JoVE Logo

로그인

JoVE 비디오를 활용하시려면 도서관을 통한 기관 구독이 필요합니다. 전체 비디오를 보시려면 로그인하거나 무료 트라이얼을 시작하세요.

기사 소개

  • 요약
  • 초록
  • 서문
  • 프로토콜
  • 결과
  • 토론
  • 공개
  • 감사의 말
  • 자료
  • 참고문헌
  • 재인쇄 및 허가

요약

이 프로토콜 신생아 NSG 쥐 방사선 조절로 인간 조 혈 줄기 세포의 intrahepatic 주입을 통해 humanized 쥐 (hu-NSG)를 설정 하는 방법을 제공 합니다. Hu NSG 마우스 HIV 감염 및 조합 항 레트로 바이러스 치료 (장바구니)에 취약 하 고 HIV 복제 및 대기 시간 조사에 대 한 적합 한 병 태 생리 모델 역할.

초록

윤리 규정 및 인간의 병 리, 면역학, 및 치료 개발 연구를 위한 기술 과제 수요에 작은 동물 모델에 놓여 있다. 인 간에 게 가까운 유전과 행동 닮았다, 마우스 같은 작은 동물 인간 질병 모델을 통해 인간과 같은 증상 및 응답은 지 수 수에 대 한 좋은 후보 있습니다. 또한, 마우스 유전 배경 다양 한 요구에 맞게 변경할 수 있습니다. 끄 덕/SCID/IL2rγnull (NSG) 마우스는 가장 널리 사용 되 immunocompromised 마우스 긴장; 인간 조 혈 줄기 세포 및 인간 조직 및 기능 인간의 면역 시스템의 후속 개발 engraftment를 수 있습니다. 이 예 지 및 HIV/에이즈 등 인간의 특정 질병의 병 태 생리학을 이해 하 고 치료에 대 한 검색을 원조에 중요 한 이정표 이다. 여기, 우리는 조 혈 줄기 세포 이식 방사선 조절 신생아 NSG 마우스에 의해 humanized NSG 마우스 모델 (hu-NSG)를 생성 하기 위한 상세한 프로토콜을 보고 합니다. Hu-NSG 마우스 모델 이식된 인간 줄기 세포의 hiv-1 바이러스 감염 민감성 멀티 리니지 개발을 보여줍니다. 그것은 또한 주요 생물 학적 특성 조합 항 레트로 바이러스 치료 (장바구니)에 대 한 응답을.

서문

인간의 질병에 대 한 적절 한 동물 모델을 확립 치료법을 찾는 열쇠입니다, 때문에 적절 한 동물 모델 오래 되었습니다 추구 있고 시간이 지나면서 개선. Immunocompromised murine 모델의 여러 변종 인간 세포 및 조직의 engraftment 및 인간 답게 된 기능1,2의 후속 실행을 허용 하는 개발 되었습니다. 이러한 인간 답게 마우스 모델은 인간의 특정 질병3,,45의 수사를 위해 중요 합니다.

후천성 면역 결핍 증후군 (에이즈) 인간 면역 결핍 바이러스 (HIV) 감염에서 발생 한 예입니다. 인간 답게 마우스 모델의 설립 이전에 윤리적, 기술적 한계 국한 HIV/에이즈 비 인간 영장류3전 임상 동물 연구. 그러나, 높은 비용 및 이러한 동물에 대 한 전문적인된 치료에 대 한 요구 사항을 일반적인 학술 설정에서 HIV/에이즈 연구를 방해. 에이즈는 주로 인간의 CD4 + T 세포를 감염 및 개발 및 B 세포, 대 식 세포, 수지상 세포6; 등 다른 인간의 면역 세포의 면역 반응에 미치는 영향 따라서, 기능 인간의 면역 시스템으로 이식 하는 작은 동물 모델 높은 수요에 있습니다.

돌파구는 1988 년에 때 Prkdcscid 돌연변이와 CB17-scid 쥐 개발 되었고 인간의 면역 시스템1의 성공적인 engraftment를 보여 왔다. 결함이 T-와 B-세포 기능에 Prkdcscid 돌연변이 결과 쥐에 연기나 적응 면역 체계, 단 세포 (PBMCs), 조 혈 줄기 세포 (HSCs), 혈액의 인간의 주변 engraftment 하도록 하 고 태아의 조 혈 조직7,8. 그럼에도 불구 하 고, engraftment의 저급은 자주 관찰이 모델; 가능한 원인은 자연 킬러 (NK)를 통해 변조 1) 잔여 타고 난 면역 활동-세포와 마우스 T와 B 세포 (시키는)5의 2) 단계의 개발. 비만 아닌 당뇨병 (끄 덕)의 후속 개발-scid 마우스 모델 달성 극적인 다운 레 귤 레이 션의 NK 세포 활동; 따라서, 그것은 높은 수준과 인간의 면역 체계 구성 요소9의 더 많은 지속 가능한 engraftment를 지원할 수 있습니다. 더 억제 또는 마우스 모델 베어링 잘림 또는 interleukin-2 수용 체 γ-체인 (Il2rg)의 총 녹아웃 (끄 덕)에서 타고 난 면제의 발전을 방해-scid 배경 설치 되었다. Il2rg, 일컬어 일반적인 cytokine 수용 체 γ-체인, 다양 한 cytokine 수용 체10,11,,1213의 필수적인 구성 요소입니다. 끄 덕 같은 변종. Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Wji (NSG)와 NODShi.Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Sug (노 그)에서 마우스 cytokine 신호의 강력한 중단 및 NK 세포 개발의 완전 한 절제를 제시 적응 면역14,,1516의 심한 장애 뿐만 아니라.

3 인간 답게 마우스 모델 베어링 scid 돌연변이 및 Il2rg 녹아웃 자주 HIV/에이즈 연구에서 채택 된다: 샌드위치 (골/간/Thymus) 모델, PBL (주변 혈액 백혈구) 모델 및 SRC (SCID 다시 채우기 셀) 모델 3.는 샌드위치 모델 인간 태아 간, 태아 간 HSCs3,,1718의 정 맥 주사와 함께 마우스 신장 캡슐 아래 thymus의 외과 이식 통해 만들어집니다. 높은 engraftment 효능, 모든 계보에서 인간 조 혈 모 세포의 개발 및 강한 인간의 면역 시스템;의 설립을 제공 하는 샌드위치 마우스 모델 또한, T-세포는 인간의 헌 thymus에서 교육 하 고 면역 응답 HLA 제한4,5,,1719전시. 그러나, 수술 절차에 대 한 요구 사항은 샌드위치 모델의 주요 단점은 남아 있습니다. PBL 마우스 모델 인간의 주변 림프 세포를 정 맥 주사에 의해 설정 됩니다. PBL 모델 편의 제공 하 고 성공적인 T-셀 engraftment를 생성 하지만 응용 프로그램은 부족 한 B-세포 및 골수성 세포 engraftment, 낮은 engraftment 수준 전체, 그리고 심한 이식-비교-호스트 질병 (GVHD)3의 발병으로 인해 제한 ,20. SRC 마우스 모델 신생아 또는 젊은 성인 SCID 쥐로 인간의 HSCs의 주사를 통해 설정 됩니다. 그것은 (말 초 혈액 CD45 비율으로 평가) 25% 이상 평균 engraftment 효율성을 전시 하 고 주입된 HSCs의 다중 계보 개발 및 타고 난 인간의 면역 시스템의 퇴 고를 지원 합니다. 그러나, SRC 모델의 한계가 이다 T 세포 응답 인간의 HLA 제한14,21대신 H2 제한 마우스입니다.

SRC 마우스 모델 연구를 위한 전 임상 HIV/에이즈 작은 동물, 인간의 면역 체계와 성공적인 조 혈 개발의 일관성 engraftment exemplified 손쉬운 고 안정적인 모델을 간주 됩니다. 우리는 이전 보고 NSG Hu-SRC-SCID (hu-NSG) 마우스 모델의 설립 하 고 HIV 복제 및 대기 연구22,,2324그것의 응용 프로그램을 설명. 이 hu NSG 마우스 모델 골 유도, HIV에 감염 자화 율의 높은 수준 및 HIV 감염의 병 인 재현 부를 전시 한다. 또한, hu NSG 마우스 모델 조합 항 레트로 바이러스 치료 (장바구니)에 적절 하 게 응답 하 고 카트 철수, 확인 된 에이즈 대기 저수지25,26의 설립에 따라 플라즈마 바이러스 리바운드를이 ,27. 이 HIV 대기 저수지는 인간의 휴식 하는 CD4 + T 세포 감염 및 카트 취급 hu NSG 쥐에서 분리에 의해 유도 된 복제 유능한 HIV 바이러스 전 비보 의 생산에 의해 더 입증 된다.

여기, 우리 대기 시간 개발에 대 한 HIV 감염 및 카트 치료에 관련 된 절차를 포함 하 여 신생아 NSG 쥐에서 hu NSG 마우스 모델의 설립에 대 한 상세한 프로토콜을 설명 합니다. 우리는 새로운 HIV 에이즈 바이러스학, 대기 시간 및 치료에 관한 동물 연구에 접근을 제공 하는이 프로토콜을 기대 합니다.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

프로토콜

모든 동물 보호 및 절차 프로토콜 검토 및 승인 하 여 시의 희망 기관 동물 관리 및 사용 위원회 (IACUC) 개최 (닥터 존으로 시, IACUC #12034)이이 연구의 책임자에 의해 수행 되었습니다. 인간 태아 간 조직 비영리 단체, 연방 및 주 규정에 따라 고급 생명 자원 (Alameda, CA)에서 얻은 했다. 공급 업체 자체 기관 검토 위원회 (IRB) 및 인간 주제 보호 요구 사항을 준수. 인간의 PBMCs 나이, 인종, 성별, 또는 민족성에 관한 아무 식별과 시의 희망 혈액 기증자 센터에서 (듀 래 이트, 캘리포니아), 익명 건강 한 기증자 로부터 폐기 말 초 혈액 표본 으로부터 격리 됩니다. IRB #/ REF #: 97071/075546

1. 일반 무 균 연습

  1. 지정 된 층 류 캐비닛에 조직 배양 실험을 수행 합니다.
  2. 조직 문화 매체와 무 균 조건 하에서 보충을 유지 하 고 사용 하는 0.22 μ m 여과 단위 이전을 사용 하 여 필터링.
  3. 무 균 튜브에 준비 된 인간의 HSCs를 보존 하 고 주입까지 얼음에 계속.
  4. 심각한 면역 결핍의 결과로 NSG 마우스를 aseptically으로 처리 합니다. 일회용 수술 복, 헤어 캡, 얼굴 마스크, 신발 커버, 그리고 오염을 방지 하기 위해 장갑을 착용 합니다. 실험 전후 벤치 표면, 방사선 홀더, 및 염소 기반으로 산화물 sterilant (예를 들어, Clidox)와 마 취 유도 챔버를 청소.
  5. 복고풍 궤도 건조 한 눈을 방지 하기 위해 출혈 후 석유 기반 눈 연 고를 적용 합니다.
  6. 포함 하는 항생제를 변경 복고풍 궤도 출혈 때문에 감염을 방지 하기 위해 다이어트.

2. 처리 에이즈 바이러스 감염 된 설치류와 바이러스를 포함 하는 혈액/조직 샘플

주의: HIV는 클래스 3 인간의 병원 체; 처리 규칙 정확 하 게 따라야 합니다.

  1. 지정 된 BSL2에서 HIV 바이러스 포함 된 샘플 처리 + 3 실험실 공간. 운송 시 보조 컨테이너에 안전 하 게 바이러스를 포함 하는 시 약을 잠금. 10% 표 백제와 소 프로 파 놀 운송 전에 철저 하 게 닦아 하 여 모든 컨테이너의 외부 표면 소독.
  2. 2-3 레이어 유해 쓰레기 봉투의 지정된 폐기물 용기에 모든 바이러스 포함 된 폐기물을 유지. 폐기물 처리, 이전 아낌없이 요오드/ethoxylated nonylphenol 솔루션 (예: Wescodyne)와 고압 폐기물을 살포 하 여 소독.
  3. 개인 보호 장비 착용: 머리 모자, 얼굴 커버, 안티 스플래시 얼굴 방패, 신발 커버, 일회용 수술 가운, 및 더블 레이어 장갑.
  4. 극단주의 함께 감염 된 설치류를 처리 합니다. 마우스 (단계 5.1-5.2, 6.3-6.5, 7.3, 그리고 8.1-8.2) 취하는 동안 주사 및 혈액 컬렉션을 수행 합니다.

3입니다. 조 혈 줄기 세포의 분리

  1. 조직 소화 콜라/dispase 솔루션을 준비 합니다.
    1. 100 mg/mL의 농도에서 재고 솔루션을 만들기 위해 콜라/dispase 분말을 녹이 고-20 ° c.에서 150 µ L aliquots에서 콜라/dispase 재고 솔루션을 저장
    2. 콜라 솔루션 작업에 대 한 10 %FCS 1% 페니실린/스 보충 RPMI 1640의 15 mL와 콜라/dispase 재고의 150 µ L를 희석.
      참고: 콜라/dispase 조직 소화의 최종 농도 1 mg/mL.
  2. 살 균 면도날, 태아 간 조직 (16-24 주 임신) 작은 조각 (약 2-3 m m3 크기에서)으로 실 온에서 30 분 동안 콜라/dispase 솔루션 (1 mg/mL)와 소화 다음 잘라. 모든 조직 조각을 완전히 잠긴 소화 솔루션의 볼륨을 조정 합니다. 주사기 플런저의 백 엔드를 사용 하 여 부드럽게 소화를 촉진 하기 위하여 조직 샘플을.
  3. 단일 세포 현 탁 액을 얻으려고 70 µ m 메 마른 나일론 메쉬 필터를 통해 소화 혼합물을 전달 합니다.
  4. CD34 + HSCs 제조 업체의 지시 당 맥 시스템을 사용 하 여에 대 한 풍부.
  5. Hemacytometer28 를 사용 하 여 풍부한 CD34 + HSCs의 가능한 비율을 계산 하 고 신생아 NSG 쥐로 intrahepatic 주입을 진행 합니다.
  6. 고정 미디어 (예를 들어, CryoStor CS2)에 남은 농축된 CD34 + HSCs 고 셀 액체 질소 탱크에 보존 한다. 앞으로 사용에 따라 주입 전에 해 동된 CD34 + HSCs의 가능한 비율 재검표. 사용 하 여 미디어를 동결, 해 동 후 생존 80 ~ 90% 사이입니다.

4. intrahepatic 인간 CD34 + HSCs 신생아 NSG 쥐에 주입

참고: 신생아 NSG 쥐 출생에서 2-3 일은이 절차에 대 한 가장 적합 한 그들은 완전히 면역 시스템 장애는 충분히 젊은 동안 반 치명적인 복용량에 방사선을 견딜 만큼 강한. 아니 마 취는 HSC 주입을 위해 필요 합니다.

  1. 살 균 원형 방사선 장에 신생아 NSG 쥐 (일반적으로 5-10 쥐, 두 성 전부)의 전체 쓰레기를 놓고 Caesium 137 방사선 소스에서 200-250 cGy 감마-레이 방사선의 총계 복용량에 노출 합니다. 상당한 체중 감소 또는 죽음 NSG 마우스 고용량의 방사선에 노출 되는 때 관찰 될 수 있는 범위 내에서, 그 방사선 복용량은 확인 합니다. 12
    참고: 방사선은 건강 위험, 방사선에 대 한 개인 보호가지고 야 한다.
  2. 방사선 조사, 다음 5 x 105 와 각 신생아 NSG 마우스 주사 가능한 인간 CD34 + HSCs 주사기/바늘 설치 (그림 1)를 사용 하 여. 직접 간으로 세포를 주사.

5. engraftment 유효성 검사 역 궤도 출혈 및 교류 Cytometry 분석을 통해

  1. 10-12 주 게시물-HSC 주입에 쥐 isoflurane/산소 흡입 기구를 사용 하 여 anesthetize. 4-5%에서 isoflurane 비율을 유지 하기 위해 산소 흐름을 조정 합니다. 마 취 개별 마우스에 따라 3-5 분 걸립니다. 제대로 마 취 쥐 천천히 깊은 호흡 패턴, 그리고 발가락 곤란 자극에 아무 반응을 보여줍니다.
  2. 28역 궤도 샘플링 통해 각 마우스에서 말 초 혈액의 50-100 µ L를 수집 합니다. 응고를 방지 하기 위해 K2EDTA 또는 heparinized 혈액 컬렉션 튜브에 혈액 샘플을 저장 합니다.
    참고: 혈액 컬렉션 튜브 마우스 PBMCs 흐름 cytometry 분석에 대 한 전체 혈액 으로부터 격리 될 수 있도록 항 응 혈 약 코팅을 할 필요가 있습니다. EDTA는 PCR 등 qRT-PCR; 효소 반응을 억제 하기 위해 알려져 있다 따라서, 다운스트림 효소 반응이 필요한 경우 heparinized 혈액 수집 장치를 사용 합니다.
  3. 2000 x g에서 혈액 샘플 혈 펠 렛을 4 ° C에서 20 분간 원심.
    1. 전송 플라즈마 supernatants 새로운 microcentrifuge 튜브 스토어-80 ° C에서 원심 분리 후 사이토카인 분석 필요한 경우.
    2. 붉은 혈액 세포 세포의 용 해 버퍼 (테이블의 재료)를 사용 하 여 10 분 동안 실내 온도에 혈액 세포 펠 렛 내에서 적혈구 (RBCs)를 lyse.
      참고: 경우 플라즈마 샘플 필요 하지 않습니다, 직접 원심 분리 하지 않고 세포 솔루션 전체 혈액 lyse.
  4. 4 ° C에서 5 분간 300 x g에서 RBC 세포의 용 해 후 나머지 혈액 세포를 작은 상쾌한 발음 DPBS, 4 ° C에서 5 분간 300 x g에서 원심 분리기를 포함 하는 0.01 %BSA 셀 펠 릿을 세척 하 고 상쾌한 발음. 한 번 더 세척 단계를 반복 합니다.
  5. 100 µ L 1 x 차단의 칵테일 (제조 법에 대 한표 3 ) 4 ° c.에 20 분 동안 블록 셀
  6. 차단, 후 직접 2 µ L/106 세포의 농도에 세포 현 탁 액에 각 항 체 솔루션을 추가 하 고 30 분간 4 ° C에서 품 어. Engraftment 유효성 검사에 대 한 항 체는: 안티 인간 CD45 (백혈구, RRID: AB_2732068), 안티-인간의 CD3 (T-세포, RRID: AB_396896), 안티-인간의 CD4 (헬퍼 T-세포, RRID: AB_397037), 반대로 인간 CD8 (세포 독성 T-세포, RRID: AB_2722501), 반대로 인간의 CD14 (monocytes, RRID: AB_10373536)와 반대로 인간 CD19 (B 세포, RRID: AB_10373382). 제안 된 흐름 패널 참조 하십시오 표 4테이블의 자료 카탈로그 번호, RRIDs 및 로트 번호에 대 한.
    참고: 마우스 표면 표식으로 반대로 인간 항 체의 일반적인 바인딩을 제거 솔루션을 차단에 얼룩이 지는 항 체, 여러 표면 표식으로 인간 사이의 상 동을 공유 하 고 마우스.
  7. 건강 한 기증자 로부터 인간의 PBMCs 격리 준비 단일 스테인드 흐름 cytometry 보상 컨트롤 사용 하 여 순화 된 인간의 PBMCs. 또는, 보상29컨트롤로 형광 표시 스피어를 사용.
  8. 교류 cytometer를 사용 하 여 주변 혈액 샘플을 분석 하 고 계량 인간의 CD45 + 세포, 인간의 CD3 + 세포, 인간의 CD14 + 셀, 및 인간의 CD19 + 총 주변 혈액 세포에서 세포의 비율.
    1. 다운스트림 HIV 감염 및 대기 시간 연구, CD4 + T 세포와 CD8 + CD3 + 세포 내 T 세포의 비율을 계산 합니다.
      참고: 일반적으로, 1.5와 2.5 사이 CD4:CD8 비율 HIV 감염30전에 관찰 된다.

6. hu-NSG 마우스와 플라즈마 바이러스 부하 qRT-PCR를 사용 하 여 HIV 감염의 분석

  1. 건강 한 기증자 로부터 인간의 PBMCs에 에이즈 발 바이러스 주식 전파, 감염 된 후 10 일에서 수확 및 적정 p24를 사용 하 여 ELISA 키트31.
  2. HIV 감염에 대 한 말 초 혈액에서 20% 이상의 선택 hu-NSG 쥐 인간 CD45 + 세포.
  3. Hu-NSG 쥐 isoflurane/산소 흡입 장치 (단계 5.1)를 사용 하 여 anesthetize
  4. 동물 마 취를 확인 한 후 200의 복용량에 에이즈 발 바이러스를 주사 복 경로 통해 마우스 당 p24의 ng.
    참고: 바늘 매우 신중, 바늘, 재사용 및 지정 된 날카로운 컨테이너로 사용 후 즉시 삭제 하지 할. 바이러스 관리 후 주입의 영역을 치료.
  5. 3 주 후 감염, hu NSG 마우스 anesthetize와 레트로 궤도 통해 주변 혈액 수집 모 세관 튜브 및 컬렉션 튜브 heparinized 사용 하 여 출혈.
  6. 별도 플라즈마 고 20 분 동안 2000 x g에서 원심 분리 하 여 혈액 세포.
  7. Rbc 블록을 lyse 고 흐름 cytometry 분석 (섹션 5.3-5.8)에 대 한 항 체와 나머지 혈 얼룩.
    참고: 흐름 cytometry 분석 CD4:CD8 비율을 비교 하는 감염 전후에 집중 해야 한다. CD4 + 세포 수에서 상당한 감소 예상는 CD4로 항 바이러스 항목에 대 한 공동 수용 체 역할.
  8. HIV 바이러스 분석을 사용 하 여 플라즈마 샘플 qRT-PCR를 사용 하 여 로드 합니다. 바이러스 성 RNA 미니 키트를 사용 하 여 플라즈마 샘플에서 바이러스 성 RNA를 분리. QRT-PCR 에이즈-1 LTR 특정 한 뇌관으로 수행 하 고 프로브 세트 ( 표 5에서 시퀀스 정보), 제조 업체의 프로토콜을 사용 하 여.

7. 카트 및 유효성 검사의 바이러스 억제 (선택 사항) 구강 관리

참고:이 단계는 급성 감염 단계 HIV 예 후, 바이러스학, 또는 감염 관련 이상 관련 조사에 대 한 선택 사항입니다. 에이즈에 감염 된 hu-NSG의 카트 치료 카트를 받는 인간의 환자 중 HIV 대기 시간을 정리 하는 데 사용 됩니다. Hu-NSG 성공적으로 HIV에 감염 된 쥐 4 주에 대 한 장바구니를 주어진 다. 카트 처방 (TDF, 300 m g/캡슐), 테 노 포 (공정 위, 200 m g/캡슐), emtricitabine 및 raltegravir (RAL; 400 m g/캡슐)으로 구성 됩니다. Hu-NSG 에이즈에 감염 된 쥐를 치료를 위한 손수레의 복용량 바디 표면 영역 (표 1, 방정식 1, 표 2)32에 따라 조정 됩니다.

  1. 각 약물 치료, 물병, 각 장에 마우스와 마우스 당 4 mL의 평균 일일 물 섭취 량의 볼륨을 고려의 1 주 동안 각 감 금 소에 필요한 금액을 계산 합니다.
    참고:이 단계에서 핵심 포인트는 각 마우스 내 4 mL 식용 수의 매일 복용량의 취득 하는 것을 보장 하기 위해.
  2. 정밀한 분말으로 조정된 복용량으로 모든 3 개의 약품을 갈기 고 청량된 물 (예: Medidrop Suralose)에 가루 혼합물을 분해. 갓 녹아 카트 칵테일 청량된 물에 제공 매주 물 병 변경.
    참고: 마약 분말 수 있습니다 하지 즉시 해산, 병 들고 케이지를 반환 하기 전에 균질 정지를 달성 하기 위해 적극적으로 악수.
  3. 복고풍 궤도 출혈 매 2 주를 통해 주변 혈액 샘플을 수집 하 고 모두 cytometry (섹션 5.3-5.8)와 qRT-PCR (단면도 6.6)를 사용 하 여 플라즈마 바이러스 부하를 사용 하 여 CD4:CD8 비율 분석.
    참고: 일반적으로 4 주 후 치료, 플라즈마 바이러스 부하 감소를 검출 한계 아래 고 전형적인 CD4:CD8 비율 복원 됩니다.

8. 카트 (옵션) 철수 시 바이러스 반동의 유효성 검사

참고:이 단계는 대기 저수지의 직접 증거를 제공 하는 카트 철수 시 바이러스 리바운드 대기 모델 유효성 검사에서 중요 한. 그것은 또한 HIV 리바운드 억제제에 치료 조사에 대 한 제어 실험으로 것이 좋습니다.

  1. 플라즈마 주변 혈액 샘플에서 바이러스 부하 검출 한계 같습니다 CD4:CD8 비율 1.5와 2.5 사이 범위에 복원 후 카트 철수 계획.
  2. 복고풍 궤도 출혈 카트 철수 후 매 2 주를 통해 주변 혈액 샘플을 수집 합니다. CD4:CD8 비율 (섹션 5.3-5.8) 뿐만 아니라 플라즈마 바이러스 부하 (단면도 6.6)에서 변화를 밀접 하 게 모니터링 합니다.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

결과

교류 cytometry 분석은 자주 고립된 HSCs의 순도 확인, 평가 하 engraftment 수준, 프로필 면역 반응에 바이러스 성 감염, 고 카트 효능을 조사 수행 됩니다. 일반적인 항 체 패널 포함 4-6 개인 붙일 레이블된 항 체; 따라서, 다양 한 필터와 여러 레이저 교류 cytometer은 정확한 결과 달성 하기 위한 중요 합니다.

초기 engraftment 유효성 검사?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

토론

인간의 세포/조직으로 engrafted immunocompromised 쥐 인간과 같은 생리 적 특성을 제시 하 고 인간의 특정 질병에 관한 병 리, 병 태 생리학, 및 면역학 연구에 대 한 엄청난 가치. 가운데 immunocompromised 쥐, 끄 덕의 여러 변종. Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Wji (NSG) 모델은 가장 타고 난과 적응 면역,3,12,19 신호 연기나 마우스 관련 cyt...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

공개

저자는 충돌의 관심을 공개.

감사의 말

이 작품은 건강의 국가 학회 [J.J.R. R01AI29329, R01AI42552 및 R01HL07470 번호 부여] 건강의 국가 학회 [부여 번호 희망 통합 유전체학의 도시를 지원 하기 위해 P30CA033572의 국립 암 연구소에 의해 지원 되었다 분석 약 학 및 분석 Cytometry 코어]. NIH 에이즈 연구 및 참조 시 약 프로그램, 사단의 에이즈, NIAID, NIH를 통해 얻은 다음 시 약: 에이즈 발 바이러스.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

자료

NameCompanyCatalog NumberComments
CD34 MicroBead Kit, humanMiltenyiBiotec130-046-703
CryoStor CS2Stemcell Technologies07932
NOD.Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Wji The Jackson Laboratory005557Order breeders instead of experimental mice
IsoFloPatterson Veterinary07-806-3204Order through animal facility, restricted item
Clidox disinfectantFisher SicentificNC9189926
WescodyneFisher Sicentific19-818-419
Hamilton 80508 syringe/needleHamilton80508Custom made
Blood collection tube (K2EDTA)BD Bioscience367843
Blood collection tube (Heparin)BD Bioscience365965
Capillary tube (Heparinized)Fisher Sicentific22-362574
Red Blood Cell Lysis BufferSigma Aldrich11814389001
QIAamp Viral RNA mini kitQiagen52906
TaqMan Fast VIrus 1-step Master MixThermofisher4444434
HIV-1 P24 ELISA (5 Plate kit)PerkinElmerNEK050B001KT
IgG from human serumSigma AldrichI4506-100MG
IgG from mouse serumSigma AldrichI5381-10MG
BB515 Mouse Anti-Human CD45 (clone HI30)BD Biosciences564586RRID: AB_2732068, LOT 6347696
PE-Cy7 Mouse Anti-Human CD3 (Clone SK7)BD Biosciences557851RRID: AB_396896, LOT 6021877
Pacific Blue Mouse Anti-Human CD4 (Clone RPA-T4)BD Biosciences558116RRID: AB_397037, LOT 6224744
BUV395 Mouse Anti-Human CD8 (Clone RPA-T8)BD Biosciences563795RRID: AB_2722501, LOT 6210668
APC-Alexa Fluor 750 Mouse Anti-Human CD14 (TuK4)ThermoFisherMHCD1427RRID: AB_10373536, LOT 1684947A
PE Mouse Anti-Human CD19 (SJ25-C1)ThermoFisherMHCD1904RRID: AB_10373382, LOT 1725304B

참고문헌

  1. Greiner, D. L., Hesselton, R. A., Shultz, L. D. SCID mouse models of human stem cell engraftment. Stem cells. 16 (3), 166-177 (1998).
  2. Rongvaux, A., et al. Development and function of human innate immune cells in a humanized mouse model. Nature. 32 (4), 364-372 (2014).
  3. Walsh, N. C., et al. Humanized Mouse Models of Clinical Disease. Annual review of pathology. 12, 187-215 (2017).
  4. Shultz, L. D., Brehm, M. A., Garcia-Martinez, J. V., Greiner, D. L. Humanized mice for immune system investigation: progress, promise and challenges. Nature reviews. Immunology. 12 (11), 786-798 (2012).
  5. Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. Humanized mice in translational biomedical research. Nature reviews. Immunology. 7, (2007).
  6. Moir, S., Fauci, A. S. B cells in HIV infection and disease. Nature reviews. Immunology. 9 (4), 235-245 (2009).
  7. McCune, J. M., et al. The SCID-hu mouse: murine model for the analysis of human hematolymphoid differentiation and function. Science. 241 (4873), 1632-1639 (1988).
  8. Mosier, D. E., Gulizia, R. J., Baird, S. M., Wilson, D. B. Transfer of a functional human immune system to mice with severe combined immunodeficiency. Nature. 335, 256(1988).
  9. Shultz, L. D., et al. Multiple defects in innate and adaptive immunologic function in NOD/LtSz-scid mice. Journal of immunology. 154 (1), 180-191 (1995).
  10. Ohbo, K., et al. Modulation of hematopoiesis in mice with a truncated mutant of the interleukin-2 receptor gamma chain. Blood. 87 (3), 956-967 (1996).
  11. Ito, M., et al. NOD/SCID/gamma(c)(null) mouse: an excellent recipient mouse model for engraftment of human cells. Blood. 100 (9), 3175-3182 (2002).
  12. Shultz, L. D., et al. Human lymphoid and myeloid cell development in NOD/LtSz-scid IL2R gamma null mice engrafted with mobilized human hemopoietic stem cells. Journal of immunology. 174 (10), 6477-6489 (2005).
  13. Ishikawa, F., et al. Development of functional human blood and immune systems in NOD/SCID/IL2 receptor {gamma} chain(null) mice. Blood. 106 (5), 1565-1573 (2005).
  14. Watanabe, Y., et al. The analysis of the functions of human B and T cells in humanized NOD/shi-scid/gammac(null) (NOG) mice (hu-HSC NOG mice). International immunology. 21 (7), 843-858 (2009).
  15. McDermott, S. P., Eppert, K., Lechman, E. R., Doedens, M., Dick, J. E. Comparison of human cord blood engraftment between immunocompromised mouse strains. Blood. 116 (2), 193-200 (2010).
  16. Mazurier, F., Doedens, M., Gan, O. I., Dick, J. E. Rapid myeloerythroid repopulation after intrafemoral transplantation of NOD-SCID mice reveals a new class of human stem cells. Nature. 9 (7), 959-963 (2003).
  17. Melkus, M. W., et al. Humanized mice mount specific adaptive and innate immune responses to EBV and TSST-1. Nature medicine. 12, 1316(2006).
  18. Lan, P., Tonomura, N., Shimizu, A., Wang, S., Yang, Y. -G. Reconstitution of a functional human immune system in immunodeficient mice through combined human fetal thymus/liver and CD34+ cell transplantation. Blood. 108 (2), 487-492 (2006).
  19. Brehm, M. A., Bortell, R., Verma, M., Shultz, L. D., Greiner, D. L. Humanized Mice in Translational Immunology. Translational Immunology. , 285-326 (2016).
  20. King, M. A., et al. Hu-PBL-NOD-scid IL2rgnull mouse model of xenogeneic graft-versus-host-like disease and the role of host MHC. Clinical & Experimental Immunology. 157, 104-118 (2009).
  21. Halkias, J., et al. Conserved and divergent aspects of human T-cell development and migration in humanized mice. Immunology and cell biology. 93 (8), 716-726 (2015).
  22. Satheesan, S., et al. HIV replication and latency in a humanized NSG mouse model during suppressive oral combinational ART. Journal of virology. , (2018).
  23. Zhou, J., et al. Receptor-targeted aptamer-siRNA conjugate-directed transcriptional regulation of HIV-1. Theranostics. 8 (6), 1575-1590 (2018).
  24. Zhou, J., et al. Cell-specific RNA aptamer against human CCR5 specifically targets HIV-1 susceptible cells and inhibits HIV-1 infectivity. Chemistry & biology. 22 (3), 379-390 (2015).
  25. Brechtl, J. R., Breitbart, W., Galietta, M., Krivo, S., Rosenfeld, B. The use of highly active antiretroviral therapy (HAART) in patients with advanced HIV infection: impact on medical, palliative care, and quality of life outcomes. Journal of pain and symptom management. 21 (1), 41-51 (2001).
  26. Richman, D. D., Margolis, D. M., Delaney, M., Greene, W. C., Hazuda, D., Pomerantz, R. J. The Challenge of Finding a Cure for HIV Infection. Science. 323 (5919), 1304-1307 (2009).
  27. Pace, M. J., Agosto, L., Graf, E. H., O'Doherty, U. HIV reservoirs and latency models. Virology. 411 (2), 344-354 (2011).
  28. Van Herck, H., et al. Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: comparative effects on selected behavioural and blood variables. Laboratory animals. 35 (2), 131-139 (2001).
  29. Autissier, P., Soulas, C., Burdo, T. H., Williams, K. C. Evaluation of a 12-color flow cytometry panel to study lymphocyte, monocyte, and dendritic cell subsets in humans. Cytometry. 77 (5), 410-419 (2010).
  30. Lu, W., Mehraj, V., Vyboh, K., Cao, W., Li, T., Routy, J. -P. CD4:CD8 ratio as a frontier marker for clinical outcome, immune dysfunction and viral reservoir size in virologically suppressed HIV-positive patients. Journal of the International AIDS Society. 18, 20052(2015).
  31. van't Wout, A. B., Schuitemaker, H., Kootstra, N. A. Isolation and propagation of HIV-1 on peripheral blood mononuclear cells. Nature protocols. 3, 363(2008).
  32. Reagan-Shaw, S., Nihal, M., Ahmad, N. Dose translation from animal to human studies revisited. FASEB journal: official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 22 (3), 659-661 (2008).
  33. Han, Y., Wind-Rotolo, M., Yang, H. -C., Siliciano, J. D., Siliciano, R. F. Experimental approaches to the study of HIV-1 latency. Nature reviews. Microbiology. 5 (2), 95-106 (2007).
  34. Marsden, M. D., et al. HIV Latency in the Humanized BLT Mouse. Journal of virology. 86 (1), 339-347 (2012).
  35. Karpel, M. E., Boutwell, C. L., Allen, T. M. BLT humanized mice as a small animal model of HIV infection. Current opinion in virology. 13, 75-80 (2015).
  36. Durand, C. M., Blankson, J. N., Siliciano, R. F. Developing strategies for HIV-1 eradication. Trends in immunology. 33 (11), 554-562 (2012).
  37. Van Lint, C., Bouchat, S., Marcello, A. HIV-1 transcription and latency: an update. Retrovirology. 10, 67(2013).
  38. Xu, L., Zhang, Y., Luo, G., Li, Y. The roles of stem cell memory T cells in hematological malignancies. Journal of hematology & oncology. 8, 113(2015).
  39. Chun, T. -W., Moir, S., Fauci, A. S. HIV reservoirs as obstacles and opportunities for an HIV cure. Nature immunology. 16 (6), 584-589 (2015).
  40. Redel, L., et al. HIV-1 regulation of latency in the monocyte-macrophage lineage and in CD4+ T lymphocytes. Journal of leukocyte biology. 87 (4), 575-588 (2010).
  41. Laird, G. M., et al. Rapid Quantification of the Latent Reservoir for HIV-1 Using a Viral Outgrowth Assay. PLoS pathogens. 9 (5), e1003398(2013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

재인쇄 및 허가

JoVE'article의 텍스트 или 그림을 다시 사용하시려면 허가 살펴보기

허가 살펴보기

더 많은 기사 탐색

143NSGHSCsHIV

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

개인 정보 보호

이용 약관

정책

연구

교육

JoVE 소개

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. 판권 소유