Name: creation of abdominal adhesions in mice
Uploaded: 2016-08-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 44 s
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CDM wurde von der American College of Surgeons (ACS) Resident Research Stipendium unterstützt. MSH wurde vom California Institute for Regenerative Medicine (CIRM) Klinische Fellow Ausbildungsförderung TG2-01159 unterstützt. MSH, HPL und MTL wurden von der American Society of MKG-Chirurgen (ASMS) / MKG-Chirurgen Foundation (MSF) Research Grant-Award unterstützt. HPL wurde von NIH Zuschusses R01 GM087609 und ein Geschenk von Ingrid Lai und Bill Shu zu Ehren von Anthony Shu unterstützt. HPL und MTL wurden vom Hagey Labor für Pädiatrische Regenerative Medizin und der Oak Foundation unterstützt. MTL wurde von der Gunn / Olivier Fund unterstützt.

Das folgende Protokoll wurde von der Stanford University Institutional Animal Care und Use Committee (IACUC) und erfüllt alle institutionellen ethischen Richtlinien in Bezug auf die Verwendung von Versuchstieren genehmigt. 1. Schaffung von Verwachsungen <ol><li> Beginnen Sie mit der Maus auf Antibiotika-Chow-Diät eine Woche vor dem Eingriff. </li><li> Autoclave die chirurgischen Instrumente und vorwärmen die Salz Spüllösung. </li><li> Anesthetize die Maus 2% inhalativen Isofluran verwenden. </li><li> Mit Hilfe einer Haarschneidemaschine durch eine schnelle Anwendung gefolgt (5 - 10 s eingestellt) von Enthaarungsmittel, entfernen Sie das Haar von der Mehrheit der Oberfläche des Bauches. Gründlich entfernen Sie das Enthaarungsmittel, indem Sie vorsichtig mit nassen Gaze abgewischt und gegebenenfalls durch sorgfältig die untere Hälfte der Maus in warmes Wasser tunken. Gründlich trocknen das Tier. </li><li> Legen Sie die Schnauze des Tieres in die Betäubung Bugnase. Während der gesamten Operation sorgfältig überwachen die respiratory Rate des Tieres und titriert das Anästhetikum Flussrate nach Bedarf. </li><li> Verwenden, um eine Erwärmungsvorrichtung, wie beispielsweise ein Heizkissen oder eine Wärmelampe, Hypothermie zu verhindern. </li><li> Vor den Bauch prepping, sichern Sie die Maus mit Klebestreifen über und unter dem Bauch gelegt von der Maus zu verhindern, während der Operation zu verschieben. Desinfizieren Sie den Bauch mit betadine, dann folgen mit 70% Ethanol. Fügen Sie so viel Fläche wie möglich in der Vorbereitung, an den Rändern des rasierten Bereich der Haare darunter. Legen Sie ein steriles Tuch über die Maus. (Figur 1) </li><li> Subkutan injizieren 0,1 mg / kg Buprenorphin oder 3 ug für eine 30 g-Maus. </li><li> Machen Sie den Hautschnitt. <ol><li> mit einer scharfen Schere Beginnend in der unteren Bauchmittellinie, fassen Sie die Haut mit einer Pinzette und einem flachen vertikalen Schnitt in der Haut. </li><li> Tragen Sie den Schnitt kranial zum Xyphoid mit der Schere. Achten Sie darauf, nur die Haut zu gelangen. </li></ol></li><li> Da die Bauchmuskulatur ist now sichtbar die Eingeweide bedeckt, greifen die Mittellinie der Muskulatur mit einer Pinzette und sehr sorgfältig einen kleinen Schnitt in sie mit einer scharfen Schere machen. Achten Sie darauf, nicht aus Versehen in ein Bauchorgan zu schneiden. </li><li> die Bauchraum mit einem kleinen Schnitt und zu sehen, die Muskelschicht ziehen weg von der Bauchorgane nach der Eingabe erweitern den Schnitt nach kranial und kaudal durch die Schere in die Öffnung einsetzen und vorsichtig in beide Richtungen schneiden. Erweitern Sie den Schnitt aus der Xyphoid kranial bis über die Blase inferior. (Figur 2) </li><li> Nun, da der Darm ausgesetzt sind, suchen Sie den Blinddarm und sanft exteriorisieren. Vermeiden Sie den Blinddarm mit gezahnten oder scharfe Zange greifen. Verwenden Sie stattdessen eine atraumatische Zange wie einer Adson gezackten Zange. </li><li> Schürfen die Blinddarm mit Schmirgelpapier. <ol><li> Sanft abzuschleifen 30 die gesamte Oberfläche beider Seiten des Blinddarms mit 100 Schleifpapier - 60 Sekunden, bis die Oberfläche appea weniger glänzend und Petechien wirdr auf der Oberfläche. Wenn der Chirurg rechtshändig ist, hilft es, den Blinddarm mit der Spitze nach rechts gerichtet zu orientieren und den Blinddarm über den Chirurgen linken Zeigefinger drapieren. (Figur 3) </li><li> Führen Sie die Schleif sanft, da es leicht versehentlich eine Perforation der dünnen Blinddarmwand verursachen. Eine kleine Menge von Sandigkeit sollte empfunden werden, wie das Schleifpapier entlang der Blinddarmoberfläche bewegt wird. Wenn das Sandpapier wiederholt auf den Blinddarm zu spüren ist zu kontrollieren, wird dies wahrscheinlich eine Träne in der Blinddarmwand verursachen. Achten Sie sorgfältig, um sicherzustellen, dass Partikel von Schmirgelpapier nicht lösen und im Bauch bleiben, da dies eine übermäßige Fremdkörperreaktion hervorrufen kann. </li><li> Wenn ein Riss in der Blinddarmwand auftritt, das Verfahren zu beenden und das Tier einschläfern. </li><li> Wenn ein Blinddarm Blutgefäß durch das Schmirgelpapier geschert wird und verursacht Blutungen, halten Druck für bis zu zwei Minuten mit Gaze. Wenn jedoch Blutungen nach dieser Zeit bestehen, stellen eine Figur einer Acht 7-0 Monofilament Naht um diePunkt von Blutungen. Dies wird die Blutung in fast allen Fällen zuverlässig stoppen. Achten Sie darauf, nicht eine große Menge an Blinddarmwand in die Naht zu übernehmen, da diese Nekrose des betroffenen Teils der Wand Risiken verursachen. </li></ol></li><li> Verletzen die rechte Bauchseitenwand. <ol><li> Verwenden eines Streifens aus Schleifpapier der peritonealen Oberfläche des Muskel der rechten Bauchseitenwand abzuschleifen. Seien Sie aggressiver mit dem Schleif hier als auf der Blinddarm und fortgesetzt, bis die gesamte Oberfläche der rechten Bauchseitenwand erscheint aufgeraut. Vermeiden Sie so hart Schleifen, dass die Haut durch Öffnungen in der Muskelschicht sichtbar ist. (Figur 4) </li><li> Mit einem Castro-Viejo Nadeltreiber, zwischen zwei und vier Ziffer-acht 4-0-Seiden Stiche in die Muskelschicht der rechten Bauchseitenwand. Lassen Sie die Schwänze etwa 5 mm lang. Achten Sie darauf, nicht versehentlich Darmwand in die Naht zu fangen. (Figur 5) </li></ol></li><li> Mit einem 10-ml-Spritze gefüllt with erwärmten Salzlösung, um den Darm mehrmals bewässern. Richten Sie den Strom von Kochsalzlösung in die Bauchhöhle als auch das Innere zu bewässern. Wenn die Oberfläche der Unterseite der Maus getränkt wird, bewegen Sie die Maus über oder um die Oberfläche zu ersetzen, um Unterkühlung zu vermeiden. </li><li> Verwenden Sie eine sterile Gaze über den Schnitt gelegt, um überschüssige Bewässerung aufzusaugen. </li><li> Nehmen Sie eine Prise Stärke und streuen Sie es auf die Oberfläche des rechten Bauchseitenwand und auf beiden Seiten des Blinddarms. (Figur 6) </li><li> Stellen Sie sicher, dass es keine aktive Blutung ist. Wenn vorhanden ist, verwenden Sie einen Gazeschwamm Druck direkt auf den Punkt von Blutungen gelten bis zum Anschlag. Wenn die Blutung nicht ohne weiteres zu stoppen, setzen Sie eine hämostatische Naht, wie oben beschrieben. </li><li> Mit dem stumpfen Ende der Zange und einem Finger, drücken Sie vorsichtig den Darm wieder in die Bauchhöhle. Positionieren Sie den Blinddarm neben den Nähten in der rechten Bauchseitenwand, um die Bildung von Adhäsionen zu maximieren. </li><li> Cverlieren die Bauchschnitt. <ol><li> Mit 6-0 resorbierbaren geflochtenen Naht, legen Sie einen Vorstich in die Muskelschicht an der Spitze des Einschnitts. </li><li> Führen Sie den Faden nach unten in Richtung des Bodens des Einschnitts, womit sich die Muskelschicht zusammen. Reisen von etwa 3 mm und 3 mm nehmen Bissen mit jeder neuen Masche. Achten Sie darauf, nicht zu nehmen versehentlich einen Bissen von Darm, während Nähte setzen. </li><li> An der Unterseite des Einschnitts, um eine Schleife der Naht aus dem vorherigen bite verlassen und verwenden diese, um das Instrument Nahtverbindungs. Schneiden Sie die Naht verlassen 5 mm Schwänze. </li><li> Wiederholen Sie die obigen drei Schritte mit 6-0 Nylon-Monofilament Naht der Haut zu schließen. </li></ol></li><li> Verwalten einer 20 ml / kg subkutan Salz Bolus (etwa 0,5 ml für eine 30 g Maus). </li><li> Mit einem trockenen Gaze, gründlich trocknen das gesamte Tier, wie die dorsale Fell während der Bewässerung zu nass neigt. </li><li> Locker einen Klebstoff wickeln um den Bauch, den Einschnitt zu decken Dressing. Achten Sie darauf, nicht das eine zu beschränkennimal Beine oder Atemmechanik mit dem Dressing. </li><li> sorgfältig überwachen, um das Tier, wie es aus der Narkose erholt. Verabreichen Buprenorphin alle 12 Stunden für 2-3 Tage nach dem Eingriff zur Schmerzkontrolle. </li></ol> 2. Ernte Adhesion Tissue <ol><li> Warten Sie mindestens sieben Tage nach der ersten Operation. Auch chirurgische Instrumente im Autoklaven und die Maus mit Isofluran anästhesiert. </li><li> Sterilisieren Sie den Bauch mit betadine um 70% Ethanol. Rasur und enthaaren zusätzliche Haare von der rechten Seite des Bauches so daß die Haftung Probe Haut enthalten, nicht in Haar bedeckt werden, die Histologie erschwert. </li><li> Verwenden Sie einen links paramedian Einschnitt, da Darm oft auf den ursprünglichen Schnitt geklebt wird. Beginnend am unteren Ende des Bauches, ca. 5 mm nach links von der Unterseite des ursprünglichen Einschnitt, fassen Sie die Haut mit kleinen Zahnzange und Schnitt in die Haut mit einer scharfen Schere. Erweitern Sie diese schneiden überlegenly auf den Brustkorb. (Figur 7) </li><li> Mit einer Schere, schneiden in die Muskelschicht und nach dem Peritonealraum eintritt, erweitern den Schnitt an der Ober- und Unterseite des Einschnitts. Es werden Klebstoffgewebe sein, das Zökum und Dünndarm verursachen an der rechten Seitenwand des Bauches zu haften und gegebenenfalls auch auf den ursprünglichen Einschnitts. (Figur 8) </li><li> Mit Hilfe der Schere und beginnend am Rand des Einschnitts, über dem Niveau des Blinddarms, starten rund um den Bereich in einem Kreis in die Bauchdecke schneiden, wo der Darm haftet. </li><li> Abwechselnd oberhalb und unterhalb der Ebene des Blinddarms, nach und nach den ganzen Weg um die Haftung geschnitten und der Kreis, eine &quot;Insel&quot; von Haut und Bauchwand verwachsen den Darm führt. (Figur 9) </li><li> Wieder mit der Schere, in den Darm schneiden und trennen den anhaftenden Teil vom Rest des Darms, ein Sandwich von Gewebe ergibt, die Wand von Haut und Bauch bestehtauf der einen Seite, des Darms auf der anderen Seite, und Klebstoffgewebe Verbinden der beiden dazwischen. (Abbildung 10) </li><li> Gegebenenfalls kann ein spitzer Schere verwenden, um scharf die Haut von der Bauchwand Muskeln trennen. Für die Histologie betrachten sich die Haut immer angebracht ist, sondern für die Verdauung und Zellisolierung kann die Haut entfernt werden. Wenn das Gewebe für die Histologie verwendet werden, stellen Sie sicher, so viel Nahtmaterial wie möglich zu entfernen, ohne übermäßig die Klebstoff-Schnittstelle zu stören. Für die Verdauung und Zellisolierung ist es akzeptabel, die Nähte an Ort und Stelle zu verlassen, solange die Gewebe digest filtriert. </li><li> Haftung Gewebe Nach Exzision, einschläfern die Maus eine humane Methode, indem Sie Ihre institutionellen Tiernutzung Ausschuss genehmigt werden. </li></ol>

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Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen haben.

Die kritischen Schritte in diesem Verfahren sind: gründlich den Blinddarm Abschleifen ohne Perforation verursacht, Nähte in der Bauchseitenwand und die Anwendung die richtige Menge an Stärke setzt. Nur Schleifpapier Caecum anzuwenden oder zu einem kleinen spezifischen Teil des Darms. Breiter Einsatz von Schmirgelpapier auf große Mengen von Dünndarm neigt erhebliche Ileus zu verursachen. Achten Sie darauf, den Blinddarm mit genug Kraft, um abzuschleifen, dass die Oberfläche rau wird, aber nicht so sehr, dass die Wa...

Abdominalen Adhäsionen sind eine Form von Narbengewebe, das in Reaktion auf eine Entzündung im Abdomen bilden, in der Regel nach einem chirurgischen Eingriff oder intraabdominale Infektion. Adhäsionen sind eine der Hauptursachen für chronische Bauchschmerzen und Unfruchtbarkeit, und sind die häufigste Ursache von Dünndarmobstruktion 1. Das Vorhandensein von Adhäsionen macht die Durchführung einer zweiten Bauchoperation schwieriger und erhöht die Wahrscheinlichkeit von Komplikationen 2. Trotz jahrelanger Forschung, bleiben die Mechanismen, die die Bildung von Adhäsionen zugrunde liegenden schlecht verstanden. Es ist bekannt , dass eine anfängliche Schädigung der peritonealen Oberfläche eine Exsudation von Fibrin-reichen Flüssigkeit verursacht, die dann ein Gerinnsel bildet , das die Oberflächen des Darms und der Bauchwand 3 zusammen bindet. Später wandern Fibroblasten und andere Zellen in die Klebefläche und Bindegewebe 4 absondern. Über Monate bis Jahre reift die Adhäsion von Blutgefäßen entwickeln und Nerven <sup&gt; 5. Mehrere kommerzielle Produkte existieren, die die Bildung von Adhäsionen nach Bauchchirurgie (zB Seprafilm) zu reduzieren sollen. Alle diese Produkte wirken als mechanische Barrieren und Adhäsionsbildung stoppen durch physischen Kontakt zwischen Darmschlingen und der Bauchwand 6,7 verhindern. Trotz des Beweises aus einer kontrollierten Studie , die eine chirurgische Adhäsionsbarriere die Bildung von Adhäsionen verringert 8, anekdotisch viele Chirurgen haben mit der Wirksamkeit der mechanischen Barriere Produkte enttäuscht worden. Momentan gibt es keine Drogen-basierte Anti-Adhäsions-Therapien, was die Tatsache widerspiegelt, dass die genauen in Adhäsionsbildung beteiligten Prozesse kaum verstanden werden. Entwicklung einer Therapie, die bei der Bildung beteiligten zellulären oder molekularen Mittel von Adhäsionen speziell Ziele wird ein verbessertes Verständnis der Ereignisse erfordern, die in der Bildung der Adhäsion beteiligt sind. Mehrere Gruppes haben molekularen Mechanismen identifiziert , die für die Bildung von Adhäsionen 9-11 wichtig sein kann. Tiermodelle bieten eine hervorragende Umgebung für die Bildung von Verwachsungen zu studieren. Viele Studien wurden in mehreren Tieren, insbesondere Ratten und Mäusen 6,12-14 beschreibt die chirurgische Schaffung Haftung veröffentlicht. Aufgrund unserer Erfahrung Fibrose in der Maus und der breiten Verfügbarkeit von transgenen Mäusen und Maus-basierten Antikörper mit dem Studium, wählten wir die Maus als unser Modell für die Untersuchung von Adhäsionen. Hier berichten wir über die Technik, die wir entwickelt haben, reproduzierbar und zuverlässig Verwachsungen in der Maus erstellen.

<table><tbody><tr><td>Fisherbrand Absorbent Underpads, 20&quot; x 24&quot;</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-206-62</td><td></td></tr><tr><td>Polylined Sterile Field, 18&quot; x 24&quot;</td><td>Busse Hospital Disposables</td><td>696</td><td>Cut a rectangular hole of the appropriate size</td></tr><tr><td>Isothesia isoflurane</td><td>Henry Schein&amp;nbsp;</td><td>050033</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand Sterile cotton gauze pad, 4&quot; x 4&quot;</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Puralube petrolatum ophthalmic ointment, 1/8 oz. tube</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Nair depilatory cream</td><td>Church &amp;amp; Dwight Co.</td><td>22339-05</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex buprenorphine&amp;nbsp; 0.3 mg/ml</td><td>Reckitt Benckiser Pharmaceuticals Inc.</td><td>NDC 12496-0757-5</td><td></td></tr><tr><td>1 cc insulin syringe, 27&amp;nbsp;G</td><td>Becton Dickinson</td><td>329412</td><td></td></tr><tr><td>Povidone Iodine Prep Solution</td><td>Medline</td><td>MDS093944H</td><td></td></tr><tr><td>Webcol alcohol prep swabs</td><td>Covidien</td><td>6818</td><td></td></tr><tr><td>General-Purpose Labarotory Labeling tape</td><td>VWR</td><td>89097-912</td><td></td></tr><tr><td>BioGel PI surgical gloves</td><td>M&amp;ouml;lnlycke Health Care</td><td>ALA42675Z</td><td></td></tr><tr><td>Micro Forceps with teeth</td><td>Roboz</td><td>RS-5150</td><td></td></tr><tr><td>Fine scissors- sharp</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Straight serrated forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Castro-Viejo needle driver</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>100 grit 1/4 sheet sandpaper</td><td>ACE Hardware</td><td>1010446</td><td>Cut into strips</td></tr><tr><td>4-0 silk suture, 30&quot;, SH needle</td><td>Ethicon</td><td>K831</td><td></td></tr><tr><td>7-0 PDS II absorbable monofilament suture, 30&quot;, BV-1 needle</td><td>Ethicon</td><td>Z135</td><td>Usually comes double-armed. Cut the suture at the midway point to generate two usable sutures.</td></tr><tr><td>Rice starch</td><td>MP Biomedicals</td><td>102955</td><td></td></tr><tr><td>0.9% Sodium Chloride Irrigation</td><td>Baxter</td><td>BHL2F7121</td><td>Warm to 37 &amp;deg;C prior to use</td></tr><tr><td>10 ml syringe</td><td>Becton Dickinson</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Vicryl absorbable braided suture, 18&quot;, RB-1 taper needle</td><td>Ethicon</td><td>J212H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Ethilon nylon monofilament&amp;nbsp; suture, 18&quot;, P-3 needle,&amp;nbsp;</td><td>Ethicon</td><td>1698G</td><td></td></tr><tr><td>Tegaderm Transparent Film Dressing Frame Style, 6 cm x 7 cm</td><td>3M</td><td>1624W</td><td>Cut in half lengthwise</td></tr></tbody></table>

creation of abdominal adhesions in mice

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or intraabdominal infection. The precise mechanisms underlying adhesion formation are poorly understood. Many compounds and physical barriers have been tested for their ability to prevent adhesions after surgery with varying levels of success. The mouse and rat are important models for the study of abdominal adhesions. Several different techniques for the creation of adhesions in the mouse and rat exist in the literature. Here we describe a protocol utilizing abrasion of the cecum with sandpaper and sutures placed in the right abdominal sidewall. The mouse is anesthetized and the abdomen is prepped. A midline laparotomy is created and the cecum is identified. Sandpaper is used to gently abrade the surface of the cecum. Next, several figure-of-eight sutures are placed into the peritoneum of the right abdominal sidewall. The abdominal cavity is irrigated, a small amount of starch is applied, and the incision is closed. We have found that this technique produces the most consistent adhesions with the lowest mortality rate.

<html> Um sieben Tage nach der Operation, Caecum und möglicherweise Colon ascendens, Leber und Dünndarmschlingen sollte auf die rechtsseitige Bauchwand anhaftenden sein. (Abbildung 8) Abgeschnittene Gewebe eingebettet und geschnitten werden und ausgezeichnete histologischen Schnitten ergeben. (11, 12) Wenn das Verfahren korrekt durchgeführt wird, sollte 100% der Mäuse haben erhebliche Verwa...

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Creation of Abdominal Adhesions in Mice

Abdominal adhesions that form after surgery are a major cause of pain, infertility, and hospitalization and reoperation for small bowel obstruction. Our surgical procedure for creating abdominal adhesions in mice is a reliable tool to study the mechanisms underlying the formation of adhesions.

Erstellung von Verwachsungen bei Mäusen

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or ...

Research

JoVE Journal

Medicine

12.6K Aufrufe.  Stanford University School of Medicine. Abdominal adhesions that form after surgery are a major cause of pain, infertility, and hospitalization and reoperation for small bowel obstruction. Our surgical procedure for creating abdominal adhesions in mice is a reliable tool to study the mechanisms underlying the formation of adhesions.

Serie: Creation of Abdominal Adhesions in Mice

Creation of Murine Experimental Abdominal Aortic Aneurysms with Elastase 

Transient intraluminal infusion of porcine pancreatic elastase into the infrarenal segment of the abdominal aorta is the most widely used animal model of abdominal aortic aneurysm (AAA) ever since it was first described in rats by Anidjar and colleagues.1 The rationale for its development was based on the disrupted nature of elastin observed in AAAs. This rat model has been modified to produce AAAs in the infrarenal aortic region of mice.2 The model has the ability to add broad insight into the pathobiology of AAA due to the emergence of numerous transgenic and gene knockout mice. Moreover, it is a viable platform to test potential therapeutic agents for AAA. In this video, we demonstrate the elastase infusion AAA procedure used in our laboratory. 
Mice are anesthetized using 2.5% isoflurane, and a laparotomy is performed under sterile conditions. The abdominal aortais isolated with the assistance of an operating stereomicroscope (Leica). After placing temporary ligatures around the proximal and distal aorta, an aortotomy is created at the bifurcation with the tip of a 30-gauge needle. A heat-tapered segment of PE-10 polyethylene tubing is introduced through the aortotomy and secured. The aortic lumen is subsequently perfused for 5-15 minutes at 100 mm Hg with saline containing type I porcine pancreatic elastase (4.5 U/mL; Sigma Chemical Co.). After removing the perfusion catheter, the aortotomy is repaired without constriction of the lumen.

Creation of Murine Experimental Abdominal Aortic Aneurysms with Elastase

This video shows how to induce abdominal aortic aneurysms (AAA) in mice via transient intraluminal infusion of porcine pancreatic elastase into the infrarenal segment of the abdominal aorta. The model has the ability to add broad insight into the pathobiology of AAA due to the emergence of numerous transgenic and gene knockout mice.

Erstellung von Murine Experimental Bauchaortenaneurysmen mit Elastase

Transient intraluminal infusion of porcine pancreatic elastase into the infrarenal segment of the abdominal aorta is the most widely used animal model of ...

Forschung

Biologie

Bile Duct Ligation in Mice: Induction of Inflammatory Liver Injury and Fibrosis by Obstructive Cholestasis

In most vertebrates, the liver produces bile that is necessary to emulsify absorbed fats and enable the digestion of lipids in the small intestine as well as to excrete bilirubin and other metabolic products. In the liver, the experimental obstruction of the extrahepatic biliary system initiates a complex cascade of pathological events that leads to cholestasis and inflammation resulting in a strong fibrotic reaction originating from the periportal fields. Therefore, surgical ligation of the common bile duct has become the most commonly used model to induce obstructive cholestatic injury in rodents and to study the molecular and cellular events that underlie these pathophysiological mechanisms induced by inappropriate bile flow. In recent years, different surgical techniques have been described that either allow reconnection or reanastomosis after bile duct ligation (BDL), e.g., partial BDL, or other microsurgical methods for specific research questions. However, the most frequently used model is the complete obstruction of the common bile duct that induces a strong fibrotic response after 21 to 28 days. The mortality rate can be high due to infectious complications or technical inaccuracies. Here we provide a detailed surgical procedure for the BDL model in mice that induce a highly reproducible fibrotic response in accordance to the 3R rule for animal welfare postulated by Russel and Burch in 1959.

Disruption of bile flow results in severe inflammatory cholestatic liver injury with a characteristic time-dependent sequence of morphological alterations. Here we present a protocol for the surgical ligation of the common bile duct in mice that allows to induce a strong fibrotic response after 21 to 28 days.

Gallengang-Ligation in Mice: Induktion von Entzündungsleber-Verletzung und Fibrose von obstruktiver Cholestase

In most vertebrates, the liver produces bile that is necessary to emulsify absorbed fats and enable the digestion of lipids in the small intestine as well ...

Medizin

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine balloon denudation model, which is comparable with established vessel injury models in large animals. The aorta denudation model with balloon catheters mimics the clinical setting and leads to comparable pathobiological and physiological changes. Briefly, after performing a horizontal incision in the aorta abdominalis, a balloon catheter will be inserted into the vessel, inflated, and introduced retrogradely. Inflation of the balloon will lead to intima injury and overdistension of the vessel. After removing the catheter, the aortic incision will be closed with single stiches. The model shown in this article is reproducible, easy to perform, and can be established quickly and reliably. It is especially suitable for evaluating expensive experimental therapeutic agents, which can be applied in an economical fashion. By using different knockout-mouse strains, the impact of different genes on MH development can be assessed.

This article demonstrates a murine model to study the development of myointimal hyperplasia (MH) after aortic balloon injury.

Ballon-basierte Verletzungen induzieren Myointimal Hyperplasie in der Bauchschlagader Maus

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

Creation of Colonic Anastomosis in Mice

Intestinal anastomoses are commonly performed in both elective and emergent operations. Even so, anastomotic leaks are a highly feared complications of colonic surgeries and can occur in up to 26% of surgical anastomoses, with mortality being up to 39% for patients with such a leak. Currently, there remains a paucity of data detailing the cellular mechanisms of anastomotic healing. Devising preventative strategies and treatment modalities for anastomotic leak could be greatly potentiated by a better understanding of appropriate anastomotic healing.
A murine model is ideal as previous studies have shown that the murine anastomosis is the most clinically similar to the human case as compared with other animal models. We offer an easily reproducible murine model of colonic anastomosis in mice that will allow for further illustration of anastomotic healing.

Anastomotic leak or breakdown after surgery is a major cause of postoperative morbidity and mortality. Our surgery for creating a colonic anastomosis is a reliable and reproducible method for studying the healing mechanisms of anastomoses.

Erstellung von Kolon Anastomose bei Mäusen

Intestinal anastomoses are commonly performed in both elective and emergent operations. Even so, anastomotic leaks are a highly feared complications of ...

Murine Appendectomy Model of Chronic Colitis Associated Colorectal Cancer by Precise Localization of Caecal Patch

The human appendix has been recently implicated to play important biological roles in the pathogenesis of various complex diseases, such as colorectal cancer, inflammatory bowel disease, and Parkinson&#8217;s disease. To study the function of the appendix, a gut disease-associated murine appendectomy model has been established and its step-by-step protocol is described here. This report introduces a facile protocol for caecal patch removal in mice followed by the chemical induction of chronic colitis-associated colorectal cancer using a combination of dextran sulfate sodium (DSS) and azoxymethane (AOM). IgA specific cells and IgA concentration were significantly reduced upon removal of the caecal patch in male C57BL/6 mice&#160;compared to those in the sham group. Simultaneously administering 2% DSS and AOM resulted in nearly 80% mice survival in both sham and appendectomy groups without significant body weight loss. Histological results confirmed colonic inflammation and different degrees of adenocarcinoma. This model can be used for the study of the functional role of the appendix in maintaining gut microbiota homeostasis and pathogenesis of gut colitis and malignancies, as well as for the potential development of drug targeting therapies.

The presented protocol describes a facile surgical removal of the appendix (caecal patch) in a mouse followed by the induction of inflammatory bowel disease-associated colorectal cancer. This murine appendectomy model enables investigation of the biological role of the appendix in the pathogenesis of human gastrointestinal disease.

Murine Appendektomie Modell der chronischen Colitis assoziiert entaktischen Darmkrebs durch präzise Lokalisierung von Caecal Patch

The human appendix has been recently implicated to play important biological roles in the pathogenesis of various complex diseases, such as colorectal ...

Establishing In Situ Closed Circuit Perfusion of Lower Abdominal Organs and Hind Limbs in Mice

Ex vivo perfusion is an important physiological tool to study the function of isolated organs (e.g. liver, kidneys). At the same time, due to the small size of mouse organs, ex vivo perfusion of bone, bladder, skin, prostate, and reproductive organs is challenging or not feasible. Here, we report for the first time an in situ lower body perfusion circuit in mice that includes the above tissues, but bypasses the main clearance organs (kidney, liver, and spleen). The circuit is established by cannulating the abdominal aorta and inferior vena cava above the iliac artery and vein and cauterizing peripheral blood vessels. Perfusion is performed via a peristaltic pump with perfusate flow maintained for up to 2 h. In situ staining with fluorescent lectin and Hoechst solution confirmed that the microvasculature was successfully perfused. This mouse model can be a very useful tool for studying pathological processes as well as mechanisms of drug delivery, migration/metastasis of circulating tumor cells into/from the tumor, and interactions of immune system with perfused organs and tissues.

A protocol is described for in situ perfusion of the mouse lower body, including the bladder, the prostate, sex organs, bone, muscle and foot skin.

Etablierung von In Situ Closed Circuit Perfusion von unteren Bauchorganen und Hinterbeinen bei Mäusen

Ex vivo perfusion is an important physiological tool to study the function of isolated organs (e.g. liver, kidneys). At the same time, due to the small ...

<meta charset="utf8"></head><body>Mausmodell zur Untersuchung des postoperativen Ileus durch Darmmanipulation

Postoperative Ileus Murine Model

Most patients experience postoperative ileus (POI) after surgery, which is associated with increased morbidity, mortality, and hospitalization time. POI is a consequence of mechanical damage during surgery, resulting in disruption of motility in the gastrointestinal tract. The mechanisms of POI are related to aberrant neuronal sensitivity, impaired epithelial barrier function, and increased local inflammation. However, the details remain enigmatic. Therefore, experimental murine models are crucial for elucidating the pathophysiology and mechanism of POI injury and for the development of novel therapies.
Here, we introduce a murine model of POI generated via intestinal manipulation (IM) that is similar to clinical surgery; this is achieved by mechanical damage to the small intestine by massaging the abdomen 1-3 times with a cotton swab. IM delayed gastrointestinal transit 24 h after surgery, as assessed by FITC-dextran gavage and fluorescence detection of the segmental digestive tract. Moreover, tissue swelling of the submucosa and immune cell infiltration were investigated by hematoxylin and eosin staining and flow cytometry. Proper pressure of the IM and a hyperemic effect on the intestine are critical for the procedure. This murine model of POI can be utilized to study the mechanisms of intestinal damage and recovery after abdominal surgery.

<meta charset="utf8"></head><body>Postoperatives Ileus-Mausmodell

We describe a murine model of postoperative ileus generated via intestinal manipulation. Gastrointestinal transit function, pathologic changes, and immune cell activation were assessed 24 h after surgery.

Postoperatives Ileus-Mausmodell

Most patients experience postoperative ileus (POI) after surgery, which is associated with increased morbidity, mortality, and hospitalization time. POI ...

Immunologie und Infektion

Partial Bile Duct Ligation in the Mouse: A Controlled Model of Localized Obstructive Cholestasis

In rodents, complete bile duct ligation (cBDL) of the common bile duct is an established surgical technique for studying obstructive cholestasis and bile duct proliferation. However, long-term experiments can lead to increased morbidity and mortality. In select mouse strains with underlying liver disease, meaningful comparisons can be made even with ligation of a single lobe of the liver, which can reduce animal losses and expenses. Here, we describe partial bile duct ligation (pBDL) in the mouse, in which only the left hepatic bile duct is ligated, causing biliary obstruction in the left lobe but not the remaining lobes. With careful microsurgical technique, pBDL experiments can be cost-effective, since the unligated lobe serves as an internal control to the ligated lobes, when subjected to the same conditions in the same animal. Unlike cBDL, a separate sham-operated control group is not necessary. pBDL is highly useful to directly compare localized versus systemic effects of cholestasis and other retained bile components. pBDL can also be repurposed as a novel method to investigate mechanisms related to medications and cell migration.

Here, we present partial bile duct ligation as a surgical model of liver injury and regeneration in rodents.

Partielle Gallengang Ligation in der Maus: eine kontrollierte Modell der lokalisierten obstruktive Cholestase

In rodents, complete bile duct ligation (cBDL) of the common bile duct is an established surgical technique for studying obstructive cholestasis and bile ...

Erstellung von Verwachsungen bei Mäusen

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Erstellung von Murine Experimental Bauchaortenaneurysmen mit Elastase

Gallengang-Ligation in Mice: Induktion von Entzündungsleber-Verletzung und Fibrose von obstruktiver Cholestase

Ballon-basierte Verletzungen induzieren Myointimal Hyperplasie in der Bauchschlagader Maus

Erstellung von Kolon Anastomose bei Mäusen

Murine Appendektomie Modell der chronischen Colitis assoziiert entaktischen Darmkrebs durch präzise Lokalisierung von Caecal Patch

Etablierung von In Situ Closed Circuit Perfusion von unteren Bauchorganen und Hinterbeinen bei Mäusen

Postoperatives Ileus-Mausmodell

Postoperatives Ileus-Mausmodell

Postoperatives Ileus-Mausmodell

Partielle Gallengang Ligation in der Maus: eine kontrollierte Modell der lokalisierten obstruktive Cholestase