Modèles de xénogreffe orthopiques dérivés du patient pour le carcinome humain de cellules urotheliales et la croissance de tumeur de cancer colorectal et la métastasie spontanée

Résumé

Ce protocole décrit la génération des modèles de xénogreffe orthotopic-dérivés du patient en inculquant intra-vesically les cellules de carcinome urothelial de haut grade ou les cellules de cancer colorectal intra-rectally injectant dans le diabétique non-obèse/grave combiné Souris d'immunodéficience (NOD/SCID) pour la croissance primaire de tumeur et les métastases spontanées sous l'influence des cellules stromal de ganglion lymphatique, qui imite la progression des maladies métastatiques humaines.

Résumé

Les patients cancéreux ont de mauvais pronostics lorsque la participation des ganglions lymphatiques (LN) est présente dans le carcinome urothélial à haut grade (HG-UCC) de la vessie et le cancer colorectal (CRC). Plus de 50% des patients atteints d'UCC herminant, en dépit de la thérapie curative pour la maladie cliniquement localisée, développeront des métastases et mourront dans les 5 ans, et le CRC métastatique est une cause principale de décès liés au cancer aux États-Unis. Les modèles de Xénogreffe qui imitent uniformément la métasse d'UCC et de CRC vu dans les patients sont nécessaires. Cette étude vise à générer des modèles de xénogreffe orthotopique d'origine du patient (PDOX) de l'UCC et du CRC pour la croissance tumorale primaire et les métastases spontanées sous l'influence des cellules stromales de LN imitant la progression des maladies métastatiques humaines pour le dépistage des médicaments. Des tumeurs fraîches d'UCC et de CRC ont été obtenues des patients consentés subissant la résection pour HG-UCC et adénocarcinome côlorectal, respectivement. Co-inoculés avec des cellules HK analogiques de cellules stromales de LN (LNSC), les cellules d'UCC luciferase-étiquetées ont été intra-vesically (IB) inculquées dans les souris femelles diabétiques/graves combinées d'immunodéficience (NOD/SCID), et les cellules de CRC ont été intra-rectally (IR) injectées dans souris mâles NOD/SCID. La croissance et la métatasie de tumeur ont été surveillées hebdomadairement utilisant la formation image de bioluminescence (BLI). Au sacrifice, les tumeurs primaires et les organes de souris ont été moissonnés, pesés, et formalin-fixés pour l'hématoxylin et l'éosine et la coloration d'immunohistochemistry. Dans nos modèles uniques de PDOX, les tumeurs de xénogreffe ressemblent aux tumeurs de préimplantation patiente. En présence des cellules de HK, les deux modèles ont des taux élevés d'implantation de tumeur mesurés par BLI et poids de tumeur, 83.3% pour UCC et 96.9% pour CRC, et les taux éloignés élevés de métastes d'organe (33.3% ont détecté la métaste de foie ou de poumon pour UCC et 53.1% pour CRC). En outre, les deux modèles ont zéro mortalité de la procédure. Nous avons établi des modèles PDOX uniques et reproductibles pour les hG-UCC et crC humains, qui permettent la formation, la croissance, et les études de métatasie de tumeur. Avec ces modèles, l'essai de nouveaux médicaments thérapeutiques peut être exécuté efficacement et d'une manière cliniquement-mimétique.

Introduction

Il a été démontré que la métasse des ganglions lymphatiques (LN) est un mauvais indicateur pronostique dans de nombreuses malignités d'organes solides, y compris le carcinome urothélial à haut grade (UCC) de la vessie et du cancer colorectal (CRC)^1,2. Plus de la moitié des patients atteints d'UCC (MIUCC) invasif musculaire, malgré la thérapie curative pour la maladie cliniquement localisée, développeront des métastases et mourront dans les 5 ans. Le CRC métastatique est l'une des principales causes de décès liés au cancer aux États-Unis.

On estime que 81 190 nouveaux patients et 17 240 décès par cancer devraient survenir en 2018 aux États-Unis en raison de l'UCC de la vessie^3,4. Alors que les patients seront principalement (70%) avec la maladie invasive non-musculaire, 30% auront MIUCC⁵. En dépit de la thérapie curative (cystectomie radicale [RC] avec ou sans chimiothérapie systémique) pour la maladie médicalement localisée, la moitié des patients présentant MIUCC de la vessie développeront toujours des métastases et mourront dans les 5 ans^3. La participation de ganglion lymphatique est trouvée dans approximativement 20%-25% de patients ayant subi RC^6,7,8. Le taux de survie à cinq ans dans les patients positifs de LN est moins de 35% même après RC, suggérant la participation de LN comme prédicteur négatif crucial pour le pronostic dans les patients d'UCC.

Le cancer colorectal est le troisième cancer le plus fréquent diagnostiqué chez les hommes et les femmes aux États-Unis. Les résultats de patient dépendent en grande partie des caractéristiques de tumeur et du microenvironnement de tumeur, tels que la profondeur de l'invasion, la participation de LN, et les métastases éloignées d'organe. Bien que le taux de mortalité au CRC ait diminué au cours de la dernière décennie en raison du dépistage et des chirurgies efficaces, on estime que près de 50 % des patients atteints du CRC développeront des métastases ou des maladies récurrentes⁹.

Les modèles de petits animaux fournissent une plate-forme expéditive, reproductible, et modifiable pour étudier la progression de tumeur et les modèles métastatiques différents. Il n'y a actuellement aucun modèle décrit de xénogreffe qui imitent uniformément la métaste de CRC et d'UCC vue dans les patients. La voie principale de la métastes lointaines de cancer est par la propagation lymphatique. De nouvelles recherches suggèrent que les LN fournissent aux tumeurs un microenvironnement unique, et ne sont pas seulement des cibles fixes où les cellules cancéreuses passent transitoirement, mais jouent également un rôle intégral en interagissant avec les cellules cancéreuses dans le processus métastatique. En effet, nos études ont découvert que, en plus d'éduquer et de promouvoir la progression tumorale et les métastases, le microenvironnement stromal LN est également responsable de la résistance aux médicaments dans CRC^10,11. Notre laboratoire a récemment confirmé les effets tumorigènes des cellules stromales LN (LNSC) sur le CRC et les UCC à l'aide de modèles de souris orthopiques dérivés du patient^12,13.

Le développement de modèles PDOX constitue une plate-forme importante pour la recherche translationnelle sur le cancer^14,15. En maintenant les principales caractéristiques histologiques et génétiques de leur tumeur donneuse, les modèles PDOX restent stables sur tous les passages et constituent de bonnes plateformes pour la recherche translationnelle sur le cancer^12,15. Les modèles PDOX sont utilisés pour l'évaluation préclinique des médicaments, l'identification des biomarqueurs et l'évaluation préclinique de stratégies de médecine personnalisée permettant de prédire les résultats cliniques. Actuellement, il n'y a aucun modèle décrit de xénogreffe qui considèrent l'importance de la participation de LN et sont capables de reproduire uniformément la tumeur primaire et la métaste éloignée d'organe dans CRC et UCC. Dans cette étude, nous décrivons le développement des modèles de PDOX chez les souris NOD/SCID avec la reproduction des maladies métastatiques de CRC et d'UCC avec la participation de LNSC.

Protocole

Toutes les méthodes décrites dans ces études sur les animaux ont été menées en vertu des lignes directrices approuvées par le Comité institutionnel de soins et d'utilisation des animaux du système de santé Ochsner et conformément aux lignes directrices de recherche sur les animaux. Toutes les tumeurs des patients pour cette étude ont été recueillies auprès de patients consentés subissant des chirurgies de résection du cancer conformément à la Commission d'examen d'enquête du système de santé Ochsner et aux normes éthiques du Comité institutionnel sur l'homme Expérimentation. Les pathologistes certifiés par le conseil au système de santé d'Ochsner ont déterminé les diagnostics pathologiques des spécimens de patient basés sur les dispositifs microscopiques des cellules de tumeur, leur type histologique, et niveau de catégorie.

REMARQUE : Le protocole suivant décrit les étapes de deux modèles séparés de xénogreffe, un modèle d'UCC par l'intermédiaire de l'électrocutérisation de la paroi de réservoir souple pour inculquer des cellules d'UCC et une injection intrarectale des cellules de CRC pour l'étude dans un modèle de CRC. Toutes les étapes de préparation et de surveillance des expériences sont identiques pour les deux modèles, tandis que les sections 7 et 8 décrivent spécifiquement la procédure d'instillation ucc et d'injection de CRC, respectivement.

1. Cultiver des lignées cellulaires

1. Cultivez des cellules HK dans le milieu complet de RPMI-1640 complété avec le sérum bovin foetal de 10%, 2 nM de glutamine, 100 U/mL de pénicilline G, et la streptomycine de 100 mg/mL à 37 oC dans un incubateur humidifié de CO₂ de 5%.
   REMARQUE : Les cellules de HK sont des cellules dendritiques folliculaires humaines normales et peuvent être cultivées et étendues pour 15 passages in vitro^16.
2. Pour se préparer à une expérience, trypsiniser les cellules.
   1. Retirez les médias et ajoutez 2 ml de trypsine de 1 % dans la solution de sel équilibrée (HBSS) de Hank aux cellules. Remettre les cellules dans l'incubateur humidifié CO₂ à 37 oC pendant 4 min.
   2. Recueillir les cellules du plat dans un tube de 15 ml à l'aide d'une aide à la tuyauterie de poche avec un tuyau sérologique de 10 ml attaché. Ajouter 8 ml de milieu complet RPMI-1640.
   3. Combiner 40 l de cellules et 40 l de bleu trypan dans un seul puits d'une plaque de puits de 96. Ajouter 10 ll de mélange à un hémocytomètre et compter les cellules vivantes. Ajouter 1 million de cellules dans 25 ml de RPMI-1640 moyen complet à un 150 mm stérile tissu culture traitée plat pour continuer à croître les cellules.
      REMARQUE : La suspension de cellules de HK préparée dans cette étape doit être employée dans une heure pour mélanger avec des cellules de tumeur pour l'injection.

2. Collection de spécimens de patients

1. Recueillir les tumeurs UCC du patient consenti 15 (BlCaPt15, pT3b N1 M0) et 37 (BlCaPt37, pT3b pN0 M0) à la chirurgie de résection.
2. Recueillir les tumeurs CRC du patient consenti 155 (CoCaPt155, T1 N0 M0) et 302 (CoCaPt302, T1 N0 M0) à la chirurgie de résection.

3. Expansion de la tumeur patiente

1. Recueillir des tumeurs à la chirurgie dans le milieu stérile froid McCoy contenant la pénicilline G (500 U/mL) et la streptomycine (500 mg/mL).
2. Implanter des tumeurs directement dans le flanc gauche et droit des souris femelles de 6 à 8 semaines NOD/SCID.
   1. Hacher mécaniquement les tissus en petits morceaux (1 mm³) à l'aide de petits ciseaux chirurgicaux.
   2. Implanter le tissu sous-cutané au flanc gauche et droit utilisant des aiguilles de biopsie d'aspiration de moelle de 13 G.
      REMARQUE : Implanter un volume total de 8 mm³ divisé uniformément des deux côtés du flanc.

4. Marquage et enrichissement des tumeurs étiquetées par la luciferase

1. Mesurer la croissance tumorale bihebdomadaire à l'aide d'un étrier numérique.
2. À 1 cm de diamètre, transduire la tumeur. Injecter directement dans la tumeur avec une dose unique de Luc / protéine fluorescente rouge (RP)-lentivirus (50 L /tumeur, 1:30 dilution à partir de stock concentré de lentivirus de titre élevé) à l'aide d'une seringue de 1 cc avec une aiguille de 27 G.
   REMARQUE : La tumeur patiente atteint typiquement 1 cm de diamètre en 1/2 mois. Cependant, le taux de croissance est extrêmement variable et basé sur un certain nombre de facteurs, y compris le grade tumoral et le type.
3. Surveiller la tumeur chaque semaine par imagerie bioluminescente (BLI) chez les animaux vivants.
   1. Pesez les souris. Injectez la souris consciente avec 150 mg/kg de luciferinparionalement et attendez 5 min pour que le substrat circule dans le corps de la souris.
   2. Anesthésiez la souris avec 2,5% d'isoflurane à 100% d'oxygène, 1 L/min dans une chambre à induction.
   3. Placez la souris sur l'estomac dans une machine d'imagerie BLI avec isoflurane qui coule et l'image. Prenez des images séquentielles pour confirmer la présence de luc/ RFP régions tumorales positives (image bio-luminescente fausse couleur). Remettre la souris en cage une fois l'imagerie terminée.

5. Sélectionnez la partie appropriée de la tumeur pour la digestion enzymatique

1. Le jour de l'UCC ou de la procédure de CRC, souris d'image avec la tumeur marquée de luciferase comme dans des étapes 4.3.1-4.3.3.
   REMARQUE: La durée de croissance de la tumeur sous-cutanée dépend de la vitesse de croissance de la tumeur et du nombre prévu d'animaux à injecter dans l'expérience.
2. Récolte de la tumeur du flanc de la souris et de l'image.
   1. Euthanasier la souris par inhalation de CO₂ après l'imagerie. Placer la souris dans la chambre CO 2, allumer le gaz à 1,4 L/min jusqu'à l'arrêt respiratoire et laisser agir pendant 3 min. Suivez-le avec une luxation cervicale.
   2. Nettoyer la peau avec 70% d'éthanol. Tente la peau directement au-dessus de la tumeur. Avec des ciseaux chirurgicaux faire une petite incision dans la peau. Séparer la peau de la tumeur avec des ciseaux.
   3. Enlever la tumeur et la placer dans un pétri-plat stérile. Image plat entier dans une machine d'imagerie.
3. Utilisez des ciseaux stériles ou scalpel pour séparer les sections luciferase-négatives des sections positives de luciferase dans la tumeur et la ré-image.
4. Répétez jusqu'à ce que seuls les morceaux de tumeur très positifs restent.

6. Digestion enzymatique de la tumeur

1. Sous le capot d'écoulement laminaire, hachez les morceaux positifs de tumeur de luciferase (étape 5.4) dans les plus petits morceaux possibles utilisant les ciseaux chirurgicaux stériles et mettez-les dans un tube conique stérile de 50 ml.
   REMARQUE : Le mi-t-il de la tumeur dans les plus petits morceaux possibles donnera plus de cellules individuelles.
2. Préparer la solution de digestion en ajoutant 10 ml de collagène IV (1,5 mg/ml), 80 l d'hyaluronidase (20 mg/mL) et 160 l de désoxyribonuclease I (0,1 mg/ml) à 40 mL de HBSS. Mélanger la solution en inversant.
3. Ajouter 35 à 40 ml de la solution de digestion à la tumeur hachée. Incuber à 37 oC avec rotation continue pendant 2 h.
   REMARQUE : Secouez vigoureusement le tube périodiquement tout au long de l'incubation pour empêcher le tissu tumoral de s'agglutiner.
4. Filtrer la digestion entière à travers une passoire stérile à cellules de 100 m, suivie d'une passoire cellulaire de 40 m pour enlever les débris. Enregistrez le flux à travers et jetez les débris.
5. Laver les cellules libres en ajoutant 20 ml de HBSS et la centrifugeuse à 329 x g pendant 5 min. Aspirer le supernatant et resuspendre le granule dans 30 ml de HBSS.
6. Combiner 10 l de solution cellulaire et 90 l de bleu trypan dans un seul puits d'une plaque de puits de 96. Comptez les cellules vivantes à l'aide d'un hémacytomètre.
7. Transférer 1 x 10⁴ à 1 x 10⁶ cellules tumorales par souris dans un tube conique stérile de 15 ml. Ajouter 3 x 10⁵ cellules HK de l'étape 1.2.3 par souris, au même tube avec des cellules tumorales.
   REMARQUE : Utilisez un tube conique stérile de 50 ml si le volume total dépasse 15 ml. Calculez toujours plus de doses pour les animaux supplémentaires par groupe d'étude pour tenir compte de la perte de liquide pendant l'utilisation des seringues. Par exemple, si un groupe contient 5 souris, faire suffisamment de cellules pour 6 ou 7 souris.
8. Centrifugeuse à 329 x g pendant 5 min. Jeter le supernatant soit par l'aspiration ou la pipetting.
9. Resuspendre les cellules en 50 L par souris pour le modèle UCC ou 10 l par souris pour le modèle CRC dans un support RPMI complet. Conserver la suspension cellulaire sur la glace jusqu'à ce qu'elle soit prête à l'emploi.

7. Modèle de souris UCC

1. Préparation des souris pour la procédure
   1. Obtenir une souris NOD/SCID femelle de six à huit semaines. Raser le bas du dos de la souris à l'aide de crème d'épilation. Anesthésiez la souris dans une chambre d'induction avec de l'isoflurane (2,5 % en oxygène à 100 %, 1 L/min).
   2. Une fois sous sédatif, placez la souris en position de supine avec son museau dans un cône de nez isoflurane et le dos nu fermement ancré sur une électrode dispersive.
      REMARQUE : La souris est complètement sédative si elle ne réagit pas à la pincée d'orteil.
2. Inculquez les cellules UCC préparées à l'étape 6.9 à la vessie à l'aide d'un angiocatheter (Figure 1Aa,Ab).
   1. Mettre en place une machine d'électrocautérisation monopolaire et mis à une puissance de 4 W. Lubricate un angiocatheter stérile 24 G avec de la gelée lubrifiante et insérer à travers l'urètre de la souris femelle.
      REMARQUE : Une légère résistance peut être ressentie. Poussez doucement vers l'avant ou retirez l'angiocatheter et répétez. Ne forcez pas. Si le cathéter se plie à l'entrée, insérez un fil de guidage stérile (voir 7.2.2) à mi-chemin dans le cathéter pour assurer la stabilité.
   2. Insérez entièrement le fil de guidage droit fixe de 0,025 po 1 mm après l'extrémité de l'angiocatheter.
      REMARQUE : Le fil est marqué de ruban adhésif avant la procédure pour indiquer le point d'arrêt de 1 mm et assurer la consistance.
   3. Maintenez la goupille monopolaire au fil de guidage pendant 1 s permettant l'irritation électrique de la muqueuse de réservoir souple.
   4. Fixez un angiocatheter stérile frais à 1 cc de seringue luer-lok et dessinez 200 l de cellules collectées à partir de l'étape 6.9.
      REMARQUE : Au moins 100 L sont perdus de l'angiocatheter à la seringue. Compenser le volume de perte lors du calcul du volume de suspension cellulaire nécessaire.
   5. Retirez le fil de guidage et l'angiocatheter de l'urètre de souris. Insérer l'angiocatheter avec la seringue des cellules attachées dans l'urètre.
      REMARQUE : L'avancement devrait être plus facile qu'auparavant.
   6. Inculquez 50 l de cellules à la vessie de souris. Attendez quelques secondes avant d'enlever l'angiocatheter pour permettre aux cellules d'adhérer à la paroi de la vessie.
      REMARQUE : Les cellules restent dans la vessie et se développent en tumeur primaire.
3. Retirer la souris du cône nasal isoflurane et de la garniture de mise à la terre. Observez la souris pendant 1 h suivant la procédure. Recherchez les signes de détresse, c'est-à-d. le dos voûté, la respiration laborieuse, etc.

8. Modèle de souris CRC

1. Anesthésiez la souris NOD/SCID mâle de six à huit semaines avec l'isoflurane (2,5 % en oxygène à 100 %, 1 L/min) dans la chambre d'induction. Confirmer la sédation avec une pincée d'orteil.
2. Placez la souris anesthésié en position de supine sous un microscope disséquant, en veillant à fixer leur museau à un nez isoflurane et à fixer leurs membres avant avec du ruban adhésif pour la stabilité.
   REMARQUE : Les loupes peuvent être utilisées au lieu d'un microscope disséquant. Un petit objet peut être utilisé pour améliorer la visibilité et l'angle lorsqu'il est placé sous la base de la queue, élevant l'anus. Typiquement, de petites sections de gaze sont roulées dans une forme de cylindre de 1 pouce de diamètre.
3. Dilate le canal anal avec les forceps à pointe émoussée lubrifiés courbés pour exposer la muqueuse anale et rectale distale. Enlever les excréments.
4. Utilisez une aiguille stérile amovible de 30 G sur une seringue en verre de 50 l pour injecter 10 L de cellules tumorales et HK (à partir de l'étape 6.9) dans le submucosa rectal réctal distal de 1 à 2 mm au-dessus du canal anal. Le belvéd'aiguille doit être recouvert de muqueuse. Veillez à ne pas passer dans la cavité pelvienne.
5. Retirer la souris du cône nasal isoflurane. Observez la souris pendant 1 h suivant la procédure. Recherchez les signes de détresse, c'est-à-d. le dos voûté, la respiration laborieuse, etc.

9. Imagerie bioluminescente

1. Surveiller la tumeur primaire, le foie, et le fardeau métastatique de poumon hebdomadaire utilisant un système de formation image bioluminescente pour l'activité de luciferase.
   1. Obtenir une souris de l'expérience UCC ou CRC et peser. Injecter 150 mg/kg de luciferinparion par voie intrapéritoyonne et attendre 5 min pour que le substrat circule dans le corps de la souris.
   2. Anesthésiez la souris avec 2,5% d'isoflurane à 100% d'oxygène, 1 L/min dans la chambre d'induction.
   3. Placez la souris dans la machine d'imagerie BLI avec le nez fixé dans le cône de nez. Lorsque vous exposez pour l'image, assurez-vous que la zone d'intérêt est face à la caméra. Pour l'injection d'UCC et de CRC, le côté ventral doit faire face à la caméra pour chaque image. Souris d'image en position de supine.

10. Récolte d'organes et de tumeurs

1. Lorsque l'éclat de luminescence tumorale primaire atteint 1 x 10¹¹ photons ou si les souris présentent des signes de détresse (c.-à-d. perte de poids, dos voûté, respiration dure/travaillée, etc.), euthanasiez les souris par inhalation de CO₂ (comme à l'étape 5.2.1) après la luciférine l'injection et l'imagerie du corps entier.
2. Enlever le foie et les poumons, placer dans un plat de Pétri et l'image pour identifier les métastases. Enlever la tumeur, peser et l'image. Fixer les organes et la tumeur dans la formaline tamponnée neutre de 10% pendant 48 h à la température ambiante.
   REMARQUE : Nettoyez/essuyez les ciseaux et les forceps entre chaque organe pour éviter le transfert de tissu.

11. Évaluation histologique

1. Intégrez les tissus fixes de formaline dans la paraffine et coupez les tissus à une épaisseur de 5 m sur un microtome pour la coloration de l'hématoxylin et de l'éosine (H et E) et de l'immunohistochemical (IHC).
   REMARQUE : Toutes les taches de H et E des glissières de paraffine ont été faites dans le laboratoire de pathologie du système de santé d'Ochsner, et toutes les taches de CiSCH dans cet article ont été exécutées dans un laboratoire de recherche du système de santé d'Ochsner après la récupération d'antigène à haute température utilisant Ki67 et Cytokeratin 20 anticorps, suivi s'il y a des anticorps secondaires biotinylated et des complexes avidin-biotine-peroxidase selon les instructions du fabricant^13,17.

Résultats

Dans le modèle UCC PDOX, les cellules BlCaPt15 ou BlCaPt37 des patients de l'UCC ont été inculquées intra-vesically (IB) en présence de cellules HK dans la vessie femelle de souris NOD/SCID (figure 1A). Vingt-cinq sur trente (83,3 %) les animaux ont produit des tumeurs primaires et ont montré la croissance primaire dépendante de tumeur de temps basée sur BLI hebdomadaire (figure 1B, C et tableau 1...

Discussion

La maladie métastatique est responsable de la plupart des décès des patients atteints de cancer. Dans les essais thérapeutiques précliniques, il est crucial d'établir des modèles de souris qui imitent le plus étroitement la croissance humaine de tumeur avec les métastases lointaines spontanées d'organe. L'utilisation de modèles murins avec des cellules cancéreuses dérivées de tumeurs du patient implanté (xénogreffes) permet une meilleure compréhension de la biologie tumorale et des biomarqueurs prédicti...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Avidin-biotin-peroxidase	Vector Labs Inc	PK-6100
Biotinylated secondary antibody	Vector Labs Inc	BA-1000
Collagenase IV (1.5 mg/mL)	Worthington Biochemical Corporation	LS004189
Deoxyribonuclease I (0.1 mg/mL)	Sigma	D4263
D-Luciferin (150 mg/kg)	Perkin Elmer	122796
Formalin (10% neutral buffered)	Leica	46129
glutamine (2 nM)	Fisher Scientific	35050061
Hair Removal Cream	Church & Dwight Co., Inc	1 (800) 248-8820
Hanks Balanced Salt Solution (HBSS)	Fisher Scientific	SH30016.02
Hyaluronidase (20 mg/mL)	Sigma	H3884
Isoflurane	Henry Schein Animal Health	108333
Luc/RFP-lentivirus	From our collaborators. See reference 13: Gills, J. et al. A patient-derived orthotopic xenograft model enabling human high-grade urothelial cell carcinoma of the bladder tumor implantation, growth, angiogenesis, and metastasis. Oncotarget. 9, 32718-32729, doi:10.18632/oncotarget.26024 (2018).
McCoy’s medium	Life Technologies	110862
penicillin/streptomycin 100 mL (100 U/mL)	Fisher Scientific	15140-122
RPMI-1640 Medium	American Type Culture Collection	110636
Trypan Blue	Sigma	T6146
Trypsin/EDTA	Life Technologies	15400-054
Name	Company	Catalog Number	Comments
Gas
100% Oxygen	Airgas Inc	OX USP200
100% CO2	Airgas Inc	CD USPE
Name	Company	Catalog Number	Comments
Mice
6-8 week old NOD/SCID Mice (male)	Jackson Lab	001303
6-8 week old NOD/SCID Mice (female)	Jackson Lab	001303
Name	Company	Catalog Number	Comments
Immunohistochemistry
Hematoxylin	Sigma	GHS232
Ki-67 Rabbit Monoclonal Antibody	Thermo Scientific	RM-9106-S
Name	Company	Catalog Number	Comments
Tools
40 µm cell strainer	Fisher Scientific	08-771-1
100 µm cell strainer	Fisher Scientific	08-771-19
15 mL Conical Tube	Sarstedt	11799
50 mL Conical tube	Sarstedt	15762
150 mm Tissue Culture Dish	USA Scientific Inc	CC7682-3614
96 Well plate	USA Scientific Inc	CC7682-7596
Forceps	Symmetry Surgical Inc	06-0011
Surgical scissors	Symmetry Surgical Inc	02-2011
Name	Company	Catalog Number	Comments
Equipment
5% CO2 humidified incubator	Thermo Scientific	3110
Bioluminescent (BLI) Imaging Machine	Perkin Elmer	CLS136334
BLI Imaging Machine Software	Perkin Elmer	CLS136334
Centrifuge	Beckman	366830
Deconvoluting Microscope	Intelligent Imaging Innovations	Marianas
Deconvoluting Microscope Imaging Software	Intelligent Imaging Innovations	+1 (303) 607-9429 x1
Digital caliper	Fowler Tools and Instruments	54-115-330
Dissecting microscope	Precision Instruments LLC	(504) 228-0076
Electrosurgical generator	ValleyLab	FORCE1C20
Isoflurane Induction Chamber	Perkin Elmer	119038
Microtome	American Optical Corporation	829
Pipet Aid	Fisher Healthcare	13-681-15E
Serological pipet (10 mL)	Sarstedt	86.1254.001