Ce travail a été partiellement soutenu par un nombre de subventions JSPS KAKENHI 24700349, 24659093, 25293239, JP18H02536 et 17 K 07086, numéros de bourse MEXT KAKENHI 25110737 et 23110525, AMED Grant nombre JP18ek0109311 et le SENSHIN Medical Research Foundation et le Japon Epilepsy Research Foundation.

Toutes les procédures expérimentales ont été approuvées par le Comité de l’utilisation de la Tokyo Metropolitan Institute of Medical Science et animalier. Postnatal 8 - 16 semaines souris sont recommandés. Toute souche consanguine est acceptable pour l’expérience. Les souris C57BL/6 sont plus résistants aux PTZ, tandis que BALB/c et suisses des souris albinos sont plus sensibles au PTZ. C57BL/6 ont été utilisées dans cette étude. Vulnérabilité aux PTZ dépend aussi de l’âge de la souris. Par rapport aux plus jeunes souris, souris âgées sont plus réfractaires aux PTZ35. Le nombre d’animaux utilisés pour cette méthode peut varier, mais au moins 6 à 10 animaux sont requis pour chaque condition.
1. préparation du PTZ
<ol><li>Dissoudre 2 mg/mL PTZ stérile 0,9 % (p/v) NaCl. Préparer PTZ sur le jour d’utilisation.</li>
</ol>2. injection de PTZ
<ol><li>Effectuer toutes les expériences entre 09:00 et 12:00 (midi).</li>
	<li>Mesurer le poids corporel de l’animal.</li>
	<li>Placer l’animal dans une chambre d’observation pour l’accoutumance.</li>
	<li>Au cours de la période d’accoutumance (3 min), calculer le volume de solution PTZ pour l’injection basée sur le poids corporel de l’animal et la dose d’injection préalablement déterminée. NOTE : par exemple, lorsque 35 mg/kg PTZ est utilisé, 0,875 mg de PTZ est requise pour une souris pesant 25 g (35 mg / kg x 0,025 kg = 0,875 mg). Par conséquent, 437,5 μL de solution PTZ 2 mg/mL doit être injecté (0,875 mg/2 mg / mL = 0,4375 mL). La dose d’injection du PTZ dépend du génotype de la souris et la souche. Pour les souris C57BL/6 de type sauvage, une dose de 30-35 mg PTZ/kg de poids corporel est recommandée pour le premier essai. Sensibilité au PTZ dépend de la souche utilisée de la souris36,37. La dose d’injection varie en fonction de l’objectif de l’expérience.</li>
	<li>Injecter par voie intrapéritonéale PTZ avec une seringue de 1 mL attachée à une aiguille de calibre 27 dans le quadrant gauche ou à droit de l’abdomen de l’animal. Éviter l’injection à la ligne médiane.<ol>
<li>Éviter des injections répétées au même endroit.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Observer les comportements animaux pendant 30 min après l’administration de PTZ (Figure 1 a) et classer et marquer le comportement anormal comme indiqué ci-dessous. Si possible, garder les animaux en observation pour 24 heures, ou au moins des 6-10 h après l’injection, surtout une fois que le score de gravité de saisie atteint 3 ou supérieure.<ol>
<li>Notez tout douces saisies ou des changements de comportement chez les animaux au-delà de la période d’observation de 30 min. Cela prolonge observation période peut-être adresser un effet particulièrement important et complète d’une dose sous-convulsive de PTZ dans la génération des chroniques saisies sans provocation contre l’epilepsie.</li>
		<li>En outre, mesure la durée de la saisie de chaque saisie observée comme changements dans durée de saisie se rapportent à la gravité de la crise. En outre, la latence de la première saisie après l’injection de PTZ est une autre importante mesure de percevoir. Surveillance de la fréquence des crises, la durée et le temps de latence est essentiel pour toute saisies après des études moléculaires.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Injecter le PTZ tous les deux jours (Figure 1 a). Le nombre d’injections dépend de l’objectif de l’expérience. Voici des exemples représentatifs.<ol>
<li>Pour générer des animaux complètement allumé, une fois qu’un animal subit une saisie avec un score de 5 (crise tonico-clonique), finir l’injection au sein des administrations de trois supplémentaires. Dans ce cas, augmenter la dose d’injection si le score de saisie n’augmente pas pour trois administrations consécutives. Chaque animal peut recevoir un numéro différent et la dose d’injections de PTZ.</li>
		<li>Fixer le nombre et la dose d’injection PTZ dans toutes les conditions pour évaluer la vulnérabilité de PTZ, y compris dans les évaluations des antiépileptiques et études du phénotype des souris génétiquement modifiées. Donner à tous les animaux le même nombre d’injections de PTZ ; un total de 8 à 12 injections est recommandé. Si un animal meurt, le score de saisie devrait être désigné en tant que 6.</li>
		<li>Déterminer la dose d’injection nécessaire pour maintenir une saisie haute score (4 ou 5) pour 10 ou plusieurs injections pour étudier les changements histopathologiques qui se produisent des crises d’épilepsie. Dans ce cas, le nombre total d’injection doit varier de 25 à 30. Diminuer la dose d’injection si le score de saisie atteint 5. Si le score de saisie diminue égale ou inférieure à 3, augmenter la dose d’injection.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. saisie Score
<ol><li>Observez les comportements animaux et les scores.<ol>
<li>Classer et marquer les comportements épileptiques comme suit38,39 (Figure 1 b) : 0 : comportement normal, aucune anomalie. 1 : immobilisation, couché sur le ventre. 2 : tête myoclonie hochant la tête, du visage, membre antérieur ou postérieur. 3 : continue confiné myoclonie, myoclonique secousses, queue qui s’est tenue vers le haut avec raideur. 4 : saisie d’élevage, tonique, tombant sur le côté. 5 : crise tonico-clonique, tombant sur son dos, sauvage se précipiter et le saut. 6 : la mort.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Changer les critères comportements basés sur la Racine Note40, selon les conditions expérimentales.</li>
</ol>4. la saisie après analyse
<ol><li>Analyse Immunohistopathological<ol>
<li>Fixation de perfusion<ol>
<li>Préparation<ol>
<li>Dissoudre 4 % (p/v) de paraformaldéhyde (PFA) dans un tampon phosphate 0,1 M (pH 7,4). Chauffer la solution à environ 70 ° C avec l’ajout d’une goutte de 1 NaOH M (environ 1 µL de 1 NaOH M pour 50 mL de solution de PFA).</li>
				<li>Préparer 4 glacee % PFA et une solution saline tamponnée au phosphate (PBS).</li>
				<li>Mettre en place une pompe péristaltique, avec un tube et l’aiguille. Faire passer environ 20 mL d’eau par le tube pour effacer les résidus. Ensuite, placez l’extrémité ouverte du tube dans PBS glacée.</li>
			</ol>
</li>
			<li>Perfusion de Transcardial et préparation du cerveau fixe<ol>
<li>Profondément anesthésier la souris avec de l’éthanol de isoflurane/50% de 50 % dans un petit pot.</li>
				<li>Maintenir la souris en position couchée en épinglant les pointes de leurs membres antérieurs et postérieurs.</li>
				<li>Couper la ligne de médiane ventrale de l’abdomen et exposer le diaphragme.</li>
				<li>Découper la membrane le long du rebord costal. Ensuite, couper les deux côtés latérale des côtes et corps. Pincez le processus xiphoïde par la pince de verrouillage et evert la cage thoracique. Maintenir la position du processus xiphoïde par l’épinglage avec une aiguille ou il pincer avec une pince. Exposer le cœur.</li>
				<li>Introduire l’aiguille dans le ventricule gauche et faites une coupe dans l’oreillette droite à l’aide de ciseaux. Sachez ne pas à pousser l’aiguille trop loin dans le cœur, car il peut percer un mur intérieur.</li>
				<li>Commencer un flux constant de PBS glacée par l’aiguille de laver le sang (environ 15 à 20 mL/min).</li>
				<li>Quand le sang a été éliminé de l’organisme, passer le tube à une solution de paraformaldéhyde de 4 % (environ 60 mL) sans ajout de bulles. Puis, arrêter la perfusion.</li>
				<li>Couper le cou arrière et la colonne vertébrale et Décollez la peau de la tête et la partie dorsale du crâne avec ciseaux de dissection.</li>
				<li>Couper l’OS prémaxillaire entre les orbites oculaires et supprimer complètement la partie dorsale du crâne.</li>
				<li>Créer un espace entre le cerveau et les os jugal du côté postérieur et couper les nerfs trijumeau et le chiasma sous le cerveau. Soigneusement retirer le cerveau et le placer dans un flacon contenant 4 % PFA. Fixer le cerveau à 4 ° C pendant 12 à 16 h.</li>
			</ol>
</li>
		</ol>
</li>
		<li>Préparation de tranches de cerveau<ol>
<li>Transférer le cerveau fixe à 20 % de sucrose/PBS jusqu'à ce que le cerveau s’enfonce dans la solution permettant de cryoprotection.</li>
			<li>Couper le cerveau fixe basé sur l’orientation de la tranche requis et la partie requise du cerveau.</li>
			<li>Définir la cryomicrotome. Placer la lame en position et maintenir la scène microtome à une température inférieure à-20 ° C.</li>
			<li>Placez le cerveau prédécoupé sur la scène et enduire le cerveau avec 20 % de sucrose/PBS. La solution de saccharose/PBS gèlera progressivement, couvrant le cerveau sur la scène, jusqu'à ce que le cerveau est entièrement noyé dans la gelée 20 % saccharose/PBS.</li>
			<li>Tranchez le cerveau (30 µm d’épaisseur) en faisant glisser la lame à travers le tissu. Transférer les tranches dans PBS et les conserver à 4 ° C.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Immunohistochemistry fluorescent<ol>
<li>Laver les tranches nécessaires à 0,1 % Triton X-100/PBS (PBST) pendant 10 min, 3 fois à température ambiante (RT).</li>
			<li>Bloquer les tranches en les incubant en PBST avec 2 % chèvre 5 % ou sérum albumine sérique bovine (BSA) pendant 1-2 h à température ambiante.</li>
			<li>Incuber les tranches dans une solution d’anticorps avec la concentration appropriée d’anticorps primaire dans le PBST avec 2 % chèvre BSA de sérum ou de 5 % pour 1 à 7 nuitées à 4 ° C.</li>
			<li>Laver les tranches dans du PBST pendant 10 min, 3 fois à température ambiante.</li>
			<li>Incuber les tranches dans une solution d’anticorps secondaire avec la concentration appropriée d’anticorps secondaire dans le PBST pendant 1-2 h à RT, protégés par la lumière.</li>
			<li>Monter les tranches sur lames de verre et recouvrir avec le milieu de montage et de la lamelle couvre-objet.</li>
			<li>Observer les tranches avec la microscopie de fluorescence.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Test de trois chambres<ol>
<li>Préparation<ol>
<li>Préparer au moins 2 2 - souris 129/Sv 6 mois du même sexe que les souris sujet à être la « souris par un étranger ». S’habituer à toutes les souris dans la cage avant l’analyse. Pour chaque session de formation, placez votre souris dans la cage et laisser la souris pendant 15 min.</li>
			<li>Avant chaque phase d’accoutumance avec la souris de sujet, nettoyer l’ensemble de l’appareil et les deux cages en frottant la surface avec de l’éthanol à 70 %.</li>
			<li>Placer les cages vides dans les chambres des deux côté de l’appareil de 3 chambres et ouvrir les portes entre les chambres.</li>
			<li>Pour s’habituer à la souris de l’objet, de placer une souris du sujet dans l’hémicycle du centre et de permettre la souris se déplacer librement dans l’ensemble de l’appareil jusqu'à ce que la souris a enquêté sur les deux cages, ainsi qu’un animal sujet supplémentaire de 5 min. qui peut avoir peur de la cage ne sont pas enquêter sur la cage pendant 20 min et ne doit pas être utilisé pour cette analyse. Ces animaux, éviter la cage et viennent rarement à proximité de la cage.</li>
			<li>Après que l’animal se déplace dans la chambre de centre, fermez les portes et laisser la souris se déplacer librement dans la salle du centre pendant 5 min. Pendant cette période, une des souris 129/Sv mis dans une cage à s’habituer à la cage.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Analyse de la socialité<ol>
<li>Procéder à cette analyse immédiatement après la période d’accoutumance de la souris de l’objet.</li>
			<li>Placer la cage contenant une souris 129/Sv, appelé la « cage de Stranger 1 », dans l’une des chambres à côté et la cage vide, appelée la cage « objet », dans l’autre chambre de côté.</li>
			<li>Ouvrez la porte et surveiller le comportement de la souris de l’objet.</li>
			<li>Laissez la souris sujet à se déplacer librement pendant 10 min et on enregistre les paramètres comportements suivants. Si la souris sujet a peur de la souris dans la cage 1 étranger, comme en témoigne la souris en évitant la cage 1 étranger et restant dans le coin de l’une des chambres, l’animal ne doit pas servir à l’analyse. un) temps passé dans chaque chambre, la chambre 1 de l’étranger, la chambre objet et Centre Chambre. b) temps passé à étudier chaque cage, la cage 1 étranger et la cage de l’objet. (La souris est classée étudie la cage si la souris est renifler ou toughing la souris ou la cage) c) le nombre d’entrées dans chaque chambre (optionnel) d) total distance parcourue (en option)</li>
			<li>Après que la souris se déplace dans la chambre de centre, fermer les portes.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Analyse sociale nouveauté<ol>
<li>Procéder à cette analyse immédiatement après l’analyse de la socialité.</li>
			<li>Essuyez les deux cages avec l’éthanol à 70 %.</li>
			<li>Placer une autre souris 129/Sv dans une des cages, appelés la « Cage de Stranger 2 » et place l’étranger 2 cage dans une des chambres. Placer la souris 1 inconnu dans l’autre cage, appelée la « cage de Stranger 1 » et la cage 1 inconnu dans l’autre chambre.</li>
			<li>Ouvrez la porte et surveiller le comportement de la souris de l’objet.</li>
			<li>Laissez la souris de l’objet à déplacer librement pendant 10 min et mesurer les mêmes paramètres comportements décrits pour l’analyse de la socialité. Remarque : La souris étranger 1 et 2 de l’étranger doivent être choisie au hasard. L’étranger 1 chambre et chambre objet ainsi que l’étranger 1 chambre et étranger 2 chambre devraient être déterminées au hasard.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Discrimination de peur contextuelle<ol>
<li>Climatisation<ol>
<li>Avant chaque essai de conditionnement, nettoyez l’appareil expérimental en frottant la surface avec de l’éthanol à 70 %.</li>
			<li>Placez une souris dans un appareil de climatisation avec des conditions particulières (forme de l’appareil, couleur des murs, matériau du sol, odeurs, éclairage et volume de bruit de fond devraient être prédéterminés). Par exemple, l’appareil de conditionnement utilisé ici est un appareil carré avec plexiglass clair murs, un plancher de grille métallique, une odeur d’éthanol, luminosité 100 lux et 65 dB bruit blanc.</li>
			<li>Conditionner la souris de choc avec un timing Pseudo-aléatoire des chocs électriques 0,1-mA pour 2 s x 3 fois au cours de 5 min.</li>
			<li>Retourner la souris à la cage après conditionnement.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Évaluation de la mémoire<ol>
<li>Avant chaque évaluation, nettoyer l’appareil expérimental en frottant la surface avec de l’éthanol à 70 %.</li>
			<li>Le lendemain suivant conditionnement, placez la souris dans le même appareil en état de choc et mesurer le temps de congélation au cours de 5 min.</li>
			<li>Plus tard, le même jour, placez la souris dans un appareil nouveau et mesurer le temps de congélation pendant une évaluation de 5 min. Un engin triangulaire avec plexiglas blanc murs, plancher plat, aucune odeur, luminosité 30 lux et bruit blanc 70-dB a été utilisé ici.</li>
			<li>Comparer le temps de congélation entre la même condition et l’état nouveau. Les souris avec une capacité de mémoire normale vont geler plus dans le même État que dans la nouvelle condition. La congélation est défini l’immobilité de l’animal pendant plus de 2 s.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêt.

Nous présentons ici un protocole largement accessible pour la mise en place d’un modèle animal pharmacologique de l’épilepsie. Bois d’allumage chimique induite par le PTZ a une longue histoire et est un modèle couramment accepté pour l’étude de la pathologie histopathologie et cellulaires de l’épilepsie,41. Le modèle chimique embrasement de l’épilepsie a été examiné précédemment par Suzdak et Jansen, 1995,42. Induction pharmacologique de saisie, en...

L’épilepsie est une affection neurologique chronique qui se caractérise par des crises récurrentes et touche environ 1 % des personnes. Les mécanismes sous-jacents de génération épileptogenèse et saisies chez les patients épileptiques ne peuvent pas être totalement clarifiés dans les études cliniques. Par conséquent, un modèle animal approprié est requis pour l’étude de l’épilepsie1.
Une variété de modèles animaux d’épilepsie ont été utilisés pour étudier la physiologie de l’épilepsie et d’identifier les médicaments anti-épileptiques2,3. Parmi ces modèles, l’induction pharmacologique de saisie est une méthode couramment utilisée pour générer un modèle animal pour l’étude de la pathologie de l’épilepsie4. Cette méthode est simple et peu coûteux. Induite par l’électrode allumage est également une méthode couramment utilisée, mais les frais de cette procédure sont plus élevés, et la méthode exige des compétences chirurgicales et électriques pour induire des crises répétitives5.
Induction pharmacologique est également avantageuse parce que le calendrier et le nombre de saisies sont facilement contrôlés. Des modèles de souris génétiques qui présentent des crises spontanées sont également utilisés dans l’étude de l’épilepsie. Toutefois, le fait de prédire quand et à quelle fréquence les crises surviennent dans ces modèles génétiques peut être impossible6. Un système de surveillance est nécessaire pour observer le comportement épileptique de souris génétiquement modifiées6.
Acide kaïnique, pilocarpine et pentylènetétrazole (PTZ) sont largement utilisés comme induisant la saisie de drogues7. Acide kaïnique est un agoniste des récepteurs du glutamate, et pilocarpine active les récepteurs cholinergiques. PTZ est un acide gamma aminobutyrique (GABA)-un antagoniste de récepteur8. PTZ supprime la fonction des synapses inhibitrices, conduisant à une augmentation de l’activité neuronale. Le présent règlement provoque des crises généralisées dans animaux9. Une seule injection de l’acide kaïnique et pilocarpine peut provoquer des crises aiguës, surtout état de mal épileptique (SE)10,11 et kaïnique acide ou pilocarpine-médiation SE favorise le chronique convulsions récurrentes et spontané12 , 13. enregistrements électroencéphalographiques (EEG) et l’analyse du comportement ont indiqué que les convulsions récurrentes spontanées sont observées un mois après une seule injection12,13. Une seule injection d’une dose convulsive de PTZ induit également la crise aiguë. Toutefois, des saisies spontanées chroniques après une seule injection de PTZ sont difficiles à promouvoir. L’administration chronique de PTZ est nécessaire pour induire des crises répétitives14. Dans les deux méthodes, la génération de crises répétitives est capable d’induire une pathologie plus semblable à celui de l’épilepsie humaine que la génération des crises aiguës. Dans le cas de PTZ, chaque injection évoque une crise d’épilepsie, et gravité de la saisie devient plus sévère selon des étapes avec chaque injection. Enfin, une seule injection de faibles doses PTZ provoque une grave crise tonico-clonique. Dans cette phase, chaque injection évoque des crises graves. En outre, la latence de la saisie et la durée aussi changent au cours des injections. La latence à la saisie tonique devient souvent plus courte dans la dernière phase d’allumage15. En outre, aggravation de la crise s’accompagne d’une saisie prolongée durée16. Étudie les mécanismes moléculaires régissant la sévérité de la saisie, latence et la durée est utile pour le dépistage des antiépileptiques17,18,19.
Saisies sont souvent induits par une seule administration systémique de PTZ, et la récupération est très rapide, moins de 30 min4,5. Ainsi, le nombre de saisies est plus contrôlable dans le modèle de PTZ-bois d’allumage. Surveillance EEG a cependant indiqué que les pointes généralisées peuvent être vu jusqu'à 12 h après saisie PTZ-mediated20. Donc, les animaux devrait préférence rester sous observation pendant 24 h après la crise myoclonique ou toniques21 pour une analyse plus précise des mécanismes de bois d’allumage.
L’administration de médicaments contre l’épilepsie comme éthosuximide, valproate, phénobarbital, vigabatrine et RÉTIGABINE3, avant ou après l’injection de PTZ atténue l’aggravation de la crise gravité3,22, 23. De même, chez des souris knockout que manque gènes impliqués dans l’exacerbation de saisie, tels que matrix metalloproteinase-924, FGF-2225 et neuritin26, ont démontré à exposer gravité réduite saisie après injections multiples de PTZ. En outre, observer des modifications histopathologiques après des crises d’épilepsie est possible avec cette méthode. Chez les patients atteints d’épilepsie du lobe temporal, il y a des modifications histologiques typiques dans le cerveau, comme les fibres moussues germination anormale granule neuron migration29,27,28, neuronale, astrogliosis30 mort à l’hippocampe31,32et33de la sclérose hippocampique. Des changements similaires sont observées chez les animaux de modèle épileptique. Parmi les méthodes disponibles, bois d’allumage chimique induite par le PTZ est une méthode bien, reproductible et peu coûteuse à produire un modèle animal de l’épilepsie. Dans un modèle SE induite par la pilocarpine, contrôle de saisie est difficile et beaucoup de souris meurent ou ne parviennent pas à développer SE34. En revanche, la mortalité et la gravité de la crise sont plus contrôlables dans le modèle PTZ. En outre, PTZ est moins cher que l’acide kaïnique et compétences en chirurgie de cerveau de souris ne sont pas requis pour l’administration de médicaments.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Pentylenetetrazole</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P6500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium chloride</td>
			<td>MANAC</td>
			<td>7647-14-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse</td>
			<td>CLEA Japan</td>
			<td></td>
			<td>C57Bl/6NJcl, postnatal 8 week, male</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe (1mL)</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>SS-01T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle(27G x 3/4&#34;) (0.40 x 19 mm)</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>NN-2719S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weighing scale</td>
			<td>Mettler</td>
			<td>PE2000</td>
			<td>This item is a discontinued product. Almost equivalent to FX-2000i with FXi-12-JA from A&#38;D company.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P6148</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium hydroxide</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>31511-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristatic pump</td>
			<td>ATTO</td>
			<td>SJ1211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>30404-45</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtome</td>
			<td>Yamato</td>
			<td>REM-700</td>
			<td>This item is a discontinued product. Almost equivalent to REM-710</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtome blade</td>
			<td>Feather</td>
			<td>S35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>X-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-synaptoporin antibody</td>
			<td>Synaptic systems</td>
			<td>102 002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-ZnT3 antibody</td>
			<td>Synaptic systems</td>
			<td>197 002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-doublecortin</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>sc-8066</td>
			<td>This item is a discontinued product. We did not test equivalent product (sc-271390).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Contextual fear discrimination test apparatus</td>
			<td>O&#39;hara</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Three chamber test apparatus</td>
			<td>Muromachi</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

pentylenetetrazole-induced kindling mouse model

Pentylènetétrazole (PTZ) est un antagoniste des récepteurs GABA-A. Une injection intrapéritonéale de PTZ dans un animal induit une crise aiguë, sévère à une dose élevée, alors que les injections séquentielles d’une dose de sous-convulsive ont été utilisées pour le développement de produit chimique kindling, un modèle de l’épilepsie. Une seule injection de faibles doses de PTZ induit une crise d’épilepsie bénigne sans convulsion. Toutefois, des injections de faibles doses répétitives de PTZ diminuent le seuil pour évoquer une crise convulsive. Enfin, administration de faible dose continue de PTZ provoque une grave crise tonico-clonique. Cette méthode est simple et largement applicable pour étudier la physiopathologie de l’épilepsie, qui est définie comme une maladie chronique nécessitant des crises répétitives. Ce produit chimique kindling protocole provoque des crises répétitives chez les animaux. Avec cette méthode, on estimait la vulnérabilité aux crises induite par le PTZ ou le degré d’aggravation des crises d’épilepsie. Ces avantages ont conduit à l’utilisation de ce procédé de criblage de médicaments contre l’épilepsie et les gènes liés à l’épilepsie. En outre, cette méthode a servi à enquêter sur les dommages neuronaux après des crises d’épilepsie car les modifications histologiques observées dans le cerveau des patients épileptiques apparaissent également dans le cerveau des animaux chimique-allumé. Ainsi, le présent protocole est utile pour produire facilement des modèles animaux d’épilepsie.

Injection répétitive du PTZ induit une augmentation dans la sévérité de la saisie. Six souris C57BL/6 ont été traités avec le PTZ, et un autre 6 souris ont été traitées avec une solution saline comme un groupe de contrôle. La dose PTZ était de 35 mg/kg et 10 injections ont été réalisées. Le score de saisie a augmenté graduellement avec des injections de PTZ, tandis que pas saisies ou comportements anormaux ont été évoqués par des injections salines (<strong class="xf...

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Pentylenetetrazole-Induced Kindling Mouse Model

Ce protocole décrit une méthode de bois d’allumage chimique avec pentylènetétrazole et fournit un modèle de souris de l’épilepsie. Ce protocole permet également d’enquêter sur la vulnérabilité à l’induction de la saisie et la pathogenèse après les crises d’épilepsie chez les souris.

Modèle de souris de bois d’allumage induite par le pentylènetétrazole

Pentylenetetrazole (PTZ) is a GABA-A receptor antagonist. An intraperitoneal injection of PTZ into an animal induces an acute, severe seizure at a high ...

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Pharmacotherapy of the Epilepsies

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32.3K vues.  Tokyo Metropolitan Institute of Medical Science. Ce protocole décrit une méthode de bois d’allumage chimique avec pentylènetétrazole et fournit un modèle de souris de l’épilepsie. Ce protocole permet également d’enquêter sur la vulnérabilité à l’induction de la saisie et la pathogenèse après les crises d’épilepsie chez les souris.

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Multiple-mouse Neuroanatomical Magnetic Resonance Imaging

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and evaluating mouse models of human disease. MRI is an excellent modality for investigating genetically altered animals. It is capable of whole brain coverage, can be used in vivo, and provides multiple contrast mechanisms for investigating different aspects of neuranatomy and physiology. The advent of high-field scanners along with the ability to scan multiple mice simultaneously allows for rapid phenotyping of novel mutations.
Effective mouse MRI studies require attention to many aspects of experiment design. In this article, we will describe general methods to acquire quality images for mouse phenotyping using a system that images mice concurrently in shielded transmit/receive radio frequency (RF) coils in a common magnet (Bock et al., 2003). We focus particularly on anatomical phenotyping, an important and accessible application that has shown a high potential for impact in many mouse models at our imaging centre. Before we can provide the detailed steps to acquire such images, there are important practical considerations for both in vivo brain imaging (Dazai et al., 2004) and ex vivo brain imaging (Spring et al., 2007) that should be noted. These are discussed below.

Magnetic resonance imaging (MRI) has become an increasingly popular tool for examining the phenotype of genetically altered mice. This article illustrates the methods necessary to achieve high-throughput phenotyping of genetically altered mice using multiple-mouse MRI.

Multiple-Mouse Imaging neuroanatomiques par résonance magnétique

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and ...

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Neurosciences

Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer's Disease Mouse Model

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks of Alzheimer's disease. The central component of neuritic plaques is a small filamentous protein called amyloid &beta; protein (A&beta;)1, which is derived from sequential proteolytic cleavage of the beta-amyloid precursor protein (APP) by &beta;-secretase and &gamma;-secretase. The amyloid hypothesis entails that A&gamma;-containing plaques as the underlying toxic mechanism in AD pathology2. The postmortem analysis of the presence of neuritic plaque confirms the diagnosis of AD. To further our understanding of A&gamma; neurobiology in AD pathogenesis, various mouse strains expressing AD-related mutations in the human APP genes were generated. Depending on the severity of the disease, these mice will develop neuritic plaques at different ages. These mice serve as invaluable tools for studying the pathogenesis and drug development that could affect the APP processing pathway and neuritic plaque formation. In this protocol, we employ an immunohistochemical method for specific detection of neuritic plaques in AD model mice. We will specifically discuss the preparation from extracting the half brain, paraformaldehyde fixation, cryosectioning, and two methods to detect neurotic plaques in AD transgenic mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thiofalvin S staining method.

Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer&#039;s Disease Mouse Model

One of the pathological characteristics of AD is the formation of Amyloid &#x03B2; protein positive neuritic plaques. In this protocol we describe two methods to detect neuritic plaques in transgenic AD model mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thioflavin S staining method.

La détection de plaques séniles dans le modèle d&#39;Alzheimer La maladie de la souris

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks ...

Methods for Intravenous Self Administration in a Mouse Model

Animal models have been developed to study the reinforcing effects of drugs, including the intravenous self-administration (IVSA) paradigm. The advantages of using an IVSA paradigm to study the reinforcing properties of drugs of abuse such as cocaine include the fact that the drug is self-administered instead of experimenter-administered, the schedule of reinforcement can be altered, and accurate measurement of the quantities of drug consumed as well as the timing and pattern of IV injections can be obtained. Furthermore, the intravenous route of administration avoids potential confounds related to first pass metabolism or taste, and produces rapid increases in blood and brain drug levels. As outlined in this video, intravenous self-administration can be obtained without prior food restriction or prior drug training following careful catheter placement during surgery and meticulous daily catheter flushing and maintenance. Experimental procedures outlined in this paper include a description of animal housing and acclimation methods, operant training using sweetened milk solutions, and catheter implantation surgery.

The intravenous self-administration (IVSA) paradigm is considered to be the gold standard in examining the reinforcing properties of drugs of abuse in rodents. This manuscript outlines the experimental procedures and surgical techniques necessary to obtain reliable IVSA data. In particular, meticulous catheter implantation and maintenance are highlighted.

Les méthodes de l&#39;administration par voie intraveineuse auto dans un modèle de souris

Animal models have been developed to study the reinforcing effects of drugs, including the intravenous self-administration (IVSA) paradigm. The advantages ...

Trypsin Digest Protocol to Analyze the Retinal Vasculature of a Mouse Model

Trypsin digest is the gold standard method to analyze the retinal vasculature 1-5. It allows visualization of the entire network of complex three-dimensional retinal blood vessels and capillaries by creating a two-dimensional flat-mount of the interconnected vascular channels after digestion of the non-vascular components of the retina. This allows one to study various pathologic vascular changes, such as microaneurysms, capillary degeneration, and abnormal endothelial to pericyte ratios. However, the method is technically challenging, especially in mice, which have become the most widely available animal model to study the retina because of the ease of genetic manipulations 6,7. In the mouse eye, it is particularly difficult to completely remove the non-vascular components while maintaining the overall architecture of the retinal blood vessels. To date, there is a dearth of literature that describes the trypsin digest technique in detail in the mouse. This manuscript provides a detailed step-by-step methodology of the trypsin digest in mouse retina, while also providing tips on troubleshooting difficult steps.

Trypsin digest is one of the most commonly used methods to analyze retinal vasculature. This manuscript describes the method in detail, including key alterations to optimize the technique and remove the non-vascular tissue while preserving the overall architecture of the vessels.

Trypsine protocole Digest pour analyser la vascularisation rétinienne d&#39;un modèle de souris

Trypsin digest is the gold standard method to analyze the retinal vasculature 1-5. It allows visualization of the entire network of complex ...

The Corneal Micropocket Assay: A Model of Angiogenesis in the Mouse Eye

The mouse corneal micropocket assay is a robust and quantitative in vivo assay for evaluating angiogenesis. By using standardized slow-release pellets containing specific growth factors that trigger blood vessel growth throughout the naturally avascular cornea, angiogenesis can be measured and quantified. In this assay the angiogenic response is generated over the course of several days, depending on the type and dose of growth factor used. The induction of neovascularization is commonly triggered by either basic fibroblast growth factor (bFGF) or vascular endothelial growth factor (VEGF). By combining these growth factors with sucralfate and hydron (poly-HEMA (poly(2-hydroxyethyl methacrylate))) and casting the mixture into pellets, they can be surgically implanted in the mouse eye. These uniform pellets slowly-release the growth factors over five or six days (bFGF or VEGF respectively) enabling sufficient angiogenic response required for vessel area quantification using a slit lamp. This assay can be used for different applications, including the evaluation of angiogenic modulator drugs or treatments as well as comparison between different genetic backgrounds affecting angiogenesis. A skilled investigator after practicing this assay can implant a pellet in less than 5 min per eye.

The protocol describes the corneal micropocket assay as developed in mice.

La cornée micropoche test: Un modèle de l&#39;angiogenèse dans l&#39;oeil de la souris

The mouse corneal micropocket assay is a robust and quantitative in vivo assay for evaluating angiogenesis. By using standardized slow-release pellets ...

Measuring Progressive Neurological Disability in a Mouse Model of Multiple Sclerosis

After intracerebral infection with the Theiler's Murine Encephalomyelitis Virus (TMEV), susceptible SJL mice develop a chronic-progressive demyelinating disease, with clinical features similar to the progressive forms of multiple sclerosis (MS). The mice show progressive disability with loss of motor and sensory functions, which can be assessed with multiple apparatuses and protocols. Among them, the Rotarod performance test is a very common behavioral test, its advantage being that it provides objective measurements, but it is often used assuming that it is straightforward and simple. In contrast to visual scoring systems used in some models of MS, which are highly subjective, the Rotarod test generates an objective, measurable, continuous variable (i.e., length of time), allowing almost perfect inter-rater concordances. However, inter-laboratory reliability is only achieved if the various testing parameters are replicated. In this manuscript, recommendations of specific testing parameters, such as size, speed, and acceleration of the rod; amount of training given to the animals; and data processing, are presented for the Rotarod test.

An optimized testing protocol is presented in this paper for the Rotarod performance test, used for measuring progressive neurological disability in TMEV-infected mice.

Mesure progressive neurologique invalidité dans un modèle murin de la sclérose en plaques

After intracerebral infection with the Theiler's Murine Encephalomyelitis Virus (TMEV), susceptible SJL mice develop a chronic-progressive demyelinating ...

Neurobehavioral Assessments in a Mouse Model of Neonatal Hypoxic-ischemic Brain Injury

We performed unilateral carotid artery occlusion on CD-1 mice to create a neonatal hypoxic-ischemic (HI) model and investigated the effects of neonatal HI brain injury by studying neurobehavioral functions in these mice compared to non-operated (i.e., normal) mice. During the study, Rice-Vannucci&#39;s method was used to induce neonatal HI brain damage in postnatal day 7-10 (P7-10) mice. The HI operation was performed on the pups by unilateral carotid artery ligation and exposure to hypoxia (8% O2 and 92% N2 for 90 min). One week after the operation, the damaged brains were evaluated with the naked eye through the semi-transparent skull and were categorized into subgroups based on the absence (&#34;no cortical injury&#34; group) or presence (&#34;cortical injury&#34; group) of cortical injury, such as a lesion in the right hemisphere. On week 6, the following neurobehavioral tests were performed to evaluate the cognitive and motor functions: passive avoidance task (PAT), ladder walking test, and grip strength test. These behavioral tests are helpful in determining the effects of neonatal HI brain injury and are used in other mouse models of neurodegenerative diseases. In this study, neonatal HI brain injury mice showed motor deficits that corresponded to right hemisphere damage. The behavioral test results are relevant to the deficits observed in human neonatal HI patients, such as cerebral palsy or neonatal stroke patients. In this study, a mouse model of neonatal HI brain injury was established and showed different degrees of motor deficits and cognitive impairment compared to non-operated mice. This work provides basic information on the HI mouse model. MRI images demonstrate the different phenotypes, separated according to the severity of brain damage by motor and cognitive tests.

We performed unilateral carotid artery occlusion on postnatal day 7-10 CD-1 mouse pups to create a neonatal hypoxic-ischemic (HI) model and investigated the effects of HI brain injury. We studied neurobehavioral functions in these mice compared to non-operated normal mice.

Évaluations neurocomportementales dans un modèle murin de lésion cérébrale hypoxique-ischémique néonatale

We performed unilateral carotid artery occlusion on CD-1 mice to create a neonatal hypoxic-ischemic (HI) model and investigated the effects of neonatal HI ...

In Vivo Multimodal Imaging and Analysis of Mouse Laser-Induced Choroidal Neovascularization Model

Laser-induced choroidal neovascularization (CNV) is a well-established model to mimic the wet form of age-related macular degeneration (AMD). In this protocol, we aim to guide the reader not simply through the technical considerations of generating laser-induced lesions to trigger neovascular processes, but rather focus on the powerful information that can be obtained from multimodal longitudinal in vivo imaging throughout the follow-up period.
The laser-induced mouse CNV model was generated by a diode laser administration. Multimodal in vivo imaging techniques were used to monitor CNV induction, progression and regression. First, spectral domain optical coherence tomography (SD-OCT) was performed immediately after the lasering to verify a break of Bruch&#39;s membrane. Subsequent in vivo imaging using fluorescein angiography (FA) confirmed successful damage of Bruch&#39;s membrane from serial images acquired at the choroidal level. Longitudinal follow-up of CNV proliferation and regression on days 5, 10, and 14 after the lasering was performed using both SD-OCT and FA. Simple and reliable grading of leaky CNV leasions from FA images is&#160;presented. Automated segmentation for measurement of total retinal thickness, combined with manual caliber application for measurement of retinal thickness at CNV sites, allow unbiased evaluation of the presence of edema. Finally, histological verification of CNV is performed using isolectin GS-IB4 staining on choroidal flatmounts. The staining is thresholded, and the isolectin-positive area is calculated with ImageJ.
This protocol is especially useful in therapeutics studies requiring high-throughput-like screening of CNV pathology as it allows fast, multimodal, and reliable classification of CNV pathology and retinal edema. In addition, high resolution SD-OCT enables the recording of other pathological hallmarks, such as the accumulation of subretinal or intraretinal fluid. However, this method does not provide a possibility to automate CNV volume analysis from SD-OCT images, which has to be performed manually.

In Vivo Multimodal Imaging and Analysis of Mouse Laser-Induced Choroidal Neovascularization Model

Here, we present the usefulness of longitudinal in vivo imaging in the follow-up of morphological changes of laser-induced choroidal neovascularization in mice.

In Vivo Imagerie multimodale et analyse du modèle de néovascularisation choroïdienne souris induite par Laser

Laser-induced choroidal neovascularization (CNV) is a well-established model to mimic the wet form of age-related macular degeneration (AMD). In this ...

The Mouse Hindbrain As a Model for Studying Embryonic Neurogenesis

The mouse embryo forebrain is the most commonly employed system for studying mammalian neurogenesis during development. However, the highly folded forebrain neuroepithelium is not amenable to wholemount analysis to examine organ-wide neurogenesis patterns. Moreover, defining the mechanisms of forebrain neurogenesis is not necessarily predictive of neurogenesis in other parts of the brain; for example, due to the presence of forebrain-specific progenitor subtypes. The mouse hindbrain provides an alternative model for studying embryonic neurogenesis that is amenable to wholemount analysis, as well as tissue sections to observe the spatiotemporal distribution and behavior of neural progenitors. Moreover, it is easily dissected for other downstream applications, such as cell isolation or molecular biology analysis. As the mouse hindbrain can be readily analyzed in the vast number of cell lineage reporter and mutant mouse strains that have become available, it offers a powerful model for studying the cellular and molecular mechanisms of developmental neurogenesis in a mammalian organism. Here, we present a simple and quick method to use the mouse embryo hindbrain for analyzing mammalian neural progenitor cell (NPC) behavior in wholemount preparations and tissue sections.

This article demonstrates how the mouse embryonic hindbrain can be used as a model for studying developmental neurogenesis in both whole organ and tissue section preparations.

Le rhombencéphale de souris comme un modèle pour étudier la neurogenèse embryonnaire

The mouse embryo forebrain is the most commonly employed system for studying mammalian neurogenesis during development. However, the highly folded ...

Preparation and Implantation of Electrodes for Electrically Kindling VGAT-Cre Mice to Generate a Model for Temporal Lobe Epilepsy

It was discovered that electrical kindling of VGAT-Cre mice led to the spontaneous motor and electrographic seizures. A recent paper focused on how unique VGAT-Cre mice were used in developing spontaneous recurring seizures (SRS) after kindling and a likely mechanism - insertion of Cre into the VGAT gene - disrupted its expression and reduced GABAergic tone. The present study extends these observations to a larger cohort of mice, focusing on key issues such as how long the SRS continues after kindling and the effect of the animal's sex and age. This report describes the protocols for the following key steps: making headsets with hippocampal depth electrodes for electrical stimulation and for reading the electroencephalogram; surgery to affix the headset securely on the mouse's skull so that it does not fall off; and key details of the electrical kindling protocol such as duration of the pulse, frequency of train, duration of train, and amount of current injected. The kindling protocol is robust in that it reliably leads to epilepsy in most VGAT-Cre mice, providing a new model to test for novel antiepileptogenic drugs.

This report describes the methods to generate a model of temporal lobe epilepsy based on the electrical kindling of transgenic VGAT-Cre mice. Kindled VGAT-Cre mice may be useful in determining what causes epilepsy and for screening novel therapies.

Préparation et implantation d’électrodes pour allumer électriquement des souris VGAT-Cre afin de générer un modèle pour l’épilepsie du lobe temporal

It was discovered that electrical kindling of VGAT-Cre mice led to the spontaneous motor and electrographic seizures. A recent paper focused on how unique ...