АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Этот протокол описывает поколение пациентов полученных ортопедических ксенотрансплантатмоделей моделей внутри-vesically прививая высококачественные клетки уротелиальной клетки карциномы или внутриректично инъекционных колоректальных раковых клеток в нетупозированную диабетическую/ тяжелую комбинированную иммунодефицита (NOD/SCID) мышей для первичного роста опухоли и спонтанных метастазов под воздействием лимфатических узлов стромальных клеток, которые имитируют прогрессирование метастатических заболеваний человека.

Аннотация

Онкологические больные имеют плохие прогнозы, когда лимфатический узла (LN) участие присутствует в обоих высококачественных уротелиальных клеток карциномы (HG-UCC) мочевого пузыря и колоректального рака (CRC). Более 50% пациентов с инвазивной мускулистой UCC, несмотря на лечебную терапию для клинически локализованных заболеваний, будут развиваться метастазаи и умирают в течение 5 лет, и метастатическая CRC является ведущей причиной смерти, связанной с раком в США. Ксенотрансплантат модели, которые последовательно имитируют UCC и CRC метастазировать видели у пациентов необходимы. Это исследование направлено на создание пациента полученных ортотопических ксенотрансплантата (PDOX) модели UCC и CRC для первичного роста опухоли и спонтанных метастазов под влиянием Стромальных клеток ЛН имитирует прогрессирование человеческих метастатических заболеваний для скрининга наркотиков. Свежие опухоли UCC и CRC были получены от согласованных пациентов, проходящих резекцию для HG-UCC и колоректальной аденокарциномы, соответственно. Совместно с LN стромальной клетки (LNSC) аналоговые клетки HK, luciferase-tagged UCC клетки были внутри-vesically (IB) привили в женских не-ожирения диабетической / тяжелой комбинированной иммунодефицита (NOD / SCID) мышей, и КЛЕТКи CRC были внутриректированных (IR) вводили в мужские мышей NOD/SCID. Рост опухолей и метастазы отслеживались еженедельно с помощью биолюминесценционной визуализации (BLI). При жертве, первичные опухоли и органы мыши были собраны, взвешены, и формалин-фиксированной для гематаксилина и эозина и иммуногистохимии окрашивания. В наших уникальных моделях PDOX опухоли ксенотрансплантата напоминают предимплантационные опухоли пациента. В присутствии hK-клеток обе модели имеют высокие показатели имплантации опухоли, измеряемые БЛИ и массами опухоли, 83,3% для UCC и 96,9% для CRC, а также высокие показатели метастазов органов (33,3% обнаруженных метастазов печени или легких для UCC и 53,1% для CRC). Кроме того, обе модели имеют нулевую смертность от этой процедуры. Мы создали уникальные, воспроизводимые модели PDOX для человека HG-UCC и CRC, которые позволяют для формирования опухоли, роста и метастазирования исследований. С помощью этих моделей тестирование новых терапевтических препаратов может быть выполнено эффективно и в клинически-миметической манере.

Введение

Было показано, что метастазы лимфатических узлов (LN) является плохим прогностическом показателем во многих твердых злокачественных новообразований органов, в том числе высококачественной уротелиальной клеточной карциномы (UCC) мочевого пузыря и колоректального рака (CRC)1,2. Более половины пациентов с инвазивной мускулистой UCC (MIUCC), несмотря на лечебную терапию для клинически локализованных заболеваний, будут развивать метастазы и умирают в течение 5 лет. Метастатическая CRC является ведущей причиной смерти, связанной с раком в США.

По оценкам, 81 190 новых пациентов и 17 240 случаев смерти от рака, как ожидается, произойдет в 2018 году в Соединенных Штатах из-за UCC мочевого пузыря3,4. В то время как пациенты будут преимущественно (70%) настоящее время с немышечными инвазивными заболеваниями, 30% будет иметь MIUCC5. Несмотря на лечебную терапию (радикальную цистэктомию с системной химиотерапией или без нее) при клинически локализованном заболевании,у половины пациентов с MIUCC мочевого пузыря все равно разовьется метастазы и они умирают в течение 5 лет 3. Участие лимфатических узлов встречается примерно у 20%-25% пациентов, перенесших RC6,7,8. Пятилетняя выживаемость у положительных пациентов СЛ составляет менее 35% даже после RC, что свидетельствует о том, что участие LN в качестве важнейшего отрицательного предиктора прогноза у пациентов СКК.

Колоректальный рак является третьим наиболее распространенным раком диагностируется у мужчин и женщин в Соединенных Штатах. Исходы пациентов в значительной степени зависят от характеристик опухоли и микроокружения опухоли, таких как глубина вторжения, участие LN, и отдаленные метастазы органа. Хотя смертность в CRC снизилась в последнее десятилетие из-за скрининга и эффективных операций, по оценкам, почти 50% пациентов CRC будет развиваться метастазаили или рецидивирующие заболевания9.

Малые модели животных обеспечивают оперативную, воспроизводимую и модифицируемую платформу для изучения прогрессирования опухоли и различных метастатических моделей. Есть в настоящее время не описанные модели ксенотрансплантата, которые последовательно имитируют CRC и Метастаз UCC видели у пациентов. Основной путь рака отдаленных метастаз через лимфатические распространения. Новые исследования показывают, что LNs обеспечивают опухоли с уникальной микросредой, и не только просто стационарные цели, где раковые клетки временно проходят, но и играют важную роль, взаимодействуя с раковыми клетками в метастатическом процессе. Действительно, наши исследования показали, что, в дополнение к обучению и содействию прогрессирования опухоли и метастазирования, LN стромальной микросреды также несет ответственность за лекарственную устойчивость в CRC10,11. Наша лаборатория недавно подтвердила опухолевые эффекты LN стромальных клеток (LNSCs) на CRC и UCCs с использованием пациента полученных ортотопический ксенотрансплантат (PDOX) модели мыши12,13.

Разработка моделей PDOX является важной платформой для трансляционных исследований рака14,15. Поддерживая основные гистологические и генетические характеристики их донорской опухоли, модели PDOX остаются стабильными через проходы и сделать хорошие платформы для трансляционных исследований рака12,15. Модели PDOX используются для доклинической оценки лекарственных средств, идентификации биомаркеров и доклинической оценки персонализированных стратегий медицины, позволяющих прогнозировать клинические исходы. В настоящее время нет описанных моделей ксенотрансплантата, которые учитывают важность участия LN и способны последовательно воспроизводить первичную опухоль и отдаленные метастазы органов в CRC и UCC. В этом исследовании мы описываем разработку моделей PDOX у мышей NOD/SCID с размножением метастатических заболеваний CRC и UCC с участием LNSC.

протокол

Все методы, описанные в этих исследованиях на животных, были проведены в соответствии с утвержденными руководящими принципами Институционального комитета по уходу за животными и использованию системы здравоохранения Ochsner и в соответствии с руководящими принципами исследований на животных. Все опухоли пациентов для этого исследования были собраны у пациентов, перенесённых на операцию по резекции рака в соответствии с Советом по обзору системы здравоохранения Ochsner и этическими стандартами Институционального комитета по правам человека Экспериментов. Сертифицированные патологоанатомы системы здравоохранения Ochsner определили патологические диагнозы образцов пациентов на основе микроскопических особенностей опухолевых клеток, их гистологического типа и уровня класса.

ПРИМЕЧАНИЕ: Следующий протокол описывает шаги для двух отдельных моделей ксенотрансплантата, модель UCC через электрокаутеризацию стенки мочевого пузыря, чтобы привить клетки UCC и внутриректальную инъекцию клеток CRC для изучения в модели CRC. Все шаги, готовящихся к экспериментам и отслеживая их, идентичны для обеих моделей, в то время как разделы 7 и 8 конкретно описывают процедуру закапывания UCC и инъекций CRC, соответственно.

1. Культивирование клеточных линий

  1. Выращивайте клетки HK в полной среде RPMI-1640, дополненной 10% сывороткой крупного рогатого скота плода, 2 нМ глутамина, 100 U/mL пенициллина G и 100 мг/мл стрептомицина при 37 градусах по Цельсию в 5% CO2 увлажненного инкубатора.
    ПРИМЕЧАНИЕ: HK клетки являются нормальными человеческими фолликулярными дендритных клеток и могут быть выращены и расширены для 15 проходов в пробирке16.
  2. Чтобы подготовиться к эксперименту, попробуйте клетки.
    1. Удалить средства массовой информации и добавить 2 мл 1% трипсина в сбалансированном солей раствор Хэнка (HBSS) в клетки. Поместите клетки обратно в 5% CO2 увлажненный инкубатор при 37 градусах по Цельсию в течение 4 мин.
    2. Соберите клетки из тарелки в трубку 15 мл с помощью портативной помощи труба с 10 мл серологического пайпета прилагается. Добавьте 8 мл полной среды RPMI-1640.
    3. Объедините 40 qL клеток и 40 л трипан синего в одном колодце из 96 хорошо пластины. Добавьте 10 кл/л смеси к гемоситометру и посчитайте живые клетки. Добавьте 1 миллион клеток в 25 мл полной RPMI-1640 среды 150 мм стерильной ткани культуры обработанных блюдо продолжать расти клетки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: HK подвеска клеток подготовлена в этом шаге должны быть использованы в течение часа, чтобы смешать с опухолевыми клетками для инъекций.

2. Коллекция образцов пациентов

  1. Соберите опухоли UCC от согласованного пациента 15 (BlCaPt15, pT3b N1 M0) и 37 (BlCaPt37, pT3b pN0 M0) при резекции хирургии.
  2. Соберите опухоли CRC от согласованного пациента 155 (CoCaPt155, T1 N0 M0) и 302 (CoCaPt302, T1 N0 M0) при резекции хирургии.

3. Расширение опухоли пациента

  1. Сбор опухолей при операции в холодной стерильной среде Маккой, содержащий пенициллин G (500 U/mL) и стрептомицин (500 мг/мл).
  2. Имплантирует опухоли непосредственно в левый и правый фланг женщин-самок NOD/SCID.
    1. Механически фарш ткани на мелкие кусочки (1 мм3) с помощью небольших хирургических ножниц.
    2. Имплантирование ткани подкожно на левый и правый фланг с помощью 13 G асписации костного мозга биопсии иглы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Имплант общей объемом 8 мм3 делится равномерно с обеих сторон фланга.

4. Пометка и обогащение опухолей с маркировкой люциферазы

  1. Измеряйте рост опухоли раз в неделю с помощью цифрового калибровки.
  2. При диаметре 1 см преобразуй опухоль. Непосредственно вводить в опухоль с одной дозой Люк / красный флуоресцентный белок (RFP)-лентивирус (50 Л/ опухоли, 1:30 разбавления из концентрированного высокого титра лентивирусного запаса) с использованием 1 см шприца с 27 G иглы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Опухоль пациента обычно достигает 1 см в диаметре в 1'2 месяцев. Тем не менее, темпы роста чрезвычайно изменчивы и основаны на ряде факторов, включая сорт опухоли и тип.
  3. Мониторинг опухоли еженедельно биолюминесцентной визуализации (BLI) у живых животных.
    1. Взвесьте мышей. Введите сознательную мышь с 150 мг/кг люциферина интраперитонена и ждать 5 минут для субстрата, чтобы циркулировать в теле мыши.
    2. Анестезируйка мыши с 2,5% изофлуран в 100% кислорода, 1 л / мин в индукционной камере.
    3. Поместите мышь на живот в машине визуализации BLI с изофруранте течет и изображение. Возьмите последовательные изображения, чтобы подтвердить наличие Luc /RFP положительных опухолевых регионов (ложноцветное биолюминесцентное изображение). Вернуть мышь в клетку после завершения изображения.

5. Выберите подходящую часть опухоли для ферментативного пищеварения

  1. В день процедуры UCC или CRC, изображение мыши с люциферазы помечены опухоли, как в шагах 4.3.1 и 4.3.3.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Продолжительность времени для подкожной опухоли расти зависит от скорости роста опухоли и планируемого числа животных, которые будут введены в эксперименте.
  2. Урожай опухоли с мышеловки фланг и изображение.
    1. Эвтаназия мыши с помощью вдыхания CO2 после визуализации. Поместите мышь в камеру CO 2, включите газ при 1,4 л/мин до остановки дыхания и оставьте на 3 мин. Следуйте этому с вывихом шейки матки.
    2. Чистая кожа с 70% этанола. Палатка кожи непосредственно над опухолью. С помощью хирургических ножниц сделайте небольшой разрез на коже. Отделить кожу от опухоли ножницами.
    3. Удалить опухоль и поместить в стерильный петри-блюдо. Изображение всего блюда в аппарате визуализации.
  3. Используйте стерильные ножницы или скальпель, чтобы отделить люциферазы-отрицательные участки от люциферазы положительных секций в опухоли и повторного изображения.
  4. Повторяйте до тех пор, пока не останутся только самые положительные опухолевые кусочки.

6. Ферментативное пищеварение опухоли

  1. Под ламинарным капотом потока, фарш luciferase положительные части опухоли (шаг 5.4) в мельчайшие возможные куски с помощью стерильных хирургических ножниц и положить их в стерильной 50 мл конической трубки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Обнучивание опухоли в мельчайших возможных частей даст больше отдельных клеток.
  2. Приготовьте раствор дайджеста, добавив 10 мл коллагеназы IV (1,5 мг/мл), 80 мл гиалуронидаза (20 мг/мл) и 160 л дезоксирибонулеза I (0,1 мг/мл) до 40 мл HBSS. Смешайте решение путем инвертирования.
  3. Добавьте 35–40 мл раствора дайджеста в рубленую опухоль. Инкубировать при 37 градусах Цельсия с непрерывным вращением в течение 2 ч.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Энергично встряхнуть трубку периодически на протяжении инкубации, чтобы предотвратить опухолевые ткани от слипания.
  4. Фильтр всего пищеварения через стерильные 100 мкм ячейки ситечко следуют 40 мкм ячейки ситечко для удаления мусора. Сохранить поток через и отбросить мусора.
  5. Вымойте свободные клетки, добавив 20 мл HBSS и центрифуги на 329 х г в течение 5 мин. Аспирируйте супернатант и resuspend гранулы в 30 мл HBSS.
  6. Смешайте 10 злклеетового раствора и 90 зл трипан-голубого в одном колодце пластины из 96 скважин. Считайте живые клетки с помощью гемакитометра.
  7. Передача 1 х 104 х 1 х 106 опухолевых клеток на мышь в стерильной 15 мл конической трубки. Добавьте 3 х 105 HK-клеток от шага 1.2.3 на мышь, в ту же трубку с опухолевыми клетками.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте стерильную коническую трубку 50 мл, если общий объем превышает 15 мл. Всегда вычисляйте больше доз для дополнительных животных в исследовательской группе, чтобы объяснить потерю жидкости во время использования шприца. Например, если группа содержит 5 мышей, сделайте достаточное количество клеток для 6 или 7 мышей.
  8. Центрифуга при 329 х г в течение 5 мин. Отбросьте супернатант либо путем аспирации или пипетки.
  9. Повторное использование ячеек в 50 л на мышь для модели UCC или 10 л на мышь для модели CRC в полных носителях RPMI. Держите клеточной подвески на льду до готовности к использованию.

7. Модель мыши UCC

  1. Подготовка мышей к процедуре
    1. Получить шесть-восемь недель женщина NOD / SCID мыши. Бритье нижней части спины мыши с помощью крема для удаления волос. Анестезируйка мыши в индукционной камере с изофлураном (2,5% в 100% кислороде, 1 л/мин).
    2. После успокоительного, место мыши в положении на спине с мордой в изофларанном носовой конус и голой спиной твердо заземлены на дисперсивный электрод.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мышь полностью успокоительное, если не реагирует на нос щепотку.
  2. Привить UCC клетки, подготовленные в шаге 6.9 мочевого пузыря с помощью ангиокатетера(Рисунок 1Aa,Ab).
    1. Настройка монополярной электрокаутерной машины и установить на мощность 4 W. Lubricate 24 G стерильный ангиокатетер с смазкой желе и вставить через уретру женской мыши.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Небольшое сопротивление может ощущаться. Аккуратно нажмите вперед или удалить ангиокатетер и повторить. Не заставляйте. Если катетер изгибается при входе, вставьте стерильный направляющий провод (см. 7.2.2) на полпути в катетер, чтобы обеспечить стабильность.
    2. Полностью вставьте 0,025 " фиксированной основной прямой провод направляющий 1 мм мимо конца ангиокатетера.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Проволока помечена лентой перед процедурой, чтобы указать точку остановки 1 мм и обеспечить последовательность.
    3. Держите монополярный штифт на направляющий провод в течение 1 с, что позволяет электрическое раздражение слизистой оболочки мочевого пузыря.
    4. Прикрепите свежий стерильный ангиокатер на 1 куб-лок шприц и составить 200 л собранных клеток со ступени 6.9.
      ПРИМЕЧАНИЕ: По крайней мере, 100 л теряется от ангиокатетера до шприца. Компенсировать объем потерь при расчете объема необходимой подвески клеток.
    5. Удалите направляющий провод и ангиокатетер из мочеиспускательной уретры мыши. Вставьте ангиокатетер со шприцем клеток, прикрепленных в мочеиспускательный уретру.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Продвижение должно быть проще, чем раньше.
    6. Привить 50 л клеток в мышеловочный пузырь. Подождите несколько секунд, прежде чем удалить анджокатер, чтобы клетки придерживаться стенки мочевого пузыря.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Клетки остаются в мочевом пузыре и развиваются в первичную опухоль.
  3. Удалите мышь из изофруранового носового конуса и заземляющей площадки. Наблюдайте мышь в течение 1 ч следующей процедуры. Ищите признаки бедствия, т.е. сгорбившись назад, затрудненное дыхание и т.д.

8. модель мыши CRC

  1. Анестезия от шести до восьми недель мужчина NOD / SCID мыши с изофлуран (2,5% в 100% кислорода, 1 л / мин) в индукционной камере. Подтвердите успокоите с щепоткой.
  2. Поместите анестезирующую мышь в положение на спине под рассекающим микроскопом, убедившись, что они закрепят свою мруя к изофларанному носекону и защитите свои передние конечности лентой для стабильности.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Лупы могут быть использованы вместо расчленяющего микроскопа. Небольшой объект может быть использован для улучшения видимости и угла при размещении под основанием хвоста, поднимая анус. Как правило, небольшие участки марли сворачиваются в цилиндровую форму диаметром 1 дюйм.
  3. Упья анальный канал с изогнутыми смазочными тупыми наконечниками щипцы подвергать дистальной анальной и ректальной слизистой оболочки. Удалите фекалии.
  4. Используйте стерильную 30 G съемной иглы на 50 л стеклянный шприц, чтобы ввести 10 л опухоли и HK клеток (от шага 6.9) в дистальной задней ректальной субмукозы 1 до 2 мм над анальным каналом. Скобы иглы должны быть покрыты слизистой оболочкой. Будьте осторожны, чтобы не пройти в тазовой полости.
  5. Удалите мышь из изолюранового носового конуса. Наблюдайте мышь в течение 1 ч следующей процедуры. Ищите признаки бедствия, т.е. сгорбившись назад, затрудненное дыхание и т.д.

9. Биолюминесцентная визуализация

  1. Мониторинг первичной опухоли, печени и легких метастатического бремени еженедельно с помощью биолюминесцентной системы визуализации для люциферазы деятельности.
    1. Получить мышь из UCC или CRC эксперимент и взвешивать. Введите 150 мг/кг люциферина интраперитоневого и ждать 5 минут для субстрата циркулировать в теле мыши.
    2. Анестезируйская мышь с 2,5% изофлуран омовением в 100% кислороде, 1 л/мин в индукционной камере.
    3. Поместите мышь в машину BLI Imaging с носом, закрепленным в носеконе. При разоблачении для изображения, убедитесь, что область интереса сталкивается с камерой. Для инъекций UCC и CRC, брюшная сторона должна смотреть на камеру для каждого изображения. Изображение мыши в положении на спине.

10. Сбор органов и опухоли

  1. Когда первичное сияние люминесценции опухоли достигает 1 х 1011 фотонов или если мыши проявляют признаки бедствия (т.е. потеря веса, сгорбившись назад, суровое/трудиться дыхание и т.д.), эвтаназии мышей с помощью вдыхания CO2 (как в шаге 5.2.1) после люциферина инъекции и визуализации всего тела.
  2. Удалить печень и легкие, место в чашку Петри и изображение для выявления любых метастазах. Удалить опухоль, взвесить и изображение. Исправить органы и опухоли в 10% нейтральный буферный формалин для 48 ч при температуре окружающей среды.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Очистите / протрите ножницами и щипками между каждым органом, чтобы избежать передачи ткани.

11. Гистологическая оценка

  1. Встраивайте формалин фиксированными тканями в парафин и нарезайте ткани толщиной 5 мкм на микротоме для гематоксилина и эозина (Н и Е) и иммуногистохимического (IHC) окрашивания.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все Н И E окрашивание парафина слайды было сделано в лаборатории патологии Ochsner системы здравоохранения, и все IHC окрашивания в этой работе была выполнена в исследовательской лаборатории Системы здравоохранения Ochsner после высокотемпературных антигенов поиска с помощью Ki67 и цитокератин 20 антител, а затем биотинилаповые вторичные антитела, и авидуин-биотин-пероксидаза комплексов в соответствии с инструкциями производителя13,17.

Результаты

В модели UCC PDOX, Клетки BlCaPt15 или BlCaPt37 пациентов UCC были внутривилистически (IB) привиты в присутствии клеток HK в женский МООН/SCID мышиный мочевой пузырь(рисунок 1A). Двадцать пять из тридцати (83,3%) животные генерировали первичные опухоли и отображали зависящи?...

Обсуждение

Метастатическое заболевание является причиной большинства случаев смерти больных раком. В доклинических терапевтических тестах крайне важно установить модели мыши, которые наиболее точно эмулируют рост опухоли человека спонтанными дистанционными метастазами органов. Использовани...

Раскрытие информации

Это исследование было частично поддержано Ochsner Translational Medicine Research Initiative Grant 2014. Авторы не заявляют о конфликте интересов.

Благодарности

Авторы благодарят Брайана Ройтера, Даниэль Бертони, Питера Миллера и Шеннона Маккесни, которые помогли начать эти исследования за отличную техническую поддержку. Авторы также благодарят Хизер Грин Матрана, Маргарет Вариано, Сунила Талвара и Марию Латис за помощь в согласовании пациентов и предоставлении опухолевых образцов.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Avidin-biotin-peroxidaseVector Labs IncPK-6100
Biotinylated secondary antibodyVector Labs IncBA-1000
Collagenase IV (1.5 mg/mL)Worthington Biochemical CorporationLS004189
Deoxyribonuclease I (0.1 mg/mL)SigmaD4263
D-Luciferin (150 mg/kg)Perkin Elmer122796
Formalin (10% neutral buffered)Leica46129
glutamine (2 nM)Fisher Scientific35050061
Hair Removal CreamChurch & Dwight Co., Inc1 (800) 248-8820
Hanks Balanced Salt Solution (HBSS)Fisher ScientificSH30016.02
Hyaluronidase (20 mg/mL)SigmaH3884
IsofluraneHenry Schein Animal Health108333
Luc/RFP-lentivirusFrom our collaborators. See reference 13: Gills, J. et al. A patient-derived orthotopic xenograft model enabling human high-grade urothelial cell carcinoma of the bladder tumor implantation, growth, angiogenesis, and metastasis. Oncotarget. 9, 32718-32729, doi:10.18632/oncotarget.26024 (2018).
McCoy’s mediumLife Technologies110862
penicillin/streptomycin 100 mL (100 U/mL)Fisher Scientific15140-122
RPMI-1640 MediumAmerican Type Culture Collection110636
Trypan BlueSigmaT6146
Trypsin/EDTALife Technologies15400-054
NameCompanyCatalog NumberComments
Gas
100% OxygenAirgas IncOX USP200
100% CO2Airgas IncCD USPE
NameCompanyCatalog NumberComments
Mice
6-8 week old NOD/SCID Mice (male)Jackson Lab001303
6-8 week old NOD/SCID Mice (female)Jackson Lab001303
NameCompanyCatalog NumberComments
Immunohistochemistry
HematoxylinSigmaGHS232
Ki-67 Rabbit Monoclonal AntibodyThermo ScientificRM-9106-S
NameCompanyCatalog NumberComments
Tools
40 µm cell strainerFisher Scientific08-771-1
100 µm cell strainerFisher Scientific08-771-19
15 mL Conical TubeSarstedt11799
50 mL Conical tubeSarstedt15762
150 mm Tissue Culture DishUSA Scientific IncCC7682-3614
96 Well plateUSA Scientific IncCC7682-7596
ForcepsSymmetry Surgical Inc06-0011
Surgical scissorsSymmetry Surgical Inc02-2011
NameCompanyCatalog NumberComments
Equipment
5% CO2 humidified incubatorThermo Scientific3110
Bioluminescent (BLI) Imaging MachinePerkin ElmerCLS136334
BLI Imaging Machine SoftwarePerkin ElmerCLS136334
CentrifugeBeckman366830
Deconvoluting MicroscopeIntelligent Imaging InnovationsMarianas
Deconvoluting Microscope Imaging SoftwareIntelligent Imaging Innovations+1 (303) 607-9429 x1
Digital caliperFowler Tools and Instruments54-115-330
Dissecting microscopePrecision Instruments LLC(504) 228-0076
Electrosurgical generatorValleyLabFORCE1C20
Isoflurane Induction ChamberPerkin Elmer119038
MicrotomeAmerican Optical Corporation829
Pipet AidFisher Healthcare13-681-15E
Serological pipet (10 mL)Sarstedt86.1254.001

Ссылки

  1. Sundlisaeter, E., et al. Lymphangiogenesis in colorectal cancer--prognostic and therapeutic aspects. International Journal of Cancer. Journal international du cancer. 121, 1401-1409 (2007).
  2. Gout, S., Huot, J. Role of cancer microenvironment in metastasis: focus on colon cancer. Cancer Microenvironment. 1, 69-83 (2008).
  3. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer statistics, 2018. CA: a Cancer Journal for Clinicians. 68, 7-30 (2018).
  4. Hautmann, R. E., de Petriconi, R. C., Pfeiffer, C., Volkmer, B. G. Radical cystectomy for urothelial carcinoma of the bladder without neoadjuvant or adjuvant therapy: long-term results in 1100 patients. European Urology. 61, 1039-1047 (2012).
  5. Stein, J. P., et al. Radical cystectomy in the treatment of invasive bladder cancer: long-term results in 1,054 patients. Journal of Clinical Oncology. 19, 666-675 (2001).
  6. Lerner, S. P., et al. The rationale for en bloc pelvic lymph node dissection for bladder cancer patients with nodal metastases: long-term results. The Journal of Urology. 149, 758-764 (1993).
  7. Poulsen, A. L., Horn, T., Steven, K. Radical cystectomy: extending the limits of pelvic lymph node dissection improves survival for patients with bladder cancer confined to the bladder wall. The Journal of Urology. 160, 2015-2019 (2020).
  8. Margolin, D. A., et al. Lymph node stromal cells enhance drug-resistant colon cancer cell tumor formation through SDF-1alpha/CXCR4 paracrine signaling. Neoplasia. 13, 874-886 (2011).
  9. Vermeulen, L., et al. Wnt activity defines colon cancer stem cells and is regulated by the microenvironment. Nature Cell Biology. 12, 468-476 (2010).
  10. Margolin, D. A., et al. The critical roles of tumor-initiating cells and the lymph node stromal microenvironment in human colorectal cancer extranodal metastasis using a unique humanized orthotopic mouse model. FASEB Journal. 29, 3571-3581 (2015).
  11. Gills, J., et al. A patient-derived orthotopic xenograft model enabling human high-grade urothelial cell carcinoma of the bladder tumor implantation, growth, angiogenesis, and metastasis. Oncotarget. 9, 32718-32729 (2018).
  12. Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: an emerging platform for translational cancer research. Cancer Discovery. 4, 998-1013 (2014).
  13. Hiroshima, Y., et al. Patient-derived mouse models of cancer need to be orthotopic in order to evaluate targeted anti-metastatic therapy. Oncotarget. 7, 71696-71702 (2016).
  14. Kim, H. S., Zhang, X., Klyushnenkova, E., Choi, Y. S. Stimulation of germinal center B lymphocyte proliferation by an FDC-like cell line, HK. The Journal of Immunology. 155, 1101-1109 (1995).
  15. Hite, N., et al. An Optimal Orthotopic Mouse Model for Human Colorectal Cancer Primary Tumor Growth and Spontaneous Metastasis. Diseases of the Colon and Rectum. 61, 698-705 (2018).
  16. Jager, W., et al. Ultrasound-guided intramural inoculation of orthotopic bladder cancer xenografts: a novel high-precision approach. PloS One. 8, e59536 (2013).
  17. Schirner, M., et al. Integrin alpha5beta1: a potent inhibitor of experimental lung metastasis. Clinical & Experimental Metastasis. 16, 427-435 (1998).
  18. Ricci-Vitiani, L., et al. Identification and expansion of human colon-cancer-initiating cells. Nature. 445, 111-115 (2007).
  19. Todaro, M., et al. Colon cancer stem cells dictate tumor growth and resist cell death by production of interleukin-4. Cell Stem Cell. 1, 389-402 (2007).
  20. Lee, J. S., et al. Tumor establishment features of orthotopic murine bladder cancer models. Korean Journal of Urology. 53, 396-400 (2012).
  21. Hadaschik, B. A., et al. A validated mouse model for orthotopic bladder cancer using transurethral tumour inoculation and bioluminescence imaging. BJU International. 100, 1377-1384 (2007).
  22. Silinsky, J., et al. CD 133+ and CXCR4+ colon cancer cells as a marker for lymph node metastasis. The Journal of Surgical Research. 185, 113-118 (2013).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

147

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены