Imagerie par tomographie par émission de positons pour la mesure in Vivo de la teneur en myéline dans le modèle rat de lysolecithine de la sclérose en plaques

Résumé

Ce protocole a pour but de surveiller les changements in vivo de myéline (démyélinisation et remylination) par imagerie par tomographie par émission de positons (TEP) dans un modèle animal de sclérose en plaques.

Résumé

La sclérose en plaques (SEP) est une maladie neuro-inflammatoire dont la dégénérescence et la démyélinisation axonales et neuronales se développent dans le système nerveux central, ce qui entraîne des dysfonctions motrices, une déficience psychique et une déficience cognitive pendant la progression de la SP. La tomographie par émission de positons (TEP) est une technique d’imagerie capable de quantifier les altérations cellulaires et moléculaires in vivo.

Les radiotraceurs ayant une affinité avec la myéline intacte peuvent être utilisés pour l’imagerie in vivo des changements de contenu de myéline au fil du temps. Il est possible de détecter soit une augmentation ou une diminution de la teneur en myéline, ce qui signifie que cette technique d’imagerie peut détecter les processus de démyélinisation et de remylination du système nerveux central. Dans ce protocole, nous démontrons comment utiliser l’imagerie TEP pour détecter les changements de myéline dans le modèle de rat lysolecithine, qui est un modèle de lésion de démyélinisation focale (induite par injection stéréotaxique) (c.-à-d., un modèle de maladie de sclérose en plaques). ^{11 ans et plus} La formation image de PET de C-PIB a été exécutée à la ligne de base, et 1 semaine et 4 semaines après injection stéréotaxique de lysolecithine 1% dans le striatum droit (4 μL) et le callosum de corpus (3 μL) du cerveau de rat, permettant la quantification de la démyélinisation focale (emplacement d’injection après 1 semaine) et du processus de remyelination (site d’injection à 4 semaines).

L’imagerie TEP myéline est un outil intéressant pour surveiller les changements in vivo dans la teneur en myéline qui pourraient être utiles pour surveiller la démyélinisation de la progression de la maladie et la réponse thérapeutique.

Introduction

La sclérose en plaques (SEP) est une maladie neuro-inflammatoire qui affecte le système nerveux central, caractérisée par une inflammation, une démyélinisation et une perte axonale¹. Le pronostic de cette maladie est variable même avec des avances dans le traitement, et c’est l’une des causes les plus communes des déficits neurologiques chez les jeunes^1. Le diagnostic de SP est basé sur les critères de la manifestation clinique et de la visualisation des lésions caractéristiques par imagerie par résonance magnétique (IRM)^2,3.

La tomographie par émission de positons (TEP) peut être un outil utile pour la surveillance in vivo de la progression de la SP et des effets thérapeutiques. Le radiotraceur B composé de Pittsburgh (PIB) étiqueté avec du carbone-11⁽¹¹C-PIB) est largement utilisé pour quantifier les plaques β-amyloïdes; cependant, au cours de la dernière décennie, il a été étudié pour quantifier le contenu de myéline et montrer la démyélinisation dynamique et la remyélinisation^4,5,6.

Différents traceurs de PET amyloïdes⁽¹¹C-PIB, ¹⁸F-florbetaben,¹⁸F-florbetapir, ¹⁸F-flutemetamol) peuvent être utilisés pour quantifier la myéline et fournir des informations importantes sur la progression de la maladie et la réponse thérapeutique, permettant l’identification des processus de démyélinisation et de remylination, sans interférence de neuroinflammation, qui peuvent se produire avec des images conventionnelles de résonance magnétique (IRM)⁷. La formation image amyloïde de PET a montré l’absorption diminuée de traceur dans les patients actifs de SEP comparés aux patients non actifs qui pourraient être expliqués par des dommages tôt de matière blanche dans les patients actifs^8. L’absorption inférieure de traceur amyloïde a été également associée au déclin cognitif dans une étude de suivi, montrant que cette technique est un outil valable pour étudier la pathophysiologie de la maladie et les résultats cliniques^9.

Le modèle de rat de lysolecithine (LPC) est un modèle chimique induit de sclérose en plaques, où la toxine injectée, LPC, induit une réponse élevée des macrophages qui a comme conséquence l’inflammation accrue et, par conséquent, la démyélinisation^10,11. La démyélinisation est rapidement inversée, en environ 4 semaines, ce qui en fait un bon modèle pour évaluer les processus de démyélinisation et de remylination chez les rongeurs. Ce modèle a déjà été évalué à l’aide de l’imagerie TEP, avec de bons résultats et une corrélation avec les essais post mortem¹².

Ici nous présentons le protocole pour l’imagerie de PET de myéline ^{avec 11}C-PIB dans le modèle de rat de lysolecithine, montrant cette technique d’imagerie pour être un outil utile pour la mesure in vivo de la teneur en myéline.

Protocole

Toutes les procédures ont été menées conformément aux directives du Conseil national pour le contrôle de l’expérimentation animale (CONCEA, Brésil) et ont été approuvées par le Comité d’éthique pour la recherche animale de la Faculté de médecine de l’Université de Sao Paulo (CEUA-FMUSP, Brésil - numéro de protocole: 25/15).

NOTE : Dans ce protocole, nous montrons comment induire un modèle de rat de lysolecithine de la sclérose en plaques et comment acquérir et analyser les images de PET de myéline.

1. Préparation de solution de lysolecithine

1. Peser la lysolecithine (L-α-Lysophosphatidylcholine à partir du jaune d’œuf) sur une échelle analytique à l’aide d’un tube en plastique conique (1,5 mL).
2. Ajouter la solution saline stérile au tube pour faire 1% de solution (par exemple: peser 1 mg de lysolecithine et la dissoudre avec 100 μL de solution saline) et dissoudre la lysolecithine en secouant le tube (en secouant d’un côté à l’autre et en ne tournant pas de haut en bas).
3. Préparez la solution juste avant de commencer l’induction du modèle animal (ne stockez pas la solution finale prête).

2. Modèle de rat de Lysolecithin - chirurgie stéréotaxique

1. Utilisez des rats Wistar mâles pesant entre 220 et 270 g. Utilisez des gants et un masque pendant toutes les procédures.
2. Induire une anesthésie avec 5% d’isoflurane mélangé à 100% O₂ (1 L/min) à l’aide d’une boîte d’induction. Vérifiez si l’animal est anesthésié en observant l’absence de mouvement (seule la respiration doit être observée).
3. Placez l’animal dans un appareil stéréotaxique sur un coussin chauffant. Fixer le nez et les oreilles de l’animal à l’équipement.
   REMARQUE : Les détails de la façon d’effectuer la chirurgie stéréotaxique peuvent être trouvés dans la base de données d’éducation scientifique de JoVE. Les neurosciences. Chirurgie stéréotaxique des rongeurs. JoVE, Cambridge, MA, 2021.
   1. Surveillez l’anesthésie pendant toute la procédure (y compris la chirurgie et l’acquisition d’images). Pour ajuster la concentration d’isoflurane, observez le taux de respiration de l’animal. Un taux de respiration rapide nécessite une concentration plus élevée et un taux de respiration lent nécessite une concentration anesthésique plus faible.
4. Injecter l’analgésique (ketoprofène - 5 mg/kg) sous-cutané (diluer le médicament à 1 mL en solution saline, cela aidera à hydrater l’animal).
5. Mettez de la crème pour les yeux dans les yeux de l’animal pour vous protéger contre la déshydratation.
6. Utilisez une solution de chlorhexidine de 0,5 % pour nettoyer la zone d’incision.
7. Injecter 100 μL d’hydrochlorure lidocaïne 2% sous-cutanée dans la région d’incision.
8. Rasez la zone du crâne.
9. Utilisez des instruments stériles pour cette procédure.
10. À l’aide d’un scalpel, faire une incision d’environ 2 cm dans la peau sur le crâne.
11. Exposez le crâne avec des pinces Bulldog.
12. Utilisez un écouvillon pour nettoyer la zone du crâne avec 1% de peroxyde d’hydrogène.
13. Localiser et marquer le bregma (un atlas stéréotaxique du cerveau du rat peut aider à identitaire le Bregma).
14. Placez la seringue Hamilton (seringues neuros μL) au bregma.
15. À l’aide du bregma et d’un atlas stéréotaxique comme référence, placez la seringue Hamilton aux coordonnées suivantes : Antero-postérieure : -0,30 mm, latéral : -3,0 mm et ventral jusqu’à ce qu’elle touche l’os du crâne, marque le crâne et note l’orientation des coordonnées sur papier.
16. Percer le crâne à la coordonnée marquée. Prenez soin de dura mater (endommager dura mater peut causer beaucoup de saignements).
17. Remplissez la seringue Hamilton de 7 μL de solution de lysolecithine (1 % en solution saline). Un plus grand volume peut être placé dans la seringue, mais seulement 7 μL seront injectés (sortez les bulles de la seringue pour mesurer correctement le volume).
18. Placez la seringue Hamilton aux coordonnées précédentes pour commencer l’injection de drogue (total de 7 μL en 3 coordonnées stéréotaxiques ventrales différentes). Compte tenu des coordonnées précédemment indiquées, abaissez la seringue Hamilton à la coordonnée ventrale de -5,0 mm.
19. Injectez très lentement 2 μL de solution de lysolecithine (1 μL/10 min). Attends 3 min.
20. Prenez l’aiguille jusqu’à la coordonnée stéréotaxique ventrale suivante (-4,2 mm) et injectez lentement 2μL de solution de lysolecithine (1 μL/ 10 min). Attends 3 min.
21. Injecter la troisième coordonnée ventrale -3,0 mm (3 μL de solution de lysolecithine - 1 μL/10 min).
22. Attendez 5 min, puis retirez la seringue Hamilton du cerveau.
23. Suture de la peau.
24. Retirez l’animal de l’appareil stéréotaxique et laissez l’animal se réveiller.
25. Retournez l’animal dans la cage de la maison, gardez l’animal seul et sous surveillance pour vérifier s’il y a des signes d’inconfort.
26. Injecter de l’analgésique sous-cutané (kétoprofène - 5 mg/kg) dilué en solution saline, à 24 h et 48 h après l’opération.

3. Acquisition de PET

1. Prendre 7 à 20 MBq ^{de 11}C-PIB de radioactivité dans une seringue (1 mL est le volume maximum autorisé pour l’injection intraveineuse chez les rats).
2. Anesthésier l’animal avec 5% d’isoflurane mélangé à 100% O₂ (1 L/min) à l’aide de la boîte d’induction.
3. Injecter ¹¹C-PIB (radioactivité définie dans l’élément 4.1 ci-dessus) dans la veine pénienne, ou la veine de queue du rat (les deux sites d’administration sont très bien, la décision est un choix personnel. Nous conseillons seulement de ne pas utiliser une injection rétro-orbitale puisque l’emplacement est trop proche de la région d’intérêt (le cerveau) et peut nuire à la qualité de l’image.
   REMARQUE : L’acquisition d’images du point de temps de référence est effectuée avant l’injection stéréotaxique et les 2 autres points de temps à 1 semaine et 4 semaines après la chirurgie.
4. Retirez l’animal de l’anesthésie pour permettre à l’animal de se réveiller (laissez l’animal sur un coussin chaud jusqu’à ce qu’il soit complètement éveillé).
5. Retournez l’animal dans la cage de la maison.
6. Attendez 30 min pour l’étape suivante.
7. Anesthésier les rats avec 5% d’isoflurane mélangé à 100% O₂ (1 L/min) à l’aide d’une boîte d’induction.
8. Ouvrez le logiciel de scanner PET.
9. Sélectionnez Scan > Pet Ready.
10. Détails complets du chercheur principal, ID d’étude, ID de série, ID animal, poids animal (g) et notes additions. Sélectionnez Suivant.
    REMARQUE: Utilisez point (.) pour le nombre décimal dans le poids de l’animal.
11. Modifier la zone roi pour la numérisation (généralement entre 3 et 8). C’est la zone qui sera incluse dans l’image (les zones entre les numéros 3 et 8 de la couverture du lit apparaîtront dans l’image finale).
12. Placez le rat anesthésié sur un lit de rat standard du scanner PET et allumez l’anesthésie (3% d’isoflurane dans 100% O₂ est un bon début, puis le taux d’anesthésie doit être ajusté au besoin). Pour ajuster l’anesthésie, vérifiez les données de surveillance du logiciel de scanner pour vérifier que l’animal respire dans un rythme constant et lent.
    REMARQUE : Allumez la pompe à vide couplée au filtre à carbone activé pour recueillir l’excès de gaz isoflurane (si la pompe est disponible).
13. Appliquer de la crème pour les yeux pour protéger les yeux de l’animal.
14. Poussez le lit d’animal à l’intérieur du scanner PET.
15. Détails complets de l’activité, temps d’étalonnage de l’activité, isotope (C-11) et durée de l’analyse (20 minutes). Sélectionnez Démarrer l’analyse.
    REMARQUE : Un message de lit mobile pour animaux de compagnie apparaîtra, et le lit d’animal se déplacera dans l’équipement et s’arrêtera à la position de retour sur investissement précédemment sélectionnée. L’heure d’acquisition commencera à compter et le nombre de dénombrements par seconde apparaîtra (CPS).
16. Dans le logiciel de scanner, naviguez vers l’onglet Moniteur à gauche de l’écran, vérifiez le changement de seuil de changement aux paramètres respiratoires (BPM).
    REMARQUE : Une fenêtre apparaîtra, avec paramètre de seuil (500). Sélectionnez OK.
17. Naviguez vers 0% DE PUISSANCE pour modifier les paramètres de température pour chauffer l’animal pendant l’analyse. Une fenêtre apparaîtra; compléter le paramètre (80 - 100). Sélectionnez OK.
    REMARQUE : Choisissez entre 80 et 100 % de puissance en fonction des conditions de température ambiante (plus il y aura de puissance, plus il sera chaud).
18. Revenez à l’onglet SCAN.
19. Naviguez vers l’outil de configuration (icône de vitesse) et remplissez le temps d’injection, l’activité restante, le temps d’étalonnage d’activité restant. Sélectionnez Enregistrer.
    REMARQUE : Une fenêtre apparaîtra « Êtes-vous sûr de vouloir modifier les métadonnées du protocole ? » > OUI
20. Revenez à l’onglet Moniteur (vérifiez les paramètres respiratoires de l’animal, et si nécessaire, augmentez ou diminuez la concentration d’isoflurane - habituellement 3% en 100% O₂ suffit).
21. Lorsque l’acquisition de PET est terminée, le message Pet Ready apparaîtra sur l’onglet Scan, vérifiez l’icône Arrow Out (à gauche de l’outil de configuration) pour sortir du lit d’animal.
22. Retirer l’animal de l’anesthésie et laisser se réveiller sur un coussin chaud.
23. Pour reconstruire l’image,naviguez jusqu’à reconstruire l’onglet.
24. Vérifiez plus l’icône en bas à gauche de l’écran, et sélectionnez le fichier d’étude qui sera reconstruit. Sélectionnez Suivant.
25. Accédez à l’outil de résolution énergétique. Une fenêtre apparaîtra. Configurer le pic d’énergie (keV) au paramètre de l’équipement (basé sur le contrôle mensuel de la qualité). Sélectionnez Fermer.
    REMARQUE : Le pic d’énergie peut changer chaque mois lors de l’étalonnage mensuel de l’équipement.
26. Gardez tous les autres paramètres comme valeur par défaut (taille voxel isométrique : 400 mm; nombre d’itérations : 30 ; Résolution énergétique : 30 %; Enregistrer la dernière itération seulement; décochez Conserver les données binaires) .
27. Vérifiez Ajouter.
    REMARQUE : Une fenêtre apparaîtra « La reconstruction a été ajoutée à la file d’attente et commencera une fois que les autres auront terminé ». Sélectionnez OK. Un fichier apparaîtra dans la liste de reconstruction sur l’onglet Reconstruire et l’état apparaîtra comme en attente ou en % (progrès) ou terminé.

4. Analyse d’image

REMARQUE : Effectuez l’analyse d’images à l’aide d’un logiciel d’analyse d’image dédié. Dans le protocole actuel, la démonstration utilise un logiciel spécifique, mais s’il n’est pas disponible, d’autres options peuvent être utilisées.

1. Ouvrez PMOD > Fusiblez-le.
2. Accédez à l’onglet Correspondant en haut de l’écran.
3. Ouvrez le menu Entrée de charge au milieu droit de l’écran et sélectionnez fichiers Autodetect, sélectionnez fichier PET (DICOM, Interfile ou NifTI), ajoutez à sélectionné, cliquez avec opérations, réorientez vers l’orientation standard, cliquez sur Charge et Fermer.
4. Vérifiez si l’espèce animale est correcte au bas de l’écran (RAT).
5. Cochez la case Crop en bas à droite de l’écran.
6. Ajustez la taille de la boîte jaune dans l’image PET pour prendre tout le cerveau.
7. Cliquez sur le bouton Rigide à droite de l’écran. À la fenêtre de confirmation cliquez sur Oui.
8. Cliquez sur l’outil cerveau au milieu droit de l’écran pour ouvrir l’Atlas de référence. Sélectionnez Px Rat (W.Schiffer) - T2.
9. Sélectionnez Les résultats de correspondance à partir de l’onglet en haut à droite (Sélectionnez l’onglet étape de traitement).
10. Cliquez sur Le récoupage des données^{(4 e}onglet en haut à droite).
11. Alignez l’image PET avec le modèle de référence à l’aide de l’outil de rotation (icône blanche au centre de l’image PET). Vérifiez l’alignement de 3 plans anatomiques.
12. Enregistrez le fichier de co-inscription (menu côté droit de l’écran).
13. Sélectionnez le format de sortie (DICOMor NifTI), le répertoire et le préfixe des fichiers. Cliquez sur Enregistrer.
    REMARQUE : Si la sortie co-enregistrée est enregistrée sous le nom de NifTi, les informations d’image de l’en-tête seront perdues.
14. Cliquez sur le menu VOIs en bas de l’écran.
15. Naviguez vers Template > Atlas en bas de l’écran (ci-dessous la fenêtre VOIs).
16. Sélectionnez Px Rat (W.Schiffer) dans le menu drop-down.
    REMARQUE : Si vous n’avez besoin d’analyser que des IST spécifiques, vous ne pouvez sélectionner que les zones d’intérêt du cerveau. Si vous voulez toutes les zones cérébrales de l’atlas du cerveau, aucune action n’est nécessaire.
17. Cliquez sur Contour en bas de l’écran.
    REMARQUE : Les IOV des zones cérébrales apparaîtront dans la fenêtre VOI.
18. Dessinez manuellement le VOI dans le site de lésion et la zone contralatérale d’hémisphère de cerveau⁽¹¹zone de faible absorption de C-PIB et hémisphère contralatéral de cerveau, respectivement).
19. Cliquez dans la zone de l’image PET ^{avec 11}C-PIB faible absorption.
20. Sélectionnez Nouveau VOI > OK.
    REMARQUE : Une feuille de calcul apparaîtra
21. Accédez à l’icône SPHERE au milieu de l’écran (à gauche de la fenêtre VOI)
    REMARQUE : Une feuille de calcul apparaîtra.
22. Choisissez le nom VOI: lésion et sélectionnez Appliquer.
    REMARQUE : Une sphère apparaîtra dans l’image co-enregistrée.
23. Alignez la sphère dans la zone de lésion et ajustez le VOI pour tous les plans anatomiques.
24. Cliquez sur Fermer (à la partie inférieure de la feuille de calcul).
25. Sélectionnez la lésion VOI (à partir de la liste DES VOI).
26. Accédez à l’icône d’opérations de miroir VOI (en haut à droite de la fenêtre VOIs) et sélectionnez Clone et miroir gauche/droite.
27. Naviguez pour calculer les statistiques VOI sélectionnées en haut de la fenêtre de liste vois. Naviguez pour sélectionner des statistiques à calculer icône pour choisir les données de sortie (sur le côté droit de l’icône statistiques VOI). Habituellement, pour le contenu myéline vérifier les statistiques pour le groupe de VOIs, Moyenne, SD, Min, Max).
    REMARQUE : Une feuille de calcul apparaîtra. L’unité de données de réglage par défaut est kBq/cc. En haut gauche de la feuille de calcul (STATISTIQUES VOI), vous pouvez vérifier l’unité de données sous forme de VUS (valeur d’absorption normalisée). Si vous avez terminé correctement les détails de l’administration du radiotraceur et de l’acquisition d’images dans le logiciel scanner, comme décrit précédemment, les données suv seront calculées automatiquement par le logiciel PMOD, sinon, vous pouvez modifier les détails.
28. Naviguez vers Copie à l’aide du format de numéro local du système.
    REMARQUE : Vérifiez si toutes les statistiques sont sélectionnées pour copier en tant que sortie (Vérifiez l’icône en haut droit de l’écran). Les données qui seront copiées dépendent de l’unité de données sélectionnée.
29. Coller les données de sortie dans un bloc-notes ou une feuille de calcul.
    REMARQUE : Prenez soin des paramètres logiciels pour les symboles point et virgule entre les nombres. Cela peut être différent d’une configuration linguistique à l’autre.
30. Enregistrez le fichier avec le nom et les détails de l’étude.

Résultats

La figure 1 montre ¹¹images TEP C-PIB illustrées avec des changements de myéline au fil du temps. Dans l’analyse de base, aucune différence ne peut être observée dans la teneur en myéline (c.-à-d. qu’aucune démyélinisation n’est présente). Dans l’image de point de temps d’une semaine, il est possible de voir la lésion démyélinée focale (dans l’hémisphère droit) comme indiqué par la flèche blanche. Les images sont présentées dans les 3 plans anatomiq...

Discussion

Le plus grand avantage d’utiliser le modèle de lysolecithine pour étudier la sclérose en plaques est le calendrier rapide pour la démyélinisation (environ 1 semaine) et la réélinisation (environ 4 semaines) à^{se produire 14}. Ce modèle peut également être induit chez les souris¹⁵, cependant, l’induction chez les rats est plus avantageux pour l’imagerie TEP in vivo en raison de la plus grande taille du cerveau de rat par rapport aux souris.

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Analytical Balance	Marte	AUWZZOD	max: 220 g- min: 1 mg
Anestesia vaporizer	Nanitech	15800
Beta-cube	Molecubes
Bulldog clamp	Stoelting	5212043P
clorexidine	Rioquimica		0.5%/100 mL
Cotton swabs	johnson e johnson
Dose calibrator	Capintech
Drill	Kinzo powertools	352901	Model Q0M-DC3C
Eppendorf tube	Eppendorf	30125150	1.5 mL
Eye lubricant	ADVFARMA	30049099	vaseline 15 g (pharmaceutical purity)
Fine forceps	Stoelting	52102-38P
Gloves	Descarpack	212101	6.5 size
Heating pad	Softhear
Injection Syringe	Hamilton	80314	10µ, 32ga, model 701
Insuline syringe	BD	328328	1 mL insulin syringes with needle
Isoflurane	Cristália	410525	100 mL , concentration 1 mL/1 mL
Ketoprofen or other analgesic	Sanofi		100 mg/2 mL
lidocaine	Hipolabor	1.1343.0102.001-5	2%/20mL
L-α-Lysophosphatidylcholine from egg yolk	Sigma-aldrich	L-4129	25 mg - ≥99%, Type I, powder
Needle holder	Stoelting	5212290P
Oxygen	White Martins	7782-44-7	Compressed gas
PMOD software	PMOD technologies	Version 4.1	module fuse it
Rat anesthesia mask	KOPF	Model 906
Saline	Farmace	0543325/ 14-8	0.9% sodium chloride for injection, 10 mL
Scapel blades	Stoelting	52173-10
Scapel handles	Stoelting	52171P
Scissor	Stoelting	52136-50P
Semi-analytical Balance	Quimis	BK-3000	max:3,100 g; min:0.2 g
shaver	Mega profissional		AT200 model
Stereotactic Apparatus	KOPF	Nodel 900
Universal holder with needle support	KOPF	Model 1772-F1	Hamilton support for 5 and 10 µL