Name: pentylenetetrazole-induced kindling mouse model
Uploaded: 2018-06-12T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 6 s
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Este trabajo fue apoyado en parte por números de concesión JSPS KAKENHI 24700349, 24659093, 25293239, JP18H02536 y 17 K 07086, números de concesión MEXT KAKENHI 25110737 y 23110525, AMED concesión número JP18ek0109311 y la Fundación de investigación médica de un y el Japón Fundación de investigación de la epilepsia.

Todos los procedimientos experimentales fueron aprobados por el cuidado Animal y uso de la Tokyo Metropolitan Instituto de ciencias médicas. 8 postnatal - ratones de 16 semanas de edad se recomiendan. Cualquier cepa consanguínea es aceptable para el experimento. Ratones C57BL/6 son más resistentes a PTZ, que ratones albinos BALB/c y Suiza son más sensibles a PTZ. C57BL/6 fueron utilizados en este estudio. Vulnerabilidad a PTZ también depende de la edad del ratón. En comparación con ratones pequeños, ratones más viejos son más refractarios a PTZ35. El número de animales usados para este método puede variar, pero por lo menos 6 a 10 animales se requieren para cada condición.
1. preparación de PTZ
<ol><li>Disolver 2 mg/mL PTZ en estéril 0,9% (p/v) de NaCl. Preparar PTZ en el día de uso.</li>
</ol>2. inyección de PTZ
<ol><li>Realizar todos los experimentos entre 9:00 y 12:00 (mediodía).</li>
	<li>Medir el peso del cuerpo del animal.</li>
	<li>Coloque el animal en una cámara de observación para la habituación.</li>
	<li>Durante el período de habituación (3 min), calcular el volumen de solución PTZ para la inyección basada en el peso corporal del animal y la dosis de inyección previamente determinado. Nota: por ejemplo, cuando se utiliza 35 mg/kg PTZ, 0,875 mg de PTZ es necesario para un ratón pesa 25 g (35 mg / kg x 0,025 kg = 0.875 mg). Por lo tanto, se debe inyectar 437.5 μL de una solución de 2 mg/mL PTZ (0.875 mg/2 mg / mL = 0,4375 mL). La dosis de inyección de PTZ depende del genotipo del ratón y cepa. Para los ratones de tipo salvaje C57BL/6, se recomienda una dosis de 30-35 mg PTZ/kg de peso corporal para el primer ensayo. Sensibilidad a PTZ depende el ratón cepa utilizada36,37. La dosis de la inyección varía según el propósito del experimento.</li>
	<li>Inyectar por vía intraperitoneal PTZ con una jeringa de 1 mL conectada a una aguja de calibre 27 en el cuadrante derecho o izquierdo del abdomen del animal. Evitar inyectar en la línea media.<ol>
<li>Evitar inyecciones repetidas en la misma posición.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Observar el comportamiento de los animales durante 30 minutos después de la administración de PTZ (figura 1A) y clasificar y anotar el comportamiento anormal, tal como se muestra a continuación. Si es posible, mantener los animales bajo observación por 24 horas o menos después de la inyección adicional de 6-10 h, especialmente una vez que llega a la puntuación de gravedad de la crisis 3 o superior.<ol>
<li>Tenga en cuenta cualquier convulsiones suaves o cambios de comportamiento en los animales más allá del período de observación de 30 minutos. Esta prolongada observación período podrá dirigir un efecto particularmente importante y completo de una dosis subconvulsive de PTZ en la generación de crónica unprovoked asimientos en epilepsia.</li>
		<li>Además, medir la duración de la convulsión de cada asimiento observada como cambios en la duración de la convulsión se relacionan con la severidad de convulsiones. Por otra parte, la latencia a la primera crisis después de la inyección de PTZ es otra medida importante para recoger. Monitoreo de la frecuencia de convulsiones, duración y latencia es fundamental para cualquier estudio molecular después del asimiento.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Inyecte PTZ todos los días (figura 1A). El número de inyecciones depende del objetivo del experimento. Ejemplos representativos son los siguientes.<ol>
<li>Para generar animales totalmente encendidos, una vez que un animal experimenta una convulsión con una puntuación de 5 (convulsión tónico-clónica), final de la inyección dentro de tres administraciones más. En este caso, aumentar la dosis de inyección si el puntaje de convulsiones aumenta por tres administraciones consecutivas. Cada animal puede recibir un diferente número y dosis de las inyecciones de PTZ.</li>
		<li>Fijar el número y dosis de la inyección de PTZ en todas las condiciones para evaluar la vulnerabilidad a PTZ, incluyendo en las evaluaciones de fármacos antiepilépticos y estudios del fenotipo de ratones modificados genéticamente. Dar a todos los animales el mismo número de inyecciones de PTZ; se recomienda un total de 8 a 12 inyecciones. Si un animal muere, la puntuación de ataque debe ser denotada como 6.</li>
		<li>Determinar la dosis de inyección necesaria para mantener un asimiento alta puntuación (4 o 5) para que 10 o mas inyecciones para el estudio de los cambios histopatológicos que se producen las crisis epilépticas. En este caso, el número total de inyección debe estar comprendida entre 25 a 30. Disminuir la dosis de inyección si la puntuación de ataque llega a 5. Si la puntuación de ataque disminuye a 3 o más bajo, aumentar la dosis de la inyección.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. convulsión puntuación
<ol><li>Observar el comportamiento de los animales y registrar los resultados.<ol>
<li>Clasificar y anotar las conductas epilépticas como sigue38,39 (figura 1B): 0: el comportamiento normal, ninguna anormalidad. 1: inmovilización, acostado sobre el vientre. 2: cabeza mioclono asintiendo con la cabeza, facial, extremidad delantera o trasera. 3: mioclono continuo de todo el cuerpo, mioclónica sacudidas, cola se mantuvo rígidamente. 4: cría, tónico asimiento, cayendo a su lado. 5: convulsión tónico-clónica, cayendo de espaldas, salvaje corriendo y saltando. 6: la muerte.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Cambiar los criterios de comportamiento basados en el Racine puntuación40, dependiendo de las condiciones experimentales.</li>
</ol>4. Análisis de la incautación de
<ol><li>Análisis immunohistopathological<ol>
<li>Fijación de perfusión<ol>
<li>Preparación<ol>
<li>Disolver paraformaldehido (PFA) de 4% (p/v) en tampón de fosfato de 0,1 M (pH 7,4). Calentar la solución a aproximadamente 70 ° C con la adición de una gota de 1 M NaOH (aproximadamente 1 μl de 1 M NaOH para 50 mL de solución de PFA).</li>
				<li>Preparar helado 4% PFA y tampón fosfato salino (PBS).</li>
				<li>Configurar una bomba peristáltica, con tubo y aguja. Ejecutar aproximadamente 20 mL de agua a través del tubo para eliminar residuos. Luego, coloque el extremo abierto del tubo en PBS helado.</li>
			</ol>
</li>
			<li>Transcardial la perfusión y preparación del cerebro fijado<ol>
<li>Anestesiar profundamente el ratón con etanol a 50% isoflurane/50% en un pequeño recipiente.</li>
				<li>Mantenga el ratón en una posición supina fijando las puntas de sus extremidades anteriores y posteriores.</li>
				<li>Corta la línea media ventral del abdomen y exponer el diafragma.</li>
				<li>Cortar el diafragma a lo largo de la margen costal. Luego, corte ambos lados laterales de las costillas y el cuerpo. Pellizque el proceso xifoides por las pinzas de bloqueo y vuelque la caja torácica. Mantener la posición del proceso xifoides por fijación con una aguja o pellizcarla con fórceps. Exponer el corazón.</li>
				<li>Inserte la aguja en el ventrículo izquierdo y hacer un corte en el atrio derecho con unas tijeras. Tenga en cuenta no para empujar la aguja demasiado lejos en el corazón, como puede perforar una pared interior.</li>
				<li>Comenzar un flujo constante de PBS helado a través de la aguja para vaciar la sangre (aproximadamente 15-20 mL/min).</li>
				<li>Cuando la sangre ha desaparecido del cuerpo, hacia el tubo una solución de paraformaldehído al 4% (aproximadamente 60 mL) sin la adición de las burbujas. A continuación, detener la perfusión.</li>
				<li>Cortar el cuello trasero y la columna vertebral y pele la piel de la cabeza y la parte dorsal del cráneo con tijeras de disección.</li>
				<li>Cortar los huesos premaxilares entre las órbitas de los ojos y quitar totalmente la parte dorsal del cráneo.</li>
				<li>Crear un espacio entre el cerebro y el hueso yugal del lado posterior y cortar los nervios de trigeminal y el quiasma óptico por debajo del cerebro. Cuidadosamente Remueva el cerebro y colocarlo en un frasco que contiene 4% PFA. Después fije el cerebro a 4 ° C durante 12-16 h.</li>
			</ol>
</li>
		</ol>
</li>
		<li>Preparación de corte de cerebro<ol>
<li>Transferir el cerebro fijado al 20% sacarosa/PBS hasta el cerebro se hunde en la solución para crioprotección.</li>
			<li>Cortar el cerebro fijado basado en el sector requiere orientación y necesaria parte del cerebro.</li>
			<li>Establecer la cryomicrotome. La hoja en posición y mantener la etapa de microtomo a temperaturas debajo de-20 ° C.</li>
			<li>Coloque el cerebro cortado en el escenario y el cerebro con 20% sacarosa/PBS de la capa. La solución de sacarosa/PBS congelará gradualmente, que cubre el cerebro en el escenario, hasta que el cerebro está completamente integrado en congelados 20% sacarosa/PBS.</li>
			<li>Cortar el cerebro (30 μm de espesor), deslizando la hoja a través del tejido. Transfiera las rebanadas de PBS y conservar a 4 ° C.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Immunohistochemistry fluorescente<ol>
<li>Lave los cortes necesarios en 0,1% Triton X-100/PBS (SAFT) durante 10 minutos, 3 veces a temperatura ambiente (RT).</li>
			<li>Bloquear las rebanadas por los incubando previamente en SAFT con 2% cabra suero o 5% albúmina de suero bovino (BSA) para 1-2 h a TA.</li>
			<li>Incubar las rebanadas en una solución de anticuerpo con la concentración adecuada de anticuerpo primario previamente en SAFT con 2% cabra BSA suero o el 5% de 1 a 7 noches a 4 ° C.</li>
			<li>Lavar las rodajas en SAFT durante 10 min, 3 veces a TA.</li>
			<li>Incubar las rebanadas en una solución de anticuerpo secundario con la concentración adecuada de anticuerpos secundarios en SAFT para 1-2 h a temperatura ambiente, protegido de la luz.</li>
			<li>Montar los cortes sobre portaobjetos de vidrio y cubrir con medio de montaje y cubierta de vidrio.</li>
			<li>Observar las láminas con microscopía de fluorescencia.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Prueba de tres cámaras<ol>
<li>Preparación<ol>
<li>Preparar por lo menos 2 2 - ratones 129/Sv de 6 meses de edad del mismo sexo como los ratones de tema que el "ratón extraño." Habituarse a todos los ratones en la jaula antes del análisis. Para cada sesión de entrenamiento, coloque el ratón en la jaula y deje el ratón durante 15 minutos.</li>
			<li>Antes de cada fase de habituación con el mouse del objeto, limpiar todo el aparato y dos jaulas frotando la superficie con etanol al 70%.</li>
			<li>Colocar las jaulas vacías en los compartimientos laterales de los aparatos de cámara de 3 y abrir las puertas entre las cámaras.</li>
			<li>Habituar el ratón tema, colocar un ratón del tema en la cámara del centro y permitir el ratón moverse libremente en todo el aparato hasta que el ratón ha investigado dos jaulas, más animales tema 5 minutos adicionales que pueden estar temerosos de la jaula no investigar la jaula por 20 min y no debe ser utilizado para este análisis. Estos animales Evite la jaula y raramente se acercan a la jaula.</li>
			<li>Después de que el animal se mueve en la sala centro, cerrar las puertas y dejar que el ratón se mueven libremente en el compartimiento de centro durante 5 minutos. Durante este período, uno de los ratones 129/Sv pone en una jaula para habituarse a la jaula.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Análisis de la sociabilidad<ol>
<li>Llevar a cabo este análisis inmediatamente después del período de habituación del ratón tema.</li>
			<li>Colocar la jaula con un ratón 129/Sv, denominado la "jaula del extraño 1", en una de las cámaras del lado y la jaula vacía, denominada la "jaula del objeto", en la otra cámara de lado.</li>
			<li>Abra la puerta y monitorear el comportamiento del ratón tema.</li>
			<li>Permitir que el ratón tema moverse libremente durante 10 min y registrar los siguientes parámetros conductuales. Si el ratón tema tiene miedo del ratón en la jaula 1 extranjero, según lo indicado por el ratón evitando la extraño 1 jaula y queda en la esquina de una de las cámaras, el animal no puede usarse para el análisis. un) tiempo invertido en cada cámara, la cámara desconocido 1, cámara de objeto y compartimiento de centro. b) tiempo investigando cada jaula, la jaula 1 extranjero y la jaula del objeto. (El ratón se clasifica como investigar la jaula si el ratón es oler o toughing el ratón o jaula) c) el número de entradas en cada cámara (opcional) d) distancia total recorrida (opcional)</li>
			<li>Después de que el ratón se mueve en la sala del centro, cerca de las puertas.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Análisis de novedad social<ol>
<li>Llevar a cabo este análisis inmediatamente después del análisis de la sociabilidad.</li>
			<li>Limpie ambas jaulas con etanol al 70%.</li>
			<li>Coloque otro ratón 129/Sv en una de las jaulas, denominadas la "Extraño 2 jaula" y el lugar el extraño 2 jaula en una de las cámaras. Colocar el ratón extraño 1 en la jaula, denominada la "jaula del extranjero 1" y la jaula 1 desconocido en la otra cámara.</li>
			<li>Abra la puerta y monitorear el comportamiento del ratón tema.</li>
			<li>Permite el ratón tema para moverse libremente durante 10 min y medir los mismos parámetros conductuales descritos para el análisis de la sociabilidad. Nota: El ratón forastero 1 y 2 de extraño debe ser elegido al azar. La cámara desconocido 1 y objeto cámara así como el extraño 1 cámara y cámara extranjero 2 se deben determinar al azar.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Discriminación miedo contextual<ol>
<li>Acondicionamiento<ol>
<li>Antes de cada ensayo de condicionamiento, limpiando la superficie con etanol al 70% para limpiar el aparato experimental.</li>
			<li>Colocar un ratón en un aparato de acondicionado con condiciones específicas (aparato forma, color de la pared, material del piso, olor, iluminación y volumen de ruido de fondo deben ser predeterminados). Por ejemplo, el aparato de acondicionado utilizado aquí fue un aparato cuadrado con paredes de plexiglás transparente, un piso de rejilla metálica, un olor de etanol, brillo de 100 lux y 65 dB ruido blanco.</li>
			<li>El ratón de la condición de pie-choque con pseudo-random tiempo de descargas eléctricas 0.1 mA para 2 s x 3 veces a lo largo de 5 minutos.</li>
			<li>Volver el ratón a la jaula casera después de acondicionado.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Evaluación de la memoria<ol>
<li>Antes de cada evaluación, limpiando la superficie con etanol al 70% para limpiar el aparato experimental.</li>
			<li>Al día siguiente siguiente acondicionado, coloque el ratón en el mismo aparato como condición del choque y medir el tiempo de congelación a lo largo de 5 minutos.</li>
			<li>Más tarde el mismo día, coloque el ratón en un nuevo aparato y medir el tiempo de congelación durante una evaluación de 5 minutos. Aquí se utilizó un aparato triangular paredes de plexiglás blanco, piso de la placa, sin olor, brillo de 30 lux, y ruido de 70 dB blanco.</li>
			<li>Comparar el tiempo de congelación entre el mismo estado y condición de novela. Los ratones con una capacidad normal de memoria se congelarán más en las mismas condiciones que en la condición de novela. Congelación es definido inmovilidad del animal durante más de 2 s.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>

Los autores no declaran conflictos de interés.

Aquí, presentamos un protocolo ampliamente accesible para el establecimiento de un modelo farmacológico de la epilepsia. Inflamación química mediada por PTZ tiene una larga historia y es un modelo comúnmente aceptado para el estudio de la patología celular y la histopatología de epilepsia41. El modelo de inflamación química de la epilepsia ha sido revisado previamente por Suzdak y Jansen, 199542. Inducción de convulsiones farmacológicas, especialmente con PTZ, es...

La epilepsia es un trastorno neurológico crónico que se caracteriza por convulsiones recurrentes y afecta aproximadamente al 1% de las personas. Los mecanismos subyacentes de generación epileptogénesis y convulsiones en pacientes con epilepsia no pueden ser totalmente clarificados en estudios clínicos. Por lo tanto, un modelo animal apropiado es necesario para el estudio de la epilepsia1.
Una gran variedad de modelos animales de epilepsia se han utilizado para investigar la fisiología de la epilepsia y para identificar los fármacos antiepilépticos2,3. Entre estos modelos, la inducción de convulsiones farmacológicas es un método común utilizado para generar un modelo animal para la investigación de la patología de la epilepsia4. Este método es barato y simple. Inflamación mediada por electrodo es también un método comúnmente utilizado, pero los costos de este procedimiento son más altos, y el método requiere habilidades quirúrgicas y eléctricos para inducir convulsiones repetitivas5.
Inducción farmacológica también es ventajosa porque el tiempo y el número de convulsiones se controlan fácilmente. Modelos de ratón genético que presentan convulsiones espontáneas también se utilizan en el estudio de la epilepsia. Sin embargo, la predicción de Cuándo y con qué frecuencia las convulsiones se presentan en estos modelos genéticos puede ser imposible6. Un sistema de seguimiento es necesario para observar el comportamiento epiléptico de ratones modificados genéticamente6.
Ácido kaínico, la pilocarpina y la pentylenetetrazole (PTZ) son ampliamente utilizados como inductores de incautación drogas7. El Ácido kaínico es un agonista de los receptores de glutamato, y pilocarpina activa los receptores colinérgicos. PTZ es un ácido gamma aminobutírico (GABA)-un antagonista del receptor del8. PTZ suprime la función de las sinapsis inhibitorias, una mayor actividad neuronal. Presente Reglamento causa asimientos generalizados en animales9. Una sola inyección de Ácido kaínico y pilocarpina puede inducir convulsiones agudas, especialmente status epiléptico (SE)10,11 y kaínico ácido o pilocarpina-mediada SE promueve crónica espontánea y recurrente asimientos12 , 13. las grabaciones electroencephalographic (EEG) y análisis de la conducta han indicado que las crisis recurrentes espontáneas se observan un mes después de una sola inyección12,13. Una sola inyección de una dosis convulsiva de PTZ también induce crisis aguda. Sin embargo, asimientos crónicos espontáneos después de una inyección única de PTZ son difíciles de promover. La administración crónica de PTZ es necesaria para inducir convulsiones repetitivas14. En cualquiera de los métodos, la generación de convulsiones repetitivas es capaz de inducir una patología más similar a la de la epilepsia humana que la generación de convulsiones agudas. En el caso de PTZ, cada inyección evoca una convulsión, y severidad de la crisis se convierte en más grave en una manera paso a paso con cada inyección. Por último, una sola inyección de PTZ de dosis bajas induce una severa convulsión tónico-clónica. En esta fase, cada inyección evoca las convulsiones severas. Además, la latencia de la convulsión y la duración también cambian en el transcurso de las inyecciones. La latencia a asimiento tónico se convierte a menudo más corta en esta última fase de inflamación15. Además, agravamiento de la convulsión se acompaña de una convulsión prolongada duración16. Investigar el mecanismo molecular que regula la gravedad de la crisis, latencia y duración es útil para la detección de drogas antiepilépticas17,18,19.
Comúnmente los asimientos son inducidos por una sola administración sistémica de PTZ y la recuperación es muy rápida, dentro de 30 min4,5. Así, el número de las convulsiones es más controlable en el modelo PTZ-astillas. Sin embargo, la supervisión de EEG ha indicado que pueden verse picos generalizadas hasta 12 h después de PTZ-medió incautación20. Por lo tanto, los animales preferiblemente deben permanecer bajo observación durante 24 h después de las convulsiones mioclónicas o tónico21 para análisis más preciso de los mecanismos de inflamación.
La administración de los fármacos antiepilépticos, como la etosuximida, valproato, fenobarbital, vigabatrina y retigabine3, antes o después de la inyección de PTZ mitiga el agravamiento de la convulsión severidad3,22, 23. Asimismo, ratones knockout que falta genes implicados en la exacerbación de convulsiones, como matriz metaloproteinasa-924,25 y neuritin FGF-2226, han demostrado exhibir convulsiones reducida gravedad después de inyecciones múltiples de PTZ. Además, observando alteraciones histopatológicas después de las crisis epilépticas es posible con este método. En pacientes con epilepsia del lóbulo temporal, hay cambios histológicos típicos en el cerebro, como la fibra musgosa brotación27,28, gránulo anormal neurona migración29, astrogliosis30, células neuronales muerte en el hipocampo31,32y esclerosis hipocampal33. Cambios similares se observan en animales epilépticos modelo. Entre los métodos disponibles, inflamación química mediada por PTZ es un método bueno, reproducible y barato para producir un modelo animal de epilepsia. En un modelo SE mediada por pilocarpina, control de las convulsiones es difícil y muchos ratones mueren o no a desarrollar SE34. En contraste, la mortalidad y la gravedad de la crisis son más controlables en el modelo PTZ. Además, PTZ es menos costoso que el Ácido kaínico y habilidades en cirugía de cerebro de ratón no son necesarios para la administración de la droga.

<table><tbody><tr><td>Pentylenetetrazole</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6500</td><td></td></tr><tr><td>Sodium chloride</td><td>MANAC</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Mouse</td><td>CLEA Japan</td><td></td><td>C57Bl/6NJcl, postnatal 8 week, male</td></tr><tr><td>Syringe (1mL)</td><td>Terumo</td><td>SS-01T</td><td></td></tr><tr><td>Needle(27G x 3/4&quot;) (0.40 x 19 mm)</td><td>Terumo</td><td>NN-2719S</td><td></td></tr><tr><td>Weighing scale</td><td>Mettler</td><td>PE2000</td><td>This item is a discontinued product. Almost equivalent to FX-2000i with FXi-12-JA from A&amp;amp;D company.</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6148</td><td></td></tr><tr><td>Sodium hydroxide</td><td>nacalai tesque</td><td>31511-05</td><td></td></tr><tr><td>Peristatic pump</td><td>ATTO</td><td>SJ1211</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>nacalai tesque</td><td>30404-45</td><td></td></tr><tr><td>Microtome</td><td>Yamato</td><td>REM-700</td><td>This item is a discontinued product. Almost equivalent to REM-710</td></tr><tr><td>Microtome blade</td><td>Feather</td><td>S35</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>X-100</td><td></td></tr><tr><td>anti-synaptoporin antibody</td><td>Synaptic systems</td><td>102 002</td><td></td></tr><tr><td>anti-ZnT3 antibody</td><td>Synaptic systems</td><td>197 002</td><td></td></tr><tr><td>anti-doublecortin</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-8066</td><td>This item is a discontinued product. We did not test equivalent product (sc-271390).</td></tr><tr><td>Contextual fear discrimination test apparatus</td><td>O&#039;hara</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Three chamber test apparatus</td><td>Muromachi</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

pentylenetetrazole-induced kindling mouse model

Pentylenetetrazole (PTZ) es un antagonista del receptor GABA-A. La inyección intraperitoneal de PTZ en un animal induce una convulsión aguda, severa a una dosis alta, mientras que las inyecciones secuenciales de una dosis de subconvulsive se han utilizado para el desarrollo de la química, Yesca, un modelo de epilepsia. Una sola inyección de dosis bajas de PTZ induce una convulsión leve sin convulsión. Sin embargo, repetidas inyecciones de dosis bajas de PTZ disminuyen el umbral para evocar un ataque convulsivo. Por último, la administración continua de dosis bajas de PTZ induce una severa convulsión tónico-clónica. Este método es simple y ampliamente aplicable a investigar la patofisiología de la epilepsia, que se define como una enfermedad crónica que involucra convulsiones repetitivas. Este producto químico Yesca protocolo causa convulsiones repetitivas en animales. Con este método, se estimó la vulnerabilidad a ataques de PTZ-mediada o el grado de agravación de las crisis epilépticas. Estas ventajas han llevado a la utilización de este método para la detección de drogas antiepilépticas y genes relacionados con la epilepsia. Además, este método se ha utilizado para investigar daño neuronal después de ataques epilépticos debido a los cambios histológicos observados en los cerebros de pacientes epilépticos también aparecen en los cerebros de animales encendido química. Así, este protocolo es útil para la producción conveniente de modelos animales de epilepsia.

Inyección repetitiva de PTZ induce un aumento en la severidad de convulsiones. Seis ratones C57BL/6 fueron tratados con PTZ, y otro 6 ratones fueron tratados con solución salina como grupo de control. La dosis PTZ fue de 35 mg/kg, y 10 inyecciones fueron administradas. La puntuación de ataque aumentó gradualmente con inyecciones de PTZ, considerando que no hay ataques o comportamientos anormales fueron evocados por las inyecciones de solución Salinas (figura 2</s...

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Pentylenetetrazole-Induced Kindling Mouse Model

Este protocolo describe un método de química inflamación con pentylenetetrazole y proporciona un modelo de ratón de la epilepsia. Este protocolo también puede utilizarse para investigar la vulnerabilidad a la inducción de convulsiones y de la patogenesia después de las crisis epilépticas en los ratones.

Modelo murino de inflamación inducida por Pentylenetetrazole

Pentylenetetrazole (PTZ) is a GABA-A receptor antagonist. An intraperitoneal injection of PTZ into an animal induces an acute, severe seizure at a high ...

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Long-term Potentiation of Perforant Pathway-dentate Gyrus Synapse in Freely Behaving Mice

Studies of long-term potentiation of synaptic efficacy, an activity-dependent synaptic phenomenon having properties that make it attractive as a potential cellular mechanism underlying learning and information storage, have long been used to elucidate the physiology of various neuronal circuits in the hippocampus, amygdala, and other limbic and cortical structures. With this in mind, transgenic mouse models of neurological diseases represent useful platforms to conduct long-term&#160;potentiation (LTP) studies to develop a greater understanding of the role of genes in normal and abnormal synaptic communication in neuronal networks involved in learning, emotion and information processing. This article describes methodologies for reliably inducing LTP in the freely behaving mouse. These methodologies can be used in studies of transgenic and knockout freely&#160;behaving mouse models of neurodegenerative diseases.

Transgenic and knockout mouse models of neurological diseases are useful for studying the role of genes in normal and abnormal neurophysiology. This article describes methodologies which can be used to study long-term potentiation, a cellular mechanism which may underlie learning and memory, in transgenic and knockout freely&#160;behaving mouse models of neuropathology.

La potenciación a largo plazo de la Vía Perforante-giro dentado sinapsis en comportarse libremente Ratones

Studies of long-term potentiation of synaptic efficacy, an activity-dependent synaptic phenomenon having properties that make it attractive as a potential ...

Investigación

Comportamiento

Manipulation of Epileptiform Electrocorticograms (ECoGs) and Sleep in Rats and Mice by Acupuncture

Ancient Chinese literature has documented that acupuncture possesses efficient therapeutic effects on epilepsy and insomnia. There is, however, little research to reveal the possible mechanisms behind these effects. To investigate the effect of acupuncture on epilepsy and sleep, several issues need to be addressed. The first is to identify the acupoints, which correspond between humans, rats, and mice. Furthermore, the depth of insertion of the acupuncture needle, the degree of needle twist in manual needle acupuncture, and the stimulation parameters for electroacupuncture (EA) need to be determined. To evaluate the effects of acupuncture on epilepsy and sleep, a feasible model of epilepsy in rodents is required. We administer pilocarpine into the left central nucleus of the amygdala (CeA) to simulate focal temporal lobe epilepsy (TLE) in rats. Intraperitoneal (IP) injection of pilocarpine induces generalized epilepsy and status epilepticus (SE) in rats. Five IP injections of pentylenetetrazol (PTZ) with a one-day interval between each injection successfully induces spontaneous generalized epilepsy in mice. Recordings of electrocorticograms (ECoGs), electromyograms (EMGs), brain temperature, and locomotor activity are used for sleep analysis in rats, while ECoGs, EMGs, and locomotor activity are employed for sleep analysis in mice. ECoG electrodes are implanted into the frontal, parietal, and contralateral occipital cortices, and a thermistor is implanted above the cerebral cortex by stereotactic surgery. EMG electrodes are implanted into the neck muscles, and an infrared detector determines locomotor activity. The criteria for categorizing vigilance stages, including wakefulness, rapid eye movement (REM) sleep, and non-REM (NREM) sleep are based on information from ECoGs, EMGs, brain temperature, and locomotor activity. Detailed classification criteria are stated in the text.

Manipulation of Epileptiform Electrocorticograms ECoGs and Sleep in Rats and Mice by Acupuncture

This paper demonstrates the performance of acupuncture, epilepsy models, and the analysis of sleep in rodents. The acupuncture procedure and the identification of acupoints are described. Pilocarpine or pentylenetetrazol (PTZ) is used to induce epilepsy. Electrocorticogram (ECoG), electromyogram (EMG), brain temperature, and locomotor activity recordings are employed for sleep analysis.

La manipulación de epileptiforme Electrocorticograms (ECoGs) y del sueño en ratas y ratones por acupuntura

Ancient Chinese literature has documented that acupuncture possesses efficient therapeutic effects on epilepsy and insomnia. There is, however, little ...

Inducing Post-Traumatic Epilepsy in a Mouse Model of Repetitive Diffuse Traumatic Brain Injury

Traumatic brain injury (TBI) is a leading cause of acquired epilepsy. TBI can result in a focal or diffuse brain injury. Focal injury is a result of direct mechanical forces, sometimes penetrating through the cranium, creating a direct lesion in the brain tissue. These are visible during brain imaging as areas with contusion, laceration, and hemorrhage. Focal lesions induce neuronal death and glial scar formation and are present in 20%&minus;25% of all people who incur a TBI. However, in the majority of TBI cases, injury is caused by acceleration-deceleration forces and subsequent tissue shearing, resulting in nonfocal, diffuse damage. A subpopulation of TBI patients continues to develop post-traumatic epilepsy (PTE) after a latency period of months or years. Currently, it is impossible to predict which patients will develop PTE, and seizures in PTE patients are challenging to control, necessitating further research. Until recently, the field was limited to only two animal/rodent models with validated spontaneous post-traumatic seizures, both presenting with large focal lesions with massive tissue loss in the cortex and sometimes subcortical structures. In contrast to these approaches, it was determined that diffuse TBI induced using a modified weight drop model is sufficient to initiate development of spontaneous convulsive and non-convulsive seizures, even in the absence of focal lesions or tissue loss. Similar to human patients with acquired post-traumatic epilepsy, this model presents with a latency period after injury before seizure onset. In this protocol, the community will be provided with a new model of post-traumatic epilepsy, detailing how to induce diffuse non-lesional TBI followed by continuous long-term video-electroencephalographic animal monitoring over the course of several months. This protocol will detail animal handling, the weight drop procedure, the electrode placement for two acquisition systems, and the frequent challenges encountered during each of the steps of surgery, postoperative monitoring, and data acquisition.

This systematic protocol describes a new animal model of post-traumatic epilepsy after repetitive mild traumatic brain injury. The first part details steps for traumatic brain injury induction using a modified weight drop model. The second part provides instructions on the surgical approach for single- and multi-channel electroencephalographic data acquisition systems.

Inducir la epilepsia postraumática en un modelo de ratón de lesión cerebral traumática difusa repetitiva

Traumatic brain injury (TBI) is a leading cause of acquired epilepsy. TBI can result in a focal or diffuse brain injury. Focal injury is a result of ...

Preparation and Implantation of Electrodes for Electrically Kindling VGAT-Cre Mice to Generate a Model for Temporal Lobe Epilepsy

It was discovered that electrical kindling of VGAT-Cre mice led to the spontaneous motor and electrographic seizures. A recent paper focused on how unique VGAT-Cre mice were used in developing spontaneous recurring seizures (SRS) after kindling and a likely mechanism - insertion of Cre into the VGAT gene - disrupted its expression and reduced GABAergic tone. The present study extends these observations to a larger cohort of mice, focusing on key issues such as how long the SRS continues after kindling and the effect of the animal's sex and age. This report describes the protocols for the following key steps: making headsets with hippocampal depth electrodes for electrical stimulation and for reading the electroencephalogram; surgery to affix the headset securely on the mouse's skull so that it does not fall off; and key details of the electrical kindling protocol such as duration of the pulse, frequency of train, duration of train, and amount of current injected. The kindling protocol is robust in that it reliably leads to epilepsy in most VGAT-Cre mice, providing a new model to test for novel antiepileptogenic drugs.

This report describes the methods to generate a model of temporal lobe epilepsy based on the electrical kindling of transgenic VGAT-Cre mice. Kindled VGAT-Cre mice may be useful in determining what causes epilepsy and for screening novel therapies.

Preparación e implantación de electrodos para encender eléctricamente ratones VGAT-Cre para generar un modelo para la epilepsia del lóbulo temporal

It was discovered that electrical kindling of VGAT-Cre mice led to the spontaneous motor and electrographic seizures. A recent paper focused on how unique ...

Neurociencias

Using a Bipolar Electrode to Create a Temporal Lobe Epilepsy Mouse Model by Electrical Kindling of the Amygdala

The amygdala is one of the most common origins of seizures, and the amygdala mouse model is essential for the illustration of epilepsy. However, few studies have described the experimental protocol in detail. This paper illustrates the whole process of amygdala electrical kindling epilepsy model making, with the introduction of a method of bipolar electrode fabrication. This electrode can both stimulate and record, reducing brain injury caused by implanting separate electrodes for stimulation and recording. For long-term electroencephalogram (EEG) recording purposes, slip rings were used to eliminate the record interruption caused by cable tangles and falling off.
After periodic stimulation (60 Hz, 1 s every 15 min) of the basolateral amygdala (AP: 1.67 mm, L: 2.7 mm, V: 4.9 mm) for 19.83 &plusmn; 5.742 times, full kindling was observed in six mice (defined as induction of three continuous grade V episodes classified by Racine's scale). An intracranial EEG was recorded throughout the entire kindling process, and an epileptic discharge in the amygdala lasting 20-70 s was observed after kindling. Therefore, this is a robust protocol for modeling epilepsy originating from the amygdala, and the method is suitable for revealing the role of the amygdala in temporal lobe epilepsy. This research contributes to future studies on the mechanisms of mesial temporal lobe epilepsy and novel antiepileptogenic drugs.

The amygdala plays a key role in temporal lobe epilepsy, which originates in and propagates from this structure. This article provides a detailed description of the fabrication of deep brain electrodes with both recording and stimulating functions. It introduces a model of medial temporal lobe epilepsy originating from the amygdala.

Uso de un electrodo bipolar para crear un modelo de ratón con epilepsia del lóbulo temporal mediante el encendido eléctrico de la amígdala

The amygdala is one of the most common origins of seizures, and the amygdala mouse model is essential for the illustration of epilepsy. However, few ...

Handling-Induced Seizures in a Mouse Model

Source: Batot, G., et al. <a href="https://app.jove.com/v/63673">A Model for Epilepsy of Infectious Etiology using Theiler&#39;s Murine Encephalomyelitis Virus.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2022).
This video demonstrates the induction of handling-induced seizures in a mouse infected with Theiler&#39;s Murine Encephalomyelitis Virus (TMEV). The infected mouse, which has hyperexcitable neurons, is exposed to external physical stimuli. This exposure causes stress, leading to abnormal electrical activity in the neurons, which results in seizures.

Source: Batot, G., et al. A Model for Epilepsy of Infectious Etiology using Theiler&#39;s Murine Encephalomyelitis Virus.&#160;J. Vis. Exp. (2022).
This ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neuropathology

Epilepsy and Seizure Disorders

Triggering and Monitoring Heat-Induced Seizures in a Transgenic Mouse Model

Source: Das, A., et al. <a href="https://app.jove.com/v/62846">A Behavioral Screen for Heat-Induced Seizures in Mouse Models of Epilepsy.</a> J. Vis. Exp. (2021)
This video demonstrates the procedure to induce heat-induced seizures in a transgenic mouse with epilepsy-related gene mutations by gradually increasing body temperature in a controlled chamber. This protocol is used to study seizure mechanisms and potential therapies for epilepsy.

Source: Das, A., et al. A Behavioral Screen for Heat-Induced Seizures in Mouse Models of Epilepsy. J. Vis. Exp. (2021)
This video demonstrates the ...

Establishing a Pentylenetetrazole-Induced Epileptic Seizure Model in Mice

Source: Shimada, T., et al. <a href="https://app.jove.com/v/56573">Pentylenetetrazole-Induced Kindling Mouse Model.</a> J. Vis. Exp. (2018).
This video demonstrates the process of inducing epilepsy in mice using pentylenetetrazole (PTZ) injections, a GABA-A receptor antagonist. Repeated intraperitoneal administration of PTZ progressively lowers the seizure threshold by inhibiting chloride ion influx, disrupting inhibitory neurotransmission, and leading to hyperexcitability in neurons that trigger seizures. This process results in kindling and the development of spontaneous seizures, mimicking chronic epilepsy.

Source: Shimada, T., et al. Pentylenetetrazole-Induced Kindling Mouse Model. J. Vis. Exp. (2018).
This video demonstrates the process of inducing epilepsy ...

Systemic Pilocarpine Treatment: Mouse Model of Temporal Lobe Epilepsy

Source: Kim, J. E. and Cho, K. O. <a href="https://www.jove.com/video/56831/the-pilocarpine-model-temporal-lobe-epilepsy-eeg-monitoring-using">The Pilocarpine Model of Temporal Lobe Epilepsy and EEG Monitoring Using Radiotelemetry System in Mice</a>. J. Vis. Exp. (2018).
This video presents the procedure for inducing status epilepticus (SE) in mice by systemic administration of pilocarpine to model temporal lobe epilepsy.

Tratamiento sistémico de la pilocarpina: modelo murino de epilepsia del lóbulo temporal

Source: Kim, J. E. and Cho, K. O. The Pilocarpine Model of Temporal Lobe Epilepsy and EEG Monitoring Using Radiotelemetry System in Mice. J. Vis. Exp. ...

Biología

Rodent Models

Adult

Technique to Induce Post-Traumatic Seizures in a Mouse Model via a Weight Drop Traumatic Injury

Source: Shandra, O. et al., <a href="https://app.jove.com/v/60360">Inducing Post-Traumatic Epilepsy in a Mouse Model of Repetitive Diffuse Traumatic Brain Injury.</a> J. Vis. Exp. (2020)