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Résumé

Le rideau d’ADN, une technique d’imagerie à haut débit d’une seule molécule, fournit une plate-forme pour la visualisation en temps réel de diverses interactions protéine-ADN. Le présent protocole utilise la technique du rideau d’ADN pour étudier le rôle biologique et le mécanisme moléculaire d’Abo1, une ATPase AAA+ contenant du bromodomaine de Schizosaccharomyces pombe .

Résumé

La chromatine est une structure d’ordre supérieur qui emballe l’ADN eucaryote. La chromatine subit des altérations dynamiques en fonction de la phase du cycle cellulaire et en réponse à des stimuli environnementaux. Ces changements sont essentiels à l’intégrité génomique, à la régulation épigénétique et aux réactions métaboliques de l’ADN telles que la réplication, la transcription et la réparation. L’assemblage de la chromatine est crucial pour la dynamique de la chromatine et est catalysé par les chaperons des histones. Malgré des études approfondies, les mécanismes par lesquels les chaperons histones permettent l’assemblage de la chromatine restent insaisissables. De plus, les caractéristiques globales des nucléosomes organisés par des chaperons d’histones sont mal comprises. Pour résoudre ces problèmes, ce travail décrit une technique unique d’imagerie à molécule unique appelée rideau d’ADN, qui facilite l’étude des détails moléculaires de l’assemblage des nucléosomes par les chaperons d’histones. Le rideau d’ADN est une technique hybride qui combine la fluidité des lipides, la microfluidique et la microscopie à fluorescence par réflexion interne totale (TIRFM) pour fournir une plate-forme universelle pour l’imagerie en temps réel de diverses interactions protéine-ADN. À l’aide d’un rideau d’ADN, la fonction chaperon des histones d’Abo1, l’ATPase AAA+ contenant des bromodomaines contenant des pombes de Schizosaccharomyces , est étudiée, et le mécanisme moléculaire sous-jacent à l’assemblage des histones d’Abo1 est révélé. Le rideau d’ADN offre une approche unique pour l’étude de la dynamique de la chromatine.

Introduction

L’ADN eucaryote est emballé dans une structure d’ordre supérieur connue sous le nom de chromatine 1,2. Le nucléosome est l’unité fondamentale de la chromatine, qui se compose d’environ 147 pb d’ADN enroulé autour des histones octamères 3,4. La chromatine joue un rôle essentiel dans les cellules eucaryotes ; par exemple, la structure compacte protège l’ADN des facteurs endogènes et des menaces exogènes5. La structure de la chromatine change dynamiquement en fonction de la phase du cycle cellulaire et des stimuli environnementaux, et ces changements contrôlent l’accès aux protéines lors des transactions de l’ADN telles que la réplication, la transcription et la réparation6. La dynamique de la chromatine est également importante pour la stabilité génomique et l’information épigénétique.

La chromatine est régulée dynamiquement par divers facteurs, y compris les modifications de la queue des histones et les organisateurs de la chromatine tels que les remodeleurs de chromatine, les protéines du groupe polycomb et les chaperons d’histones7. Les chaperons histones coordonnent l’assemblage et le désassemblage des nucléosomes par dépôt ou détachement des histones centrales 8,9. Les défauts dans les chaperons d’histones induisent une instabilité du génome et provoquent des troubles du développement et des cancers 9,10. Divers chaperons d’histones n’ont pas besoin de consommation d’énergie chimique comme l’hydrolyse de l’ATP pour assembler ou désassembler les nucléosomes 9,11,12,13. Récemment, des chercheurs ont rapporté que les ATPases AAA+ (ATPase associées à diverses activités cellulaires) contenant des bromodomaines jouent un rôle dans la dynamique de la chromatine en tant que chaperons d’histones 14,15,16,17. L’ATAD2 humain (protéine 2 contenant le domaine AAA de la famille des ATPase) favorise l’accessibilité de la chromatine pour améliorer l’expression des gènes18. En tant que co-régulateur transcriptionnel, l’ATAD2 régule la chromatine des facteurs transcriptionnels oncogènes14, et la surexpression d’ATAD2 est liée à un mauvais pronostic dans de nombreux types de cancer19. Yta7, l’homologue de Saccharomyces cerevisiae (S. cerevisiae) d’ATAD2, diminue la densité des nucléosomes dans la chromatine15. En revanche, Abo1, l’homologue Schizosaccharomyces pombe (S. pombe) d’ATAD2, augmente la densité des nucléosomes16. À l’aide d’une technique unique d’imagerie à molécule unique, le rideau d’ADN, la question de savoir si Abo1 contribue à l’assemblage ou au désassemblage des nucléosomes est abordée17,20.

Traditionnellement, les propriétés biochimiques des biomolécules ont été examinées par des expériences en masse telles que le test de déplacement de mobilité électrophorétique (EMSA) ou la co-immunoprécipitation (co-IP), dans lesquelles un grand nombre de molécules sont sondées, et leurs propriétés moyennes sont caractérisées21,22. Dans les expériences en vrac, les sous-états moléculaires sont voilés par l’effet d’ensemble-moyenne, et l’exploration des interactions biomoléculaires est limitée. En revanche, les techniques à molécule unique contournent les limites des expériences en vrac et permettent la caractérisation détaillée des interactions biomoléculaires. En particulier, les techniques d’imagerie à molécule unique ont été largement utilisées pour étudier les interactions ADN-protéine et protéine-protéine23. L’une de ces techniques est le rideau d’ADN, une technique unique d’imagerie à molécule unique basée sur la microfluidique et la microscopie à fluorescence par réflexion interne totale (TIRFM)24,25. Dans un rideau d’ADN, des centaines de molécules d’ADN individuelles sont ancrées à la bicouche lipidique, ce qui permet le mouvement bidimensionnel des molécules d’ADN en raison de la fluidité lipidique. Lorsque l’écoulement hydrodynamique est appliqué, les molécules d’ADN se déplacent le long de l’écoulement sur la bicouche et restent coincées à une barrière de diffusion, où elles sont alignées et étirées. Alors que l’ADN est coloré avec des agents intercalants, des protéines marquées par fluorescence sont injectées, et TIRFM est utilisé pour visualiser les interactions protéine-ADN en temps réel au niveau d’une seule molécule23. La plate-forme de rideau d’ADN facilite l’observation des mouvements des protéines tels que la diffusion, la translocation et la collision 26,27,28. De plus, le rideau d’ADN peut être utilisé pour la cartographie des protéines sur l’ADN avec des positions, des orientations et des topologies définies ou appliqué à l’étude de la séparation de phase des protéines et des acides nucléiques 29,30,31.

Dans ce travail, la technique du rideau d’ADN est utilisée pour fournir des preuves de la fonction des chaperons grâce à la visualisation directe de protéines spécifiques. De plus, comme DNA curtain est une plate-forme à haut débit, elle facilite une collecte de données suffisante pour assurer la fiabilité statistique. Ici, il est décrit comment effectuer le test de rideau d’ADN en détail pour étudier le rôle moléculaire de l’AAA+ ATPase Abo1 contenant du bromodomaine de S. pombe .

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Protocole

1. Préparation de la cellule d’écoulement

  1. Préparer une lame de silice fondue nettoyée contenant des motifs de nano-tranchées à la suite du rapport25 publié précédemment.
    1. Percez deux trous de 1 mm de diamètre dans une lame de silice fondue nettoyée (figure 1A) à l’aide d’un foret diamanté (voir tableau des matériaux).
    2. Déposer 250 nm d’aluminium épais (Al) sur la lame à l’aide d’une pulvérisation cathodique CC32 (voir tableau des matériaux) avec 10 mTorr de gaz argon.
    3. Appliquer une couche de 310 nm d’épaisseur de poly(méthacrylate de méthyle) (méthacrylate de méthyle) (PMMA) 950K à 4 % (voir tableau des matériaux) à 4 000 tr/min pendant 1 min et cuire sur une plaque chauffante à 180 °C pendant 3 min.
    4. Dessinez les motifs de nano-tranchées sur la couche de PMMA entre les deux trous à l’aide de la lithographie par faisceau d’électrons (ebeam)33 avec un courant de 0,724 nA à 80 kV.
      NOTE : L’architecture et les dimensions des motifs de nano-tranchées sont illustrées à la figure 1A.
    5. Retirez le PMMA exposé par faisceau d’ébrèches en trempant les lames dans la solution de développement (rapport 1 :3 de méthylisobutylcétone et d’isopropanol, voir le tableau des matériaux) pendant 2 min.
    6. Graver des couches d’Al avec une gravure ionique réactive au plasma à couplage inductif (ICP-RIE) à l’aide de gaz chlore (Cl2) et trichlorure de bore (BCl3).
      REMARQUE : Ces deux gaz peuvent éliminer l’Al des zones exposées aux faisceaux électriques.
    7. Creuser des nano-tranchées sur les lames à l’aide de gaz de tétrafluorure de soufre (SF4), de tétrafluorométhane (CF4) et d’oxygène (O2) (voir le tableau des matériaux).
    8. Retirez la couche d’Al restante en trempant les lames dans de l’Al etchant (révélateur AZ 300 MIF, voir Tableau des matériaux) pendant 10 min.
    9. Après la fabrication, rincez les lames avec de l’eau déminéralisée et sonicez dans de l’acétone pendant 30 min à l’aide d’un sonicateur de type bain.
    10. Nettoyez les lames dans une solution Hellmanex III à 2 % (voir tableau des matériaux) pendant au moins 1 jour avec un brassage magnétique.
    11. Ponctionner successivement les lames dans de l’acétone et 1 M de NaOH pendant 30 min.
    12. Rincez les lames avec de l’eau déminéralisée et séchez-les avec un gaz azoté (N2).
  2. Placez un papier propre (5 mm x 35 mm) au centre du ruban adhésif double face. Fixez le ruban adhésif sur la lame pour couvrir les deux trous et les nano-motifs avec le papier.
  3. Retirez le papier à l’aide d’une lame propre (Figure 1A).
  4. Placez une lamelle de verre sur le ruban adhésif double face et frottez la lamelle à l’aide d’une pointe de pipette pour former une chambre microfluidique (Figure 1A).
  5. Placez la cellule d’écoulement assemblée entre deux lames de microscope et clipsez-les.
  6. Faites cuire la cellule d’écoulement dans un four sous vide à 120 °C pendant 45 min.
  7. Fixez le connecteur de fluide (Nanoport) pour les analyses à base de puce (voir tableau des matériaux) à chaque trou ouvert à l’aide d’un pistolet à colle chaude et connectez les deux lignes de tubes Luer Lock.
  8. Branchez une seringue Luer lock contenant 3 mL d’eau déminéralisée et lavez la chambre.
  9. Lavez la chambre avec 3 mL de tampon lipidique (20 mM de Tris-HCl, pH 8,0 et 100 mM de NaCl) via le raccord goutte à goutte.
    REMARQUE : La connexion goutte à goutte relie toutes les seringues à la cellule d’écoulement pour éviter d’injecter des bulles d’air dans la chambre.
  10. Injecter 1 mL de lipides biotinylés 0,04x dans un tampon lipidique dans la chambre en deux injections avec une incubation de 5 minutes par injection.
    NOTE : La préparation d’une souche lipidique biotinylée 1x est décrite dans un rapport publié précédemment34.
  11. Lavez la chambre avec 3 mL de tampon lipidique et incubez pendant 20 min pour que la bicouche lipidique mûrisse sur la surface de la lame.
  12. Ajouter 1 mL de tampon BSA (40 mM de Tris-HCl, pH 8,0, 50 mM de NaCl, 2 mM de MgCl2 et 0,2 mg/mL de BSA) et incuber pendant 5 min pour passiver la surface de la lame.
    REMARQUE : Cette étape peut réduire la liaison non spécifique des protéines à la surface de la lame.
  13. Injecter 0,025 mg/mL de streptavidine dans 1 mL de tampon BSA avec deux injections et 10 minutes d’incubation par injection.
  14. Éliminer la streptavidine résiduelle avec 3 mL de tampon BSA.
  15. Injecter ~300 pM (30 μL) d’ADN de phage lambda biotinylé dans 1 mL de tampon BSA dans la chambre avec deux injections et 10 minutes d’incubation par injection.
    NOTE : La préparation de l’ADN lambda biotinylé est décrite dans un rapport publié précédemment34.

2. Connexion de la cellule d’écoulement au système microfluidique et chargement de celle-ci sur le microscope

  1. Préparer le tampon d’imagerie Abo1 (50 mM de Tris-HCl, pH 8,0, 100 mM de NaCl, 1 mM de DTT, 1 mM d’ATP, 2 mM de MgCl2, 1,6 % de glucose et 0,1x de gloxy, voir le tableau des matériaux).
    REMARQUE : Gloxy est un système de piégeage de l’oxygène qui réduit le photoblanchiment des colorants fluorescents. La préparation d’une souche 100x gloxy avec de la glucose oxydase et de la catalase est décrite dans la référence35.
  2. Connectez une seringue contenant 10 mL de tampon d’imagerie à un pousse-seringue et éliminez les bulles dans toutes les conduites de tubulure du système microfluidique.
  3. Couplez la cellule d’écoulement préparée avec le système microfluidique via une connexion goutte à goutte pour éviter l’injection de bulles dans la cellule d’écoulement (Figure 1B).
  4. Assemblez la cellule d’écoulement et les supports de cellule d’écoulement et montez l’ensemble sur un microscope TIRF construit sur mesure (Figure 1C).
    ATTENTION : Lorsque la cellule d’écoulement est placée sous le microscope, réglez soigneusement la hauteur de la lentille de l’objectif. La cellule d’écoulement ne doit pas toucher la lentille de l’objectif. Cela peut endommager l’objectif.
  5. Déposez l’huile correspondante à l’indice au centre de la cellule d’écoulement et placez un prisme en forme de colombe sur mesure (voir le tableau des matériaux) sur la goutte d’huile.

3. Assemblage d’histones par Abo1 à l’aide d’un rideau d’ADN

  1. Mélanger 5 nM d’Abo1 et 12,5 nM de dimère d’histone H3-H4 marqué au Cy5 (Cy5-H3-H4) (voir le tableau des matériaux) dans 150 μL de tampon d’imagerie. Toutes les protéines ont été préparées conformément au rapport17 publié précédemment.
  2. Incuber le mélange sur de la glace pendant 15 min.
    REMARQUE : Pour éviter le photoblanchiment de Cy5, l’incubation doit se faire dans l’obscurité.
  3. Injecter ~20 pM (2 μL) de colorant YOYO-1 dans un tampon d’imagerie à travers une boucle d’échantillon de 100 μL pour colorer les molécules d’ADN lambda.
  4. Exécutez un logiciel d’imagerie (voir le tableau des matériaux) et allumez le laser 488 nm pour vérifier si les rideaux d’ADN sont bien formés.
    REMARQUE : Si les rideaux d’ADN sont bien formés, les molécules d’ADN, qui sont colorées avec YOYO-1, sont représentées sous forme de lignes alignées sur une barrière en présence d’écoulement. Les lignes tendues reculent et diffusent loin de la barrière lorsque le flux est coupé.
  5. Injecter 2 mL de tampon à haute teneur en sel (200 mM de NaCl et 40 mM de MgCl2) pour éliminer le colorant YOYO-1 de l’ADN.
  6. Une fois que le colorant YOYO-1 a été retiré, injectez l’échantillon de protéine pré-incubé.
  7. Lorsque les protéines atteignent le rideau d’ADN, éteignez le pousse-seringue, fermez la vanne d’arrêt et incubez 15 minutes pour la charge d’histones par Abo1.
  8. Lavez les protéines Abo1 et histones non liées pendant 5 min.
  9. Allumez la vanne d’arrêt et reprenez l’injection de débit.
  10. Allumez le laser 637 nm et imagez les protéines fluorescentes pendant que le flux tampon est activé.
  11. Arrêtez temporairement le flux tampon pour vérifier si les protéines histones sont chargées sur l’ADN (Figure 2C).
  12. Recueillir des images de rideaux d’ADN à l’aide d’un programme d’acquisition d’images (voir le tableau des matériaux).
    REMARQUE : Lorsque le flux tampon s’arrête transitoirement, l’ADN recule hors du champ évanescent de la réflexion interne totale, et les protéines marquées par fluorescence liées à l’ADN disparaissent.

4. Analyse des données

  1. Transformez les images prises par le programme d’acquisition d’images au format TIFF sous forme de séquences d’images.
    NOTA : Toutes les données ont été analysées à l’aide de l’image J (NIH) telle qu’elle est décrite dans la référence20.
  2. Choisissez une seule molécule d’ADN parmi les séquences d’images et dessinez un kymographe.
    REMARQUE : Le kymographe peut montrer le changement d’intensité de fluorescence de chaque protéine histones liée à une seule molécule d’ADN en fonction du temps.
  3. Créez le profil d’intensité de fluorescence à partir du kymographe et adaptez-le à plusieurs fonctions gaussiennes.
  4. Collectez les coordonnées centrales des pics à partir du profil d’intensité de fluorescence. Dans cette étape, l’intensité minimale de la fluorescence des histones peut être obtenue.
  5. Divisez toutes les intensités maximales recueillies à partir des profils par l’intensité minimale. Le nombre de dimères H3-H4 liés à l’ADN est estimé dans cette étape.
  6. Effectuez les étapes 4.2 à 4.5 pour les autres molécules d’ADN.
  7. Créez un histogramme pour la distribution de liaison des dimères H3-H4 avec une taille de groupe de 1 kbp. Le nombre de molécules analysées est d’au moins 300.

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Résultats

Ce travail décrit la procédure de préparation des cellules en flux pour le test de rideau d’ADN (Figure 1A). Le test de rideau d’ADN a facilité l’étude de l’assemblage des dimères d’histones H3-H4 sur l’ADN par Abo1. Tout d’abord, la formation d’un rideau d’ADN a été vérifiée en colorant les molécules d’ADN avec YOYO-1, un colorant intercalant. Des lignes vertes ont été montrées dans des réseaux parallèles, indiquant que YOYO-1 s’intercalait en molécule...

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Discussion

En tant que technique d’imagerie à molécule unique, le rideau d’ADN a été largement utilisé pour sonder les réactions métaboliques de l’ADN43. Le rideau d’ADN est un système hybride qui concatène la fluidité lipidique, la microfluidique et le TIRFM. Contrairement à d’autres techniques à molécule unique, le rideau d’ADN permet une visualisation en temps réel à haut débit des interactions protéine-ADN. Par conséquent, la technique du rideau d’ADN est adaptée pour son...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Les auteurs apprécient l’aimable soutien apporté à Abo1 et Cy5-H3-H4 par le professeur Ji-Joon Song, Carol Cho, Ph.D., et Juwon Jang, Ph.D., à KAIST, en Corée du Sud. Ce travail est soutenu par la subvention de la Fondation nationale de recherche (NRF-2020R1A2B5B01001792), le fonds de recherche intra-muros (1.210115.01) de l’Institut national des sciences et technologies d’Ulsan et l’Institut des sciences fondamentales (IBS-R022-D1).

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matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
1 mL luer-lock syringeBecktonDickinson301321
1' x 3' fused-silca slide glassG. Finkenbeiner1 inch x 3 inch rectangular and 1 mm thickness
10 mL luer-lock syringeBecktonDickinson302149
18:1 (Δ9-Cis) PC (DOPC)Avanti850375This is a component of biotinylated lipid stock
18:1 Biotinyl cap PEAvanti870273This is a component of biotinylated lipid stock
18:1 PEG2000 PEAvanti880130This is a component of biotinylated lipid stock
3 mL luer-lock syringeBecktonDickinson302832
6-way sample injection valveIDEXMX series II
950K PMMAAll-resist671.04
AcetoneSAMCHUNA1759
Adenosine 5'-triphosphate disodium salt hydrate (ATP)SigmaA2383
Aluminum (Al)TASCO, South KoreaLT50AI414Diameter 4 inch, thickness 1/4 inch
Amicon Ultra centrifugal filter, MWCO 10 kDaMilliporeZ648027
AmpicillinMbcellMB-A4128Antibiotics
AZ 300 MIF developerMerck10454110521Used for removing aluminum
BladeDORCODN5212 mm x 6 m
Boron trichloride (BCl3)UNIONGASPurity: >99.99%
Bovine serum albumin (BSA)SigmaA7030
CatalaseSigmaC40-1gThis is a component of 100x gloxy stock
Chlorine (Cl2)UNIONGASPurity: >99.99%
Clear double-sided tape3M313770
D-(+)-glucoseSigmaG7528
DC sputterSoronaSRM-120Used for deposition aluminum on a slide
Diamond-coated drill bitEurotoolDIB-211.00Used for making holes in a fusced silica slide
DL-Dithiothreitol (DTT)SigmaD0632
Dove-prismKorea Electro-Optics Co. Ltd.1906-106Custom-made fused-silica dove prism with anti-reflection coating
DrillDremelDremel 3000Used for making holes in a fusced silica slide
Electron Bean LithographyNanobeam Ltd.NB3
Ethylene-diamine-tetraacetic acid (EDTA)SigmaEDS-1KG
Fingertight fittingsIDEXF-300It is connected with "PFA Tubing Natural" to form luer-lock tubing
Flangeless male nutIDEXP-235It is connected with "PFA Tubing Natural" to form luer-lock tubing
Freeze Dryer, HyperCOOLLabogeneHC3110Used for lyophilizing liquid proteins
Glucose oxidaseSigmaG2133-50KUThis is a component of 100x gloxy stock
Guanidinium hydrochlorideAcros Organics364790025
Hamilton syringeHamilton Company80065This syringe is used for sample injection
Hellmanex IIISigmaZ805939
HiLoad 26/600 SuperdexTM 200 pgCytiva28-9893-36Used for FPLC (size exclusion)
Hot plate stirrerCorningPC-420D
Hydrochloric acidSigmaH1759Used for Tris-HCl
Index matching oilZEISS444970-9000-000
Inductively coupled plasma-reactive ion etchingTop Technology Ltd.FabStar
Isopropyl β-D-1-thiogalactopyranoside (IPTG)Glentham Life SciencesGC6586-100gUsed for induction of β-galactosidase activity
Lambda phage DNANEBN0311
LB brothBD difco244610Media for E.coli cell growth
Luer adapter 10-32IDEXP-659This connects luer-lock syringe and tubing
Magnesium chloride hexahydratefisher bioreagentsBP214
Methyl isobutyl ketone (MIBK)KAYAKU ADVANCED MATERIALSUsed for developing solution
Microscope (Eclipse Ti2)NikonEclipse Ti2Inverted fluorescence microscope
Microscope glass coverslipMARIENFELD10114222 x 50 mm (No. 1)
Microscope slideDURAN GROUPDU.2355013Slide glass ground edge 45°, plain 26 x 76 mm
NanoportIDEXN-333-01
Objective lensNikonCFI Plan Apochromat VC 60XC WIImmersion type: water, magnification: 60x, correction: 18, working distance: 0.29 (0.31-0.28)
One Shot BL21 (DE3)pLysS Chemically Competent E. coliThermo Fisher ScientificC6060-03Competent cell for overexpressing proteins
Oxygen (O2)NOBLEGAS, South KoreaPurity: >99.99%
PFA tubing naturalIDEX1512LIt is connected with "Fingertight Fittings" to form luer-lock tubing
Phenylmethylsulfonyl fluoride (PMSF)Roche11359061001Protease inhibitor
Sephacryl S-200 High ResolutionCytiva17-0584-01Used for FPLC (size exclusion)
Shut-off valveIDEXP-732
Sodium acetateSigma791741
Sodium chloride (NaCl)SigmaS3014
Sodium hydroxide (NaOH)Sigmas5881
Spectra/Por molecularporous membrane tubing, MWCO 6-8 kDaSpectrum laboratories132660
StreptavidinThermo Fisher ScientificS888
Sulfur tetralfluoride (SF4)NOBLEGAS, South KoreaPurity: >99.99%
Syringe pumpKD Scientific78-8210
Tetrafluoromethane (CF4)NOBLEGAS, South KoreaPurity: >99.99%
TritonX-100SigmaT9284
Trizma baseSigmaT1503Used for Tris-HCl
TSKgel SP-5PWTOSOH14715Used for FPLC (ion exchange)
Union assemblyIDEXP-760This connects tubings
UreaSigmaU5378
Vacuum ovenJeio TechOV-11
YOYO-1Thermo Fisher ScientificY3601This intercalation dye is diluted in DMSO
β-mercaptoethanol (BME)SigmaM6250

Références

  1. Woodcock, C. L., Ghosh, R. P. Chromatin higher-order structure and dynamics. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 2 (5), 000596(2010).
  2. Kim, K., Eom, J., Jung, I. Characterization of structural variations in the context of 3D chromatin structure. Molecules and Cells. 42 (7), 512-522 (2019).
  3. Kornberg, R. D. Chromatin structure: a repeating unit of histones and DNA. Science. 184 (4139), 868-871 (1974).
  4. McGhee, J. D., Felsenfeld, G. Nucleosome structure. Annual Review of Biochemistry. 49, 1115-1156 (1980).
  5. Takata, H., et al. Chromatin compaction protects genomic DNA from radiation damage. PLOS One. 8 (10), 75622(2013).
  6. Ehrenhofer-Murray, A. E. Chromatin dynamics at DNA replication, transcription and repair. European Journal of Biochemistry. 271 (12), 2335-2349 (2004).
  7. Peterson, C. L., Almouzni, G. Nucleosome dynamics as modular systems that integrate DNA damage and repair. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 5 (9), 012658(2013).
  8. Torigoe, S. E., Urwin, D. L., Ishii, H., Smith, D. E., Kadonaga, J. T. Identification of a rapidly formed nonnucleosomal histone-DNA intermediate that is converted into chromatin by ACF. Molecules and Cells. 43 (4), 638-648 (2011).
  9. Gurard-Levin, Z. A., Quivy, J. P., Almouzni, G. Histone chaperones: assisting histone traffic and nucleosome dynamics. Annual Review of Biochemistry. 83, 487-517 (2014).
  10. Burgess, R. J., Zhang, Z. Histone chaperones in nucleosome assembly and human disease. Nature Structural & Molecular Biology. 20 (1), 14-22 (2013).
  11. Das, C., Tyler, J. K., Churchill, M. E. The histone shuffle: histone chaperones in an energetic dance. Trends in Biochemical Sciences. 35 (9), 476-489 (2010).
  12. Hammond, C. M., Stromme, C. B., Huang, H., Patel, D. J., Groth, A. Histone chaperone networks shaping chromatin function. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 18 (3), 141-158 (2017).
  13. De Koning, L., Corpet, A., Haber, J. E., Almouzni, G. Histone chaperones: an escort network regulating histone traffic. Nature Structural & Molecular Biology. 14 (11), 997-1007 (2007).
  14. Zou, J. X., Revenko, A. S., Li, L. B., Gemo, A. T., Chen, H. W. ANCCA, an estrogen-regulated AAA+ ATPase coactivator for ERalpha, is required for co-regulator occupancy and chromatin modification. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (46), 18067-18072 (2007).
  15. Lombardi, L. M., Davis, M. D., Rine, J. Maintenance of nucleosomal balance in cis by conserved AAA-ATPase Yta7. Genetics. 199 (1), 105-116 (2015).
  16. Gal, C., et al. Abo1, a conserved bromodomain AAA-ATPase, maintains global nucleosome occupancy and organisation. EMBO Reports. 17 (1), 79-93 (2016).
  17. Cho, C., et al. Structural basis of nucleosome assembly by the Abo1 AAA+ ATPase histone chaperone. Nature Communications. 10 (1), 5764(2019).
  18. Morozumi, Y., et al. Atad2 is a generalist facilitator of chromatin dynamics in embryonic stem cells. Journal of Molecular Cell Biology. 8 (4), 349-362 (2016).
  19. Zhang, M., Zhang, C., Du, W., Yang, X., Chen, Z. ATAD2 is overexpressed in gastric cancer and serves as an independent poor prognostic biomarker. Clinical and Translational Oncology. 18 (8), 776-781 (2016).
  20. Kang, Y., Cho, C., Lee, K. S., Song, J. J., Lee, J. Y. Single-molecule imaging reveals the mechanism underlying histone loading of schizosaccharomyces pombe AAA+ ATPase Abo1. Molecules and Cells. 44 (2), 79-87 (2021).
  21. Fried, M. G. Measurement of protein-DNA interaction parameters by electrophoresis mobility shift assay. Electrophoresis. 10 (5-6), 366-376 (1989).
  22. Kessler, S. W. Rapid isolation of antigens from cells with a staphylococcal protein A-antibody adsorbent: parameters of the interaction of antibody-antigen complexes with protein A. Journal of Immunology. 115 (6), 1617-1624 (1975).
  23. Lu, H. P. Single-molecule study of protein-protein and protein-DNA interaction dynamics. Methods in Molecular Biology. 305, 385-414 (2005).
  24. Fazio, T., Visnapuu, M. L., Wind, S., Greene, E. C. DNA curtains and nanoscale curtain rods: high-throughput tools for single molecule imaging. Langmuir. 24 (18), 10524-10531 (2008).
  25. Kang, Y., et al. High-throughput single-molecule imaging system using nanofabricated trenches and fluorescent DNA-binding proteins. Biotechnology and Bioengineering. 117 (6), 1640-1648 (2020).
  26. Cheon, N. Y., Kim, H. S., Yeo, J. E., Scharer, O. D., Lee, J. Y. Single-molecule visualization reveals the damage search mechanism for the human NER protein XPC-RAD23B. Nucleic Acids Research. 47 (16), 8337-8347 (2019).
  27. Lee, J. Y., Finkelstein, I. J., Arciszewska, L. K., Sherratt, D. J., Greene, E. C. Single-molecule imaging of FtsK translocation reveals mechanistic features of protein-protein collisions on DNA. Molecules and Cells. 54 (5), 832-843 (2014).
  28. Kang, H. J., et al. TonEBP recognizes R-loops and initiates m6A RNA methylation for R-loop resolution. Nucleic Acids Research. 49 (1), 269-284 (2021).
  29. Zhou, H., et al. Mechanism of DNA-induced phase separation for transcriptional repressor VRN1. Angewandte Chemie International Edition. 58 (15), 4858-4862 (2019).
  30. Visnapuu, M. L., Greene, E. C. Single-molecule imaging of DNA curtains reveals intrinsic energy landscapes for nucleosome deposition. Nature Structural & Molecular Biology. 16 (10), 1056-1062 (2009).
  31. Stigler, J., Camdere, G. O., Koshland, D. E., Greene, E. C. Single-molecule imaging reveals a collapsed conformational state for DNA-bound cohesin. Cell Reports. 15 (5), 988-998 (2016).
  32. Thornton, J. A. Sputter Coating- Its Principles and Potential. SAE Transactions. 82, 1787-1805 (1973).
  33. Grigorescu, A. E., Hagen, C. W. Resists for sub-20-nm electron beam lithography with a focus on HSQ: state of the art. Nanotechnology. 20 (29), 292001(2009).
  34. Meir, A., Kong, M., Xue, C., Greene, E. C. DNA curtains shed light on complex molecular systems during homologous recombination. Journal of Visualized Experiments. (160), e61320(2020).
  35. Cold Spring Harbor Protocols. Gloxy. Vol. 2. Cold Spring Harbor Protocols. , (2007).
  36. Gracey, L. E., et al. An in vitro-identified high-affinity nucleosome-positioning signal is capable of transiently positioning a nucleosome in vivo. Epigenetics Chromatin. 3 (1), 13(2010).
  37. Subtil-Rodriguez, A., Reyes, J. C. BRG1 helps RNA polymerase II to overcome a nucleosomal barrier during elongation, in vivo. EMBO Reports. 11 (10), 751-757 (2010).
  38. Lancrey, A., et al. Nucleosome positioning on large tandem DNA repeats of the '601' sequence engineered in Saccharomyces cerevisiae. bioRxiv. , (2021).
  39. Perales, R., Zhang, L., Bentley, D. Histone occupancy in vivo at the 601 nucleosome binding element is determined by transcriptional history. Molecular and Cellular Biology. 31 (16), 3485-3496 (2011).
  40. Lowary, P. T., Widom, J. New DNA sequence rules for high affinity binding to histone octamer and sequence-directed nucleosome positioning. Journal of Molecular Biology. 276 (1), 19-42 (1998).
  41. Rossmann, K. Point spread-function, line spread-function, and modulation transfer function. Tools for the study of imaging systems. Radiology. 93 (2), 257-272 (1969).
  42. Blainey, P. C., et al. Nonspecifically bound proteins spin while diffusing along DNA. Nature Structural & Molecular Biology. 16 (12), 1224-1229 (2009).
  43. Collins, B. E., Ye, L. F., Duzdevich, D., Greene, E. C. DNA curtains: novel tools for imaging protein-nucleic acid interactions at the single-molecule level. Methods in Cell Biology. 123, 217-234 (2014).
  44. Shi, X., Lim, J., Ha, T. Acidification of the oxygen scavenging system in single-molecule fluorescence studies: in situ sensing with a ratiometric dual-emission probe. Analytical Chemistry. 82 (14), 6132-6138 (2010).
  45. Rasnik, I., McKinney, S. A., Ha, T. Nonblinking and long-lasting single-molecule fluorescence imaging. Nature Methods. 3 (11), 891-893 (2006).
  46. Aitken, C. E., Marshall, R. A., Puglisi, J. D. An oxygen scavenging system for improvement of dye stability in single-molecule fluorescence experiments. Biophysical Journal. 94 (5), 1826-1835 (2008).
  47. Teif, V. B., Rippe, K. Nucleosome mediated crosstalk between transcription factors at eukaryotic enhancers. Physical Biology. 8 (4), 044001(2011).

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