory cream</td><td>Church &amp;amp; Dwight Co.</td><td>22339-05</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex buprenorphine&amp;nbsp; 0.3 mg/ml</td><td>Reckitt Benckiser Pharmaceuticals Inc.</td><td>NDC 12496-0757-5</td><td></td></tr><tr><td>1 cc insulin syringe, 27&amp;nbsp;G</td><td>Becton Dickinson</td><td>329412</td><td></td></tr><tr><td>Povidone Iodine Prep Solution</td><td>Medline</td><td>MDS093944H</td><td></td></tr><tr><td>Webcol alcohol prep swabs</td><td>Covidien</td><td>6818</td><td></td></tr><tr><td>General-Purpose Labarotory Labeling tape</td><td>VWR</td><td>89097-912</td><td></td></tr><tr><td>BioGel PI surgical gloves</td><td>M&amp;ouml;lnlycke Health Care</td><td>ALA42675Z</td><td></td></tr><tr><td>Micro Forceps with teeth</td><td>Roboz</td><td>RS-5150</td><td></td></tr><tr><td>Fine scissors- sharp</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Straight serrated forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Castro-Viejo needle driver</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>100 grit 1/4 sheet sandpaper</td><td>ACE Hardware</td><td>1010446</td><td>Cut into strips</td></tr><tr><td>4-0 silk suture, 30&quot;, SH needle</td><td>Ethicon</td><td>K831</td><td></td></tr><tr><td>7-0 PDS II absorbable monofilament suture, 30&quot;, BV-1 needle</td><td>Ethicon</td><td>Z135</td><td>Usually comes double-armed. Cut the suture at the midway point to generate two usable sutures.</td></tr><tr><td>Rice starch</td><td>MP Biomedicals</td><td>102955</td><td></td></tr><tr><td>0.9% Sodium Chloride Irrigation</td><td>Baxter</td><td>BHL2F7121</td><td>Warm to 37 &amp;deg;C prior to use</td></tr><tr><td>10 ml syringe</td><td>Becton Dickinson</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Vicryl absorbable braided suture, 18&quot;, RB-1 taper needle</td><td>Ethicon</td><td>J212H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Ethilon nylon monofilament&amp;nbsp; suture, 18&quot;, P-3 needle,&amp;nbsp;</td><td>Ethicon</td><td>1698G</td><td></td></tr><tr><td>Tegaderm Transparent Film Dressing Frame Style, 6 cm x 7 cm</td><td>3M</td><td>1624W</td><td>Cut in half lengthwise</td></tr></tbody></table>

creation of abdominal adhesions in mice

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or intraabdominal infection. The precise mechanisms underlying adhesion formation are poorly understood. Many compounds and physical barriers have been tested for their ability to prevent adhesions after surgery with varying levels of success. The mouse and rat are important models for the study of abdominal adhesions. Several different techniques for the creation of adhesions in the mouse and rat exist in the literature. Here we describe a protocol utilizing abrasion of the cecum with sandpaper and sutures placed in the right abdominal sidewall. The mouse is anesthetized and the abdomen is prepped. A midline laparotomy is created and the cecum is identified. Sandpaper is used to gently abrade the surface of the cecum. Next, several figure-of-eight sutures are placed into the peritoneum of the right abdominal sidewall. The abdominal cavity is irrigated, a small amount of starch is applied, and the incision is closed. We have found that this technique produces the most consistent adhesions with the lowest mortality rate.

<html> Aos sete dias após a cirurgia, o ceco e, possivelmente, cólon ascendente, fígado e alças de intestino delgado deve ser aderente à parede abdominal do lado direito. (Figura 8) tecido excisado pode ser embebida e seccionada e irá produzir excelentes preparações histológicas. (Figura 11, 12) Quando o processo é realizado adequadamente, 100% dos murganhos deveria ter aderências su...

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Creation of Abdominal Adhesions in Mice

Abdominal adhesions that form after surgery are a major cause of pain, infertility, and hospitalization and reoperation for small bowel obstruction. Our surgical procedure for creating abdominal adhesions in mice is a reliable tool to study the mechanisms underlying the formation of adhesions.

Criação de abdominais aderências em Ratos

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or ...

Research

JoVE Journal

Medicine

12.6K visualizações.  Stanford University School of Medicine. Abdominal adhesions that form after surgery are a major cause of pain, infertility, and hospitalization and reoperation for small bowel obstruction. Our surgical procedure for creating abdominal adhesions in mice is a reliable tool to study the mechanisms underlying the formation of adhesions.

Vídeo: Creation of Abdominal Adhesions in Mice

Creation of Murine Experimental Abdominal Aortic Aneurysms with Elastase 

Transient intraluminal infusion of porcine pancreatic elastase into the infrarenal segment of the abdominal aorta is the most widely used animal model of abdominal aortic aneurysm (AAA) ever since it was first described in rats by Anidjar and colleagues.1 The rationale for its development was based on the disrupted nature of elastin observed in AAAs. This rat model has been modified to produce AAAs in the infrarenal aortic region of mice.2 The model has the ability to add broad insight into the pathobiology of AAA due to the emergence of numerous transgenic and gene knockout mice. Moreover, it is a viable platform to test potential therapeutic agents for AAA. In this video, we demonstrate the elastase infusion AAA procedure used in our laboratory. 
Mice are anesthetized using 2.5% isoflurane, and a laparotomy is performed under sterile conditions. The abdominal aortais isolated with the assistance of an operating stereomicroscope (Leica). After placing temporary ligatures around the proximal and distal aorta, an aortotomy is created at the bifurcation with the tip of a 30-gauge needle. A heat-tapered segment of PE-10 polyethylene tubing is introduced through the aortotomy and secured. The aortic lumen is subsequently perfused for 5-15 minutes at 100 mm Hg with saline containing type I porcine pancreatic elastase (4.5 U/mL; Sigma Chemical Co.). After removing the perfusion catheter, the aortotomy is repaired without constriction of the lumen.

Creation of Murine Experimental Abdominal Aortic Aneurysms with Elastase

This video shows how to induce abdominal aortic aneurysms (AAA) in mice via transient intraluminal infusion of porcine pancreatic elastase into the infrarenal segment of the abdominal aorta. The model has the ability to add broad insight into the pathobiology of AAA due to the emergence of numerous transgenic and gene knockout mice.

Criação de Murina Experimental aneurismas de aorta abdominal com Elastase

Transient intraluminal infusion of porcine pancreatic elastase into the infrarenal segment of the abdominal aorta is the most widely used animal model of ...

Biologia

Bile Duct Ligation in Mice: Induction of Inflammatory Liver Injury and Fibrosis by Obstructive Cholestasis

In most vertebrates, the liver produces bile that is necessary to emulsify absorbed fats and enable the digestion of lipids in the small intestine as well as to excrete bilirubin and other metabolic products. In the liver, the experimental obstruction of the extrahepatic biliary system initiates a complex cascade of pathological events that leads to cholestasis and inflammation resulting in a strong fibrotic reaction originating from the periportal fields. Therefore, surgical ligation of the common bile duct has become the most commonly used model to induce obstructive cholestatic injury in rodents and to study the molecular and cellular events that underlie these pathophysiological mechanisms induced by inappropriate bile flow. In recent years, different surgical techniques have been described that either allow reconnection or reanastomosis after bile duct ligation (BDL), e.g., partial BDL, or other microsurgical methods for specific research questions. However, the most frequently used model is the complete obstruction of the common bile duct that induces a strong fibrotic response after 21 to 28 days. The mortality rate can be high due to infectious complications or technical inaccuracies. Here we provide a detailed surgical procedure for the BDL model in mice that induce a highly reproducible fibrotic response in accordance to the 3R rule for animal welfare postulated by Russel and Burch in 1959.

Disruption of bile flow results in severe inflammatory cholestatic liver injury with a characteristic time-dependent sequence of morphological alterations. Here we present a protocol for the surgical ligation of the common bile duct in mice that allows to induce a strong fibrotic response after 21 to 28 days.

Ligadura do ducto biliar em ratos: Indução de Inflammatory Lesão hepática e fibrose por colestase obstrutiva

In most vertebrates, the liver produces bile that is necessary to emulsify absorbed fats and enable the digestion of lipids in the small intestine as well ...

Medicina

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine balloon denudation model, which is comparable with established vessel injury models in large animals. The aorta denudation model with balloon catheters mimics the clinical setting and leads to comparable pathobiological and physiological changes. Briefly, after performing a horizontal incision in the aorta abdominalis, a balloon catheter will be inserted into the vessel, inflated, and introduced retrogradely. Inflation of the balloon will lead to intima injury and overdistension of the vessel. After removing the catheter, the aortic incision will be closed with single stiches. The model shown in this article is reproducible, easy to perform, and can be established quickly and reliably. It is especially suitable for evaluating expensive experimental therapeutic agents, which can be applied in an economical fashion. By using different knockout-mouse strains, the impact of different genes on MH development can be assessed.

This article demonstrates a murine model to study the development of myointimal hyperplasia (MH) after aortic balloon injury.

Lesão baseada no balão para induzir a hiperplasia Myointimal da Aorta Abdominal de Mouse

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

Creation of Colonic Anastomosis in Mice

Intestinal anastomoses are commonly performed in both elective and emergent operations. Even so, anastomotic leaks are a highly feared complications of colonic surgeries and can occur in up to 26% of surgical anastomoses, with mortality being up to 39% for patients with such a leak. Currently, there remains a paucity of data detailing the cellular mechanisms of anastomotic healing. Devising preventative strategies and treatment modalities for anastomotic leak could be greatly potentiated by a better understanding of appropriate anastomotic healing.
A murine model is ideal as previous studies have shown that the murine anastomosis is the most clinically similar to the human case as compared with other animal models. We offer an easily reproducible murine model of colonic anastomosis in mice that will allow for further illustration of anastomotic healing.

Anastomotic leak or breakdown after surgery is a major cause of postoperative morbidity and mortality. Our surgery for creating a colonic anastomosis is a reliable and reproducible method for studying the healing mechanisms of anastomoses.

Criação de uma anastomose colônica em ratos

Intestinal anastomoses are commonly performed in both elective and emergent operations. Even so, anastomotic leaks are a highly feared complications of ...

Murine Appendectomy Model of Chronic Colitis Associated Colorectal Cancer by Precise Localization of Caecal Patch

The human appendix has been recently implicated to play important biological roles in the pathogenesis of various complex diseases, such as colorectal cancer, inflammatory bowel disease, and Parkinson&#8217;s disease. To study the function of the appendix, a gut disease-associated murine appendectomy model has been established and its step-by-step protocol is described here. This report introduces a facile protocol for caecal patch removal in mice followed by the chemical induction of chronic colitis-associated colorectal cancer using a combination of dextran sulfate sodium (DSS) and azoxymethane (AOM). IgA specific cells and IgA concentration were significantly reduced upon removal of the caecal patch in male C57BL/6 mice&#160;compared to those in the sham group. Simultaneously administering 2% DSS and AOM resulted in nearly 80% mice survival in both sham and appendectomy groups without significant body weight loss. Histological results confirmed colonic inflammation and different degrees of adenocarcinoma. This model can be used for the study of the functional role of the appendix in maintaining gut microbiota homeostasis and pathogenesis of gut colitis and malignancies, as well as for the potential development of drug targeting therapies.

The presented protocol describes a facile surgical removal of the appendix (caecal patch) in a mouse followed by the induction of inflammatory bowel disease-associated colorectal cancer. This murine appendectomy model enables investigation of the biological role of the appendix in the pathogenesis of human gastrointestinal disease.

Modelo de apendicectomia Murina de colite crônica câncer colorretal associado por localização precisa do remendo de Caecal

The human appendix has been recently implicated to play important biological roles in the pathogenesis of various complex diseases, such as colorectal ...

Establishing In Situ Closed Circuit Perfusion of Lower Abdominal Organs and Hind Limbs in Mice

Ex vivo perfusion is an important physiological tool to study the function of isolated organs (e.g. liver, kidneys). At the same time, due to the small size of mouse organs, ex vivo perfusion of bone, bladder, skin, prostate, and reproductive organs is challenging or not feasible. Here, we report for the first time an in situ lower body perfusion circuit in mice that includes the above tissues, but bypasses the main clearance organs (kidney, liver, and spleen). The circuit is established by cannulating the abdominal aorta and inferior vena cava above the iliac artery and vein and cauterizing peripheral blood vessels. Perfusion is performed via a peristaltic pump with perfusate flow maintained for up to 2 h. In situ staining with fluorescent lectin and Hoechst solution confirmed that the microvasculature was successfully perfused. This mouse model can be a very useful tool for studying pathological processes as well as mechanisms of drug delivery, migration/metastasis of circulating tumor cells into/from the tumor, and interactions of immune system with perfused organs and tissues.

A protocol is described for in situ perfusion of the mouse lower body, including the bladder, the prostate, sex organs, bone, muscle and foot skin.

Estabelecendo in Situ Circuito Fechado Perfusão de Órgãos Abdominais Inferiores e Membros Traseiros em Camundongos

Ex vivo perfusion is an important physiological tool to study the function of isolated organs (e.g. liver, kidneys). At the same time, due to the small ...

<meta charset="utf8"></head><body>Modelo Murino para Estudo do Íleo Secundário Pós-Operatório por Manipulação Intestinal

Postoperative Ileus Murine Model

Most patients experience postoperative ileus (POI) after surgery, which is associated with increased morbidity, mortality, and hospitalization time. POI is a consequence of mechanical damage during surgery, resulting in disruption of motility in the gastrointestinal tract. The mechanisms of POI are related to aberrant neuronal sensitivity, impaired epithelial barrier function, and increased local inflammation. However, the details remain enigmatic. Therefore, experimental murine models are crucial for elucidating the pathophysiology and mechanism of POI injury and for the development of novel therapies.
Here, we introduce a murine model of POI generated via intestinal manipulation (IM) that is similar to clinical surgery; this is achieved by mechanical damage to the small intestine by massaging the abdomen 1-3 times with a cotton swab. IM delayed gastrointestinal transit 24 h after surgery, as assessed by FITC-dextran gavage and fluorescence detection of the segmental digestive tract. Moreover, tissue swelling of the submucosa and immune cell infiltration were investigated by hematoxylin and eosin staining and flow cytometry. Proper pressure of the IM and a hyperemic effect on the intestine are critical for the procedure. This murine model of POI can be utilized to study the mechanisms of intestinal damage and recovery after abdominal surgery.

<meta charset="utf8"></head><body>Modelo Murino de Íleo Pós-Operatório

We describe a murine model of postoperative ileus generated via intestinal manipulation. Gastrointestinal transit function, pathologic changes, and immune cell activation were assessed 24 h after surgery.

Modelo Murino de Íleo Pós-Operatório

Most patients experience postoperative ileus (POI) after surgery, which is associated with increased morbidity, mortality, and hospitalization time. POI ...

Imunologia e Infecção

Partial Bile Duct Ligation in the Mouse: A Controlled Model of Localized Obstructive Cholestasis

In rodents, complete bile duct ligation (cBDL) of the common bile duct is an established surgical technique for studying obstructive cholestasis and bile duct proliferation. However, long-term experiments can lead to increased morbidity and mortality. In select mouse strains with underlying liver disease, meaningful comparisons can be made even with ligation of a single lobe of the liver, which can reduce animal losses and expenses. Here, we describe partial bile duct ligation (pBDL) in the mouse, in which only the left hepatic bile duct is ligated, causing biliary obstruction in the left lobe but not the remaining lobes. With careful microsurgical technique, pBDL experiments can be cost-effective, since the unligated lobe serves as an internal control to the ligated lobes, when subjected to the same conditions in the same animal. Unlike cBDL, a separate sham-operated control group is not necessary. pBDL is highly useful to directly compare localized versus systemic effects of cholestasis and other retained bile components. pBDL can also be repurposed as a novel method to investigate mechanisms related to medications and cell migration.

Here, we present partial bile duct ligation as a surgical model of liver injury and regeneration in rodents.

Ligadura do colédoco parcial no Mouse: um modelo controlado da colestase obstrutiva localizada

In rodents, complete bile duct ligation (cBDL) of the common bile duct is an established surgical technique for studying obstructive cholestasis and bile ...

Criação de abdominais aderências em Ratos

Resumo

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Capítulos neste vídeo

Criação de Murina Experimental aneurismas de aorta abdominal com Elastase

Ligadura do ducto biliar em ratos: Indução de Inflammatory Lesão hepática e fibrose por colestase obstrutiva

Lesão baseada no balão para induzir a hiperplasia Myointimal da Aorta Abdominal de Mouse

Criação de uma anastomose colônica em ratos

Modelo de apendicectomia Murina de colite crônica câncer colorretal associado por localização precisa do remendo de Caecal

Estabelecendo in Situ Circuito Fechado Perfusão de Órgãos Abdominais Inferiores e Membros Traseiros em Camundongos

Modelo Murino de Íleo Pós-Operatório

Modelo Murino de Íleo Pós-Operatório

Modelo Murino de Íleo Pós-Operatório

Ligadura do colédoco parcial no Mouse: um modelo controlado da colestase obstrutiva localizada