우리는 마이클 Dübbert, 올리버 호프만, 한스 Scharstein, 월 Sydow 우수한 기술 지원 앤 Wosnitza 감사합니다. 이 연구는 AB에 DFG 부여 부 857 / 8,10에 의해 지원되었다

1. 워킹 표면 검은 도보 표면 두 니켈 코팅 황동 플레이트 이루어진 것은 영구적으로 나란히 입사하여 전기에 직접의 종축 아래 2 - 구성 요소의 2mm 폭의 스트립 에폭시 접착제 (UHU 플러스, UHU GmbH를, 독일)에 의해 서로 절연 동물. 그들은 13.5x15.5cm 총 표면적 (그림 1)을 생산하고 있습니다. 왼쪽 및 오른쪽 다리에 대한 반 비행기의 분리는 각 측면에 하나의 다리를위한 독립 tarsa​​l 연락처 모니터링을 허용합니다. <ol><li> 접시는 slipperiness 및 전기 전도성을 전달 NaCl - 용액을 포화 5 부품 95 부품 글리세린의 비율로 글리세린 / 물 혼합과 윤활이며 점도가 (샹카와 쿠마, 1994) 약 430cStokes입니다. </li><li> 혼합물은 표면에 직접 적용되고 0.1 - 0.2mm의 전체 두께를 보장하기 위해 부드러운 조직의 조각으로 분산됩니다. </li></ol> 2. 광학 자극 설정 <ol><li> 워킹 에피소드가로 약의 거리에 위치 두 라운드, 그라운드 유리 화면 (직경 130mm, Marata 화면, Linos Photonics, 괴팅겐, 독일)에 줄무늬 패턴을 프로젝트에 Scharstein (1989)에 의해 설명이 프로젝터를 사용하여 elicited 수 있습니다. 눈에서과 플레이트 (Fig.1)의 왼쪽과 오른쪽 프런트 엔드에 45 °의 각도로 70mm. 줄무늬 패턴의 파장은 λ에 지속적으로 보관됩니다 = 21 °. 움직이는 자극의 대비 주파수는 0.35, 0.72, 1.07 및 1.49Hz 사이에 다양한 수 있습니다. 동물의 반응만을 대비 주파수 ω / λ에 의존 이후 패턴 대비가 (페르미와 Reichhardt 1963) 높으면 (ω = 각속도, λ = 패턴 파장), 우리는 실험을 통해 λ을 변경할 않았 . 동물의 측면에 밝은 줄무늬의 휘도는 약 15cd/m2 및 대비 0.8입니다. 스틱 곤충의 화합물 눈 (Carausius morosus)는 24 dorso - 복부 축에 ommatidia (Friza, 1928)와 rostro - 꼬리 축에 몇 가지 더 있습니다. 스틱 곤충 눈의 발산 각도가 평균 6.2이므로 ° (Jander 및 볼크 - Henrichs, 1970)의 패턴 파장이 약 4 배 ommatidia의 각도했다. 실험은 어두운 패러데이 케이지에 설정하고 20-22에서 어두운 방에 ° C.에서 수행하는 </li><li> 앞으로 걷는이 모두 화면에 진보적인 패턴에 의해 유도된 어디에 밖으로 각 화면의 이동이나 화면 사이에 위치 흰색 배경에 하나의 검은 광선에 줄무늬 </li><li> 터닝은 두 화면에서 같은 방향으로 이동 줄무늬에 의해 유발됩니다. 우리는 이동 줄무늬의 속도와 회전 각도 사이의 상관 관계를 발견하지 않았습니다. 줄무늬 패턴의 휘도가 도보로 유도로 설정되면, 그것은 일반적으로 추가 조정이 필요하지 않지만, 그것은 프로젝터의 할로겐 램프의 전압에 의해 필요에 따라 다른 동물 조정할 수 있습니다. </li></ol> 3. 실험 동물 준비 <ol><li> 여성 성인 스틱 곤충 (Carausius morosus)는 여러 개의 커넥터를 가진 황동 튜브에 삽입 얇은 발사 스틱 (3x5x100mm, WxHxL),에 (치과 시멘트, ProTempII, 3M ESPE, Seefeld 호텔, 독일) 복부 쪽을 붙이면됩니다. 접착제 적어도 부분적으로 강화된 때까지 동물은 약 ​​잠시 다운 개최된다. </li><li> 머리와 다리는 자유 운동을 허용하도록 다월의 전면과 측면에서 내다. 모든 다리의 coxae의 분야뿐만 아니라 복부의 주요 부분은 아교 무료 왼쪽되어야한다. </li><li> 곤충 머리, 흉부, 각 대퇴골과 경골의 말초 끝을는 나중에 비디오 추적 치과 시멘트와 혼합 형광 안료 (박사 크레머 Farbmühle, Aichstetten, 독일)로 표시됩니다. </li></ol> 4. EMG 전극의 배치 이 예제에서와 같은 다른 다리 근육의 근육 활동, 흉부 및 원인 길게 끌기 (전진 운동)과 다리의 철회 (뒤로 이동)에 위치하고 있습니다 분도기와 견인기의 coxae 근육은, EMG 전극에 의해 기록됩니다 흉부에 이식. 모든 EMG 녹음이 differentially 증폭됩니다. 신호는 더 이상 (Vers.5.05, CED (10X) 증폭하고, spike2로 AD 변환기를 통해 수입, preamplifier (전자 워크샵, 아열대 연구소, 쾰른), 대역 통과 필터 (100Hz - 2000Hz)에 100x 증폭되었다 영국 캠브리지). <ol><li> 전극 (; 47μm 외경 Elektrisola, Eckernhagen, 독일) 코팅 구리선에서 만들어집니다. 한 전극에 대한 두 개의 전선이 처음 접착제로 뭉개졌어 후, 두 끈적 와이어 서로 주위 트위스트 아르 </li><li> 한쪽 끝에 꼬인 철사 끝을는 미니 플러그에 납땜합니다. 다른 끝에있는 와이어가 동물에 삽입을위한 절연없이 깨끗한 종료를 제공하기 위해 절단됩니다. </li><li> EMG 전극은 plugge 아르D 황동 튜브의 끝에있는 작은 커넥터에. </li><li> minuten 핀은 표피에 작은 구멍을 천공하는 데 사용됩니다 </li><li> 전극의 컷 끝나는 그런 다음 우리의 경험에서, 잡음 비율에 좋은 신호를주는, 서로 약 1mm 거리에서 분리되어 근육에 삽입됩니다. 주의의 손상을 방지하기 위해 근육에 너무 깊이 전극을 삽입하지 않도록해야합니다. 그림 2는 동물의 근육에 전극의 위치를​​ 보여줍니다. 그림 3은 장소에 전극 와이어와 동물을 보여줍니다. </li><li> 우리는 장소에 전선을 잡고 histoacrylic 접착제 (3M Vetbond, St.Paul, MN, 미국)의 작은 방울을 사용합니다. </li><li> 접지 와이어는 복부에 삽입됩니다. </li></ol> 5. Tarsal 문의 녹음 Tarsal 연락처는 항상 EMG의 흔적과 함께 기록됩니다. 미끄러운 표면 두 개의 반쪽으로 분할되기 때문에, 두 contralateral tarsa​​l 연락처 최대 동시에 등록할 수 있습니다. 이러한 목적으로, 다리는 접시와 앰프 사이에 회로를 닫습니다 &quot;스위치&quot;로 사용됩니다. 현재는 각 접시의 바닥에 두 소켓을 통해 개별적으로 접시에 적용할 수 있습니다. 우리는 90 °의 위상 지연되는 펄스 발생기 (모델 MS501, 전자 워크샵, 아열대 연구소, 쾰른)와 2 4mV amplitudes 두 개의 사각형 웨이브 신호를 생성할 수 있습니다. 신호는 60dB (/ 1000) 및 미끄러운 표면의 두 반쪽에 적용하여 감쇠됩니다. 이 실험에서 우리는 두 신호 중 하나를 사용하십시오. 그것은 동시에 참조 신호로 잠금 인 앰프로 공급됩니다. 2 위상 잠금 - 증폭기의 (전자 워크샵, 아열대 연구소, 쾰른) 선택 제공된 참조 신호와 동일한 주파수 및 위상에만 신호를 증폭. 두 번째 채널은 90 ° 위상 지연 신호를 감지합니다. 참조 주파수 이외의 주파수에서 잡음 신호를 거부하고 측정에 영향을주지 않습니다. 증폭기 출력 신호는 AD 변환기 (마이크로 1401k II, CED, 캠브리지, 영국)와 디지털을 사용 Spike2으로 공급됩니다. 터치 다운 및 이륙 타르 소의로 및 미끄러운 표면에서 사이에 구리 와이어로 족근 및 경골을 통해 플레이트 (아래 참조 : 5.3-5.8)를에서 전류 흐름. 선택한 증폭기는 높은 입력 저항 (1MΩ)를 보유하고 신호 전압은 동물의 걷는 동작에 영향을 미치는 것을 방지하기 위해 매우 작습니다. 족근 및 경골을 통해 현재의 통과는 2 4nA 사이입니다. 윤활유에 항목과 표면 사이의 접촉 터치 다운 동안 신호 리드 타임은 1ms 이하입니다. 이륙하는 동안 연락 신호 전환 덜 가파른 더 지연될 수 있습니다. 이것은 지연없이 모세관 상승 효과에 의해 족근에서 윤활유의 찢어과 다리의 움직임에 의한 예정이다 완전한 스윙 단계에서 - 발사. <ol><li> 동물 붙어입니다 발사 스틱과 황동 관은 7 일 사이 무료로 걷는 동안 높이에 해당하는 미끄러운 표면 위에 12mm의 동물의 높이 조정을 허용하는 micromanipulator에 삽입됩니다. </li><li> 모니터 다리의 곤충 족근이 바닥에 때마다 전류 흐름을 측정하기 위해 철사 (직경 47μm)은 약 15cm 길이 토막 내다입니다. </li><li> 구리의 절연은 알코올로 멀리 연소에 의해 제거됩니다. </li><li> 루프는 전선의 한쪽 끝을 함께 형성과 동물의 족근 차 하락이다 </li><li> 루프는 동물과 와이어 사이 좋은 접촉을 제공하는 경골의 말초 끝에 달려있다. </li><li> 와이어는 다음 두 구성 요소 접착제 (ProTempII, 위 참조)의 드롭으로 동물의 근육에 고정하고, 악어 클램프를 통해 차동 증폭기에 연결됩니다. </li><li> 의 종료, 전극 크림의 드롭에서 와이어의 전도성을 향상시키기 위해 연락 분야에 (마르케트 Hellige, 프라이 부르크, 독일) 적용됩니다. </li><li> 신호 강도는 다음 모니터 테스트됩니다. 자물쇠 - 인 - 앰프의 로우 패스 필터 속성 (상수 시간 10ms)와 타르 소의 점진적 lift-off/touch-down 때문에 신호가 정확하게 사각형 신호되지 않습니다. 하나는 따라서 tarsa​​l 접촉의 정확한 타이밍을 확인하고 수동으로 디지털 소프트웨어에 의해 결정 각 이벤트를 확인하기 위해 전환 지점 가까이에 적합한 임계값을 설정할 수 있습니다. tarsa​​l 접촉을 바탕으로, 우리는 주어진 다리의 족근가 자세하고 스윙 단계로 공기에 있었던 시간 지상에 있던 시간을 정의. </li><li> 카메라에 대한 트리거 신호는 EMG 추적 및 tarsa​​l 연락처 신호를 동시에 기록하고, 행동 및 기록 추적의 프레임 상관 관계에 의해 정확한 프레임을 수 있습니다. </li></ol> 6. 디지털 분석을 위해 다리 운동의 광학 녹음 미끄러운 표면에 스틱 곤충의 스테핑 주파수 3 - 4Hz (그레이엄과 크루즈, 1981)를 도달할 수 있습니다. <ol><li>도보 시퀀스를 녹음하기 전에 거울은 터치 다운에 대한 추가 영상 모니터를 가지고 동물 뒤에 45 ° 각도로 배치됩니다. 카메라가 외부 트리거되고 그림은 FireWire를 인터페이스를 통해 PC에 공급하고 있습니다. </li><li> 우리는 디지털 다리 움직임을 분석하는 100fps의 고속 비디오 카메라 (말린 F - 033C, 연합군 비전 테크놀로지, Stadtroda, 독일)와 위에서 시퀀스를 도보로 기록하고, EMG 활동과 tarsa​​l 접촉으로 그들을 상관 관계. </li><li> 도보 시퀀스의 녹음하는 동안 동물은 형광 마커를 조명 강도 조정됩니다 파란색 LED 배열 (30 - 50V DC, 휘도 24cd, 전자 워크샵, 아열대 연구소, 쾰른 대학)와 조명입니다. 문학 (Schlegtendal, 1934)에 따르면, 스틱 곤충은 컬러 비전을 가지고하지 않으며 우리는 돌려 응답에 자외선 조명의 부정적인 영향을 관찰하지 않았습니다. 카메라 렌즈 앞에 노란색 필터는 활성화 빛의 짧은 파장을 억제하고 비디오 레코딩에 대한 높은 콘트라스트를 제공합니다. </li><li> 동영상 파일은 모션 추적 소프트웨어 (WINanalyze, Vers.1.9, Mikromak 서비스, 베를린, 독일)를 사용하여 분석하실 수 있습니다. </li></ol> 7. 워킹 시퀀스 녹음 <ol><li> 컨트롤로서, 먼저 손상 동물과 함께 산책 순서가 기록됩니다. </li><li> 줄무늬 패턴의 속도가 설정되어 있고, 패턴과 비디오 녹화는 동시에 약 시작됩니다. </li><li> 동물이 자발적으로 운동을 시작하지 않으면, 그것은 안테나에 브러시 (배슬러 및 웨그너, 1983), 또는 공기의 퍼프가 함께 복부에 자극 수 있습니다. 이 경우, 동물은 복부의 왼쪽에있는 감동은 왼쪽과 반대 설정하는 경향이있다. 줄무늬 패턴은 동물이 보행 또는 연속 기록 3 분 후에 때까지 멈출 때까지 계속 유지됩니다. </li><li> 한 다리의 근육 활동이 인근 다리에서 감각 입력에 의존하는 방법까지 테스트하기 위해, 동물은 그 다리를 autotomize을 유도합니다. autotomy의 사이트는 초 이내에 자연까지 닫습니다. autotomized 앞 뒷다리와 동물의 예제는 그림 3에 표시됩니다. </li><li> 예를 들어, 하나의 중간 다리를 가지고 동물 실험을 위해, 우리는 포셉 한 켤레 (슈미트 및 그런드, 2003)와 근위 대퇴골을 곤란하게하여 프로와 metathoracic 다리 autotomy을 유발하거나 coxae의 수준에있는 다리를 잘라 손상 동물에서 녹음 후. 그 후 복구 시간을 30 분 최소가 동물에게 주어집니다. </li><li> 그럼 우리가 전에 새로운 산책 시퀀스를 기록합니다. 감소 준비에서, 우리는 자주 페인트 브러쉬 스트로크를 사용하여 도보로 유도해야합니다. </li></ol> 8. 대표 결과 : <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig1.jpg" alt="그림 1" /> 그림 1 실험 설치, A :. 다리 추적 형광 안료로 표시된 및 EMG 녹음 및 tarsal 연락처 측정 유선 미끄러운 표면 위에 닿는 스틱 곤충의 사진. B : 미끄러운 표면에 걷는 동안 이중 다리 tarsa​​l 문의 기록을위한 배선 다이어그램. <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig2.jpg" alt="그림 2" /> 그림 2. 스틱 곤충 중간 다리의 근육에있는 분도기와 견인기 근육의 EMG 전극의 위치에 대한 위치. ML : 중간 다리, FL : 앞 다리 <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig3.jpg" alt="그림 3" /> . 그림 3 대신에 중간 다리의 프로 및 견인기 근육의 EMG 와이어와 곤충을 스틱, 앞 뒷다리는 중간 다리의 운동학 및 근육 활동에 인접 다리의 존재의 효과를 연구하기 위해 제거되었습니다 감소 준비. <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig4.jpg" alt="그림 4" /> 그림 4. 내부 중간 다리에 tarsal 연락처 참조 신호와 견인기 EMG 활동의 예 추적하는 동안이 가고 있습니다. 다리가 다리를 앞으로 단계하게 나타내는, 지상 접촉 ( &quot;폐쇄 회로&quot;)가 동안 추적의 시작 부분에서 (첫 번째 파란색 상자) 견인기는 자세 동안 활성화되어 짧은 스위치 (두 번째 파란색 상자) 후, 다리가 거꾸로 감독 단계의 발생을 보여주는 공기 ( &quot;개방 회로&quot;, 셋째 파란색 상자)에있는 동안 견인기는 스윙하는 동안 활성화됩니다. <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig5.jpg" alt="그림 5" /> 그림 5. 화면 분도기에서 녹화 촬영 (위 추적)와 견인기 (중간 추적) 근육과 동시에 기록 tarsal 문의 추적 (하단 추적). 단계 사이클에서 두 근육의 활동에 해당하는 EMG의 추적에있는 교류 활동을 참고, 그 직전과 도중에 분도기 활동입니다스윙, 다리 자세에 후 터치 다운 타르 소의 동안 tarsa​​l 지상 문의 연락처 추적 신호 손실 및 견인기 활동. 삽입은 동물의 동작을 확인하는 데 사용되는이 기록에 해당하는 일치하는 동영상 파일을 보여줍니다.

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Physiologie. 70, 425-447 (1970).</li><li>Kirschfeld, K., Zettler, F., Weiler, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+resolution+of+lens+and+compound+eyes.">The resolution of lens and compound eyes.</a> Neural Principles in Vision. , 354-370 (1976).</li><li>Kutsch, W., Schwarz, G., Fischer, H., Kautz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wireless+transmission+of+muscle+potentials+during+free+flight+of+a+locust.">Wireless transmission of muscle potentials during free flight of a locust.</a> J Exp Biol. 185, 367-373 (1993).</li><li>Scharstein, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+universal+projector+for+optomotor+stimulation.">A universal projector for optomotor stimulation.</a> , (1985).</li><li>Schlegtendal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beitrag+zum+Farbensinn+der+Arthropoden.">Beitrag zum Farbensinn der Arthropoden.</a> Zeitschr. f. vergl. Physiologie. 20, 573-581 .</li><li>Schmidt, J., Grund, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rhythmic+activity+in+a+motor+axon+induced+by+axotomy.">Rhythmic activity in a motor axon induced by axotomy.</a> Neuroreport. 14, 1267-1271 (2003).</li><li>Shankar, P. N., Kumar, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+Determination+of+the+Kinematic+Viscosity+of+Glycerol-Water+Mixtures.">Experimental Determination of the Kinematic Viscosity of Glycerol-Water Mixtures.</a> Proc. Mathematical and Physical Sci. 444, 573-581 (1994).</li><li>Tryba, A. K., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-Joint+coordination+during+walking+and+foothold+searching+in+the+Blaberus+cockroach+I.+Kinematics+and+electromyograms.">Multi-Joint coordination during walking and foothold searching in the Blaberus cockroach I. Kinematics and electromyograms.</a> J Neurophysiol. 83, 3323-3336 .</li><li>Tryba, A. K., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-Joint+coordination+during+walking+and+foothold+searching+in+the+Blaberus+cockroach.+II.+Extensor+motor+neuron+pattern.">Multi-Joint coordination during walking and foothold searching in the Blaberus cockroach. II. Extensor motor neuron pattern.</a> J Neurophysiol. 83, 3337-3350 .</li><li>Tsuchida, Y., Hama, N., Takahata, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+optical+telemetry+system+for+underwater+recording+of+electromyogram+and+neuronal+activity+from+non-tethered+crayfish.">An optical telemetry system for underwater recording of electromyogram and neuronal activity from non-tethered crayfish.</a> J Neurosci Methods. 137, 103-109 (2004).</li><li>Wang, H., Ando, N., Kanzaki, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Active+control+of+free+flight+maneuvers+in+a+hawkmoth,+Agrius+convolvuli.">Active control of free flight maneuvers in a hawkmoth, Agrius convolvuli.</a> J Exp Biol. 211, 423-432 (2008).</li></ol>

관심 없음 충돌 선언하지 않습니다.

우리는 허용하는 설정을 설명해야 큰 정도 바닥에 다른 도보 사지의 기계적 변위로 인한 간접 효과에서 neuronally 생성 도보 활동의 uncoupling에 동작과 허가 터닝의 광학 유도 세대. 반면에 지상 반응 병력이나 tarsa​​l 문의에 대한 신경 시스템을 통해 다리 사이에 잠재적인 정보의 흐름은 여전히​​ 가능하고 실험자이 감소 준비에 같은 정보의 영향을 공부하실 수 있습니다. 미끄러운 표면 설치의 주요 장점은 동물이 매우 높은 걸어 경향, 그리고 도보 또는 treadwheel에 스테핑 반대로, 동물이 자연 산책의 모든 방향으로 스윙과 자세 위상 동작을 수행할 수를 표시 것을 포함합니다. 또한, 모든 다리 자유의 정도는 동물이 손상 또는 반 그대로 준비 여부 산책 곡선을 수행할 수 있습니다. 다리가 수동적으로 동물이나 아래 기판의 운동의 전진 운동에 의해 간단하게 이동할 수 없기 때문에, 모든 운동은 다리의 모터 출력 (; 그레이엄과 웬들러, 1981 크루즈, 1976) 반영합니다. 하나 사지 운동 운동학의 분석과 모터 활동의 electrophysiological 녹음을 결합 수 있기 때문에 설치와 같은 회전이나 앞으로 대 뒤로 걷는 등 적응 행동의 연결을 기초를 조사하기 위해 매우 적합합니다. 우리는 산책을 이끌어하는 스틱 곤충의 optomotor 응답을 사용합니다. 회전 줄무늬 패턴에 대한 동물의 반응은 미끄러운 표면에 닿는 동안 산책 곡선을 수행하기 위해 준비를 보여줍니다. 대부분의 놀랍게도 우리에게, 단일 다리 준비에 하나의 다리는 질적 손상 동물에서와 같은 이동 패턴을 보여줍니다. 우리는 따라서 커브 걷는 컨트롤 인근 다리에서 감각 입력을 조정하지 않고 주로 기능을 수 있다고 믿을만한 이유가 있습니다. 그것은 제거된 다리의 모터 뉴런의 활동도 optomotor 패턴의 영향인지 여부를 추가로 실험에서 테스트하는 것이 중요합니다. 설정은 쉽게 동물의 앞에 하나의 스트 라이프를 배치하거나 부드럽게 안테나를 당겨 같은 직선 순방향 및 역방향 도보로 다른 작업의 연구를 허용하도록 수정할 수 있습니다. 접선의 정확한 측정은 우리가 근육 활동과 다리의 위치를​​ 상호 연관시킬 수 있습니다. 이 전기 접촉 신호의 높은 시간 해상도는 1ms보다되며 스윙에서 자세 단계로 스위치의 타이밍을 새로운 관점에서 우리를 이끌고 있습니다. 해상도는 실시 윤활제의 전단에있는 지연으로 인해 전환을 스윙하는 자세와 미끄러운 표면에 길게 끌기 동안 이륙 완료에 필요한 부족에 대한 더 있습니다. 우리는 메커니즘을 이해하려는 경우에도 불구하고, 자세 전환으로 정확한 스윙에 대한 지식은 특히 유용합니다 첫 번째 단계입니다 다른 행동 상황에서 제어 근육 타이밍 및 다리 근육의 조정 활동 (참조 : Büschges 외, 2008;. Büschges &amp; Gruhn 2008). 예를 들어, 우리는 중간 다리의 견인기 및 분도기의 coxae 근육을 사용하고 동시에 다리가 사용된되는 행동 컨텍스트를 모니터링하는 동안 정확하게 스윙에서 자세 단계로 전환와의 활동을 상호. 이러한 목적을 위해, 우리는 산책을 유도하고 지속적으로 근육 활동을 기록했다. 주어진 다리는 회전 방향에 따라 내부 또는 외부 다리 수 있습니다. 스테핑 중간 다리에서 기능적 의미에서 안쪽 다리 역할을, 그것은 (Fig.4 참조 견인기하고 오래 끄는 근육 기능 자세 근육 역할을 모두 다리가 간헐적으로 앞으로 이동 단계에 추가로 하위 단계를 생성 할 수 있기 때문에 볼 수 있습니다 ). 두 근육에서 electromyograms (EMGs)는 정류와 터치 다운의 시간과 최초의 근육 스파이크의 지연 시간 계산을 정상화되었습니다. 흥미롭게도, 존경하는 두 근육의 대기 시간은 - 발사와 터치 다운 각각의 스윙이나 자세 근육 (Fig.4 참조)이 아닌 근육 자체에있는 근육의 기능에 따라, 그리고에서만 경미한 변경을 보여 활동 발병의 타이밍. 자세로 스윙에서 상태의 변화에​​ 대한 대부분의 설명은 tarsa​​l 문의 트리거 자세의 시작의 감각 신호를 가정합니다. 터치 다운 및 스틱 곤충의 근육을 활성화 간의 짧은 대기 시간이 약 그들이 의존하고 어떤 감각 정보를 가지고하는 방법의 흥미로운 질문은 이제 수정 설치와 함께 해결하실 수 있습니다. 요약에서, 우리는 안정적으로 고정 스틱 곤충의 직선과 곡선 산책을 이끌어 수있는 미끄러운 표면 설정을 보여줍니다. 운동학, 근육 활동과 tarsa​​l 터치 다운의 타이밍과 리프트 - 오프는 모니터와 두 가지 행동 C에 상관 수 있습니다동시에 ontexts. 이것은 우리에게 그대로 동​​물과 기본 메커니즘뿐만 아니라 하나의 다리 근육 활동과 행동 컨텍스트 간의 상세한 관계를 연구하는 훌륭한 도구를 제공합니다.

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>2-component epoxy glue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>UHU plus, UHU GmbH, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>glass screens (diameter 130mm)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Marata screens, Linos Photonics, G&#246;ttingen, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>dental cement</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>ProTemp II, 3M ESPE, Seefeld, Germany</td>
<td>3M Id : 70-2011-0358-0 Catalog Number : 46430</td>
<td>Available through 3M (<a href="http://www.3m.com/">http://www.3m.com/</a>)or dental suppliers</td>
</tr>
<tr>
<td>fluorescent pigments </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dr. Kremer Farbm&#252;hle, Aichstetten, Germany</td>
<td>Cat.#s: i.e 56200 Fluorescent Pigment Golden Yellow 56350 Fluorescent Pigment Flame Red</td>
<td><a href="http://kremer-pigmente.de/en">http://kremer-pigmente.de/en</a> or <a href="http://www.kremerpigments.com/
">http://www.kremerpigments.com/</a>
</td>
</tr>
<tr>
<td>histoacrylic glue </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>3M Vetbond, St.Paul, MN, USA</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>supplier: WPI</td>
</tr>
<tr>
<td>coated copper wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Elektrisola Eckernhagen</td>
<td>&nbsp;</td>
<td><a href="http://www.elektrisola.com/">http://www.elektrisola.com/</a></td>
</tr>
<tr>
<td>electrode cream </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Marquette Hellige, Freiburg, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Product is now discontinued, we suggest for example: <a href="www.grasstechnologies.com">www.grasstechnologies.com</a></td>
</tr>
<tr>
<td>pulse generator </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model MS501, electronics workshop, Zoological Institute, Cologne, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>lock-in-amplifier </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>electronics workshop, Zoological Institute, Cologne, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>AD converter </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Micro 1401k II, CED, Cambridge, UK</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>preamplifier </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>electronics workshop, Zoological Institute, Cologne, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>high speed video camera </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Marlin F-033C, Allied Vision Technologies, Stadtroda, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>UV LED arrays </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>30-50V DC, electronics workshop, Zoological Institute, Cologne, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&lambda;390-395nm 
Luminance 24cd</td>
</tr>
<tr>
<td>Digitalizing software Spike2 </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Vers.5.05, CED, Cambridge, UK</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>motion tracking software </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>(WINanalyze, Vers.1.9, Mikromak service, Berlin, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

studying the neural basis of adaptive locomotor behavior in insects

동작을 걷는 신경 기초를 공부 하나는 자주 그 다리 움직임 기판과 일반적인 접촉을 통해 다른 다리 수동 세력과 상호 작용에서 발생하는에서 neuronally 생산 스테핑 출력을 분리 힘들다는 문제에 직면해있다. 우리는 신경계 모터 출력, 스테핑 무브먼트의 동점 분석에 의해 생산되는 특정 운동의 어느 부분이 이해하고 싶다면, 따라서, 모터 활동 electrophysiological 녹음을 구비해야합니다. 행동 동물에의 연결이나 근육 활동의 기록은 종종 가능한 자유의 많은 도로로 이동하는 능력에있는 동물을 제한 수 electrophysiological 장비에 의해 제한됩니다. 이 중 implantable 전극을 사용하고 긴 밧줄에 동물 이동함으로써 피할 수 있습니다 (. 즉, Clarac 외, 1987; Duch &amp; 플루거, 1995, 봄 외, 1997;. Gruhn &amp; Rathmayer, 2002) 또는 전송로 telemetric 장치 (; 피셔 외, 1996;. 쓰치다 외 2004;. 하마 외, 2007;.. 왕 외, 2008 Kutsch 외, 1993)를 사용하여 데이터입니다. 성공적으로 큰 arthropods에 사용되는 이러한 우아한 방법, 모두는 종종 하나 쉽게 긴 밧줄에 뒤엉키다 작은 도보로 곤충에 적용하기 어려운 증명이나 telemetric 장치의 무게는 배터리에 의해 방해하고 있습니다. 또한, 이러한 모든 경우에, 그것은 운동의 순수의 연결을 기반으로하고 기판을 통해 걷는 다리 사이에 기계적 결합에 의해 끼쳤다 효과 구별하기 위해 여전히 불가능합니다. 이 문제에 대한 하나의 해결책은 장소에서 도보로 무료이며 그것이 로컬 효과적으로 대부분의 지상 접촉 역학을 제거 미끄러운 표면을 통해 예를 들어, 일시 중지 닿는 동물의 실험을 실시하는 것입니다. , 역방향 도보 (그레이엄과 엡스타인, 1985) 또는, (Gruhn 외, 2009a. Tryba과 Ritzman, 2000a, B) 회전;이 탈출 응답 (Camhi와 레비, 1988 Camhi 및 놀렌, 1981) 연구에 사용되고 있습니다 속도의 변화 (Gruhn 외., 2009b)와 그것은 실험자 쉽게 동점 분석 (Gruhn 외., 2006)와 내부 및 세포 생리학을 결합 수 있습니다. 우리는 다운 터치와 같은 손상 및 감소 준비에 정직과 곡선 도보로 다른 행동 패러다임 아래 - 발사와 관련하여 행동 스틱 곤충의 다리 근육의 타이밍을 조사하기 위해 미끄러운 표면 설치 프로그램을 사용합니다.

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Studying the Neural Basis of Adaptive Locomotor Behavior in Insects

우리는 미끄러운 표면에 산책, 곁에 곤충의 전기적 기록 tarsa​​l 연락처 신호 초과 모터 활동을 기록하는 방법을 설명합니다. 이것은 기판을 통해 다리 사이의 기계적 상호 작용의 감소 영향에 따라 적응 행동의 신경 기초를 연구하는 데 사용됩니다.

곤충의 적응 운동력이있는 사람의 행동의 신경 기초를 공부

Studying the neural basis of walking behavior, one often faces the problem that it is hard to separate the neuronally produced stepping output from those ...

studying-the-neural-basis-of-adaptive-locomotor-behavior-in-insects

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.7K 조회수.  University of Cologne. 우리는 미끄러운 표면에 산책, 곁에 곤충의 전기적 기록 tarsa​​l 연락처 신호 초과 모터 활동을 기록하는 방법을 설명합니다. 이것은 기판을 통해 다리 사이의 기계적 상호 작용의 감소 영향에 따라 적응 행동의 신경 기초를 연구하는 데 사용됩니다.

비디오: Studying the Neural Basis of Adaptive Locomotor Behavior in Insects

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

곤충의 단일 Sensillum 레코딩 Drosophila melanogaster과 아노 펠 레스 gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

연구

신경과학

Studying the Integration of Adult-born Neurons

Neurogenesis occurs in adult mammalian brains in the sub-ventricular zone (SVZ) of the lateral ventricle and in the sub-granular zone (SGZ) of the hippocampal dentate gyrus throughout life. Previous reports have shown that adult hippocampal neurogenesis is associated with diverse brain disorders, including epilepsy, schizophrenia, depression and anxiety (1). Deciphering the process of normal and aberrant adult-born neuron integration may shed light on the etiology of these diseases and inform the development of new therapies.
SGZ adult neurogenesis mirrors embryonic and post-natal neuronal development, including stages of fate specification, migration, synaptic integration, and maturation. However, full integration occurs over a prolonged, 6-week period. Initial synaptic input to adult-born SGZ dentate granule cells (DGCs) is GABAergic, followed by glutamatergic input at 14 days (2). The specific factors which regulate circuit formation of adult-born neurons in the dentate gyrus are currently unknown.
Our laboratory uses a replication-deficient retroviral vector based on the Moloney murine leukemia virus to deliver fluorescent proteins and hypothesized regulatory genes to these proliferating cells. This viral technique provides high specificity and resolution for analysis of cell birth date, lineage, morphology, and synaptogenesis.
A typical experiment often employs two or three viruses containing unique label, transgene, and promoter elements for single-cell analysis of a desired developmental process in vivo. The following protocol describes a method for analyzing functional newborn neuron integration using a single green (GFP) or red (dTomato) fluorescent protein retrovirus and patch-clamp electrophysiology.

A way to study the integration of newborn dentate granule cells in adult animals is described. This technique uses an engineered retrovirus to label newborn neurons, followed by electrophysiological recordings to determine in vivo functional integration.

성인에서 태어난 뉴런의 통합을 공부

Neurogenesis occurs in adult mammalian brains in the sub-ventricular zone (SVZ) of the lateral ventricle and in the sub-granular zone (SGZ) of the ...

High-resolution Live Imaging of Cell Behavior in the Developing Neuroepithelium

The embryonic spinal cord consists of cycling neural progenitor cells that give rise to a large percentage of the neuronal and glial cells of the central nervous system (CNS). Although much is known about the molecular mechanisms that pattern the spinal cord and elicit neuronal differentiation1, 2, we lack a deep understanding of these early events at the level of cell behavior. It is thus critical to study the behavior of neural progenitors in real time as they undergo neurogenesis.
In the past, real-time imaging of early embryonic tissue has been limited by cell/tissue viability in culture as well as the phototoxic effects of fluorescent imaging. Here we present a novel assay for imaging such tissue for long periods of time, utilizing a novel ex vivo slice culture protocol and wide-field fluorescence microscopy (Fig. 1). This approach achieves long-term time-lapse monitoring of chick embryonic spinal cord progenitor cells with high spatial and temporal resolution.
This assay may be modified to image a range of embryonic tissues3, 4 In addition to the observation of cellular and sub-cellular behaviors, the development of novel and highly sensitive reporters for gene activity (for example, Notch signaling5) makes this assay a powerful tool with which to understand how signaling regulates cell behavior during embryonic development.

Imaging embryonic tissue in real-time is challenging over long periods of time. Here we present an assay for monitoring cellular and sub-cellular changes in chick spinal cord for long periods with high spatial and temporal resolution. This technique can be adapted for other regions of the nervous system and developing embryo.

개발 Neuroepithelium의 세포 문제의 고해상도 라이브 영상

The embryonic spinal cord consists of cycling neural progenitor cells that give rise to a large percentage of the neuronal and glial cells of the central ...

Co-analysis of Brain Structure and Function using fMRI and Diffusion-weighted Imaging

The study of complex computational systems is facilitated by network maps, such as circuit diagrams. Such mapping is particularly informative when studying the brain, as the functional role that a brain area fulfills may be largely defined by its connections to other brain areas. In this report, we describe a novel, non-invasive approach for relating brain structure and function using magnetic resonance imaging (MRI). This approach, a combination of structural imaging of long-range fiber connections and functional imaging data, is illustrated in two distinct cognitive domains, visual attention and face perception. Structural imaging is performed with diffusion-weighted imaging (DWI) and fiber tractography, which track the diffusion of water molecules along white-matter fiber tracts in the brain (Figure 1). By visualizing these fiber tracts, we are able to investigate the long-range connective architecture of the brain. The results compare favorably with one of the most widely-used techniques in DWI, diffusion tensor imaging (DTI). DTI is unable to resolve complex configurations of fiber tracts, limiting its utility for constructing detailed, anatomically-informed models of brain function. In contrast, our analyses reproduce known neuroanatomy with precision and accuracy. This advantage is partly due to data acquisition procedures: while many DTI protocols measure diffusion in a small number of directions (e.g., 6 or 12), we employ a diffusion spectrum imaging (DSI)1, 2 protocol which assesses diffusion in 257 directions and at a range of magnetic gradient strengths. Moreover, DSI data allow us to use more sophisticated methods for reconstructing acquired data. In two experiments (visual attention and face perception), tractography reveals that co-active areas of the human brain are anatomically connected, supporting extant hypotheses that they form functional networks. DWI allows us to create a "circuit diagram" and reproduce it on an individual-subject basis, for the purpose of monitoring task-relevant brain activity in networks of interest.

We describe a novel approach for simultaneous analysis of brain function and structure using magnetic resonance imaging (MRI). We assess brain structure with high-resolution diffusion-weighted imaging and white-matter fiber tractography. Unlike standard structural MRI, these techniques allow us to directly relate anatomical connectivity to functional properties of brain networks.

fMRI 및 확산 - 가중 영상을 사용하여 뇌의 구조와 기능의 공동 분석

The study of complex computational systems is facilitated by network maps, such as circuit diagrams. Such mapping is particularly informative when ...

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety of brain disorders1,2. To better understand the mechanisms by which brain circuits react to an animal's experience requires the ability to monitor the experience-dependent molecular changes in a given set of neurons, over a prolonged period of time, in the live animal. While experience and associated neural activity is known to trigger gene expression changes in neurons1,2, most of the methods to detect such changes do not allow repeated observation of the same neurons over multiple days or do not have sufficient resolution to observe individual neurons3,4. Here, we describe a method that combines in vivo two-photon microscopy with a genetically encoded fluorescent reporter to track experience-dependent gene expression changes in individual cortical neurons over the course of day-to-day experience. 
One of the well-established experience-dependent genes is Activity-regulated cytoskeletal associated protein (Arc)5,6. The transcription of Arc is rapidly and highly induced by intensified neuronal activity3, and its protein product regulates the endocytosis of glutamate receptors and long-term synaptic plasticity7. The expression of Arc has been widely used as a molecular marker to map neuronal circuits involved in specific behaviors3. In most of those studies, Arc expression was detected by in situ hybridization or immunohistochemistry in fixed brain sections. Although those methods revealed that the expression of Arc was localized to a subset of excitatory neurons after behavioral experience, how the cellular patterns of Arc expression might change with multiple episodes of repeated or distinctive experiences over days was not investigated. 
In vivo two-photon microscopy offers a powerful way to examine experience-dependent cellular changes in the living brain8,9. To enable the examination of Arc expression in live neurons by two-photon microscopy, we previously generated a knock-in mouse line in which a GFP reporter is placed under the control of the endogenous Arc promoter10. This protocol describes the surgical preparations and imaging procedures for tracking experience-dependent Arc-GFP expression patterns in neuronal ensembles in the live animal. In this method, chronic cranial windows were first implanted in Arc-GFP mice over the cortical regions of interest. Those animals were then repeatedly imaged by two-photon microscopy after desired behavioral paradigms over the course of several days. This method may be generally applicable to animals carrying other fluorescent reporters of experience-dependent molecular changes4.

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

Experience-dependent molecular changes in neurons are essential for the brain's ability to adapt in response to behavioral challenges. An in vivo two-photon imaging method is described here that allows the tracking of such molecular changes in individual cortical neurons through genetically encoded reporters.

두피 뉴런에서 생체 내 두 - 광자의 영상은 경험에 의존 분자 변경

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

의 자발적인 운동 활성의 결정<em&gt; 초파리</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

행동 분석 실험에 대한 염색 곤충 : 마취의 짝짓기 행동<em&gt; 초파리</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

Time-dependent Increase in the Network Response to the Stimulation of Neuronal Cell Cultures on Micro-electrode Arrays

Micro-electrode arrays (MEAs) can be used to investigate drug toxicity, design paradigms for next-generation personalized medicine, and study network dynamics in neuronal cultures. In contrast with more traditional methods, such as patch-clamping, which can only record activity from a single cell, MEAs can record simultaneously from multiple sites in a network, without requiring the arduous task of placing each electrode individually. Moreover, numerous control and stimulation configurations can be easily applied within the same experimental setup, allowing for a broad range of dynamics to be explored. One of the key dynamics of interest in these in vitro studies has been the extent to which cultured networks display properties indicative of learning. Mouse neuronal cells cultured on MEAs display an increase in response following training induced by electrical stimulation. This protocol demonstrates how to culture neuronal cells on MEAs; successfully record from over 95% of the plated dishes; establish a protocol to train the networks to respond to patterns of stimulation; and sort, plot, and interpret the results from such experiments. The use of a proprietary system for stimulating and recording neuronal cultures is demonstrated. Software packages are also used to sort neuronal units. A custom-designed graphical user interface is used to visualize post-stimulus time histograms, inter-burst intervals, and burst duration, as well as to compare the cellular response to stimulation before and after a training protocol. Finally, representative results and future directions of this research effort are discussed.

Mouse neuronal cells cultured on multi-electrode arrays display an increase in response following electrical stimulation. This protocol demonstrates how to culture neurons, how to record activity, and how to establish a protocol to train the networks to respond to patterns of stimulation.

미세 전극 배열에서 신경 세포 배양의 자극에 대한 네트워크 반응의 시간 의존적 증가

Micro-electrode arrays (MEAs) can be used to investigate drug toxicity, design paradigms for next-generation personalized medicine, and study network ...

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other neurological diseases at an increasing speed. However, little is known about the molecular mechanisms that underlie these disorders. The genetic, molecular, and behavioral toolbox of Drosophila melanogaster makes this model organism particularly useful to characterize new disease genes and mechanisms in a high-throughput manner. Nevertheless, high-throughput screens require efficient and reliable assays that, ideally, are cost-effective and allow for the automatized quantification of traits relevant to these disorders. The island assay is a cost-effective and easily set-up method to evaluate Drosophila locomotor behavior. In this assay, flies are thrown onto a platform from a fixed height. This induces an innate motor response that enables the flies to escape from the platform within seconds. At present, quantitative analyses of filmed island assays are done manually, which is a laborious undertaking, particularly when performing large screens.
This manuscript describes the &#34;Drosophila Island Assay&#34; and &#34;Island Assay Analysis&#34; algorithms for&#160;high-throughput, automated data processing and quantification of island assay data. In the setup, a simple webcam connected to a laptop collects an image series of the platform while the assay is performed. The &#34;Drosophila Island Assay&#34; algorithm developed for the open-source software Fiji processes these image series and quantifies, for each experimental condition, the number of flies on the platform over time. The &#34;Island Assay Analysis&#34; script, compatible with the free software R, was developed to automatically process the obtained data and to calculate whether treatments/genotypes are statistically different. This greatly improves the efficiency of the island assay and makes it a powerful readout for basic locomotion and flight behavior. It can thus be applied to large screens investigating fly locomotor ability, Drosophila models of movement disorders, and drug efficacy.

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

The island assay is a relatively new, cost-effective assay that can be used to evaluate the basic locomotor behavior of Drosophila melanogaster. This manuscript describes algorithms for automatic data processing and objective quantification of island assay data, making this assay a sensitive, high-throughput readout for large genetic or pharmacological screens.

Drosophila 섬 분석 결과에서 운전 행동의 높은 처리량 분석

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other ...

Measuring Neural Mechanisms Underlying Sleep-Dependent Memory Consolidation During Naps in Early Childhood

Sleep is critical for daily functioning. One important function of sleep is the consolidation of memories, a process that makes them stronger and less vulnerable to interference. The neural mechanisms underlying the benefit of sleep for memory can be investigated using polysomnography (PSG). PSG is a combination of physiological recordings including signals from the brain (EEG), eyes (EOG), and muscles (EMG) that are used to classify sleep stages. In this protocol, we describe how PSG can be used in conjunction with behavioral memory assessments, actigraphy, and parent-report to examine sleep-dependent memory consolidation. The focus of this protocol is on early childhood, a period of significance as children transition from biphasic sleep (consisting of a nap and overnight sleep) to monophasic sleep (overnight sleep only). The effects of sleep on memory performance are measured using a visuospatial memory assessment across periods of sleep and wakeful-rest. A combination of actigraphy and parent report is used to assess sleep rhythms (i.e., characterizing children as habitual or non-habitual nappers). Finally, PSG is used to characterize sleep stages and qualities of those stages (such as frequencies and the presence of spindles) during naps. The advantage of using PSG is that it is the only tool currently available to assess sleep quality and sleep architecture, pointing to the relevant brain state that supports memory consolidation. The main limitations of PSG are the length of time it takes to prepare the recording montage and that recordings are typically taken over one sleep bought. These limitations can be overcome by engaging young participants in distracting tasks during application and combining PSG with actigraphy and self/parent-report measures to characterize sleep cycles. Together, this unique combination of methods allows for investigations into how naps support learning in preschool children.

This protocol describes methods used to examine neural mechanisms underlying sleep-dependent memory consolidation during naps in early childhood. It includes procedures for examining the effect of sleep on behavioral memory performance, as well as the application and recording of both polysomnography and actigraphy.

초기 유년기에 낮잠 중 수면 의존적 기억 통합의 근본적인 신경 메커니즘 측정

Sleep is critical for daily functioning. One important function of sleep is the consolidation of memories, a process that makes them stronger and less ...