Évaluation préclinique des endoprothèses coronaires

Résumé

Les nouveaux modèles et matériaux d’endoprothèse coronaire doivent être testés avant d’être utilisés cliniquement dans des modèles précliniques pertinents. Nous décrivons ici un modèle d’aorte de lapin athérosclérotique et un modèle d’artère coronaire de porc pour la recherche sur les stents avec des analyses in vivo et histologiques.

Résumé

Les maladies coronariennes sont un facteur majeur de morbidité et de mortalité dans le monde. Bien que les changements de mode de vie et les médicaments soient les pierres angulaires du traitement, l’angioplastie par ballonnet de l’artère coronaire et la pose d’une endoprothèse sont systématiquement pratiquées sur des patients atteints de syndromes coronariens aigus et de maladies coronariennes chroniques qui restent symptomatiques avec un traitement médical optique. Plusieurs générations de stents coronaires ont été développées au cours des dernières décennies. L’angioplastie par ballonnet et la pose d’une endoprothèse sont soutenues par l’utilisation d’agents pharmaceutiques appliqués sur les ballonnets et la surface de l’endoprothèse, soit pour favoriser les propriétés cicatrisantes de l’artère après l’intervention, soit pour prévenir la formation d’une resténose. L’innocuité et l’efficacité des nouveaux dispositifs doivent être rigoureusement testées avant d’être acceptées dans la pratique clinique. Par conséquent, il existe un besoin continu de méthodes précliniques fiables et reproductibles d’évaluation des endoprothèses. Nous décrivons ici un modèle d’artère coronaire porcine ainsi qu’un modèle de lapin athérosclérotique pour la recherche sur les endoprothèses d’artère coronaire et décrivons les étapes de base de l’imagerie intravasculaire et de l’histologie des endoprothèses.

Introduction

La maladie coronarienne athéroscléreuse représente un fardeau important pour les systèmes de santé des pays du monde^{entier 1}. L’angioplastie par ballonnet de l’artère coronaire et la pose d’un stent sont couramment pratiquées chez les patients souffrant de syndromes coronariens aigus ainsi que chez les patients symptomatiques atteints de maladie coronarienne stable². L’angioplastie par ballonnet a été une invention révolutionnaire pour revasculariser les artères coronaires rétrécies ou même occluses. Les stents de l’artère coronaire ont encore amélioré les résultats des interventions coronariennes percutanées (ICP) en empêchant le recul aigu de l’artère après une angioplastie par ballonnet³. Les résultats des ICP ont été encore améliorés avec l’introduction de stents à élution de médicament (DES) ou de stents recouverts de médicaments antiprolifératifs pour lutter contre la resténose dans le stent (ISR) - le rétrécissement d’un stent précédemment déployé. Les DES ont été développés pour avoir des entretoises d’endoprothèse plus minces mais plus durables et des polymères biodégradables pour la libération de médicaments. Conceptuellement, la plate-forme rigide du stent n’est nécessaire que pendant quelques semaines à quelques mois pour prévenir le recul de l’artère. Cela a conduit à une nouvelle génération de dispositifs d’échafaudage entièrement biodégradables. Les premiers stents et échafaudages biodégradables ont rencontré quelques revers, car des études ont signalé une incidence accrue de thrombose du stent⁴. Par conséquent, les endoprothèses biodégradables ne sont pas largement utilisées.

Près d’un million d’ICP sont effectuées chaque année rien qu’aux États-Unis. Le développement de nouveaux matériaux et de nouvelles conceptions d’endoprothèses se poursuivra à mesure que de plus en plus de patients sont traités par voie intravasculaire. L’évaluation de nouveaux dispositifs nécessite des tests dans un environnement biologiquement pertinent, ce qui nécessite l’utilisation d’un modèle animal approprié. Les modèles animaux précliniques sont encore plus essentiels lors de l’étude des dispositifs biodégradables, car les propriétés de dégradation de ces dispositifs peuvent être imprévisibles. L’évaluation doit être effectuée dans de grands modèles animaux, dans lesquels des dispositifs suffisamment grands pour être destinés à l’utilisation du patient peuvent être étudiés.

Nous décrivons ici un modèle d’artère coronaire porcine et un modèle d’aorte de lapin athérosclérotique pour l’évaluation préclinique de l’endoprothèse ^5,6. Les deux modèles peuvent accueillir des appareils et des équipements conçus pour un usage clinique. Nous présentons des modalités d’imagerie in vivo pour l’évaluation de la performance de l’endoprothèse, de la thrombose de l’endoprothèse et de l’ISR. De plus, nous présentons des méthodes d’analyses histologiques de tissus incrustés de plastique, y compris l’immunohistologie⁷.

Protocole

Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées par le Conseil d’expérimentation animale de Finlande. Des lapins adultes de 3,0 à 4,0 kg ont été utilisés pour le modèle de lapin athérosclérotique. Pour l’étude coronaire porcine, les animaux pesaient 30 à 40 kg au début de l’expérience. Le protocole pour le modèle d’athérosclérose de lapin et le modèle d’artère coronaire de porc est décrit séparément, suivi de la description de la façon dont l’histologie peut être réalisée pour les endoprothèses coronaires non dégradables, quel que soit le modèle in vivo utilisé.

1. Modèle d’athérosclérose de lapin

REMARQUE : Pour induire des changements athéroscléreux rapides dans l’aorte, les animaux sont nourris avec un régime riche en cholestérol et les aortes subissent une désendothélialisation avant l’implantation de l’endothélialisation. La pose d’endoprothèses et l’imagerie sont effectuées à travers les artères carotides, et les endoprothèses sont traitées pour l’histologie comme indiqué ci-dessous. L’échographie intravasculaire (IVUS) est plus adaptée que la tomographie par cohérence optique (OCT) pour l’aorte du lapin car il n’est pas nécessaire de rincer artériel.

1. Régime alimentaire riche en cholestérol (figure 1)
   1. Convertissez l’alimentation habituelle pour lapins en aliments riches en cholestérol en ajoutant du cholestérol. Mélangez le cholestérol dans une partie d’éthanol et une partie d’éther diéthylique (250 g de cholestérol pour 2 L d’EtOH à 96 % et 2 L d’éther diéthylique) sur un agitateur magnétique dans un grand bécher.
   2. Lorsque le cholestérol s’est dissous, versez le mélange sur 25 kg d’aliments pour lapins dans un grand bassin à l’intérieur d’une hotte. Mélangez l’aliment plusieurs fois par jour pendant 3-4 jours jusqu’à ce que le mélange soit sec.
   3. Cela produira un aliment de 1 % de cholestérol. Pour préparer un aliment à 0,025 % de cholestérol, l’aliment à 1 % de cholestérol est mélangé à de la nourriture pour lapin ordinaire dans un rapport de 1:40.
2. Dénudation par ballonnet de l’aorte du lapin
   1. Mélangez de l’aspirine dans l’eau de boisson du lapin, en commençant 3 jours avant la lésion par dénudation et continuez jusqu’à la fin de l’expérience (100 mg d’aspirine pour 1 L d’eau de boisson). L’eau est offerte ad libitum.
   2. Anesthésier les lapins avec 0,3 mg/kg de médétomidine et 20 mg/kg de kétamine par voie sous-cutanée (s.c.). Retirez la fourrure de la zone inguinale et de l’intérieur de la cuisse de la patte arrière droite à l’aide d’une tondeuse à toiletter et stérilisez la peau avec un désinfectant à base d’éthanol.
   3. Administrer un antibiotique prophylactique périopératoire (125 mg de céfuroxime s.c.).
   4. Appliquez un anesthésique local avant les incisions cutanées avec 10 mg/mL de lidocaïne s.c. le long de la zone intérieure de la cuisse le long de la rainure, qui maintient les principaux vaisseaux sanguins et nerfs de la région fémorale.
   5. Faites une incision cutanée et avancez avec précaution à travers le tissu sous-cutané et les muscles de la jambe avec des ciseaux opératoires et des ciseaux de dissection.
   6. Exposez l’artère fémorale et séparez-la des tissus environnants, de la veine et du nerf.
   7. Passez deux fois une suture chirurgicale non résorbable 5-0 sous l’artère dans l’artère fémorale proximale. Surélevez l’artère avec précaution avec la ligne de suture (aucune ligature n’est faite, mais la suture chirurgicale est maintenue avec une paire de tourne-aiguilles ou une pince à moustiques). Cette ligne est utilisée pour arrêter temporairement le flux sanguin dans l’artère fémorale.
   8. Passez deux fois une ligne de suture non résorbable 5-0 sous la partie distale de l’artère fémorale et attachez solidement une ligature pour obstruer l’artère fémorale distale (par exemple, avec un nœud de Miller).
   9. Faites une petite incision de 1 à 2 mm ou une artériotomie dans l’artère avec des ciseaux microchirurgicaux ou un scalpel fin pendant que l’artère est soutenue et maintenue en place à partir des lignes chirurgicales proximales et distales par un assistant.
   10. Insérez un cathéter à ballonnet d’embolectomie Fogarty 3F dans l’artère en direction proximale de l’artère iliaque. Avant l’insertion, préparez le cathéter d’embolectomie en le connectant à une seringue de 1 ml remplie de 0,6 ml d’air (une solution saline peut également être utilisée, mais un ballonnet rempli d’air est plus conforme). La ligne chirurgicale proximale est abaissée pour permettre le passage du cathéter d’embolectomie.
       REMARQUE : Un cathéter d’embolectomie Fogarty sans lumière de fil guide est utilisé pour la procédure.
   11. Insérez le cathéter d’embolectomie à 30 cm dans l’artère (à en juger par les marques sur la tige du cathéter). Gonflez avec la seringue et tirez sur le cathéter gonflé jusqu’à ce qu’il atteigne au moins la bifurcation iliaque, auquel cas une résistance est ressentie sur le cathéter.
   12. Dégonflez le cathéter d’embolectomie et réintroduisez-le dans l’aorte. Répétez la traction trois fois au total.
   13. Une fois la dénudation terminée, retirez le cathéter d’embolectomie et fermez l’artère fémorale avec la ligne de suture proximale. L’artère fémorale sera ainsi occluse après l’intervention. Cependant, en raison de la bonne circulation collatérale dans le membre postérieur du lapin, il y a rarement des problèmes de santé liés à l’ischémie.
   14. Lister le muscle recouvrant l’artère fémorale avec des sutures résorbables 4-0, et la peau avec une suture intracutanée avec une ligne de suture résorbable 4-0.
   15. Les animaux sont surveillés jusqu’à ce qu’ils soient éveillés, alertes, qu’ils boivent ou se nourrissent. Faciliter la récupération des lapins avec l’utilisation d’une chambre chauffée avec accès à l’eau et au foin.
   16. Administrer du carprofène après des interventions chirurgicales pendant 1 à 3 jours ou plus si nécessaire (2 mg/kg s.c., une fois par jour) pour l’analgésie.
3. Pose d’une endoprothèse de l’aorte du lapin
   1. Commencer le clopidogrel le jour de la pose de l’endoprothèse avec une dose de charge de 30 mg et continuer avec 15 mg par jour jusqu’à la fin de l’expérience. Écrasez les comprimés de clopidogrel dans un mortier, mélangez-les à l’eau du robinet (5 ml d’eau pour un comprimé de clopidogrel de 75 mg ; la dose de charge est de 2 ml suivie de 1 ml par jour) et administrez-les par sonde gastrique.
      REMARQUE : Le clopidogrel ne se dissout pas complètement dans l’eau du robinet ; Faites une nouvelle dose quotidienne avant de médicamenter les lapins. À ce stade, assurez-vous que les lapins reçoivent quotidiennement de l’aspirine après la blessure de dénudation.
   2. Anesthésier les lapins avec 0,3 mg/kg de médétomidine et 20 mg/kg de kétamine s.c.
   3. Administrer un antibiotique prophylactique périopératoire (125 mg de céfuroxime s.c.).
   4. Retirez les poils de la face antérieure du cou à l’aide d’une tondeuse à raser et stérilisez la peau avec un désinfectant à base d’éthanol.
   5. Appliquez de la lidocaïne comme anesthésique local le long de la ligne médiane du cou (3 à 5 ml) et faites une incision longitudinale de 4 à 5 cm à travers la peau.
   6. Ouvrez le platysma en coupant avec des ciseaux de dissection longitudinalement. Coagulez les petites artérioles saignantes en les pressant à l’aide d’une pince à épiler chirurgicale ou en coagulant à l’aide d’un appareil de coagulation unipolaire ou bipolaire.
   7. Un sillon naturel est identifié à l’intérieur des muscles du cou, entre lequel se trouve l’artère carotide et le nerf vague (entre les muscles sterno-mastoïdien et sterno-hyoïde) (Figure 2A). Disséquez soigneusement l’artère et séparez-la des autres tissus. L’artère carotide droite est préférée car elle offre une ligne d’accès plus directe à l’aorte descendante.
   8. Passez deux fois une ligne de suture non résorbable 5-0 sous la partie distale de l’artère carotide et ligaturez solidement l’artère. Tenez la ligne chirurgicale vers le haut pour élever la partie distale de l’artère carotide.
   9. Passez deux fois une ligne chirurgicale non résorbable 5-0 sous la partie proximale de l’artère carotide. Sans faire de ligature, utilisez la ligne chirurgicale proximale pour soulever l’artère carotide afin de bloquer temporairement le flux sanguin vers l’artère carotide dans la zone opératoire.
   10. Faites une petite artériotomie de 1 à 2 mm dans l’artère carotide entre les lignes chirurgicales avec des ciseaux microchirurgicaux.
   11. Insérez une gaine d’introduction 5F ou 6F entièrement préparée dans la direction proximale.
       1. Rincez la gaine avec une solution saline, insérez le dilatateur dans la gaine et rincez avant l’insertion de la gaine dans l’artère. De plus, pour faciliter l’avancement de la gaine, insérez un fil de guidage court à travers le dilatateur pour faire une pointe effilée pour la gaine.
       2. Une fois que l’extrémité de la gaine (ou plutôt le dilatateur) se trouve à l’intérieur de l’artère carotide, abaissez la ligne chirurgicale proximale pour permettre à la gaine de passer dans l’artère.
   12. Avancez la gaine de 2 à 3 cm dans l’artère carotide.
   13. Retirez l’obturateur et le fil de la gaine d’introduction.
   14. Confirmez l’emplacement de la gaine dans l’artère en ouvrant la valve de la gaine et en laissant sortir une petite quantité (1 à 2 ml) de sang de la gaine.
   15. Rincer la gaine avec une solution saline héparinée (5000 UI par 1000 ml, 0,9 % NaCl) et la suturer pour la fixer dans les champs chirurgicaux ou dans la peau du lapin. Hépariniser le lapin en lui administrant de l’héparine non fractionnée à travers la gaine (150 UI/kg).
   16. Déplacez l’animal sur la table de cathétérisme si l’opération n’a pas été effectuée sur la table du laboratoire de cathétérisme.
   17. Faites avancer un mince fil-guide coronaire (0,014 po) à travers la gaine d’introduction et guidez-le dans l’aorte descendante sous fluoroscopie. Avancez un cathéter de guidage 5F sur le fil-guide.
       REMARQUE : Un cathéter de guidage avec une courbure peut être utilisé si l’on a du mal à naviguer de l’artère carotide à l’aorte descendante.
   18. Si un cathéter guide avec une pointe inclinée a été utilisé pour accéder à l’aorte descendante, remplacez-le par un cathéter guide droit sur le fil guide pour administrer des endoprothèses ou des cathéters d’imagerie.
   19. Obtenir une image angiographique de l’aorte abdominale par injection de produit de contraste à travers le cathéter guide avec un agent de contraste à base d’iode (250-350 mgI/mL).
   20. Sélectionnez une section appropriée entre les artères lombaires de l’aorte infrarénale pour le déploiement de l’endoprothèse. Déployez l’endoprothèse selon un rapport de 1,1:1 (l’endoprothèse est légèrement surdimensionnée par rapport à l’artère pour empêcher l’endoprothèse de bouger lorsque le cathéter à ballonnet est retiré) dans l’aorte à l’aide d’un dégonfleur conformément aux instructions du fabricant de l’endoprothèse (tous les endoprothèses montées sur des cathéters à ballonnet auront un tableau de taille fourni avec l’endoprothèse). Dégonflez le ballonnet et retirez le cathéter de l’endoprothèse (figure 2B).
   21. Effectuez une nouvelle angiographie avec l’agent de contraste pour confirmer la mise en place de l’endoprothèse.
   22. Retirez la gaine d’introduction après la pose de l’endoprothèse et l’imagerie. Fermez l’artère avec la ligne de suture proximale dans l’artère carotide. Cela obstruera complètement l’artère carotide.
   23. Fermez les couches musculaires du cou (généralement deux couches de sutures) avec des sutures résorbables 4-0 et la peau avec des sutures intracutanées résorbables 4-0.
   24. Surveiller la récupération de l’animal et administrer des analgésiques comme décrit dans l’opération de dénudation par ballonnet (étapes 1.2.15 et 1.2.16).
4. Imagerie de l’aorte du lapin avec IVUS
   1. Acquérir un accès vasculaire et positionner un cathéter de guidage droit dans l’aorte descendante comme décrit pour l’opération de pose d’une endoprothèse pour l’aorte du lapin.
      REMARQUE : L’imagerie est effectuée au moment de la pose de l’endoprothèse via le même accès vasculaire. Un deuxième point temporel d’imagerie peut être créé en utilisant l’artère carotide gauche.
   2. Faites avancer le cathéter d’imagerie sur un fil-guide dans l’aorte distale au-delà du segment endoprothétique (ou à l’endroit où l’endoprothèse sera placée si une imagerie pré-endoprothétique est effectuée).
   3. Effectuez un retrait manuel pendant l’enregistrement des données IVUS ou démarrez le retrait automatique (voir les instructions du système IVUS). Pendant le retrait, l’unité d’imagerie se déplace automatiquement sur la zone cible si le système d’imagerie l’active ou manuellement en tirant le cathéter d’imagerie sur la zone d’intérêt (l’endoprothèse) tout en enregistrant les données d’imagerie.
   4. Enregistrez les données d’imagerie et retirez le cathéter d’imagerie, le fil de guidage et le cathéter de guidage.
   5. Retirez la gaine et fermez la plaie chirurgicale comme décrit pour la procédure de pose d’endoprothèse (étape 1.3).
   6. Surveiller la récupération de l’animal comme décrit précédemment. Administrer les analgésiques comme décrit précédemment (étapes 1.2.15-1.2.16).
5. Perfusion et fixation tissulaire (modèle lapin)
   1. Sacrifiez les animaux sous anesthésie kétamine-médétomidine avec une injection intraveineuse (i.v.) de 20 à 30 ml de sulfate de magnésium saturé (MgSO₄).
   2. Perfuser avec une solution saline, ou si vous ne prélevez des échantillons que pour l’histologie avec un mélange de paraformaldéhyde à 1 %, à l’aide d’une pompe dédiée.
   3. Perfuser l’aorte du lapin en insérant le système de perfusion à l’aide d’une aiguille ou d’une canule directement dans l’aorte descendante au-dessus du niveau de l’artère rénale ou en insérant l’aiguille à travers le ventricule gauche du cœur et dans l’aorte (ce qui perfiera tout l’animal).
   4. Appliquez une pince sur l’aorte où se trouve la pointe de l’aiguille ou de la canule pour la fixer dans l’aorte pendant la procédure de perfusion.
   5. Perfuser avec 1000 mL (de l’aorte descendante) ou 1500 mL (de l’aorte ascendante à travers le ventricule gauche) de solution saline ou 1 % de PFA.
   6. Prélevez le segment de l’aorte muni d’une endoprothèse en le disséquant soigneusement des tissus environnants.
      REMARQUE : Envisagez de prélever des segments proximaux et distaux de l’aorte pour l’histologie. De plus, rassemblez tous les mouchoirs de sécurité nécessaires.
   7. Placer les tissus prélevés pour l’analyse histologique dans du paraformaldéhyde à 4 % pendant 4 h à température ambiante (RT) ou toute la nuit à 4 °C.
   8. Pour un stockage ultérieur, transférez à 50 % d’EtOH à 4 °C pendant 24 h, puis à 70 % d’EtOH à 4 °C jusqu’à ce qu’il soit prêt pour l’histologie.

2. Modèle d’artère coronaire de porc

REMARQUE : Le cœur de porc ressemble anatomiquement et physiologiquement au cœur humain. Les artères coronaires sont également similaires : elles courent de manière épicardiale et forment trois branches coronaires principales (l’artère coronaire droite (RCA) et l’artère coronaire gauche (LCA), qui se divise en artère coronaire ascendante gauche (LAD) et artère circonflexe gauche (LCX)). Voici un modèle avec la pose d’une endoprothèse sur les artères coronaires natives du porc et l’imagerie intravasculaire réalisée avec l’OCT. Les porcs sont à jeun pendant la nuit avant l’anesthésie.

1. Anesthésie et accès vasculaire pour la pose d’une endoprothèse coronaire et l’imagerie chez le porc
   1. Sédater les animaux avec de l’azaperone (8 mg/kg par voie intramusculaire) et de l’atropine (0,05 mg/kg par voie intramusculaire), et induire et poursuivre l’anesthésie avec du propofol (15 mg/kg/h) et du fentanyl (10 μg/kg/h). Intubez les animaux et maintenez-les sous respirateur tout au long des procédures.
   2. L’accès vasculaire est acquis par l’artère fémorale droite. Localisez l’artère fémorale à l’aide d’un transducteur à ultrasons (l’artère se distingue de la veine par la pulsation artérielle et par la compression avec le transducteur).
   3. Sous guidage échographique, insérez une aiguille angiographique dans l’artère fémorale.
   4. Une fois à l’intérieur de l’artère, un fort flux sanguin pulsé passera à travers l’aiguille. Avancez un fil-guide dans l’artère et retirez l’aiguille.
   5. Avancez un introducteur assemblé et rincé de taille appropriée (généralement 5F ou 6F) dans l’artère au-dessus du fil.
      REMARQUE : Prenez soin de garder le fil visible à tout moment, afin qu’il ne soit pas perdu dans l’artère.
   6. Retirez le dilatateur et le fil de la gaine d’introduction.
   7. Rincer la gaine avec une solution saline héparinée (5 UI/mL).
   8. Administrer 1 mg/kg d’énoxaparine par voie intraveineuse une fois l’accès vasculaire terminé.
   9. Administrer un antibiotique prophylactique pour chaque procédure invasive (500 mg de céfuroxime i.m.).
2. Angiographie de l’artère coronaire du porc et pose d’une endoprothèse
   1. Commencer le traitement antithrombotique le jour de la pose de l’endoprothèse avec une dose de charge de 300 mg d’aspirine per os (po) et une dose de charge de 600 mg de clopidogrel po. Continuez à prendre de l’aspirine (100 mg par jour) et du clopidogrel (75 mg par jour) jusqu’à la fin de l’expérience.
   2. Avancez un fil-guide à embout en J sous fluoroscopie jusqu’à l’aorte ascendante.
   3. Faites avancer un cathéter de guidage avec un angle approprié sur le fil en J et engagez les artères coronaires droite et gauche (généralement AR1 pour l’artère coronaire droite et AR2 pour l’artère coronaire gauche).
      REMARQUE : Le cathéter de guidage est connecté à un adaptateur en Y et à un collecteur avec une ligne pour au moins l’agent de contraste afin de minimiser le risque de pénétration d’air dans le système d’imagerie.
   4. Effectuez une angiographie coronaire en injectant un produit de contraste dans l’artère coronaire.
      REMARQUE : L’imagerie doit être effectuée sous au moins deux angles différents pour chaque artère coronaire. Administrez également du nitrate intracoronaire avant l’imagerie (50-300 μL).
   5. Passez un fil-guide coronaire (0,014 po) dans le segment coronaire approprié. Placez l’endoprothèse dans le RCA et le LCX ou l’artère marginale obtuse provenant du LCX.
      REMARQUE : Le DAL est souvent de forme effilée, et un stent peut facilement être laissé soit trop expansé à la partie distale, soit sous-expansé au bord proximal. Il faut bien réfléchir aux artères coronaires utilisées. Utilisez le logiciel d’analyse de la sténose de l’unité de radiologie ou l’imagerie intravasculaire pour vous aider à choisir un bon segment artériel et à adapter la taille de l’endoprothèse.
   6. Avancez l’endoprothèse sur le fil de guidage et déployez-la à l’aide d’un indégonfleur selon les instructions du fabricant selon un rapport endoprothèse/artère de 1,1:1, en surdimensionnant légèrement l’endoprothèse par rapport au diamètre de référence de l’artère.
   7. Effectuer une angiographie répétée et une imagerie intravasculaire si nécessaire.
   8. Retirez l’équipement de cathétérisme.
   9. Retirez la gaine d’introduction et appliquez une pression sur le site de ponction, soit manuellement, soit à l’aide d’un dispositif de compression fémorale.
      REMARQUE : Les dispositifs de fermeture vasculaire ne fonctionnent généralement pas bien chez les porcs en raison des différences dans l’anatomie de la patte arrière du porc par rapport à l’homme et de la taille relativement petite de l’artère fémorale.
3. Imagerie OCT des artères coronaires
   1. Effectuez une imagerie OCT avant et après le déploiement de l’endoprothèse et pendant le suivi. Pour commencer l’imagerie OCT, obtenez un accès vasculaire, engagez l’artère coronaire cible avec un cathéter de guidage et avancez un fil-guide coronaire distalement dans l’artère cible.
   2. Connectez le cathéter d’imagerie OCT à la station d’accueil du système d’imagerie.
      REMARQUE : Suivez les instructions du système d’imagerie car elles varient d’un fabricant à l’autre ainsi qu’entre différentes générations de cathéters d’imagerie.
   3. Créez un nouveau patient pour l’enregistrement avec un code d’identification de votre choix.
   4. Rincer la lumière du cathéter d’imagerie avec un agent de contraste.
      REMARQUE : L’imagerie peut être effectuée avec un rinçage salin, mais peut nécessiter de modifier les paramètres d’image du système pour des résultats précis.
   5. Insérez le système de monorail du cathéter d’imagerie sur le fil-guide et avancez les marqueurs d’imagerie du cathéter jusqu’à l’emplacement d’imagerie souhaité.
      REMARQUE : Assurez-vous toujours que le fil-guide avance suffisamment loin dans l’artère ; Ne laissez pas les cathéters (imagerie, ballonnet, stent) dépasser l’extrémité du fil guide.
   6. Effectuez des images. Incluez l’ensemble de l’endoprothèse ainsi que les vaisseaux de référence distaux et proximaux dans le retrait.
      1. Rincer la lumière du cathéter d’imagerie avec un agent de contraste.
      2. Démarrez la séquence de retrait automatique.
      3. Rincer l’artère coronaire avec un gros bolus d’agent de contraste à travers le cathéter guide (250-350 mgI/mL).
4. Perfusion et fixation tissulaire (modèle porcin)
   1. Sous anesthésie, le porc est sacrifié avec un bolus i.v. de 50 à 100 ml de chlorure de potassium saturé (KCl).
   2. Perfuser avec une solution saline, ou si vous ne prélevez des échantillons que pour l’histologie avec un mélange de paraformaldéhyde à 1 %, à l’aide d’une pompe dédiée.
   3. Perfuser tout le cœur du porc en plaçant une canule ou une aiguille attachée à la pompe de perfusion sans serrer dans l’aorte ascendante.
   4. Placez une pince à l’extérieur de l’aorte pour fermer l’aorte autour de l’aiguille/de la canule.
      REMARQUE : Assurez-vous que les cuspides de la valve aortique sont ouvertes pour permettre au liquide de perfusion de s’écouler dans les artères coronaires.
   5. Perfuser avec 750-1000 mL du liquide de perfusion choisi.
   6. Prélevez les segments endoprothétiques de l’artère coronaire en disséquant soigneusement les tissus environnants.
      REMARQUE : Envisagez de prélever des segments proximaux et distaux de l’artère coronaire pour l’histologie. De plus, prélevez tous les mouchoirs de sécurité nécessaires.
   7. Placer les tissus prélevés pour l’analyse histologique dans du paraformaldéhyde à 4 % pendant 4 h à l’heure normale ou toute la nuit à 4 °C.
   8. Pour un stockage ultérieur, transférez à 50 % d’EtOH à 4 °C pendant 24 h, puis à 70 % d’EtOH à 4 °C jusqu’à ce qu’il soit prêt pour l’histologie.

3. Histologie des stents

REMARQUE : L’histologie des endoprothèses à partir d’endoprothèses métalliques non dégradables nécessite l’utilisation d’un système d’enrobage en plastique et le sectionnement de l’échantillon à l’aide d’un microtome spécialisé. Le système d’intégration est disponible dans le commerce, mais pour permettre l’immunohistologie à base d’anticorps, quelques modifications doivent être apportées au protocole. Le protocole d’enrobage est le même pour tous les échantillons, quel que soit le modèle animal utilisé. Utilisez un système d’enrobage en plastique pour le processus d’enrobage. Travaillez à l’intérieur d’une hotte pour toutes les procédures d’enrobage et d’histologie.

1. Déshydrater les échantillons de la solution d’EtOH en xylène.
2. Suivre le protocole du système d’embedding, à l’exception de l’utilisation d’une solution de base déstabilisée à partir de la deuxième étape de pré-infiltration.
   REMARQUE : La solution basique est déstabilisée par drainage à travers l’oxyde d’ammonium.
3. Combinez les liquides de polymérisation dans des bocaux d’échantillons en plastique avec les segments stentés.
   REMARQUE : Les artères stentées peuvent être fixées en position en insérant une petite aiguille à travers l’extérieur du récipient.
4. Appliquer le vide sur les échantillons pendant 10 à 15 minutes et laisser polymériser à 4 °C pendant au moins 48 h.
5. Sciez les bords du bloc de plastique (surtout si vous utilisez un moule cylindrique) pour créer des surfaces droites. Cela permettra une fixation sûre au microtome.
6. Couper avec un microtome dédié en sections de 5 à 7 μm.
7. Laissez les sections fraîchement coupées dans 50 % d’EtOH pendant 5 à 10 min.
8. Collectez les coupes de l’EtOH sur des lames de microscopie standard (deux ou trois sections par lame).
9. Couvrir avec deux ou trois gouttes de la solution de Haupt et couvrir d’un film plastique. Placez une couche de papier sur le film plastique et placez une diapositive de préparation en verre vide sur le papier.
10. Appliquez une pression sur la diapositive pendant au moins 24 h à 42 °C en plaçant les diapositives dans un petit étau de table tout en étant rembourré avec des couches de papier.
11. Stockez les diapositives sur RT.
12. Avant la coloration histologique, retirez la résine à base de plastique en incubant les lames dans du méthacrylate de méthyle pendant 24 à 48 h.
13. Clair au xylène (incubation de 2 x 10 min) avant la procédure histologique ou immunohistologique standard ^7,8.

Résultats

La réussite de l’expansion de l’endoprothèse doit être confirmée par l’angiographie et, idéalement, par l’imagerie intravasculaire (Figure 3A, B). Le modèle de l’artère coronaire porcine permet plusieurs séances d’imagerie, et l’OCT peut être utilisé pour créer des données de suivi avec une imagerie fréquente. L’ISR et l’expansion de l’endoprothèse, ainsi que les éventuelles fractures de l’entretoise peuv...

Discussion

Alors que la génération actuelle de stents coronaires à élution médicamenteuse a prouvé ses mérites, de nouveaux dispositifs sont en cours de développement pour mieux répondre aux besoins des patients et des professionnels de la santé. La première série d’échafaudages coronaires entièrement biodégradables a permis de relever plusieurs défis, ce qui souligne encore l’importance de tester de nouveaux dispositifs dans des modèles biologiquement pertinents

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Angiographic puncture needle	Cordis	12-004943
Aspirin Cardio 100 mg	Bayer
Cholesterol	Sigma-Aldrich	C8667
Plavix	Sanofi		Clopidogrel
Coronary stent (bare metal, drug eluting, biodegradable)			Stent should be selected according to the study plan. Stent length 18-25mm and diameter 2.5-3.5mm
Domitor	Orion		medetomide
Dragonfly Optis OCT catheter	Abbott	C408646	Use catheter compatible with available imaging system
Enoxaparine	Sanofi		Clexane
Ethanol	Sigma-Aldrich	32221-M
Fentanyl	Biocodex
Guide wire, coronary	Cordis	507114
Guide wire, J tip	Cordis	502717
Guiding catheter AR1	Cordis	670-110-00
Guiding catheter AR2	Cordis	670-112-00
Guiding catheter straight	Cordis	55626090
Indeflator	Medtronic	AC3200	Indeflator for stent balloon inflation and deflation
Introducer sheath 5F	Cordis	504605P
Introducer Sheath 6F	Cordis	504606X
Ketalar	Pfizer		Ketamine
Microsurgical set	Mediq	FBL-SET	S&T , basic lab set for example
Paraformaldehyde	VWR	VWRRC28794.295	Prepare 1% and 4% solutions
Propofol	B. Braun
Suture	OneMed	JOH8685H	5-0, nonresorbable
Suture	OneMed	JOHFH1642H	4-0 resorbable
Technovit 9100	Kulzer
Ultrasound with linear transducer	Philips
Vacuum chamber	SP Bel-Art	F42043-0000
X-Ray contrast agent	Iomeron
Xylene	Sigma-Aldrich	534056