Los autores desean reconocer el Profesor Christian Heinis el inhibidor FXIIa y el control respectivo. También agradecemos Olgica Beslac, Dr. Daniel Mettler y Kay Nettelbeck de la unidad de Cirugía Experimental, Departamento de investigaciones biomédicas, Universidad de Berna para el soporte técnico. Celine Guillod y Matthias Rausch del Departamento de diagnóstico, intervencional y radiología pediátrica, Hospital Universitario de Berna, Inselspital prestó apoyo con el equipo de rayos x y técnicas. Este proyecto fue financiado por la Swiss National Science Foundation, proyecto Nº 320030_156193. También nos gustaría dar las gracias a Sr. Reto Haenni de comunicación y marketing, Hospital Universitario de Berna, Inselspital para nuestro experimento de grabación de video.

1. los animales:
Todos los animales fueron tratados según las pautas de las leyes nacionales suizos. El estudio fue aprobado por el Comité de experimentación animal local del cantón de Berna (permiso no. SER 25/16).
Utilizar grandes cerdos blancos de ambos sexos (30 ± 5 kg). Dividir los animales ciegamente en dos grupos, un grupo un inhibidor (80 kDa proteasa) bicíclica de FXIIa o tratamiento de elección y el otro un control inactivo.
2. quirúrgico (figura 1)
<ol><li>Anestesia y preparación del animal:
	<ol>
<li>Rápidamente los animales de 12 h antes de comenzar el experimento.</li>
		<li>Pre medicar al animal con 20 mg/kg ketamina y 2 mg/kg xilacina a través de una inyección intramuscular en el cuello, utilizando una jeringa de 10 mL. Registrar el peso de los animales y el sexo.</li>
		<li>Inducir la anestesia mediante la inyección de 0,5 mg/kg Midazolam y Atropin de 0,05 mg/kg en la vena auricular. Intubar al animal con un tubo endotraqueal.</li>
		<li>Mantener la anestesia, ventilación mecánica, usando un respirador (/air de2O 1:3, Sevorane 1,5%), un tubo de vía aérea 7-8 mm y un filtro. Ajustar la fracción de oxígeno inspirado (FiO2) 35% y el volumen tidal de 6-10 mL/kg.</li>
		<li>Profundidad de la anestesia se valora como adecuada en ausencia de respuestas ya sea motor o autonómicas a pellizcar la nariz. Reflejos palpebrales y el tono de la mandíbula fueron monitoreados continuamente así a tono de mandíbula relajada y ausencia de reflejos palpebrales. Temperatura central fue monitoreada continuamente y mantenimiento de la normotermia (38-38,5 ° C) estaba garantizada con el calentamiento pasivas (aislamiento de botellas calientes y mantas).</li>
		<li>Diseccionar libre, anteriormente descrita por Koudstaal y sus pasos colegas 3-1 a 3-318, las arterias carótidas en ambos lados y canule con una vaina de 7F. Canule la vena yugular izquierda con una vaina de 7F para tomar muestras de sangre venosa.</li>
		<li>Administrar una dosis en bolo de 250 μg analgésico de fentanilo a través de la línea venosa central seguida de 250 μg/h como una infusión intravenosa continua mediante una bomba de infusión. Controlar la temperatura corporal, pulso y ritmo con un plomo de 3 Electrocardiograma (ECG), presión venosa central y arterial durante el experimento entero.</li>
		<li>Utilizando tubos de sangre estándar, retirar las siguientes muestras de sangre de referencia de la línea venosa: plasma citratado 5 mL y 2,9 mL EDTA plasma en los respectivos tubos. Centrifugar inmediatamente a 2.000 x g durante 15 min a 4 ° C. Tomar 2,9 mL de sangre en un tubo de suero y dejar para coagular durante 30 min a temperatura ambiente antes de la centrifugación como se describió anteriormente.</li>
		<li>Alícuotas de 200 μL de plasma o suero en 500 μl los tubos y almacenar las muestras a-80 ° C para su posterior análisis.</li>
		<li>Retirar 0.5 mL de sangre de la línea arterial utilizando que el análisis del gas de sangre especial (BGA) jeringas para medir BGA BGA utilizarla según las instrucciones del fabricante.</li>
		<li>Retirarse de la línea venosa con una jeringa de 2 mL estándar a 0.5 mL de sangre y ponerlo inmediatamente en el cartucho de ley utilizando una aguja de 30 G. Inserte el cartucho lleno en la máquina de ley para medir tiempo de coagulación según las instrucciones del fabricante. Vea la figura 2 para los puntos de tiempo.</li>
		<li>Administrar heparina unfractionated IU 5000 en la línea venosa con una jeringa de 2 mL y permitir que el animal estabilizar por 20 min antes de comenzar el experimento de MI.</li>
		<li>Monitor de actuar cada 30-45 min como se menciona en 2.1.11. Inyectar por vía intravenosa 2500 IU unfractionated heparin si es < 180 s.</li>
	</ol></li>
	<li>Experimento de infarto de miocardio
	<ol>
<li>Utilizar un equipo de fluoroscopia de brazo estándar de C (programa de angiografía coronaria, ángulo de 0°, 12 fotogramas por segundo, ~ 70 kV) - o también un sistema de angiografía dedicado - para realizar la intervención coronaria.</li>
		<li>Usar guía fluoroscópica para insertar un catéter de presión (5F, 120 cm) a través de la vaina previamente colocada en la arteria carótida izquierda. Avanzar hacia el ventrículo izquierdo. Conectar el catéter de presión a un sistema de adquisición para registrar la presión ventricular izquierda. El sistema de adquisición necesita continuamente calcular y registrar la frecuencia cardíaca, se convirtió de presión, dP/dt máxima (contractilidad del ventrículo izquierdo) y dP/dt mínima (relajación del ventrículo izquierdo) durante todo el experimento. Anote los valores de línea de base durante 10 minutos.</li>
		<li>Inserte un 6F (100 cm, EB3.75) catéter guía través de la vaina previamente colocada en la arteria carótida derecha. Avance a la arteria coronaria izquierda para llegar a la arteria coronaria descendente anterior izquierda (CHAVAL) bajo guía por rayos x. Inyectar medio de contraste utilizando una jeringa de 20 mL a través del catéter guía para realizar una angiografía coronaria de base. Nota: La inyección de medio de contraste se realizó por presión manual pero un sistema inyector de alimentación dedicada podría utilizarse así.</li>
		<li>Evaluar el tamaño del muchacho en el monitor de rayos x para seleccionar el tamaño apropiado del catéter la intervención coronaria percutánea (PCI). Utilice globos PCI con una longitud de 15-25 m m y diámetros entre 2 y 3.5 mm dependiendo del tamaño del muchacho. Montar PCI catéter y guía coronaria (F 014/J, 175 cm). Conectar el catéter PCI con el dispositivo de inflado previamente llenado con medio de contraste. Nota: El diámetro del muchacho puede medirse directamente en un monitor calibrado utilizando una regla y el tamaño del balón PCI entonces se selecciona por consiguiente.</li>
		<li>Insertar el sistema montado de 2.2.4 en el lumen del catéter guía. Avanzar la guía en el muchacho hasta que llegue más allá de la segunda rama diagonal del muchacho.</li>
		<li>Usar guía fluoroscópica para avanzar el catéter PCI hasta que llegue a la mitad del muchacho. Elegir el sitio de bloqueo de LAD dependiendo de la anatomía de los coronaries, generalmente después de la segunda, a veces después de la primera rama diagonal (figura 3) para tener porcentajes similares de AAR del ventrículo izquierdo (LV). Nota: La elección del sitio de bloqueo depende de la longitud de las ramas diagonales y por lo tanto el área de tejido que se provee por la sangre a través de la rama respectiva. En caso de una larga y bifurcada primera rama diagonal el sitio bloqueo será justo después de esto. En el caso de una primera rama diagonal más corta, el bloqueo se realiza después de la segunda diagonal.</li>
		<li>Retire la guía y luego aumentar la presión en el dispositivo de inflado a 7-10 bar para inflar el balón del catéter PCI e inducir isquemia miocárdica 1 h. poco a poco aumentar la FiO2 a 50-60% entre 15 y 40 min de isquemia. Mantener volumen corriente a 6-10 mL/kg. Nota: Este procedimiento reducirá la aparición de extrasístoles y disminuir la frecuencia de las fibrilaciones ventriculares.</li>
		<li>Registro de una secuencia de 5-10 s vídeo al inyectar medio de contraste a través del catéter guía con una angiografía del balón del catéter PCI en lugar justo después de comenzar la isquemia; Repita después de 10 min de isquemia para verificar obstrucción completa de la LAD distal al balón del catéter PCI.</li>
		<li>Monitorear los animales estrechamente para detectar inmediatamente y tratar (2.2.10) arritmias cardíacas. Extrasystoles generalmente ocurren y aumento en la frecuencia (> 3 por minuto) entre 20 y 40 min después de la inducción de isquemia miocárdica. Si esto ocurre, Masajee suavemente el cuello a ambos lados justo debajo de la mejilla. En la mayoría de los casos esto será suficiente para restablecer un ritmo cardíaco regular, probablemente por estimulación de los barorreceptores del nervio vago, situado en la arteria carótida común.</li>
		<li>Si arritmias cardiacas progresan en fibrilación ventricular, use un desfibrilador bifásico externo, para volver a establecer un ritmo sinusal. Aplicar 5-10 compresiones usando las teclas de desfibrilador inmediatamente antes de aplicar el golpe para llenar los coronaries con sangre oxigenada y luego del choque con 150 J (para animales de 30 kg).</li>
		<li>Repita si es necesario y aumento de la energía de 175 J después del choque 3rd . Utilice ajustes más altos de energía para los animales más pesados.</li>
		<li>Cinco minutos antes del final del tiempo de isquemia repetir el muestreo de sangre mencionado en 2.1.8-2.1.13. Inyectar la sustancia de ensayo (ya sea el inhibidor FXIIa bicíclica o control de 4 mg/kg, ello esta oculto) por vía intravenosa a través de la línea venosa central y al ras de la línea con solución salina de 20 mL.</li>
		<li>Retirar una muestra de plasma citrato (como se menciona en el 2.1.8 y 2.1.9) 4 min después de la inyección de la sustancia en 2.2.12.</li>
		<li>Realizar una angiografía (2.2.3) para confirmar oclusión chaval, después desinflar el balón del catéter PCI y retire este catéter el catéter guía. Confirmar la perfusión de la LAD distal al sitio de oclusión por angiografía inmediatamente después de la deflación y el retiro del balón del catéter PCI, 10 minutos después, cuando signos de isquemia miocárdica fueron visibles por ECG durante más de 5 minutos e inmediatamente antes la oclusión del muchacho.</li>
		<li>Permite reperfusión del miocardio isquémico por 2 h. Tomar muestras de suero y plasma a los 10, 30, 60 y 115 min de reperfusión (2.1.8 y 2.1.9). Monitor de BGA en el minuto 60 y 115 (2.1.10).</li>
		<li>Vuelva a insertar el catéter PCI junto con el guía a exactamente la misma posición usada para la isquemia. Inflar el balón del catéter PCI como antes y confirmar la oclusión LAD por angiografía (2.2.3). Retire el catéter de presión desde el ventrículo izquierdo y detener la grabación.</li>
		<li>Inyectar 100 mL 2% azul de Evans en fosfato tampón salino (PBS, pH 7,4) en la línea venosa central. Cerca de 30 s más tarde, cuando el animal entero se vuelve azul, inyectar 40 mL 20% KCl a la eutanasia del animal. La muerte fue confirmada por la ausencia de señales de ECG y pulso ondas.</li>
	</ol></li>
</ol>3. técnicas de muestreo
<ol><li>
Extracción, de disección y toma de muestras el corazón (Figura 4)
	<ol>
<li>Realizar una esternotomía para exponer el corazón. Seguir el protocolo descrito previamente por Koudstaal y colegas, pasos 8-2 y 8-318. Corte abierto el pericardio y sirviendose de anormalidades, que provienen de anterior pericarditis y excluir al animal de evaluación adicional.</li>
		<li>Desinflar y elimina la PCI, así como el catéter guía. Suprimir el corazón para su posterior análisis. Cortar la vena cava y extraiga la sangre utilizando una bomba de succión, luego corte todos los recipientes grandes que conectan el corazón con el cuerpo.</li>
		<li>Enjuague el corazón dentro y por fuera con temperatura ambiente salino. Pesar el corazón entero.</li>
		<li>Dentro de 30-40 min, corte el corazón en rodajas de unos 3-5 mm desde el ápice a los Chordae tendinae de la válvula mitral, perpendicular al eje largo con un cuchillo afilado.</li>
		<li>Tenga cuidado de colocar siempre el corazón en la misma orientación con la cara ventral hacia arriba con el fin de mantener la orientación de las muestras cortadas (figura 5).</li>
		<li>Fotografiar las rebanadas del corazón usando una réflex digital de lente única.</li>
		<li>Corte del ventrículo derecho (descartar como no necesario). Fotografiar las rebanadas del ventrículo izquierdo y pesan todas las rebanadas para el peso total del ventrículo izquierdo.</li>
		<li>Distinguir entre el azul de Evans positivo y azul de Evans tejido negativo en todas las secciones. Diseccionar los cortes para separar la isquémica (Evans azul negativo) el tejido no isquémica (azul de Evans positivo) con un bisturí.</li>
		<li>En primer lugar analizar las secciones negativo azul de Evans (el área isquémica en riesgo, AAR). Pese a todos ellos y ponerlos todos en un recipiente de plástico.</li>
		<li>Cubrir las láminas con solución de cloruro de 100-150 mL (según el tamaño del corazón) trifenil tetrazolio (TTC, 16 g, dextrano de peso molecular 48000-90000, en 200 mL de PBS, recién preparado de 2 g) para que las piezas de corazón pueden moverse libremente dentro de la solución. Cubra el recipiente e incubar durante 20 min a 37 ° C agitando suavemente.</li>
		<li>Durante este pesaje de tiempo de incubación de 20 minutos el azul de Evans piezas positivas (área no peligra, ANR), tomar muestras para inclusión de tejidos-Tek (elegir la parte más distal de la lesión) y almacenar a-80 ° C para su posterior análisis. Transferir el resto en solución de formaldehído 4% y almacenar a temperatura ambiente para las secciones de la histología.</li>
		<li>Retire las piezas de la AAR de la solución TTC. El tejido manchado rojo es tejido isquémico viable (VIT) y el tejido manchado no es tejido isquémico necrótico (NIT). Corte 2 piezas pequeñas (bloques de 2-3 mm) de tanto el NIT y VIT, incrustarlos en tejido - Tek y almacenar a-80 ° C para su posterior análisis. Estas muestras deben tener el mismo peso.</li>
		<li>Fijar el resto de las piezas (todos los sectores derivados de la AAR) los clavos hacia abajo en un envase de espuma de poliestireno y cubriendo completamente con solución de formaldehído 4% durante 24 h a temperatura ambiente en una campana de humos. Las piezas deben permanecer planas para la documentación fotográfica en el paso siguiente.</li>
		<li>Al día siguiente la fotografía ambos lados de las piezas con una cámara de alta resolución con la misma configuración de zoom y la distancia del tejido (ampliación de la misma). Agregar barras de escala automática a todas las imágenes. Todas las barras deben tener la misma longitud. Nota: La cámara de alta resolución debe conectarse al software que agrega automáticamente la barra de escala a cada foto.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Cálculo de la AAR y el tamaño del infarto
	<ol>
<li>AAR % de ventrículo izquierdo = (peso de AAR en g / peso del ventrículo izquierdo en g) * 100.</li>
		<li>Utilizar software ImageJ para calcular la superficie total del AAR y NIT (ambos lados de cada pieza) basado en las fotografías.</li>
		<li>Ajuste la barra de escala seleccionando la longitud de la barra de escala utilizando la línea recta de la herramienta ángulo. Seleccione en el menú Analyze > Set escala e inserte la unidad de la barra de escala y distancia conocida. Elige "global" para que la misma escala se aplicará a todas las imágenes.</li>
		<li>Marcar zona de toda la superficie del tejido con la herramienta de selección libre para calcular el AAR. Tenga cuidado de no incluir el lado (altura) de los tejidos y el tejido adiposo (Figura 6 C).</li>
		<li>Configurar la medida eligiendo "área" y "Mostrar la etiqueta" de analizar > menú establecer mediciones. Medir el área de análisis > medida.</li>
		<li>Repita el paso 3.2.5 a medida NIT (marca sólo el tejido no manchados). Nota: No incluye el tejido graso (Figura 6-D) en el cálculo de NIT. Repita el paso al otro lado del tejido.</li>
		<li>Calcule la media AAR y NIT de cada tejido.</li>
		<li>Utilizar los valores obtenidos de 3.2.7 para calcular el NIT como porcentaje de la NIT de AAR de AAR:% = (Σ promedio superficie de NIT en cm2/ Σ promedio superficie de AAR en cm2) * 100.</li>
		<li>Dos investigadores diferentes deben repetir el método anterior. El margen aceptable de diferencia es < 10%.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Marcadores de isquemia
	<ol>
<li>Utilizar las muestras de plasma EDTA, que han sido previamente almacenadas a-80 ° C (2.1.9) para medir el nivel de la troponina cardiaca-usando un análisis de tipo Luminex de plex solo como se ha descrito 19.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Mozaffarian, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+Disease+and+Stroke+Statistics-2016+Update.">Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update.</a> Circulation. 133, e338-e360 (2016).</li><li>Miller, T. 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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+Outcome+Assessment+in+a+Pig+Model+of+Acute+Myocardial+Infarction.">Primary Outcome Assessment in a Pig Model of Acute Myocardial Infarction.</a> J Vis Exp. , e54021 (2016).</li></ol>

Los autores no declaran conflicto de intereses.

Del miocardio lesiones R tiene un efecto significativo en el tamaño final del infarto que se traduce directamente en el pronóstico del paciente después de infarto agudo de miocardio3. Comprensión de la fisiopatología del miocardio lesiones de R es el primer paso para reducir o evitar. Del miocardio I / R es una condición aguda que se produce directamente después de la reperfusión de los recipientes ocluidos. I R lesión conduce a la activación de la respuesta inmune innata y el daño celu...

Cardiopatía isquémica, en particular infarto de miocardio (MI), es la principal causa de muerte en los países desarrollados 1. Hoy en día, el tratamiento estándar de MI es la intervención coronaria percutánea (PCI), el tratamiento del catéter balón. Uno de los factores críticos que afecta la calidad de vida y pronóstico de los pacientes después de MI aguda tratados con PCI es el tamaño del infarto. La reducción del tamaño puede tener un gran impacto en la supervivencia y pronóstico paciente 2. Isquemia/reperfusión miocárdica (me / R) lesión tiene una influencia significativa en el tamaño del infarto, así que uno de los principales objetivos en la investigación cardiovascular es prevenir o reducir del miocardio I / R lesiones 3. Los mecanismos exactos del daño R están todavía bajo investigación 4. Activación de las cascadas de plasma y las células endoteliales son características distintivas de I / R lesiones 5. Activación del sistema de coagulación está claramente implicado 6,7. Recientemente, el papel de FXII, como un péptido upstream principios implicado en la activación de la fase de contacto de la cascada de la coagulación, se ha demostrado en un FXII noquear a modelo de la rata de cerebral I / R lesión 8. Validación de estos resultados en un modelo porcino es un paso importante en la traducción clínica. Por lo tanto, estamos probando un nuevo inhibidor de FXIIa bicíclicos (proteasa de 80 kDa) en el contexto de miocardio I / lesiones de R en un estudio piloto.
Modelos animales, que imitan la situación clínica de los tratamientos de MI y PCI agudas, son esenciales para mejorar nuestra comprensión de la fisiopatología del miocardio I / lesiones R y para probar nuevos tratamientos. Los cerdos representan un buen modelo animal para clínica del miocardio / lesiones R. Esto no es sólo porque sus corazones son muy similares a los corazones humanos con respecto a la anatomía y la circulación coronaria, pero también muestran respuestas fisiopatológicas similares a miocardio isquemia y reperfusión 9,10. Otros modelos como las ratas y ratones no satisfacen estos criterios y muestran diferencias considerables en comparación con los corazones humanos 11,12, mientras que por ejemplo, los perros tienen muchas más garantías los vasos coronarios en comparación con los seres humanos 13.
El modelo porcino de infarto de miocardio ha sido ampliamente utilizado en investigación cardiovascular investigar cardiopatía isquémica incluyendo miocardio I / R lesiones 14,15,16,17. Este último es una condición inflamatoria, debido a que minimiza la reacción inflamatoria relacionada con esternotomía o toracotomía utilizada en cirugía abierta de tórax es esencial. El modelo de pecho cerrado mediante un ajuste clínico de la angiografía de brazo en C supera este problema. Además, uno de los puntos más importantes es que nuestro protocolo proporciona una distinción precisa entre isquémico (zona de riesgo, AAR) y áreas no isquémica del ventrículo izquierdo (área no peligra, ANR) para que el tamaño del infarto (tejido isquémico necrótico, NIT) puede determinarse con precisión. Nuestro objetivo para este trabajo es definir con claridad una metodología reproducible de un porcino del miocardio I / lesiones R modelo, en particular con respecto a la toma de muestras de tejido miocárdico, que permitirá un análisis más preciso de los mecanismos moleculares de I / lesiones R y un imagen más clara de los efectos de los tratamientos con nuevos fármacos.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>ABL 90 Flex, blood gas analyser</td>
			<td>Radiometer</td>
			<td>-</td>
			<td>Blood gas analysis (BGA)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ACT Plus</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>-</td>
			<td>Activated clotting time</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropin</td>
			<td>Sintetica</td>
			<td>-</td>
			<td>Atropinum Sulfas, 0,5mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balance (20-500 Kg)</td>
			<td>NAGATA Scale, Tiwan</td>
			<td>HTB/HTR</td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balance (21-4200 g)</td>
			<td>Mettler toledo, Switzerland</td>
			<td>MS4002SDR</td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood collection tubes: EDTA, citrate and serum</td>
			<td>S-Monovette, Nuembrecht, Germany</td>
			<td>05.1167.001, 
			05.1071.001 
			and 
			05.1557.001 respectively</td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BV Pulsera mobile C-arm</td>
			<td>Philips</td>
			<td>-</td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge</td>
			<td>Labcare, UK</td>
			<td>ALC PK120R</td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Defibrillator Lifepak 12</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>-</td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dextran from Leuconostoc mesenteroides</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Germany</td>
			<td>D3759</td>
			<td>Average M.wt 48000-90000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital single lens reflex camera</td>
			<td>Sony, Thailand</td>
			<td>DSLR-A500/A550</td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EMPIRA RX PCI dilatation catheter</td>
			<td>Cordis, Johnson&#38;Johnson, USA</td>
			<td>85R15300S</td>
			<td>Diameter 3 mm, length 15 mm, Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EMPIRA RX PCI dilatation catheter</td>
			<td>Cordis, Johnson&#38;Johnson, USA</td>
			<td>85R15350S</td>
			<td>Diameter 3.5 mm, length 15 mm, Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Evans Blue</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Germany</td>
			<td>E2129</td>
			<td>Toxic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fabius GS premium respirator</td>
			<td>Dr&#228;ger, L&#252;beck, Germany</td>
			<td>-</td>
			<td>Anesthesia work station, Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl</td>
			<td>Inselspital ISPI</td>
			<td>-</td>
			<td>Fentanyl 2500mcg/50ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formaldehyde</td>
			<td>Pathology Institute, Bern University</td>
			<td>SI148701</td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FXIIa inhibitor</td>
			<td>Provided by Prof. Christian Heinis&#39; laboratory in EPFL</td>
			<td></td>
			<td>Novel bicyclic peptide</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Galeo, coronary guidewire</td>
			<td>Biotronik, Germany</td>
			<td>125497</td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Guidance catheter</td>
			<td>Boston Scientific, Florida, USA</td>
			<td>34356-06</td>
			<td>6F (100 cm, EB3.75). Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin Sodium</td>
			<td>Drossapharm, Basel, Switzerland</td>
			<td>-</td>
			<td>Liquemin, 25000 U.I./5 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High end electrosurgery</td>
			<td>BOWA, Germany</td>
			<td>ARC 400</td>
			<td>Electrical source for blood suction. Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydro-Guardmini breathing filter</td>
			<td>Intersurgical, Lithuania</td>
			<td>1745000</td>
			<td>Filters</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Image J</td>
			<td>National Institute of Health, USA</td>
			<td>1.47v</td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inflation device, Atrion QL2530</td>
			<td>Atrion medical product, Alabama, USA</td>
			<td>96402</td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IntelliVue MP 70</td>
			<td>Philips, Boeblingen, Germany</td>
			<td>-</td>
			<td>Monitor (ECG, heart rate, blood presure and body temperature). Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sintetica SA</td>
			<td>-</td>
			<td>Potassium chloride 15%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Vetoquinol</td>
			<td>-</td>
			<td>Narketan, 1ml/100mg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LR-ACT</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>402-01</td>
			<td>ACT special syringes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midazolam</td>
			<td>Roche</td>
			<td>-</td>
			<td>Dormicum, 5mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monopolar scalpel</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High resolution camera, PathStand Macro Imaging Stand for Grossing</td>
			<td>Spotimaging, USA</td>
			<td></td>
			<td>1080 p HD resolution. Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>In-house preparation</td>
			<td>-</td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peripheral venous cannula, 18 G</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PowerLab 4/35 data acquisition system</td>
			<td>Adinstruments, Spechbach, Germany</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rotamax120T</td>
			<td>Heidolph, Germany</td>
			<td>544-41200-00</td>
			<td>Shaker. Alternative can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>R&#252;schelit-Super Safety Clear Tube</td>
			<td>Teleflex, Dublin, Irland</td>
			<td>112480</td>
			<td>Air way tubing, Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Safe Pico Aspirator Syringes</td>
			<td>Radiometer</td>
			<td>956-622</td>
			<td>BGA special syringes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline</td>
			<td>Sintetica Bioren</td>
			<td>-</td>
			<td>NaCl 0,9%. Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sevorane 1.5%</td>
			<td>AbbVie AG</td>
			<td>-</td>
			<td>Sevorane 250ml 100%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sheath</td>
			<td>Cordis, Johnson&#38;Johnson, USA</td>
			<td>504-607 A</td>
			<td>AVANTI + / 7 F, Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Space infusion pump</td>
			<td>B.Braun Medical AG, Germany</td>
			<td>-</td>
			<td>For infusion of fentanyl. Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SPR-350 (Millar catheter)</td>
			<td>Adinstruments, Texas, USA</td>
			<td>840-8166</td>
			<td>MIKRO-TIP, 5F, 120 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sternotomy saw</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures</td>
			<td>ETHICON, Johnson&#38;Johnson, USA</td>
			<td>Y3110H</td>
			<td>Monocryl 3-0 SH-1 Plus. Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringes (20, 10 and 5 mL)</td>
			<td>CODAN,Baar, Switzerland</td>
			<td>62.7602, 
			62.6616, 
			62.5607 
			respectively</td>
			<td>Used to inject anesthetic materials intramuscularly or directly into the central venous line. Also to inject heparin or FXIIa or the respective control. Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thorax spreader</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue-tek</td>
			<td>SAKURA, Netherlands</td>
			<td>4583</td>
			<td>O.C.T. compound</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xenetix 300 contrast media</td>
			<td>Guerbet, Z&#252;rich, Switzerland</td>
			<td>-</td>
			<td>Lobitridol, 300 mg iodide/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine</td>
			<td>Vetoquinol</td>
			<td>-</td>
			<td>Xylapan, 20mg/1 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2,3,5-Triphenyltetrazolium choride</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Austria</td>
			<td>T8877</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>500 &#956;L tubes (eppendorf)</td>
			<td>Trefflab, Switzerland</td>
			<td>96.08185.9.03</td>
			<td>Alternative products can be used</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

improvement of a closed chest porcine myocardial infarction model by standardization of tissue and blood sampling procedures

Reperfusión de la isquemia miocárdica (me / R) lesión contribuye a casi la mitad de la zona necrótica después de infarto de miocardio. Hasta la fecha no existe ningún fármaco aprobado para prevenir o reducir del miocardio I / lesiones R. El estudio y la comprensión de los mecanismos fisiopatológicos de miocardio I / R es esencial para el desarrollo de tratamientos eficaces. Grandes experimentos con animales son un paso importante en los métodos de traslación. El modelo porcino de infarto agudo de miocardio ha sido establecido y descrito por nosotros mismos y otros. El objetivo fue para mejorar aún más el valor del modelo centrándose en detalle en las técnicas de muestreo para su uso en futuros experimentos. Además, hacemos hincapié en medidas pequeñas pero importantes que pueden afectar la calidad de los resultados finales. Para imitar la situación clínica de infarto lesiones R, un catéter de intervención coronaria percutánea (ICP) fue insertado en la arteria descendente anterior izquierda coronaria (CHAVAL) de un cerdo anestesiado. ° ° ° Este modelo mímico infarto agudo de miocardio y el tratamiento de la PCI en seres humanos con la posibilidad de determinar con precisión el área en riesgo así como el necrótico- y tejido isquémico viable. Aquí se utilizó el modelo para investigar el efecto de un inhibidor de péptidos bicíclicos de FXIIa. El modelo puede modificarse para permitir el tiempo de reperfusión estudiar efectos después del infarto de miocardio.

Un animal murió prematuramente antes de la administración del péptido inhibidor o control FXIIa debido a un error técnico (caída repentina de la presión arterial durante el tiempo de isquemia, antes de la adición de la sustancia de ensayo). Un animal fue excluido del grupo de inhibidor FXIIa porque ninguna lesión de isquemia/reperfusión se observó debido a la anatomía anormal de la arteria descendente anterior izquierda (CHAVAL). Una gran parte del ventrículo izquierdo, incluy...

Watch this Scientific Journal Video about Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures at JoVE.com

Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Aquí demostramos un protocolo para estandarizar los procedimientos de muestreo de un modelo establecido de porcino de infarto agudo de miocardio con el fin de aumentar su valor traslacional en la comprensión de la fisiopatología de la isquemia/reperfusión miocárdica y para probar a nuevos fármacos candidatos.

Mejora de un modelo de infarto de miocardio porcino pecho cerrado por normalización del tejido y procedimientos de muestreo de sangre

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved ...

improvement-closed-chest-porcine-myocardial-infarction-model

Research

JoVE Journal

Medicine

10.7K vistas.  University of Bern. Aquí demostramos un protocolo para estandarizar los procedimientos de muestreo de un modelo establecido de porcino de infarto agudo de miocardio con el fin de aumentar su valor traslacional en la comprensión de la fisiopatología de la isquemia/reperfusión miocárdica y para probar a nuevos fármacos candidatos.

Video: Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Acute Myocardial Infarction in Rats

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular diseases. Animal models that mimic human cardiac disease, such as myocardial infarction (MI) and ischemia-reperfusion (IR) that induces heart failure as well as pressure-overload (transverse aortic constriction) that induces cardiac hypertrophy and heart failure (Goldman and Tarnavski), are useful models to study cardiovascular disease. In particular, myocardial ischemia (MI) is a leading cause for cardiovascular morbidity and mortality despite controlling certain risk factors such as arteriosclerosis and treatments via surgical intervention (Thygesen). Furthermore, an acute loss of the myocardium following myocardial ischemia (MI) results in increased loading conditions that induces ventricular remodeling of the infarcted border zone and the remote non-infarcted myocardium. Myocyte apoptosis, necrosis and the resultant increased hemodynamic load activate multiple biochemical intracellular signaling that initiates LV dilatation, hypertrophy, ventricular shape distortion, and collagen scar formation. This pathological remodeling and failure to normalize the increased wall stresses results in progressive dilatation, recruitment of the border zone myocardium into the scar, and eventually deterioration in myocardial contractile function (i.e. heart failure). The progression of LV dysfunction and heart failure in rats is similar to that observed in patients who sustain a large myocardial infarction, survive and subsequently develops heart failure (Goldman). The acute myocardial infarction (AMI) model in rats has been used to mimic human cardiovascular disease; specifically used to study cardiac signaling mechanisms associated with heart failure as well as to assess the contribution of therapeutic strategies for the treatment of heart failure. The method described in this report is the rat model of acute myocardial infarction (AMI). This model is also referred to as an acute ischemic cardiomyopathy or ischemia followed by reperfusion (IR); which is induced by an acute 30-minute period of ischemia by ligation of the left anterior descending artery (LAD) followed by reperfusion of the tissue by releasing the LAD ligation (Vasilyev and McConnell). This protocol will focus on assessment of the infarct size and the area-at-risk (AAR) by Evan's blue dye and triphenyl tetrazolium chloride (TTC) following 4-hours of reperfusion; additional comments toward the evaluation of cardiac function and remodeling by modifying the duration of reperfusion, is also presented. Overall, this AMI rat animal model is useful for studying the consequence of a myocardial infarction on cardiac pathophysiological and physiological function.

The rat model of acute myocardial infarction (AMI) is useful to study the consequence of a MI on cardiac pathophysiological and physiological function.

Infarto agudo de miocardio en ratas

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular ...

Investigación

Medicina

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

Un murino tórax cerrado modelo de isquemia y reperfusión miocárdica

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

MRI and PET in Mouse Models of Myocardial Infarction

Myocardial infarction is one of the leading causes of death in the Western world. The similarity of the mouse heart to the human heart has made it an ideal model for testing novel therapeutic strategies.
In vivo magnetic resonance imaging (MRI) gives excellent views of the heart noninvasively with clear anatomical detail, which can be used for accurate functional assessment. Contrast agents can provide basic measures of tissue viability but these are nonspecific. Positron emission tomography (PET) is a complementary technique that is highly specific for molecular imaging, but lacks the anatomical detail of MRI. Used together, these techniques offer a sensitive, specific and quantitative tool for the assessment of the heart in disease and recovery following treatment.
In this paper we explain how these methods are carried out in mouse models of acute myocardial infarction. The procedures described here were designed for the assessment of putative protective drug treatments. We used MRI to measure systolic function and infarct size with late gadolinium enhancement, and PET with fluorodeoxyglucose (FDG) to assess metabolic function in the infarcted region. The paper focuses on practical aspects such as slice planning, accurate gating, drug delivery, segmentation of images, and multimodal coregistration. The methods presented here achieve good repeatability and accuracy maintaining a high throughput.

We describe how to perform MRI and PET imaging of the mouse heart. The protocol is tailored to assess treatment efficacy in models of myocardial infarction and heart failure.

Resonancia magnética y PET en modelos de ratón de infarto de miocardio

Myocardial infarction is one of the leading causes of death in the Western world. The similarity of the mouse heart to the human heart has made it an ...

Myocardial Infarction and Functional Outcome Assessment in Pigs

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One important prerequisite is a good understanding of all safety and efficacy aspects obtained in a large animal model that validly reflect the human scenario of myocardial infarction (MI). Pigs are widely used in this regard since their cardiac size, hemodynamics, and coronary anatomy are close to that of humans. Here, we present an effective protocol for using the porcine MI model using a closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. This approach is based on 90 min of myocardial ischemia, inducing large left ventricle infarction of the anterior, septal and inferoseptal walls. Furthermore, we present protocols for various measures of outcome that provide a wide range of information on the heart, such as cardiac systolic and diastolic function, hemodynamics, coronary flow velocity, microvascular resistance, and infarct size. This protocol can be easily tailored to meet study specific requirements for the validation of novel cardioregenerative biologics at different stages (i.e. directly after the acute ischemic insult, in the subacute setting or even in the chronic MI once scar formation has been completed). This model therefore provides a useful translational tool to study MI, subsequent adverse remodeling, and the potential of novel cardioregenerative agents.

This protocol describes the porcine myocardial infarction (MI) model using a 90 min closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. Furthermore, the protocol for several outcome parameters, such as cardiac function, hemodynamics, microvascular resistance, and infarct size, are also presented.

Infarto de miocardio y la evaluación de resultados funcionales en los cerdos

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One ...

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO2. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes &#8211; but is not limited to &#8211; hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Un modelo de rata de la fibrilación ventricular y Reanimación por Convencional cerrado pecho Técnica

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

Primary Outcome Assessment in a Pig Model of Acute Myocardial Infarction

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are therefore required to confine cardiac damage, promote survival and reduce the disease burden of heart failure. Large animal experiments are an essential part in the translational process from experimental to clinical therapies. To optimize clinical translation, robust and representative outcome measures are mandatory. The present manuscript aims to address this need by describing the assessment of three clinically relevant outcome modalities in a pig acute myocardial infarction (AMI) model: infarct size in relation to area at risk (IS/AAR) staining, 3-dimensional transesophageal echocardiography (TEE) and admittance-based pressure-volume (PV) loops. Infarct size is the main determinant driving the transition from AMI to heart failure and can be quantified by IS/AAR staining. Echocardiography is a reliable and robust tool in the assessment of global and regional cardiac function in clinical cardiology. Here, a method for three-dimensional transesophageal echocardiography (3D-TEE) in pigs is provided. Extensive insight into cardiac performance can be obtained by admittance-based pressure-volume (PV) loops, including intrinsic parameters of myocardial function that are pre- and afterload independent. Combined with a clinically feasible experimental study protocol, these outcome measures provide researchers with essential information to determine whether novel therapeutic strategies could yield promising targets for future testing in clinical studies.

Reliable and accurate outcome assessment is the key for translation of preclinical therapies into clinical treatment. The current paper describes how to assess three clinically relevant primary outcome parameters of cardiac performance and damage in a pig acute myocardial infarction model.

La evaluación de resultado primaria en un modelo porcino de infarto agudo de miocardio

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are ...

Myocardial Infarction in Neonatal Mice, A Model of Cardiac Regeneration

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and regeneration, and to define new targets for therapeutics. For decades, models of complete heart regeneration existed in amphibians and fish, but a mammalian counterpart was not available. The recent discovery of a postnatal window during which mice possess regenerative capabilities has led to the establishment of a mammalian model of cardiac regeneration. A surgical model of mammalian cardiac regeneration in the neonatal mouse is presented herein. Briefly, postnatal day 1 (P1) mice are anesthetized by isoflurane and placed on an ice pad to induce hypothermia. After the chest is opened, and the left anterior descending coronary artery (LAD) is visualized, a suture is placed around the LAD to inflict myocardial ischemia in the left ventricle. The surgical procedure takes 10-15 min. Visualizing the coronary artery is crucial for accurate suture placement and reproducibility. Myocardial infarction and cardiac dysfunction are confirmed by triphenyl-tetrazolium chloride (TTC) staining and echocardiography, respectively. Complete regeneration 21 days post myocardial infarction is verified by histology. This protocol can be used to as a tool to elucidate mechanisms of mammalian cardiac regeneration after myocardial infarction.

This protocol describes a highly reproducible model of cardiac regeneration by surgical induction of myocardial infarction in the left ventricle of postnatal day 1 mice. The method involves induction of hypothermic anesthesia and ligation of the left anterior descending coronary artery.

El infarto de miocardio en ratones recién nacidos, un modelo de regeneración cardiaca

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and ...

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

Un modelo del cerrado-pecho para inducir constricción aórtica transversal en ratones

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

A Cryoinjury Model to Study Myocardial Infarction in the Mouse

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we demonstrate a murine cryoinjury infarct model that generates precise infarct sizes with high reproducibility and replicability. In brief, after intubation and sternotomy of the animal, the heart is lifted from the thorax. The probe of a handheld liquid nitrogen delivery system is applied onto the myocardial wall to induce cryoinjury. Impaired ventricular function and electrical conduction can be monitored with echocardiography or optical mapping. Transmural myocardial remodeling of the infarcted area is characterized by collagen deposition and loss of cardiomyocytes. Compared to other models (e.g., LAD-ligation), this model utilizes a handheld liquid nitrogen delivery system to generate more uniform infarct sizes.

This article demonstrates a model to study cardiac remodeling after myocardial cryoinjury in mice.

Un modelo de criolesiones para estudiar el infarto de miocardio en el ratón

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we ...

Post-Myocardial Infarction Heart Failure in Closed-chest Coronary Occlusion/Reperfusion Model in G&#246;ttingen Minipigs and Landrace Pigs

The development of heart failure is the most powerful predictor of long-term mortality in patients surviving acute myocardial infarction (MI). There is an unmet clinical need for prevention and therapy of post-myocardial infarction heart failure (post-MI HF). Clinically relevant pig models of post-MI HF are prerequisites for final proof-of-concept studies before entering into clinical trials in drug and medical device development.
Here we aimed to characterize a closed-chest porcine model of post-MI HF in adult G&#246;ttingen minipigs with long-term follow-up including serial cardiac magnetic resonance imaging (CMRI) and to compare it with the commonly used Landrace pig model.
MI was induced by intraluminal balloon occlusion of the left anterior descending coronary artery for 120 min in G&#246;ttingen minipigs and for 90 min in Landrace pigs, followed by reperfusion. CMRI was performed to assess cardiac morphology and function at baseline in both breeds and at 3 and 6 months in G&#246;ttingen minipigs and at 2 months in Landrace pigs, respectively.
Scar sizes were comparable in the two breeds, but MI resulted in a significant decrease of left ventricular ejection fraction (LVEF) only in G&#246;ttingen minipigs, while Landrace pigs did not show a reduction of LVEF. Right ventricular (RV) ejection fraction increased in both breeds despite the negligible RV scar sizes. In contrast to the significant increase of left ventricular end-diastolic (LVED) mass in Landrace pigs at 2 months, G&#246;ttingen minipigs showed a slight increase in LVED mass only at 6 months.
In summary, this is the first characterization of post-MI HF in G&#246;ttingen minipigs in comparison to Landrace pigs, showing that the G&#246;ttingen minipig model reflects post-MI HF parameters comparable to the human pathology. We conclude that the G&#246;ttingen minipig model is superior to the Landrace pig model to study the development of post-MI HF.

The overall goal of the current study is to present the techniques of induction of myocardial infarction (MI) and post-myocardial infarction heart failure (post-MI HF) in closed-chest, adult G&#246;ttingen minipigs and the characterization of post-MI HF model in G&#246;ttingen minipigs as compared to Landrace pigs.

Insuficiencia cardíaca de infarto post-miocárdico en el modelo de oclusión coronaria/reperfusión coronaria de pecho cerrado en Göttingen Minipigs y Cerdos Landrace

The development of heart failure is the most powerful predictor of long-term mortality in patients surviving acute myocardial infarction (MI). There is an ...