(Hu-NSG) souris humanisée NOD/SCID/IL2rγnull modèle d’études de latence et de réplication du VIH

Résumé

Ce protocole fournit une méthode pour établir des souris humanisées (hu-NSG) via intrahépatique injection de cellules souches hématopoïétiques humaines à des souris NSG néonatales conditionné par rayonnement. La souris de l’hu-NSG est sensible à l’infection par le VIH et combinatoire antirétrovirales (cART) et sert de modèle physiopathologique adapté pour les enquêtes de réplication et latence du VIH.

Résumé

Règlements éthiques et les défis techniques de recherche en pathologie humaine, immunologie et développement thérapeutique ont mis des petits modèles animaux en forte demande. Avec une étroite ressemblance génétique et comportementale pour les humains, petits animaux tels que la souris sont de bons candidats pour les modèles de maladies humaines, à travers lequel les réponses et l’homme-comme des symptômes peuvent être récapitulées. En outre, le bagage génétique de la souris peut être modifié pour tenir compte des demandes diverses. La souris^null (NSG) de NOD/SCID/IL2rγ est une des souches de souris immunodéprimées plus largement utilisé ; Il permet la greffe avec des cellules souches hématopoïétiques humaines et/ou des tissus humains et le développement ultérieur du système immunitaire humain fonctionnel. Il s’agit d’un jalon essentiel dans la compréhension le pronostic et la physiopathologie des maladies humaines spécifiques telles que le VIH/sida et d’aider à la recherche d’un remède. Ici, nous présentons un protocole détaillé permettant de générer un modèle de souris humanisé NSG (hu-NSG) par transplantation de cellules souches hématopoïétiques dans une souris NSG néonatale conditionné par rayonnement. Le modèle murin de hu-NSG montre le développement de lignées multiples des cellules souches humaines transplantées et de susceptibilité à l’infection virale du VIH-1. Il récapitule aussi des caractéristiques biologiques clés en réponse à un traitement antirétroviral combinatoire (cART).

Introduction

Parce que l’établissement approprié des modèles animaux de maladies humaines est essentielle pour trouver un remède, modèles animaux appropriés ont été longtemps poursuivis et améliorés au fil du temps. Plusieurs souches de modèles murins immunodéprimés ont été développés qui permettent la prise de la greffe de tissus et/ou de cellules humaines et de l’exécution ultérieure des fonctions humanisé^1,2. Ces modèles de souris humanisée sont critiques pour les enquêtes sur les maladies humaines spécifiques^3,4,5.

Syndrome d’immunodéficience acquise (sida) résultant de l’infection par le virus de l’immunodéficience humaine (VIH) est un exemple. Avant la création de modèles murins humanisés, des limites éthiques et techniques confinée études animales précliniques de VIH/sida aux primates non humains³. Toutefois, les dépenses élevées et les exigences pour des soins spécialisés pour tel animal gênent études de VIH/sida dans les milieux universitaires typiques. Principalement, le VIH infecte les cellules humaines CD4 + T et impact sur le développement et les réactions immunitaires des autres cellules immunitaires humaines telles que les lymphocytes B, les macrophages et les cellules dendritiques⁶; C’est pourquoi, petits modèles animaux transplantés ayant un système immunitaire humain fonctionnel sont en forte demande.

Une percée est venue en 1988, quand CB17 -scid souris présentant une mutation Prkdc^scid ont été conçus et ont montré une greffe réussie du système immunitaire humain¹. Les résultats de mutation Prkdc^scid dans les fonctions de cellules B et T défectueux et une ablation du système immunitaire adaptatif chez la souris, permettant ainsi la prise de greffe des périphériques humains de sang cellules mononucléaires (PBMC), les cellules souches hématopoïétiques (CSH), et les tissus hématopoïétiques foetaux^7,8. Néanmoins, les faibles niveaux de prise de greffe sont fréquemment observées dans ce modèle ; les causes possibles sont 1) résiduelle activité du système immunitaire innée modulée par l’intermédiaire de tueuses naturelles (NK)-cellules et 2) le dernier stade de développement des souris (perméabilité) de lymphocytes T et B⁵. Le développement ultérieur de la non obèses diabétiques (Adi)-modèle de sourisscid atteint la régulation à la baisse spectaculaire de l’activité des cellules NK ; ainsi, il est capable de soutenir un niveau plus élevé et plus greffe durable du système immunitaire humain composants⁹. En plus d’autres suppriment ou entravent le développement de l’immunité innée, portant le total opercule de l’interleukine-2 récepteurs-chaîne γ (Il2rg) ou de troncature dans la (NOD) des modèles de souris -scid arrière-plan ont été établis. Il2rg, également connu sous le nom commun cytokine-receptor γ-chaîne, est un élément indispensable de diverses cytokines récepteurs^10,11,12,13. Souches comme clin de œil. CG -Prkdc^scidIl2rg^tm1Wji (NSG) et NODShi.Cg -Prkdc^scidIl2rg^tm1Sug (NOG) présentent des perturbations robuste de signalisation des cytokines de souris et une ablation complète du développement des cellules NK, dans Ajout d’une insuffisance sévère de l’immunité adaptative^14,15,16.

Trois modèles de souris humanisée portant un scid , mutation et Il2rg knock-out sont fréquemment employés dans la recherche sur le VIH/sida : le modèle de BLT (moelle osseuse/foie/Thymus), le modèle PBL (leucocytes périphériques de sang) et le modèle SRC (cellule de repeuplement de SCID) ³. modèle le BLT est créé via transplantation chirurgicale du foie foetal humain et le thymus sous la capsule rénale de souris accompagné d’une injection intraveineuse de foetus foie autorenouveler^3,17,18. Le modèle de souris BLT offre une efficacité élevée de greffe, développement de cellules hématopoïétiques humaines dans toutes les lignées et mise en place d’un système immunitaire fort ; en outre, les lymphocytes T sont instruits dans un thymus autologue humain et pièce restriction HLA des réponses immunitaires^4,5,17,19. Toutefois, l’obligation pour les procédures chirurgicales reste l’inconvénient majeur du modèle BLT. Le modèle de souris PBL est établi par une injection intraveineuse avec des cellules lymphoïdes périphériques humaines. Le modèle PBL offre commodité et rendements greffe réussie de lymphocytes, mais son application est limitée en raison insuffisante de B-cellule et greffe de cellules myéloïdes, greffe faible niveaux globales et l’apparition de sévère greffon - versus - host disease (GVHD)^{3 ,},²⁰. Le modèle de souris SRC s’établit par l’injection de csh humaine dans nouveau-né ou un jeunes adultes souris SCID. Il montre efficacité greffe moyen supérieur à 25 % (évalué comme sang périphérique CD45 pourcentage) et prend en charge le développement de multiple-lignée de csh injectée et l’élaboration d’un système immunitaire inné. Toutefois, la limitation du modèle SRC est que la réponse des lymphocytes est souris H2 restreints au lieu de restriction HLA humain^14,21.

Le modèle de souris SRC est considéré comme un modèle fiable et facile pour le VIH/sida petits animaux des études précliniques, illustrée par la prise de greffe cohérente d’un système immunitaire et hématopoïétique mise au point. Précédemment, nous avons signalé la mise en place d’un modèle de souris de NSG Hu-SRC-SCID (hu-NSG) et décrit son application dans la réplication du VIH et de la latence des études^22,23,24. Ce modèle de souris de hu-NSG présente des niveaux élevés de domiciliation de la moelle osseuse, la susceptibilité à l’infection par le VIH et la récapitulation de l’infection par le VIH et la pathogenèse. En outre, le modèle de souris de hu-NSG réagit de façon appropriée à une thérapie antirétrovirale combinatoire (charrette) et récapitule le rebond viral plasmatique après le retrait de chariot, confirmant la mise en place d’un VIH latence réservoir^{25,26 ,},²⁷. Ce réservoir de latence du VIH est étayé par la production d’aptes à la réplication du VIH virus ex vivo induite par l’homme au repos CD4 + T-cellules isolées de souris infectés et traités panier hu-NSG.

Ici, les auteurs décrivent le protocole détaillé pour la mise en place du modèle souris hu-NSG de souris néonatales de soins infirmiers, y compris les procédures relies au traitement du VIH infection et panier pour le développement de la latence. Nous espérons que ce protocole d’offrir un nouvel ensemble d’approches dans les études sur des animaux concernant le VIH virologie, latence et traitement du VIH.

Protocole

Tous les soins des animaux et des procédures ont été réalisées selon les protocoles revus et approuvés par la ville de Hope institutionnels Animal Care et utilisation Comité (IACUC) détenu par le chercheur principal de cette étude (Dr John Rossi, 12034 # IACUC). Tissu du foie foetal humain provient d’Advanced Bioscience ressources (Alameda, CA), un organisme sans but lucratif, conformément à la réglementation fédérale et d’état. Le vendeur a son propre Institutional Review Board (IRB) et est conforme aux exigences de protection des sujets humains. PBMC humaines est isolées à partir des échantillons de sang périphérique mis au rebut de donneurs sains anonymes de la ville de centre de donneur de sang de Hope (Duarte, CA), avec aucune identification concernant l’âge, la race, sexe ou l’origine ethnique. LA CISR #/ REF #: 97071/075546

1. Généralités pratiques aseptiques

1. Réaliser des expériences de culture de tissus en désigné à flux laminaire.
2. Garder le milieu de culture tissulaire et de suppléments dans des conditions stériles et filtrer à l’aide d’un avant d’unité de filtration 0,22 µm à utiliser.
3. Préserver préparés autorenouveler humaine dans des tubes stériles et rester sur la glace jusqu'à l’injection.
4. En raison d’un déficit immunitaire sévère, gérer la souris NSG aseptiquement. Porter une robe de chirurgie jetables, cap de cheveux, masque facial, couvre-chaussures et des gants pour éviter la contamination. Désinfecter la surface de banc, titulaire de l’irradiation et chambre d’induction de l’anesthésie avec agent de stérilisation chlore dioxyde de base (p. ex., Clidox) avant et après expériences.
5. Après rétro-orbitaire hémorragie pour éviter la sécheresse des yeux, appliquer la pommade ophtalmique à base de pétrole.
6. Changer d’antibiotique contenant alimentation pour prévenir l’infection en raison de saignements de rétro-orbitaire.

2. infectés par le Virus de manipulation de VIH, rongeurs et les échantillons de sang et les tissus contenant des Virus

Attention : Le VIH est un pathogène humain classe 3 ; les règles de manutention doivent être suivies à la lettre.

1. Gérer les échantillons contenant le virus VIH a désigné BSL2 + / espace laboratoire 3. Verrouiller les réactifs contenant des virus solidement dans un conteneur secondaire pendant le transport. Désinfecter la surface extérieure de tous les conteneurs en l’essuyant approfondie avec 10 % eau de Javel et l’isopropanol avant le transport.
2. Garder tous les déchets contenant des virus dans des conteneurs de déchets désignés avec 2 ou 3 couches de sacs de déchets biologiques. Avant l’élimination des déchets, désinfecter en pulvérisant généreusement les déchets avec iode/éthoxylés nonylphénol solution (par exemple, Wescodyne) et stériliser.
3. Porter des équipements de protection individuelle : bouchon de cheveux, couvercle frontal, écran facial anti-éclaboussure, couvre-chaussures, robe de chirurgie jetables et gants de double-couche.
4. Gérer des rongeurs infectés avec une extrême prudence. Procéder à des injections et des collections de sang tandis que les souris sont sous anesthésie (étapes 5.1-5.2, 6.3-6.5, 7.3 et 8.1-8,2).

3. isolement de cellules souches hématopoïétiques

1. Préparer la solution de collagénase/a pour la digestion du tissu.
   1. Dissoudre la poudre de collagénase/a pour faire la solution-mère à une concentration de 100 mg/mL et stocker la solution mère de collagénase/a dans 150 µL d’extraits à-20 ° C.
   2. Pour utiliser la solution de collagènase, diluer 150 µL de stock de collagénase/a avec 15 mL de milieu RPMI 1640 additionné de 10 % de FCS et 1 % la pénicilline/streptomycine.
      Remarque : La concentration finale de collagénase/a pour la digestion du tissu est de 1 mg/mL.
2. Avec une lame de rasoir stérile, couper le tissu hépatique foetal (16 à 24 semaines de gestation) en petits morceaux (environ 2-3 mm³ en taille) suivi par digestion avec solution de collagénase/a (1 mg/mL) pendant 30 minutes à température ambiante. Ajuster le volume de solution de digestion afin que tous les morceaux de tissus sont complètement submergées. Utilisez l’extrémité arrière du piston de la seringue pour meuler doucement l’échantillon de tissu pour faciliter la digestion.
3. Passer le mélange de digestion à travers un filtre de maille de nylon stérile de 70 µm pour acquérir une suspension de cellules du même.
4. Enrichir pour CD34 + CSS en utilisant un système de MACS par les instructions du fabricant.
5. Compter le pourcentage viable d’enrichi CD34 + CSS à l’aide d’un hémacytomètre²⁸ et procéder à l’injection intrahépatique dans souris néonatales de soins infirmiers.
6. Congeler le restant enrichi CD34 + GPX en gelant les médias (p. ex., CryoStor CS2) et préserver les cellules dans un réservoir d’azote liquide. Lors de l’utilisation future, racontent le pourcentage viable de décongelé CD34 + autorenouveler avant l’injection. Avec l’utilisation de médias de gel, dégel après viabilité est entre 80 et 90 %.

4. intrahépatique Injection de csh humaines CD34 + souris néonatales NSG

NOTE : Souris néonatales NSG 2-3 jours après la naissance sont plus appropriés pour cette procédure, car ils sont assez forts pour supporter l’irradiation à dose létale moitié, tandis que de jeunes suffisamment pour avoir totalement vicié le système immunitaire. Aucune anesthésie n’est nécessaire pour l’injection de HSC.

1. Placez la litière entière de souris néonatales de NSG (généralement de 5 à 10 souris, les deux sexes) dans une cage de l’irradiation en forme de camembert stérile et exposer à une dose totale de 200-250 cGy rayons gamma rayonnement d’une source de rayonnement de césium-137. S’assurer que cette dose de rayonnement se situe dans la plage, comme la perte de poids significative ou même la mort peut être observée lorsque les souris NSG sont exposés à de fortes doses d’irradiation. ¹²
   Remarque : Le rayonnement est un danger pour la santé, protection des personnes contre les rayonnements doit être prise.
2. Après irradiation, injecter chaque souris NSG néonatale avec 5 x 10⁵ viable humaine CD34 + CSS en utilisant une aiguille de seringue/configuration (Figure 1). Injecter directement des cellules au niveau du foie.

5. prise de greffe Validation par le biais de rétro-orbitaire hémorragie et analyse en cytométrie en flux

1. L’injection de 10-12 semaines post-HSC, anesthésier la souris à l’aide d’un appareil d’inhalation isoflurane/oxygène. Régler le débit d’oxygène afin de maintenir le pourcentage d’isoflurane à 4-5 %. L’anesthésie prend 3-5 minutes, en fonction des souris. La souris correctement anesthésiée montrent une lente et profonde respiration et aucune réaction à la stimulation d’orteil-pincement.
2. Collecter 50-100 µL de sang périphérique de chaque souris par le biais d’échantillonnage rétro-orbitaire²⁸. Stocker les échantillons de sang dans les K2EDTA ou les tubes de prélèvement de sang hépariné pour éviter la coagulation.
   NOTE : Les tubes de prélèvement sanguin sont tenus d’avoir revêtement anticoagulant afin que les souris PBMC peut être isolé du sang pour analyse en cytométrie en flux. EDTA est connu pour inhiber les réactions enzymatiques comme la PCR et qRT-PCR ; ainsi, si les réactions enzymatiques en aval sont nécessaires, utiliser un appareil de collecte de sang hépariné.
3. Centrifuger les échantillons de sang à 2 000 x g pendant 20 minutes à 4 ° C pour granuler globules.
   1. Transférer les surnageants de plasma dans de nouveaux tubes de microcentrifuge après centrifugation et conserver à-80 ° C si l’analyse de cytokine est nécessaire.
   2. Lyse des globules rouges (hématies) dans le culot de cellules sanguines à température ambiante pendant 10 minutes à l’aide du tampon de lyse des globules rouges (Table des matières).
      Remarque : Si les échantillons de plasma ne sont pas nécessaires, lyse directement le sang total avec solution de lyse sans centrifugation.
4. Pellet globules restantes après la lyse de la RBC à 300 x g pendant 5 minutes à 4 ° C ; aspirer le surnageant. Laver les granules cellulaires avec 0,01 % de BSA contenant du SPD, centrifuger à 300 x g pendant 5 minutes à 4 ° C et aspirer le surnageant. Répétez l’étape de lavage une fois de plus.
5. Bloquer des cellules avec 100 µL de 1 x blocage cocktail (tableau 3 pour la recette) pendant 20 minutes à 4 ° C.
6. Après le blocage, directement ajouter chaque solution d’anticorps dans la suspension de cellules à une concentration de 2 µL/10⁶ cellules et incuber à 4 ° C pendant 30 minutes. Anticorps pour la validation de la prise de greffe sont : anti-humain CD45 (leucocytes, IDRM : AB_2732068), anti-humain CD3 (T-cells, IDRM : AB_396896), anti-humain CD4 (les cellules T helper, IDRM : AB_397037), anti-human CD8 (lymphocytes T cytotoxiques, IDRM : AB_2722501), anti-humain CD14 (monocytes, IDRM : AB_10373536) et anti-humain CD19 (lymphocytes B, IDRM : AB_10373382). Pour panneau de débit suggéré, veuillez consulter le tableau 4 et Table des matières pour les numéros de catalogue, les RRIDs et les numéros de lot.
   NOTE : Souillure d’anticorps en bloquant la solution élimine la liaison non spécifique des anticorps anti-humaines vers des marqueurs de surface de souris, comme plusieurs marqueurs de surface partager homologie entre l’humain et de souris.
7. Isoler les PBMC humains provenant de donneurs sains et préparer les colorés à simple flux cytometry compensation contrôles à l’aide de PBMC humaines purifiées. alternativement, utilisez des microsphères marquées fluorescence comme compensation contrôle²⁹.
8. Analyse des échantillons de sang périphérique à l’aide d’un cytomètre de flux et de quantifier le pourcentage de cellules humaines CD45 +, CD3 + des cellules humaines, humains cellules CD14 + et CD19 + cellules humaines de cellules du sang périphérique totales.
   1. Pour l’infection à VIH en aval et des études de latence, calculer le pourcentage de lymphocytes T CD4 + et CD8 + T-cellules au sein des cellules CD3 +.
      Remarque : En règle générale, un ratio de CD4:CD8 entre 1,5 et 2,5 est observé avant le VIH infection³⁰.

6. analyse de l’infection par le VIH de hu-NSG souris et de la charge virale plasmatique par qRT-PCR

1. Propager le stock viral VIH BaL dans les PBMC humains provenant de donneurs sains, récolter à post-infection jour 10 et titrer à l’aide de p24 ELISA kit³¹.
2. Humaine CD45 + souris sélectionnez hu-NSG avec plus de 20 % des cellules dans le sang périphérique d’infection à VIH.
3. Anesthésier souris hu-NSG à l’aide d’un appareil d’inhalation isoflurane/oxygène (étape 5.1).
4. Après avoir confirmé l’animal est anesthésié, injecter le virus VIH BaL à une dose de 200 ng de p24 par souris par voie intrapéritonéale.
   NOTE : Soyez très prudent avec l’aiguille, ne pas réutiliser les aiguilles et jeter immédiatement après utilisation dans le récipient de sharp désigné. Désinfectez la zone d’injection après administration de virus.
5. Après l’infection trois semaines, d’offrir une souris hu-NSG et recueillir le sang périphérique par le biais de rétro-orbitaire hémorragie en utilisant hépariné tubes capillaires et les tubes de prélèvement.
6. Séparé plasma et cellules sanguines par centrifugation à 2 000 x g pendant 20 minutes.
7. Lyse des globules rouges Block et tacher les autres globules avec anticorps pour analyse en cytométrie en flux (Section 5.3-5.8).
   Remarque : Analyse en cytométrie en flux devrait se concentrer sur la comparaison CD4:CD8 ratio avant et après l’infection. Une diminution significative de la numération des cellules CD4 + est prévue, comme le CD4 antigène sert un corécepteur pour entrée virale.
8. Utilisation des échantillons de plasma pour analyser le VIH viral chargement par qRT-PCR. Isoler l’ARN viral des échantillons de plasma à l’aide d’un kit de mini ARN viral. Effectuer qRT-PCR avec des amorces spécifiques LTR du VIH-1 et sonde fixe (détails de la séquence dans le tableau 5), en utilisant le protocole du fabricant.

7. orale du panier et la Validation de la Suppression virale (facultatif)

Remarque : Cette étape est facultative pour les enquêtes concernant le pronostic de VIH, virologie ou physiopathologie liée à l’infection au cours de la phase aiguë de l’infection. Panier traitement HIV-infected hu-NSG sert à récapituler la latence du VIH chez les patients humains recevant cART. Les souris infectées avec succès hu-NSG sont donnés panier pendant 4 semaines. Le régime de panier compose de fumarate de ténofovir disoproxil (TDF, 300 mg/capsule), emtricitabine (FTC ; 200 mg/capsule) et le raltégravir (RAL ; 400 mg/capsule). La dose de chariot pour le traitement de souris infectées par le VIH hu-NSG est ajustée selon corps superficie (tableau 1, l’équation 1, tableau 2)³².

1. Calculer la quantité de chaque médicament requis pour chaque cage durant une semaine de traitement, prenant en considération le volume de la bouteille d’eau, le nombre de souris dans chaque cage et un apport quotidien en eau moyenne de 4 mL par souris.
   Remarque : Le point essentiel dans cette étape est d’assurer que chaque souris acquiert sa dose quotidienne dans 4 mL de l’eau potable.
2. Broyer tous les trois médicaments par doses ajustées en poudre fine et dissoudre le mélange de poudre dans l’eau sucrée (par exemple, Medidrop Suralose). Changer la bouteille d’eau chaque semaine au cocktail fraîchement dissous panier fourni dans l’eau sucrée.
   Remarque : La poudre de drogue ne peut-être pas dissoudre immédiatement, agiter vigoureusement pour obtenir une suspension homogène avant de retourner la bouteille à la cage de rétention.
3. Prélever des échantillons de sang périphérique via rétro-orbitaire hémorragie toutes les deux semaines et d’analyser tous les deux le ratio de CD4:CD8 à l’aide de la cytométrie en flux (Section 5.3-5.8) et la charge virale plasmatique par qRT-PCR (Section 6.6).
   Remarque : Généralement après 4 semaines de traitement, la charge virale plasmatique diminue au dessous de la limite de détection et un ratio de CD4:CD8 typique est rétabli.

8. validation du rebond Viral sur chariot retrait (facultatif)

Remarque : Cette étape est essentielle à la validation du modèle de latence, comme rebond viral après le retrait de chariot fournit une preuve directe d’un réservoir de latence. Il est également recommandé pour servir comme une expérience de contrôle pour les études thérapeutiques sur le VIH rebond abat.

1. Plan de retrait du panier après une charge virale plasmatique d’échantillons de sang périphérique est inférieures à la limite de détection et le ratio de CD4:CD8 est restauré sur une plage comprise entre 1.5 et 2.5.
2. Prélever des échantillons de sang périphérique par le biais de rétro-orbitaire hémorragie toutes les 2 semaines après le retrait de la charrette. Surveiller étroitement la variation de la charge virale plasmatique (Section 6.6) ainsi que le ratio de CD4:CD8 (Section 5.3-5.8).

Résultats

Analyse en cytométrie en flux est souvent effectué pour valider la pureté du CSH isolé, évaluer les niveaux de prise de greffe, le profil des réponses immunitaires aux infections virales et efficacité de chariot de l’enquête. Un panel d’anticorps typique contient des anticorps fluorescent étiquetés individuelles 4-6 ; ainsi, un cytomètre en flux avec plusieurs lasers et un large choix de filtres est crucial pour parvenir à des résultats précis.

Discussion

Des souris immunodéprimées greffés avec cellules/tissus humains présentent des caractéristiques physiologiques humanoïde et sont une valeur énorme pour les études de pathologie et physiopathologie, immunologie concernant les maladies spécifiques à l’homme. Parmi les nombreuses souches de souris immunodéficientes, le clin de œil. CG -Prkdc^scidIl2rg^tm1Wji modèle (NSG) est la plus immunodéprimés en raison de son manque d’immunité innée et adaptative, ainsi que roussis cyt...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
CD34 MicroBead Kit, human	MiltenyiBiotec	130-046-703
CryoStor CS2	Stemcell Technologies	07932
NOD.Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Wji	The Jackson Laboratory	005557	Order breeders instead of experimental mice
IsoFlo	Patterson Veterinary	07-806-3204	Order through animal facility, restricted item
Clidox disinfectant	Fisher Sicentific	NC9189926
Wescodyne	Fisher Sicentific	19-818-419
Hamilton 80508 syringe/needle	Hamilton	80508	Custom made
Blood collection tube (K2EDTA)	BD Bioscience	367843
Blood collection tube (Heparin)	BD Bioscience	365965
Capillary tube (Heparinized)	Fisher Sicentific	22-362574
Red Blood Cell Lysis Buffer	Sigma Aldrich	11814389001
QIAamp Viral RNA mini kit	Qiagen	52906
TaqMan Fast VIrus 1-step Master Mix	Thermofisher	4444434
HIV-1 P24 ELISA (5 Plate kit)	PerkinElmer	NEK050B001KT
IgG from human serum	Sigma Aldrich	I4506-100MG
IgG from mouse serum	Sigma Aldrich	I5381-10MG
BB515 Mouse Anti-Human CD45 (clone HI30)	BD Biosciences	564586	RRID: AB_2732068, LOT 6347696
PE-Cy7 Mouse Anti-Human CD3 (Clone SK7)	BD Biosciences	557851	RRID: AB_396896, LOT 6021877
Pacific Blue Mouse Anti-Human CD4 (Clone RPA-T4)	BD Biosciences	558116	RRID: AB_397037, LOT 6224744
BUV395 Mouse Anti-Human CD8 (Clone RPA-T8)	BD Biosciences	563795	RRID: AB_2722501, LOT 6210668
APC-Alexa Fluor 750 Mouse Anti-Human CD14 (TuK4)	ThermoFisher	MHCD1427	RRID: AB_10373536, LOT 1684947A
PE Mouse Anti-Human CD19 (SJ25-C1)	ThermoFisher	MHCD1904	RRID: AB_10373382, LOT 1725304B