Modelos de xenoenxertos Ortotópicos derivados do paciente para Carcinoma de células urotelial humana e crescimento do tumor do câncer colorretal e metástase espontânea

Resumo

Este protocolo descreve a geração de modelos transplantação orthotopic do paciente-derivados do xenograft por intra-vesically incutir pilhas urotelial de primeira qualidade da carcinoma da pilha ou de injetar intra-rectal pilhas de cancro colorretal em não-obeso diabético/severo combinado ratos da imunodeficiência (NOD/SCID) para o crescimento preliminar do tumor e metástases espontâneas a influência de pilhas stromal do nó de linfa, que imita a progressão de doenças metastáticas humanas.

Resumo

Os pacientes com câncer têm prognósticos pobres quando o envolvimento do linfonodo (ln) está presente no carcinoma de células urotelial de alto grau (Hg-UCC) da bexiga e câncer colorretal (CRC). Mais de 50% dos pacientes com UCC músculo-invasor, apesar da terapia curativa para a doença clìnica-localizada, desenvolverão metástases e morrem dentro de 5 anos, e o CRC metastático é uma causa principal de mortes Cancer-relacionadas nos E.U. Os modelos de xenograft que imitam consistentemente a metástase de UCC e de CRC vistos nos pacientes são necessários. Este estudo visa gerar modelos de Xenoenxerto ortotópico derivado do paciente (PDOX) de UCC e CRC para o crescimento primário do tumor e metástases espontâneas a influência de células estromais do LN, imitando a progressão de doenças metastáticas humanas para triagem de fármacos. Os tumores frescos de UCC e de CRC foram obtidos dos pacientes consentiu que submetem-se ao Resection para HG-UCC e adenocarcinoma colorretal, respectivamente. Co-inoculated com as pilhas análogas da HK da pilha do stromal do ln (lnsc), as pilhas luciferase-etiquetadas de UCC eram intra-vesically (IB) instilado em ratos não-obesos fêmeas do diabético/imunodeficiência combinada severa (nod/scid), e as pilhas de CRC eram intra-rectal (ir) injetada camundongos NOD/SCID masculinos. O crescimento e a metástase do tumor foram monitorados semanalmente usando a imagem latente do bioluminescência (bli). Em cima do sacrifício, os tumores preliminares e os órgãos do rato foram colhidos, pesados, e formalin-fixados para a coloração do hematoxylin e do Eosin e do immunohistochemistry. Em nossos modelos originais de PDOX, os tumores do xenograft assemelham-se aos tumores pacientes do pre-implante. Na presença de células de HK, ambos os modelos apresentam altas taxas de implante tumoral mensuradas por BLI e pesos tumorais, 83,3% para a UCC e 96,9% para CRC, e altas taxas de metástase de órgãos distantes (33,3% detectaram metástase hepática ou pulmonar para a UCC e 53,1% para CRC). Além disso, ambos os modelos têm mortalidade zero a partir do procedimento. Nós estabelecemos modelos originais, reprodutíveis de PDOX para o HG-UCC e o CRC humanos, que permitem a formação do tumor, o crescimento, e os estudos da metástase. Com estes modelos, o teste de drogas terapêuticas novas pode ser executado eficientemente e em uma maneira clìnica-mimmetic.

Introdução

Demonstrou-se que a metástase do nó de linfa (ln) é um indicador prognóstico pobre em muitas malignidades sólidas do órgão, incluindo o carcinoma urotelial de primeira qualidade da pilha (UCC) da bexiga e do cancro colorretal (CRC)^1,2. Sobre a metade dos pacientes com o UCC músculo-invasor (MIUCC), apesar da terapia curativa para a doença clìnica-localizada, desenvolverá metástases e morre dentro de 5 anos. A CRC metastática é uma das principais causas de morte relacionada ao câncer nos EUA.

Estima-se que 81.190 novos pacientes e 17.240 mortes específicas de câncer ocorram em 2018 nos Estados Unidos devido ao UCC da bexiga^3,4. Enquanto os pacientes serão predominantemente (70%) presente com doença invasiva não-muscular, 30% terão MIUCC⁵. Apesar da terapia curativa (Cistectomia Radical [RC] com ou sem quimioterapia sistemática) para a doença clìnica localizada, a metade dos pacientes com miucc da bexiga ainda desenvolverá metástases e morre dentro de 5 anos³. O acometimento linfonodal é encontrado em aproximadamente 20% − 25% dos pacientes submetidos a RC^6,7,8. A taxa de sobrevida de cinco anos em pacientes positivos de LN é inferior a 35% mesmo após RC, sugerindo envolvimento do LN como preditor negativo crucial para o prognóstico em pacientes com UCC.

O cancro colorectal é o terceiro cancro o mais comum diagnosticado em homens e em mulheres nos Estados Unidos. Os resultados pacientes dependem pela maior parte das características do tumor e do microambiente do tumor, tais como a profundidade da invasão, o envolvimento de LN, e metástases distantes do órgão. Embora a taxa de mortalidade na CRC tenha diminuído na última década devido à triagem e cirurgias efetivas, estima-se que quase 50% dos pacientes com CRC desenvolvam metástases ou doença recorrente⁹.

Os modelos animais pequenos fornecem uma plataforma expedita, reprodutível, e modificável para estudar a progressão do tumor e testes padrões metastáticos diferentes. Não há atualmente nenhum modelo descrito do xenograft que imitam consistentemente a metástase de CRC e de UCC considerada nos pacientes. A rota preliminar da metástase distante do cancro é através da propagação linfática. A pesquisa nova sugere que os LNs forneçam tumores com um microambiente original, e são não somente alvos estacionários simplesmente onde as pilhas cancerosas passam transientemente, mas igualmente jogam um papel integral interagindo com as pilhas de cancro no processo metastático. De fato, nossos estudos descobriram que, além de educar e promover a progressão e metástases tumorais, o microambiente do LN stromal também é responsável pela resistência a fármacos em CRC^10,11. Nosso laboratório confirmou recentemente os efeitos tumorigênico de ln pilhas stromal (lnscs) em CRC e em UCCs usando os modelos transplantação orthotopic do paciente-derivados do rato do xenograft (pdox)^12,13.

O desenvolvimento de modelos pdox fornece uma importante plataforma para a pesquisa translacional do câncer^14,15. Mantendo as principais características histológicas e genéticas de seu tumor doador, os modelos pdox permanecem estáveis em passagens e fazem boas plataformas para a pesquisa translacional do câncer^12,13. Os modelos PDOX estão sendo usados para avaliação de medicamentos pré-clínicos, identificação de biomarcadores e avaliação pré-clínica de estratégias de medicina personalizada, permitindo a predição de desfechos clínicos. Atualmente, não há modelos de xenoenxertos descritos que considerem a importância do envolvimento do LN e sejam capazes de reproduzir consistentemente o tumor primário e a metástase de órgãos distantes na CRC e na UCC. Neste estudo, nós descrevemos o desenvolvimento de modelos de PDOX em ratos de NOD/SCID com reprodução de doenças metastáticas de CRC e de UCC com participação de LNSC.

Protocolo

Todos os métodos descritos nestes estudos em animais foram conduzidos as diretrizes aprovadas do Comitê institucional de cuidados e uso de animais do sistema de saúde OCHSNER e de acordo com as diretrizes de pesquisa em animais. Todos os tumores do paciente para este estudo foram coletados de pacientes consentiram submetidos a cirurgias de ressecção oncológica de acordo com o Conselho de revisão investigativa do sistema de saúde OCHSNER e os padrões éticos do Comitê institucional de Experimentação. Os patologistas Conselho-certificados no sistema de saúde de OCHSNER determinaram os diagnósticos patológicos de espécimes pacientes baseados nas características microscópicas de pilhas do tumor, de seu tipo histológico, e de nível da classe.

Nota: o seguinte protocolo descreve as etapas para dois modelos separados do xenograft, um modelo de UCC através do eletrocauterização da parede da bexiga para incuficar pilhas de UCC e uma injeção recto de pilhas de CRC para o estudo em um modelo de CRC. Todas as etapas que preparam e monitoram os experimentos são idênticas para ambos os modelos, enquanto as seções 7 e 8 descrevem especificamente o procedimento para instilação de UCC e injeção de CRC, respectivamente.

1. cultivando linhas celulares

1. Cresça as pilhas da HK no meio completo de RPMI-1640 suplementado com o soro bovino fetal de 10%, a glutamina de 2 nanômetro, a penicilina G de 100 U/mL, e a estreptomicina de 100 mg/mL em 37 ° c em uma incubadora humidificada de 5% CO₂ .
   Nota: as células de HK são células dendríticas foliculares humanas normais e podem ser cultivadas e expandidas para ≤ 15 passagens in vitro¹⁶.
2. Para se preparar para uma experiência, Trypsinize as células.
   1. Remova a mídia e adicione 2 mL de 1% de tripsina na solução de sal balanceada de Hank (HBSS) para as células. Coloque as células de volta na incubadora de 5% CO₂ humidificada a 37 ° c durante 4 min.
   2. Colete as pilhas do prato em um tubo de 15 ml usando um auxílio handheld do Pipet com um Pipet sorológicos de 10 ml Unido. Adicionar 8 mL de completo RPMI-1640 médio.
   3. Combine 40 μl das pilhas e 40 μl do azul do Tripan em um único poço de uma placa de 96 poços. Adicione 10 μL de mistura a um hemociômetro e conte células ao vivo. Adicionar 1 milhão células em 25 mL completo RPMI-1640 médio para um 150 mm estéril tecido cultura-Tratado prato para continuar a crescer as células.
      Nota: a suspensão da pilha da HK preparada nesta etapa deve ser usada dentro de uma hora para misturar-se com as pilhas do tumor para a injeção.

2. coleção paciente do espécime

1. Colete os tumores de UCC do paciente consentido 15 (BlCaPt15, pT3b N1 M0) e 37 (BlCaPt37, pT3b pN0 M0) na cirurgia do Resection.
2. Colete tumores de CRC do paciente consentido 155 (CoCaPt155, T1 N0 M0) e 302 (CoCaPt302, T1 N0 M0) na cirurgia do Resection.

3. expansão do tumor do paciente

1. Colete tumores na cirurgia no meio estéril frio de McCoy que contem a penicilina G (500 U/mL) e a estreptomicina (500 mg/mL).
2. Implante tumores diretamente no flanco esquerdo e direito da fêmea idosa de 6 − 8 semanas NOD/SCID ratos.
   1. Mecanicamente triturar os tecidos em pedaços pequenos (~ 1 mm³) usando pequenas tesouras cirúrgicas.
   2. Implante o tecido por via subcutânea ao flanco esquerdo e direito usando agulhas da biópsia da aspiração da medula de 13 G.
      Nota: implante um volume total de 8 mm³ dividido uniformemente para ambos os lados do flanco.

4. marcação e enriquecimento de tumores de luciferase rotulados

1. Meça o crescimento do tumor bi-semanal usando um compasso de calibre digital.
2. A 1 cm de diâmetro, transduce tumor. Injete diretamente no tumor com dose única de Luc/proteína vermelha fluorescente (RFP)-Lentivirus (50 μL/tumor, 1:30 diluição do estoque concentrado de Lentivirus de alto Titer) usando uma seringa de 1 cc com uma agulha de 27 G.
   Nota: o tumor do paciente tipicamente atinge 1 cm de diâmetro em 1 − 2 meses. No entanto, a taxa de crescimento é extremamente variável e com base em um número de fatores, incluindo grau tumoral e tipo.
3. Monitore o tumor semanalmente pela imagem bioluminescente (BLI) em animais vivos.
   1. Pese os ratos. Injete o rato consciente com 150 mg/kg de luciferina via intraperitoneal e aguarde 5 min para que o substrato circule no corpo do rato.
   2. Anestesie o rato com 2,5% de isoflurano em 100% de oxigénio, 1 L/min numa câmara de indução.
   3. Coloc o rato no estômago em uma máquina da imagem latente de bli com fluxo e imagem do isoflurano. Faça exame de imagens sequenciais para confirmar a presença de regiões positivas do tumor de Luc/RFP (imagem bio-luminescente da falso-cor). Retorne o rato à gaiola depois que a imagem latente é completa.

5. Selecione a porção apropriada de tumor para digestão enzimática

1. No dia do procedimento de UCC ou de CRC, o rato da imagem com luciferase marcou o tumor como nas etapas 4.3.1 − 4.3.3.
   Nota: o período de tempo para que o tumor subcutâneo cresça depende da velocidade do crescimento tumoral e do número planejado de animais a serem injetados no experimento.
2. Tumor da colheita do flanco e da imagem do rato.
   1. Euthanize o rato pelo CO₂ inalação após a imagem latente. Coloque o mouse na câmara CO₂ , ligue o gás em 1,4 L/min até a parada respiratória e deixe por 3 min. Siga isto com luxação cervical.
   2. Limpe a pele com 70% de etanol. Tenda pele diretamente acima do tumor. Com tesouras cirúrgicas fazer uma pequena incisão na pele. Separe a pele do tumor com tesouras.
   3. Remova o tumor e coloc em um petri-prato estéril. Prato inteiro da imagem em uma máquina da imagem latente.
3. Use tesouras estéreis ou bisturi para separar as seções luciferase-negativas das seções positivas do luciferase no tumor e na re-imagem.
4. Repita até que somente as partes mais altamente positivas do tumor permaneçam.

6. digestão enzimática do tumor

1. a capa laminar do fluxo, as partes positivas do tumor do luciferase do mince (etapa 5,4) nas partes possíveis as menores que usam tesouras cirúrgicas estéreis e põr as em um tubo cônico estéril de 50 mL.
   Nota: mincing o tumor nas partes possíveis as menores renderá umas pilhas mais individuais.
2. Prepare a solução de digestão adicionando 10 mL de colagenase IV (1,5 mg/mL), 80 μL de hialuronidase (20 mg/mL) e 160 μL de desoxirribonuclease I (0,1 mg/mL) a 40 mL de HBSS. Misture a solução invertendo.
3. Adicione 35 − 40 mL da solução de digestão ao tumor picado. Incubar a 37 ° c com rotação contínua por 2 h.
   Nota: agitar vigorosamente o tubo periodicamente durante toda a incubação para prevenir o tecido tumoral de aglutina.
4. Filtre a digestão inteira através do filtro estéril da pilha de 100 μm seguido por um filtro da pilha de 40 μm para remover restos. Salve o fluxo e descarte os detritos.
5. Lave as células livres adicionando 20 mL de HBSS e centrifugue a 329 x g durante 5 min. aspirar o sobrenadante e resuspender a pelota em 30 ml de HBSS.
6. Combine 10 μL da solução da pilha e 90 μl do azul do Tripan em um único poço de uma placa do poço 96. Contagem de células ao vivo usando um hemacytometer.
7. Transfira 1 x 10⁴ para 1 x 10⁶ células tumorais por rato para um tubo cônico estéril de 15 ml. Adicionar 3 x 10⁵ células de HK da etapa 1.2.3 por mouse, para o mesmo tubo com células tumorais.
   Nota: Utilize um tubo cônico estéril de 50 mL se o volume total exceder 15 mL. Calcule sempre mais doses para animais adicionais por grupo de estudo para dar conta da perda de fluido durante o uso da seringa. Por exemplo, se um grupo contiver 5 ratos, faça células suficientes para 6 ou 7 ratos.
8. Centrifugador em 329 x g por 5 min. descarte o sobrenadante quer aspirando ou pipetando.
9. Reressuscite células em 50 μL por mouse para modelo UCC ou 10 μL por mouse para modelo CRC em mídia RPMI completa. Mantenha a suspensão celular no gelo até estar pronto para uso.

7. modelo do rato de UCC

1. Preparação de camundongos para o procedimento
   1. Obtenha seis a oito semanas de idade fêmea NOD/SCID mouse. Raspar as costas do mouse usando creme de depilação. Anestesie o camundongo em uma câmara de indução com isoflurano (2,5% em 100% de oxigênio, 1 L/min).
   2. Uma vez sedado, coloque o mouse em posição supina com seu focinho em um cone de nariz isoflurano e Bare back firmemente fundamentada em um eletrodo dispersivo.
      Nota: o rato está completamente sedado se não responder à pinça do dedo.
2. Instill pilhas de UCC preparadas na etapa 6,9 à bexiga usando um angiocatheter (Figura 1Aa, AB).
   1. Configurar uma máquina monopolar do eletrocautério e ajustar-se a uma potência de 4 W. lubrific um angiocatheter estéril de 24 G com geléia de lubrificação e a inserção através da uretra do rato fêmea.
      Nota: ligeira resistência pode ser sentida. Empurre delicadamente para a frente ou remova o angiocatheter e repita-o. Não force. Se o cateter se dobrar na entrada, insira um fio-guia estéril (ver 7.2.2) no meio do cateter para proporcionar estabilidade.
   2. Introduza totalmente o 0, 25 "fio de guia reto do núcleo fixo 1 milímetro após a extremidade do angiocatheter.
      Nota: o fio é marcado com fita adesiva antes do procedimento para indicar o ponto de parada de 1 mm e garantir a consistência.
   3. Segure o pino monopolar para o fio guia para 1 s permitindo a irritação elétrica da mucosa da bexiga.
   4. Fixe um angiocatheter estéril fresco à seringa do Luer-Lok de 1 centímetro cúbico e elabore 200 μL de pilhas coletadas da etapa 6,9.
      Nota: pelo menos 100 μL é perdido do angiocatheter à seringa. Compensar o volume de perda ao calcular o volume de suspensão celular necessária.
   5. Remova o fio guia e o angiocatheter da uretra do rato. Introduza o angiocatheter com a seringa das pilhas anexadas na uretra.
      Nota: avanço deve ser mais fácil do que antes.
   6. Instill 50 μL das pilhas à bexiga do rato. Aguarde alguns segundos antes de remover o angiocatheter para permitir que as células aderem à parede da bexiga.
      Nota: as células permanecem na bexiga e se desenvolvem em um tumor primário.
3. Remova o rato do cone do nariz do isoflurano e da almofada de aterramento. Observe o mouse para 1 h após o procedimento. Procure sinais da aflição, isto é, para trás curvado, respiração trabalhada, etc.

8. modelo de mouse CRC

1. Anestesiar o aceno masculino de seis a oito semanas de idade/camundongo com isoflurano (2,5% em 100% de oxigênio, 1 L/min) na câmara de indução. Confirme a sedação com uma pitada de dedo.
2. Coloc o rato anestesiado na posição supina um microscópio de dissecação, certificando-se fixar seu focinho a um cone de nariz do isoflurano e fixar seus membros dianteiros com a fita para a estabilidade.
   Nota: as lupas podem ser utilizadas em vez de um microscópio de dissecação. Um objeto pequeno pode ser usado para melhorar a visibilidade e o ângulo quando coloc a base da cauda, elevando o ânus. Tipicamente, as seções pequenas da gaze são roladas em uma forma do cilindro do diâmetro de 1 polegada.
3. Dilatar o canal anal com curvo fórceps com ponta romba lubrificada para expor a mucosa anal e retal distal. Retire as fezes.
4. Use uma agulha removível estéril de 30 G em uma seringa de vidro de 50 μL para injetar 10 μL de pilhas do tumor e da HK (da etapa 6,9) na submucosa rectal do posterior longe do ponto de origem 1 a 2 milímetros acima do canal anal. O chanfro da agulha deve ser coberto por mucosa. Tenha cuidado para não passar para a cavidade pélvica.
5. Remova o rato do cone do nariz do isoflurano. Observe o mouse para 1 h após o procedimento. Procure sinais da aflição, isto é, para trás curvado, respiração trabalhada, etc.

9. imagem bioluminescente

1. Monitore o tumor preliminar, o fígado, e a carga metastática do pulmão semanalmente usando um sistema bioluminescente da imagem latente para a atividade do luciferase.
   1. Obter um mouse de experimento UCC ou CRC e pesar. Injete 150 mg/kg de luciferina intraperitonealmente e aguarde 5 min para que o substrato circule no corpo do rato.
   2. Anestesie o rato com 2,5% de isoflurano em 100% de oxigénio, 1 L/min na câmara de indução.
   3. Coloc o rato na máquina da imagem latente de BLI com o nariz reparado no nosecone. Ao expor para a imagem, certifique-se de que a área de interesse está enfrentando a câmera. Para a injeção de UCC e CRC, o lado ventral deve enfrentar a câmera para cada imagem. Rato da imagem na posição supina.

10. colheita de órgãos e tumores

1. Quando o Radiance primário da luminescência do tumor alcança 1 x 10¹¹ fótons ou se os ratos exibem sinais da aflição (isto é, perda de peso, parte traseira curvado, respiração áspera/trabalhada, etc.), eutaniza ratos pela inalação do co₂ (como na etapa 5.2.1) após o luciferina injeção e imagem de corpo inteiro.
2. Remova o fígado e o pulmão, coloc em uma placa de Petri e na imagem para identificar todas as metástases. Remova o tumor, pesar e imagem. Fixar órgãos e tumores em formalina tamponada neutra de 10% para 48 h à temperatura ambiente.
   Nota: Limpe/limpe tesouras e fórceps entre cada órgão para evitar a transferência do tecido.

11. avaliação histológica

1. Incorporar os tecidos fixos de formalina em parafina e fatiar os tecidos a 5 μm de espessura em um micrótomo para coloração de hematoxilina e eosina (H & e) e imunoistoquímica (IHC).
   Nota: toda a coloração de H & E de lâminas de parafina foi feita no laboratório de patologia do sistema de saúde de OCHSNER, e todas as manchas de IHC neste papel foram executadas em um laboratório de pesquisa do sistema de saúde de OCHSNER após a recuperação do antígeno de alta temperatura usando o 67 e os anticorpos Cytokeratin 20, seguidos pelo anticorpo secundário biotinylated, e os complexos da avidina-biotina-peroxidase de acordo com instruções do fabricante^13,14.

Resultados

No modelo PDOX da UCC, as células BlCaPt15 ou BlCaPt37 do UCC foram intravesicamente (IB) instiladas na presença de células de HK na bexiga de rato NOD/SCID feminina (Figura 1a). Vinte e cinco em trinta (83,3%) os animais geraram tumores primários e apresentavam crescimento do tumor primário dependente do tempo com base na bli semanal (Figura 1b, C e tabela 1). Da mesma forma, no modelo CRC ...

Discussão

A doença metastática é responsável para a maioria de mortalidades pacientes do cancro. Em testes terapêuticos pré-clínicos, é crucial estabelecer modelos do rato que mais pròxima emular o crescimento humano do tumor com metástases distantes espontâneas do órgão. Usando modelos murinos com células cancerosas derivadas do tumor paciente implantado (xenoenxertos) permite uma melhor compreensão da biologia tumoral e biomarcadores preditivos, bem como testes e predição de efeitos antineoplásicos de novas ter...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Avidin-biotin-peroxidase	Vector Labs Inc	PK-6100
Biotinylated secondary antibody	Vector Labs Inc	BA-1000
Collagenase IV (1.5 mg/mL)	Worthington Biochemical Corporation	LS004189
Deoxyribonuclease I (0.1 mg/mL)	Sigma	D4263
D-Luciferin (150 mg/kg)	Perkin Elmer	122796
Formalin (10% neutral buffered)	Leica	46129
glutamine (2 nM)	Fisher Scientific	35050061
Hair Removal Cream	Church & Dwight Co., Inc	1 (800) 248-8820
Hanks Balanced Salt Solution (HBSS)	Fisher Scientific	SH30016.02
Hyaluronidase (20 mg/mL)	Sigma	H3884
Isoflurane	Henry Schein Animal Health	108333
Luc/RFP-lentivirus	From our collaborators. See reference 13: Gills, J. et al. A patient-derived orthotopic xenograft model enabling human high-grade urothelial cell carcinoma of the bladder tumor implantation, growth, angiogenesis, and metastasis. Oncotarget. 9, 32718-32729, doi:10.18632/oncotarget.26024 (2018).
McCoy’s medium	Life Technologies	110862
penicillin/streptomycin 100 mL (100 U/mL)	Fisher Scientific	15140-122
RPMI-1640 Medium	American Type Culture Collection	110636
Trypan Blue	Sigma	T6146
Trypsin/EDTA	Life Technologies	15400-054
Name	Company	Catalog Number	Comments
Gas
100% Oxygen	Airgas Inc	OX USP200
100% CO2	Airgas Inc	CD USPE
Name	Company	Catalog Number	Comments
Mice
6-8 week old NOD/SCID Mice (male)	Jackson Lab	001303
6-8 week old NOD/SCID Mice (female)	Jackson Lab	001303
Name	Company	Catalog Number	Comments
Immunohistochemistry
Hematoxylin	Sigma	GHS232
Ki-67 Rabbit Monoclonal Antibody	Thermo Scientific	RM-9106-S
Name	Company	Catalog Number	Comments
Tools
40 µm cell strainer	Fisher Scientific	08-771-1
100 µm cell strainer	Fisher Scientific	08-771-19
15 mL Conical Tube	Sarstedt	11799
50 mL Conical tube	Sarstedt	15762
150 mm Tissue Culture Dish	USA Scientific Inc	CC7682-3614
96 Well plate	USA Scientific Inc	CC7682-7596
Forceps	Symmetry Surgical Inc	06-0011
Surgical scissors	Symmetry Surgical Inc	02-2011
Name	Company	Catalog Number	Comments
Equipment
5% CO2 humidified incubator	Thermo Scientific	3110
Bioluminescent (BLI) Imaging Machine	Perkin Elmer	CLS136334
BLI Imaging Machine Software	Perkin Elmer	CLS136334
Centrifuge	Beckman	366830
Deconvoluting Microscope	Intelligent Imaging Innovations	Marianas
Deconvoluting Microscope Imaging Software	Intelligent Imaging Innovations	+1 (303) 607-9429 x1
Digital caliper	Fowler Tools and Instruments	54-115-330
Dissecting microscope	Precision Instruments LLC	(504) 228-0076
Electrosurgical generator	ValleyLab	FORCE1C20
Isoflurane Induction Chamber	Perkin Elmer	119038
Microtome	American Optical Corporation	829
Pipet Aid	Fisher Healthcare	13-681-15E
Serological pipet (10 mL)	Sarstedt	86.1254.001