Les auteurs remercient Nick Kathman suggestions et aider à la préparation du manuscrit. Cette technique a été développée en collaboration avec les travaux soutenus par le AFOSR sous subvention FA9550-10-1-0054 et la National Science Foundation Grant No. 1120305 IOS-RER.

Une. Préparation des fils TETRODE <ol><li> Tirez un très mince fil de nichrome (12 um de diamètre, revêtement PAC) d&#39;environ 1,1 m de longueur. Fixez une étiquette de bande à chaque extrémité. Accrocher le fil sur une tige filetée horizontale de telle sorte que les deux extrémités sont à la même hauteur près de la paillasse. </li><li> Répétez l&#39;étape 1.1 pour un second fil, faisant deux autres extrémités pour un total de 4, et placez-le à côté du premier fil (environ 1 cm entre les deux). </li><li> Collez les quatre extrémités avec une étiquette de bande et l&#39;attacher à un dispositif d&#39;enroulement rotatif motorisé. Ce dispositif peut être réalisé à partir d&#39;un moteur à courant continu peu coûteux. </li><li> Enroulez la tétrode dans un sens pendant 2 min (60 min) et détendez-vous dans la direction opposée pendant 30 sec. </li><li> Utilisez un pistolet à air chaud pour faire fondre les fils ensemble. Ne touchez pas les fils avec le pistolet. Utilisez trois de haut en bas passe de directions alternées, à chaque passage de prendre environ 10 secondes. </li><li> Couper le haut et le bas des fils enroulés. Les quatre fils sont torsadés und La fusionnés ensemble à une extrémité mais se séparer à l&#39;autre. </li><li> Ajouter le tube de support. Couper une longueur de 30 cm d&#39;un tube en polyéthylène (diamètre: 0,28 mm à l&#39;intérieur, à l&#39;extérieur de 0,61 mm). Enfilez la tétrode très lentement et avec précaution dans le tube de support de sorte qu&#39;il n&#39;est pas tordu. </li><li> Une fois que l&#39;extrémité fondue apparaît sur l&#39;autre côté, le passer à travers de sorte qu&#39;il existe une longueur égale de fil aux deux extrémités du tube de guidage. </li><li> Prenez l&#39;extrémité séparée de chaque fil avec une pince. Utilisation de la base de la flamme d&#39;un brûleur à gaz, brûler soigneusement l&#39;isolation hors du 2 ou 3 derniers mm de chaque fil. Chauffer le fil jusqu&#39;à ce qu&#39;il brille, mais ne pas se courber. </li><li> Connectez la tétrode avec un IC adaptateur prise mâle-femelle qui s&#39;adapte à votre appareil d&#39;enregistrement. Mettre l&#39;extrémité de chaque fil deinsulated dans une autre prise de l&#39;adaptateur avec une pince. Stabiliser le fil dans la prise avec une petite broche en laiton. Utilisez un fer à souder pointe fine et remplir la douille avec la soudure fondue. Attention à ne pas communiquerle fil fragile avec le fer à souder. </li><li> Vérifier l&#39;impédance de chaque fil et le inter impédance de chaque paire de fils. <ol><li> Placer l&#39;, extrémité torsadée condensé dans un récipient de solution saline et de connecter un conducteur de fil de cuivre à partir de la solution saline à l&#39;ohmmètre. </li><li> Connecter l&#39;autre extrémité de l&#39;appareil de mesure à l&#39;axe de la douille contenant le fil. L&#39;impédance de chaque fil doit être inférieure à 3 MQ. </li><li> Si les valeurs ci-dessus ne sont pas atteints, retenter les connexions à souder. </li><li> Retirez les fils de la solution saline, rincez-les avec de l&#39;eau, et de tester l&#39;impédance entre de fil pour chaque paire (n = 6). L&#39;impédance entre devrait être supérieure à 5 MQ. </li><li> Si les valeurs ci-dessus ne sont pas atteints, découper une petite quantité de la pointe d&#39;envoi à la fin fondu et retester. </li><li> Jeter n&#39;importe quel fil ensemble qui ne répond pas à la fois des exigences d&#39;impédance pour tous les fils. </li></ol></li><li> Fixez la tétrode. <ol><li> Pliez une petite boîte rectangulaire de papier slightly plus grande que l&#39;adaptateur de prise de courant. </li><li> Transférer l&#39;adaptateur dans la boîte avec le côté mâle au fond. Pénétrer dans la boîte de telle sorte que toutes les broches du côté masculin sont en dehors de la boîte tandis que le reste de la carte est dans la boîte. </li><li> Collez les coins de la boîte à l&#39;extérieur. Utilisez de petits morceaux de ruban adhésif double face à l&#39;intérieur de la boîte à stabiliser les brins individuels de fil. Le fil doit être fusionné à sa sortie de la boîte. </li><li> Mélanger prise rapide 2 partie époxy et verser dans la boîte pour fixer l&#39;adaptateur et tous les fils. </li><li> Fixer l&#39;extrémité proche du tube de guidage d&#39;un côté de la boîte avec de la cire dentaire, tout en laissant le tube ouvert de telle sorte que la tétrode peut être tiré à travers librement aux deux extrémités. </li></ol></li><li> Aiguiser la tétrode. <ol><li> Avant chaque expérience, couper la pointe de la tétrode avec une lame de scalpel, pas de ciseaux. Ceci permet d&#39;éviter l&#39;écrasement et évasement des extrémités du fil, tout en offrant un bord plat propre pour l&#39;étape suivante. <ol&gt; <li> Utilisez un petit outil rotatif monté verticalement avec un grain moyen et fin disques de ponçage (ceux-ci peuvent être combinés sur une plate-forme) pour polir la tétrode et enlever une certaine isolation de pointe. Tenez le paquet près de son extrémité avec une pince. Inclinez le fil mis fin à un angle de 45 ° par rapport au disque de ponçage et doucement toucher à modéré disque rotatif de vitesse pendant environ 1 ou 2 secondes à chaque sur le support et les beaux grains. Répétez cette trois fois de plus, la rotation axiale du faisceau de 90 ° à chaque fois. Il est essentiel que la direction de rotation des disques de ponçage est une distance à partir de l&#39;angle peu profond des extrémités des fils, autrement séparation des fils peut se produire. </li><li> Le résultat désiré transforme l&#39;extrémité du faisceau à partir d&#39;un bord droit pour une extrémité pointue avec de petites quantités d&#39;isolation retirée de l&#39;extrémité de chaque fil. Vérifier le point à l&#39;aide d&#39;un microscope de dissection avant l&#39;étalement de la tétrode. Si un effilochage se produit à la pointe, recouper et repolir. </li><li> Si le test de l&#39;impédance au cours de la subsequent étape de placage montre extrêmement faibles valeurs inter-fils (moins de 4 MQ), cela indique trop de matière enlevée au cours de l&#39;étape de polissage. Recouper et repolir la tétrode. </li></ol></li><li> Plaque la tétrode. Mettre l&#39;extrémité de la tétrode dans une solution saturée de sulfate de cuivre (85 ml d&#39;eau, 5 ml d&#39;acide sulfurique, 50 g de sulfate de cuivre). Plate chaque fil avec un courant de 2,5 pA avec un isolateur de stimulus. Injecter le courant pendant 1 seconde, une pause de 1 sec et répéter ce processus 4x. </li><li> Vérifier l&#39;impédance de chaque fil et la interimpedance de chaque paire de fils. L&#39;impédance de chaque fil doit être comprise entre 0,5-1 MQ et l&#39;impédance entre doit être supérieure à 4 MQ. </li><li> Monter l&#39;adaptateur sur le headstage d&#39;un système d&#39;enregistrement multivoie. </li><li> Attacher une épingle d&#39;insectes plié à un micromanipulateur. Attachez l&#39;extrémité de la tétrode à la broche insecte avec de la cire dentaire </li></ol></li></ol> 2. Préparation des animaux <ol><li> Anesthésier lablattes avec de la glace. </li><li> Après le cafard cesse de bouger, retenir le cafard verticalement sur une surface de liège plat avec de grandes épingles de selle qui chevauchent l&#39;insecte mais ne pénètrent pas dans n&#39;importe quelle partie de son corps. </li><li> Transférer la préparation dans un récipient en plastique et placer de la glace autour de l&#39;animal afin de minimiser la circulation sanguine et des mouvements du corps. </li><li> Placez un collier en plastique au niveau du col pour soutenir la tête et placer la cire dentaire autour de la tête pour le stabiliser. </li><li> Couper une petite fenêtre entre les ocelles avec une lame de rasoir et enlever la cuticule de la tête. </li><li> Retirer les tissus conjonctifs et de graisse avec une pince pour exposer le cerveau. </li><li> Mettre un peu de solution saline de cafard dans la capsule de la tête pour couvrir le tissu cérébral. </li><li> Pour desheath le cerveau, utiliser une pince fine pour saisir délicatement la gaine sur le dessus du cerveau et utiliser un autre pince fine à déchirer la gaine en dehors de la zone implantée de fil. </li><li> Ouvrez un petit trou dans la tête capsule antérieure à l&#39;esprit du cerveauh une broche insecte. Insérez une tresse de trois grands diamètres (56 um) isolées des fils de cuivre dans le trou pour servir une électrode de référence / sol. </li><li> Abaissez la pointe de la tétrode à la surface du cerveau avec le micromanipulateur et le positionner à proximité de la région du cerveau d&#39;intérêt. </li><li> Placez délicatement deux petits morceaux de feuille d&#39;acétate mince (2 mm x 1 mm), légèrement plus grand que le trou dans la capsule de la tête, antérieure et postérieure à la tétrode. </li><li> Mettre en marche le système d&#39;enregistrement. </li><li> Abaisser lentement la tétrode 150-250 um en dessous de la surface du cerveau en fonction de la qualité de l&#39;enregistrement. </li><li> Éteignez le système d&#39;enregistrement. </li><li> Déplacez les deux morceaux de feuille d&#39;acétate comme proches de la tétrode possible sans le toucher (figure 1A). </li><li> Chauffer une petite spatule ou d&#39;une aiguille hypodermique aplatie et la mettre en cire dentaire telle qu&#39;il y ait de la cire liquide à l&#39;extrémité de la spatule. Toucher délicatement le bout de chaque morceau de feuille d&#39;acétate de latétrode avec la spatule afin que la cire liquide peut s&#39;écouler sur chaque morceau et sceller l&#39;écart entre elle et la cuticule de la tête. </li><li> Répétez l&#39;étape 2.16. Déposez une petite quantité de cire liquide sur la feuille d&#39;acétate à chaque fois. Lancer le processus loin de la tétrode et évoluer progressivement vers elle. Finalement, la tétrode sera ancré par de la cire dentaire. Évitez tout contact avec la cire chaude dans la cavité et sur le cerveau. </li><li> Utilisez la même méthode que les étapes 2.16 et 2.17 pour ancrer l&#39;électrode de référence / sol avec de la cire. </li><li> Chauffez la cire qui attache la tétrode à la micromanipulateur pour libérer la tétrode de lui. </li><li> Boucle la tétrode dans la cire dentaire sur la tête pour fournir une décharge de traction (figure 1B). </li><li> Couvrir la boucle de décharge de traction avec de la cire dentaire (figure 1C). </li><li> Retirez délicatement les contraintes et transférer la préparation sur une boîte de Pétri. Retenir le côté préparation dorsale avec de grandes épingles de selle. </li><li> Joindreune tige à l&#39;pronotum utilisant un pistolet à colle. Il s&#39;agit d&#39;un bâtonnet de bois qui s&#39;étend depuis le pronotum sur l&#39;abdomen. </li><li> Fixer l&#39;extrémité du tube tétrode à l&#39;extrémité postérieure de la tige avec de la cire dentaire. </li><li> Ancrer la tétrode et l&#39;électrode de référence / sol à l&#39;extrémité antérieure de la tige avec de la cire dentaire. </li><li> Tirer la tétrode de l&#39;extrémité femelle du tuyau, autant que possible, mais ne pas tirer sur elle, afin d&#39;éliminer la possibilité que l&#39;animal risque d&#39;endommager la partie de la tétrode à l&#39;extérieur du tube (Figure 1D). </li><li> Retirez toutes les contraintes. Fixez l&#39;électrode de référence / sol au tube tétrode avec de la cire dentaire. </li><li> Attendez au moins 60 minutes pour l&#39;animal de récupérer de l&#39;anesthésie de la glace avant toute expérience. </li></ol> 3. Procédures expérimentales <ol><li> Connecter un PC à la fois le système d&#39;enregistrement et une lumière LED à l&#39;aide d&#39;un câble USB vers port série. </li><li> Lancer enregistrements de neurones. </li><li>Lancer des enregistrements vidéo à 20 images par seconde pour des expériences marche en utilisant le paquet d&#39;acquisition d&#39;image de Motmot 16 ou 120 images par seconde pour monter des expériences à l&#39;aide d&#39;une caméra à haute vitesse. </li><li> Placez le cafard dans un 40 cm x 40 cm plexiglas arène pour des expériences de marche ou un 58 cm de long, 5 cm de large et 5 cm de haut arène pour grimper expériences. L&#39;arène de marche a une barrière transparente s&#39;étendant à partir du milieu du mur de droite du centre de l&#39;arène, au-dessus duquel la headstage se trouve. La barrière est utilisé pour empêcher les animaux de se promener dans les zones où la vue de la caméra est bloqué par le headstage. L&#39;arène d&#39;escalade a un bloc acrylique (soit 1,2 cm ou 1,8 cm de haut et 5 cm de large) ou sur une étagère située à une hauteur comparable dans le centre. </li><li> Générer une impulsion TTL de l&#39;ordinateur à l&#39;aide d&#39;une commande de MATLAB personnalisée. (S = série (&quot;COM4&quot;); fopen (s); s.RequestToSend = &#39;off&#39; / s.RequestToSend = &#39;on&#39; /; fclose (s); supprimer (s) ;). L&#39;impulsion TTL génère une foistasser pour le système d&#39;enregistrement et soit active ou désactive la lumière LED. </li><li> Autoriser le cafard pour explorer la scène jusqu&#39;à ce qu&#39;il arrête de bouger pendant plus de 30 secondes pour les expériences à pied. Laisser le cafard soit montée sur le bloc / tablette ou un tunnel à travers la plate-forme pour l&#39;escalade expériences. </li><li> Arrêtez enregistrements vidéo. </li><li> Arrêtez enregistrements de neurones. </li><li> Notez l&#39;horodatage généré par l&#39;impulsion TTL. </li><li> Retirez le cafard de l&#39;arène et attendre au moins 3 minutes. </li><li> Répétez les étapes 03.02 à 03.10 pour le prochain procès. </li><li> Une fois tous les enregistrements ont été réalisés, passer 5 sec de courant 5 uA DC par l&#39;un des conseils de fil (anode) et l&#39;électrode de référence (cathode) pour déposer du cuivre dans le cerveau à la pointe du fil. </li></ol> 4. Analyse déconnecté <ol><li> Synchroniser des données vidéo et de neurones en reliant l&#39;image où l&#39;éclairage à LED est allumé et l&#39;estampille temporelle enregistrée par le système d&#39;enregistrement àce moment-là. </li><li> Marquer fil pointe endroits. Utiliser des procédures d&#39;intensification Timms à précipiter et observer le cuivre dans 12 sections um série 17. Dépôts importants doivent être visibles dans 3-8 sections adjacentes (environ 18-48% de la longueur de l&#39;avion ventrale dorsale de la région nous enregistrer à partir de) (figure 2). </li><li> Corrélation des impulsions électriques spécifiques à l&#39;activité de neurones individuels. Suivez pic procédures de tri énoncées en détail ailleurs 10,14,18. Utilisez le programme KlustaKwik (version 1.5, l&#39;auteur K. Harris, de l&#39;Université Rutgers) pour générer initiale, le regroupement automatisé. Les importer dans le programme MClust (version 3.5, les auteurs AD rougeâtre et al., Université du Minnesota) pour plus de raffinement et d&#39;analyse (Figure 3). </li><li> Suivre les mouvements de la blatte. Pour les expériences de marche, extraire la position du (visuel) centre de masse et l&#39;orientation du corps dans chaque image de la vid de la blatteenregistrements eo utilisant le Caltech multiple Fly Tracker (version 0.1.5.6; http://ctrax.sourceforge.net/) et la boîte à outils FixErrors associé pour MATLAB 19. Pour l&#39;escalade expériences, extraire la position du bloc et la tête et pronotum du cafard dans chaque image de la vidéo à l&#39;aide du progiciel d&#39;analyse de mouvement. </li></ol>

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	<li>Strauss, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+central+complex+and+the+genetic+dissection+of+locomotor+behaviour.">The central complex and the genetic dissection of locomotor behaviour.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 12, 633-638 (2002).</li><li>Pick, S., Strauss, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Goal-driven+behavioral+adaptations+in+gap-climbing+Drosophila.">Goal-driven behavioral adaptations in gap-climbing Drosophila.</a> Curr. Biol. 15, 1473-1478 (2005).</li><li>Triphan, T., Poeck, B., Neuser, K., Strauss, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+targeting+of+motor+actions+in+climbing+Drosophila.">Visual targeting of motor actions in climbing Drosophila.</a> Curr. Biol. 20, 663-668 (2010).</li><li>Heinze, S., Gotthardt, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transformation+of+polarized+light+information+in+the+central+complex+of+the+locust.">Transformation of polarized light information in the central complex of the locust.</a> J. Neuorosci. 29, 11783-11793 (2009).</li><li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maplike+representation+of+celestial+E-vector+orientations+in+the+brain+of+an+insect.">Maplike representation of celestial E-vector orientations in the brain of an insect.</a> Science. 315, 995-997 (2007).</li><li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuroarchitecture+of+the+central+complex+of+the+desert+locust:+Intrinsic+and+columnar+neurons.">Neuroarchitecture of the central complex of the desert locust: Intrinsic and columnar neurons.</a> J. Comp. Neurol. 511, 454-478 (2008).</li><li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Linking+the+input+to+the+output:+new+sets+of+neurons+complement+the+polarization+vision+network+in+the+locust+central+complex.">Linking the input to the output: new sets of neurons complement the polarization vision network in the locust central complex.</a> J. Neurosci. 29, 4911-4921 (2009).</li><li>Heinze, S., Reppert, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sun+compass+integration+of+skylight+cues+in+migratory+monarch+butterflies.">Sun compass integration of skylight cues in migratory monarch butterflies.</a> Neuron. 69, 345-358 (2011).</li><li>Brill, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parallel+processing+via+a+dual+olfactory+pathway+in+the+honeybee.">Parallel processing via a dual olfactory pathway in the honeybee.</a> J Neurosci. 33, 2443-2456 (2013).</li><li>Guo, P., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+activity+in+the+central+complex+of+the+cockroach+brain+is+linked+to+turning+behaviors.">Neural activity in the central complex of the cockroach brain is linked to turning behaviors.</a> J. Exp. Biol. 216, 992-1002 (2013).</li><li>Ritzmann, R. E., Ridgel, A. L., Pollack, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-unit+recording+of+antennal+mechanosensitive+units+in+the+central+complex+of+the+cockroach,+Blaberus+discoidalis.">Multi-unit recording of antennal mechanosensitive units in the central complex of the cockroach, Blaberus discoidalis.</a> J. Comp. Physiol. A. 194, 341-360 (2008).</li><li>Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles.">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nature Neurosci. 7.5, 446-445 (2004).</li><li>Huston, S. J., Jayaraman, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studying+sensorimotor+integration+in+insects.">Studying sensorimotor integration in insects.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 21, 527-534 (2011).</li><li>Bender, J. A., Pollack, A. J., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+activity+in+the+central+complex+of+the+insect+brain+is+linked+to+locomotor+changes.">Neural activity in the central complex of the insect brain is linked to locomotor changes.</a> Curr. Biol. 20, 921-926 (2010).</li><li>Harrison, R. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wireless+Neural/EMG+telemetry+systems+for+small+freely+moving+animals.">Wireless Neural/EMG telemetry systems for small freely moving animals.</a> IEEE. 5, 103-111 (2011).</li><li>Straw, A. D., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motmot,+an+open-source+toolkit+for+realtime+video+acquisition+and+analysis.">Motmot, an open-source toolkit for realtime video acquisition and analysis.</a> Source Code Biol. Med. 4, 5 (2009).</li><li>Tyrer, N. M., Shaw, M. K., Altman, J. S., Strausfeld, N. J., Miller, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Neuroanatomical Techniques. Insect Nervous System. , (1980).</li><li>Daly, K., Wright, G., Smith, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+features+of+odorants+systematically+influence+slow+temporal+responses+across+clusters+of+coordinated+antennal+lobe+units+in+the+moth,+Manduca+sexta.">Molecular features of odorants systematically influence slow temporal responses across clusters of coordinated antennal lobe units in the moth, Manduca sexta.</a> J. Neurophsyiol. 92, 236-254 (2004).</li><li>Branson, K., Robie, A., Bender, J., Perona, P., Dickinson, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+ethomics+in+large+groups+of+Drosophila.">High-throughput ethomics in large groups of Drosophila.</a> Nat Methods. 6, 451-457 (2009).</li></ol>

Les auteurs déclarent aucun conflit d&#39;intérêt.

Alors que les études électrophysiologiques antérieures sur la CC ou d&#39;autres régions du cerveau de l&#39;insecte nous ont fourni un aperçu de la commande centrale du comportement, la plupart d&#39;entre eux ont été réalisées soit dans des préparations sobres 9,11 ou les captifs 10,14. En conséquence, l&#39;animal de l&#39;expérience sensorielle et l&#39;état physiologique pourrait être très différents de ceux dans un cadre naturel. En outre, les tâches comportementales que l&#3...

Cet article décrit un système efficace d&#39;enregistrement des neurones dans le complexe central (CC) du cafard, discoidalis Blaberus, comme l&#39;insecte se promène dans une arène et traite avec des objets qui la font tourner, tunnel sous, ou grimper sur des obstacles. Les fils peuvent également être connectés à un stimulateur pour évoquer l&#39;activité dans le neuropile environnant avec des changements comportementaux qui en découlent. Au cours de la dernière décennie une attention considérable a été réalisé sur les rôles joués par les différentes régions du cerveau à contrôler le comportement des insectes. Une grande partie de ce foyer a été dirigé vers les neuropils cérébrales médianes qui sont collectivement appelés le complexe central (CC). Des progrès ont été réalisés à la suite de grandes variétés de techniques de ciblage des questions sur le rôle du CC dans le comportement. Ces techniques vont de manipulations neurogénétiques, principalement chez la drosophile, couplés avec behavianalyse orale 1-3, à des techniques électrophysiologiques qui surveillent l&#39;activité neuronale dans le CC et tentative de relier cette activité à des paramètres pertinents comportemental. Les techniques électrophysiologiques comprennent l&#39;enregistrement intracellulaire des neurones individuels identifiés 4-9 et enregistrement extracellulaire, souvent avec des sondes multi-canaux 10,11. Ces deux techniques sont complémentaires. Enregistrement intracellulaire avec des électrodes pointus ou patch cellule entière fournit des données très détaillées sur les neurones identifiés, mais se limite à une ou deux cellules à la fois, nécessite un mouvement limité ou non, et peut être maintenue pour des périodes de temps relativement courtes. Enregistrements extracellulaires peuvent être facilement mis en place, ne nécessite pas de retenue, et peuvent être maintenus pendant des heures. Avec tétrodes multicanaux et la coupe de la grappe, assez grandes populations de neurones peuvent être analysés simultanément 9,12. Alors que CPAE de cellules entièresh a été utilisé avec succès chez les insectes captifs 13, nous pensons qu&#39;il ya aussi un besoin de techniques qui nous permettent d&#39;enregistrer l&#39;activité neuronale dans le cerveau pendant de longues périodes de temps en se comporter librement insectes car ils traitent des obstacles au déplacement vers l&#39;avant. La nécessité de constater que les insectes se déplace et rebondit nous a poussé vers des méthodes d&#39;enregistrement extracellulaires. Nous avons eu un bon enregistrement de succès dans les préparations sobres avec des sondes disponibles dans le commerce 16 canaux de silicium 11, mais la petite taille, même de grandes cafards signifie que les sondes doivent être montées hors du corps. Cela, couplé avec la délicatesse des dents de la sonde, les rendait inapproprié pour une préparation de marche libre. Dans deux précédents projets, nous avons utilisé des faisceaux de fils fins formant une tétrode à accomplir propriétés d&#39;enregistrement similaires, mais dans un arrangement plus robuste. Ces faisceaux de tétrode nous a permis d&#39;enregistrer de cafards captifs uneD portent l&#39;activité de l&#39;unité de CC aux changements de vitesse 14 à pied et en tournant le comportement résultant d&#39;un contact antennaire avec une tige 10. Aussi utile que ces préparations captifs ont été et continueront d&#39;être, ils ne présentent certaines limitations. Tout d&#39;abord, les comportements que l&#39;insecte peut effectuer sont limitées à un seul plan. Autrement dit, nous pourrions facilement évoquer les changements de vitesse de marche ou tournant, mais l&#39;escalade et de tunneling actions n&#39;était pas possible, au moins avec l&#39;agencement d&#39;attache typique. Deuxièmement, nos préparations sont captifs &quot;boucle ouverte&quot;. Autrement dit, ils ne permettent pas de mouvements liés à la normale à la rétroaction du système. Ainsi, comme le cafard activée notre attache, son monde visuel n&#39;a pas été modifiée en conséquence. Il est possible de construire des systèmes de boucle d&#39;attache fermés à introduire ce genre de commentaires. Cependant, elles sont limitées par la complexité de la programmation et du matériel de l&#39;environnement visuel simulé. Nevertheless, nous avons pensé que nous pourrions améliorer nos méthodes d&#39;enregistrement captifs existants par l&#39;enregistrement de l&#39;animal car il marchait librement dans une arène ou la piste et objets rencontrés comme il le ferait dans son milieu naturel. Bien que les systèmes sans fil pour l&#39;enregistrement de l&#39;activité cérébrale de 15 serait idéal, les systèmes actuels ont des limites dans le nombre de canaux d&#39;enregistrement, le temps d&#39;acquisition des données, la vie et le poids batterie. Par conséquent, nous avons opté pour essayer d&#39;adapter notre système d&#39;enregistrement captif pour une utilisation dans les préparations se déplacer librement. Comme de meilleurs systèmes sans fil sont disponibles, cette technique peut être aisément adapté à de tels dispositifs. Le système qui est décrit dans cet article est léger, fonctionne très bien et semble avoir peu d&#39;effet néfaste sur le comportement du cafard. Avec une caméra à grande vitesse et peu coûteux logiciel de coupe de la grappe, l&#39;activité dans les neurones du cerveau individuels peut être liée au mouvement. Nous décrivons ici la prépaation des fils tétrode et leur implantation dans le cerveau de l&#39;insecte, ainsi que les techniques d&#39;enregistrement de l&#39;activité électrique et le mouvement et la façon dont ces données peuvent être réunis pour une analyse ultérieure.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="728">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:207px;">Nichrome wire&#160;</td>
			<td style="width:179px;">Sandvik Heating Technology</td>
			<td style="width:137px;">Kanthal RO-800</td>
			<td style="width:205px;">Use for tetrode</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Biomedical polyethylene tubing</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>800700</td>
			<td>Use for tetrode tubing</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lynx-8</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td>Use for multi-unit recording</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cheetah 32</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td>Use for multi-unit recording</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High speed camera</td>
			<td>Basler</td>
			<td>A602f</td>
			<td>Use fir video recording for walking experiments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High speed camera</td>
			<td>Casio</td>
			<td>EX-FC150&#160;</td>
			<td>Use for video recording for climbing experiments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">WINanalyze</td>
			<td>Winanalyze</td>
			<td>version 1.4 3D</td>
			<td>Use for video tracking&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Matlab</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td>MATLAB R2012b</td>
			<td>Use for TTL pulse generation and off-line data analysis</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

extracellular wire tetrode recording in brain of freely walking insects

L&#39;intérêt croissant pour le rôle de l&#39;activité du cerveau dans le contrôle moteur insectes exige que nous soyons en mesure de suivre l&#39;activité neuronale et les insectes effectuent comportement naturel. Nous avons déjà développé une technique d&#39;implantation fils tétrode dans le complexe central de cerveau de cafards qui nous ont permis d&#39;enregistrer l&#39;activité de plusieurs neurones simultanément tout un cafard attaché tourné ou la vitesse de marche altérée. Même si un grand pas en avant, préparations captifs permettent d&#39;accéder à des comportements limités et manquent souvent de processus de rétroaction qui se produisent chez les animaux se déplaçant librement. Nous présentons maintenant une version modifiée de cette technique qui nous permet d&#39;enregistrer à partir du complexe central de se déplacer librement cafards comme ils marchent dans une arène et faire face à des obstacles en tournant, de l&#39;escalade ou de tunnels. Couplé avec la vidéo haute vitesse et la coupe de la grappe, nous pouvons maintenant porter l&#39;activité cérébrale à différents paramètres du mouvement des insectes se comporter librement.

Nous avons enregistré l&#39;activité neuronale de 50 unités de la CC dans 27 préparations pour les expériences de marche. Pour 15 de ces préparations (23 unités), les expériences d&#39;escalade ont également été réalisées. Les unités individuelles sont nommés selon les chiffres de préparation et d&#39;unité (par exemple, l&#39;unité 1-2 indique la préparation 1, unité 2). Instantanés de la vidéo d&#39;un essai d&#39;escalade sont présentés dans la fig...

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Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects

Nous avons déjà développé une technique d&#39;implantation fils tétrode dans le complexe central de cerveau de cafards qui nous permet de surveiller l&#39;activité en unités individuelles de cafards captifs. Nous présentons ici une version modifiée de cette technique qui nous permet d&#39;enregistrer également l&#39;activité du cerveau en se déplaçant librement insectes.

Extracellulaire fil Tetrode enregistrement dans le cerveau des insectes Marcher librement

Increasing interest in the role of brain activity in insect motor control requires that we be able to monitor neural activity while insects perform ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

16.4K vues.  Case Western Reserve University.  Nous avons déjà développé une technique d'implantation fils tétrode dans le complexe central de cerveau de cafards qui nous permet de surveiller l'activité en unités individuelles de cafards captifs. Nous présentons ici une version modifiée de cette technique qui nous permet d'enregistrer également l'activité du cerveau en se déplaçant librement insectes. 

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Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Marquage fluorescent rétrograde Permet ciblée extracellulaire seule unité d&#39;enregistrement de neurones identifiés<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Recherche

Neurosciences

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Enregistrement électrophysiologique dans le cerveau d&#39;Intact poisson zèbre adulte

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Recording Single Neurons' Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed single-neuron activity while animals are acquiring an operantly conditioned response, or when that response is extinguished. But even in these cases, observation periods usually encompass only a single stage of learning, i.e. acquisition or extinction, but not both (exceptions include protocols employing reversal learning; see Bingman&#160;et al.1 for an example). However, acquisition and extinction entail different learning mechanisms and are therefore expected to be accompanied by different types and/or loci of neural plasticity.
Accordingly, we developed a behavioral paradigm which institutes three stages of learning in a single behavioral session and which is well suited for the simultaneous recording of single neurons&#39; action potentials. Animals are trained on a single-interval forced choice task which requires mapping each of two possible choice responses to the presentation of different novel visual stimuli (acquisition). After having reached a predefined performance criterion, one of the two choice responses is no longer reinforced (extinction). Following a certain decrement in performance level, correct responses are reinforced again (reacquisition). By using a new set of stimuli in every session, animals can undergo the acquisition-extinction-reacquisition process repeatedly. Because all three stages of learning occur in a single behavioral session, the paradigm is ideal for the simultaneous observation of the spiking output of multiple single neurons. We use pigeons as model systems, but the task can easily be adapted to any other species capable of conditioned discrimination learning.

Recording Single Neurons&#039; Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

Learning new stimulus-response associations engages a wide range of neural processes which are ultimately reflected in changing spike output of individual neurons. Here we describe a behavioral protocol allowing for the continuous registration of single-neuron activity while animals acquire, extinguish, and reacquire a conditioned response within a single experimental session.

L&#39;enregistrement des potentiels d&#39;action unique neurones de se déplacer librement à travers Pigeons Trois étapes de l&#39;apprentissage

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed ...

Recording EEG in Freely Moving Neonatal Rats Using a Novel Method

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such as epilepsy and neurodegenerative disorders. However, it is technically difficult to obtain EEG recordings in neonates as it requires specialized handling and great care. Here, we present a novel method to record EEG in neonatal rat pups (P8-P15). We designed a simple and reliable electrode using computer pin loci; it can be easily implanted into the skull of a rat pup to record high-quality EEG signals in the normal and epileptic brain. Pups were given an intraperitoneal (i.p.) injection of the neurotoxin kainic acid (KA) to induce epileptic seizures. The surgical implantation performed in this procedure is less expensive than other EEG procedures for neonates. This method allows one to record high-quality and stable EEG signals for more than 1 week. Furthermore, this procedure can also be applied to adult rats and mice to study epilepsy or other neurological disorders.

Here, we introduce a novel technique designed to record electroencephalography (EEG) in freely moving neonatal epileptic pups and describe its procedures, features, and applications. This method allows one to record EEG for more than 1 week.

Enregistrement d&#39;EEG dans des rats néonatals à déplacement libre à l&#39;aide d&#39;une nouvelle méthode

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

Enregistrement de la plasticité synaptique dans des tranches d’hippocampe aiguës maintenues dans un petit volume recyclage - Perfusion- et système de chambre de Submersion-type

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.

Construction d’un Hyperdrive tétrode multi amélioré pour un enregistrement neuronaux à grande échelle en comportement des Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, conventional microdrive designs often only allow use of one type of electrode to record from single or multiple regions, limiting the yield of single-unit or depth profile recordings. It also often limits the ability to combine electrode recordings with optogenetic tools to target pathway and/or cell type specific activity. Presented here is a hybrid microdrive array for freely moving mice to optimize yield and a description of its fabrication and reuse of the microdrive array. The current design employs nine tetrodes and one opto-silicon probe implanted in two different brain areas simultaneously in freely moving mice. The tetrodes and the opto-silicon probe are independently adjustable along the dorsoventral axis in the brain to maximize the yield of unit and oscillatory activities. This microdrive array also incorporates a set-up for light, mediating optogenetic manipulation to investigate the regional- or cell type-specific responses and functions of long-range neural circuits. In addition, the opto-silicon probe can be safely recovered and reused after each experiment. Because the microdrive array consists of 3D-printed parts, the design of microdrives can be easily modified to accommodate various settings. First described is the design of the microdrive array and how to attach the optical fiber to a silicon probe for optogenetics experiments, followed by fabrication of the tetrode bundle and implantation of the array into a mouse brain. The recording of local field potentials and unit spiking combined with optogenetic stimulation also demonstrate feasibility of the microdrive array system in freely moving mice.

This protocol describes the construction of a hybrid microdrive array that allows implantation of nine independently adjustable tetrodes and one adjustable opto-silicon probe in two brain regions in freely moving mice. Also demonstrated is a method for safely recovering and reusing the opto-silicon probe for multiple purposes.

Système hybride de micropropulsion avec sonde opto-Silicon récupérable et tetrode pour l'enregistrement à haute densité de dual-Site dans les souris en mouvement libre

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, ...

Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and smaller functional subgroups, it becomes paramount to record from projections and/or genetically-defined subpopulations of neurons. Fiber photometry is an accessible and powerful approach that can overcome these challenges. By combining optical and genetic methodologies, neural activity can be measured in deep brain structures by expressing genetically-encoded calcium indicators, which translate neural activity into an optical signal that can be easily measured. The current protocol details the components of a multi-fiber photometry system, how to access deep brain structures to deliver and collect light, a method to account for motion artifacts, and how to process and analyze fluorescent signals. The protocol details experimental considerations when performing single and dual color imaging, from either single or multiple implanted optic fibers.

This protocol details how to implement and perform multi-fiber photometry recordings, how to correct for calcium-independent artifacts, and important considerations for dual-color photometry imaging.

Photométrie multifibres pour enregistrer l'activité neuronale chez les animaux en mouvement libre

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain activity from freely moving fish would advance research on the neural basis of fish behavior considerably. Moreover, precise control of the recording location in the brain is critical to studying coordinated neural activity across regions in fish brain. Here, we present a technique that records wirelessly from the brain of freely swimming fish while controlling for the depth of the recording location. The system is based on a neural logger associated with a novel water-compatible implant that can adjust the recording location by microdrive-controlled tetrodes. The capabilities of the system are illustrated through recordings from the telencephalon of goldfish.

A novel wireless technique for recording extracellular neural signals from the brain of freely swimming goldfish is presented. The recording device is composed of two tetrodes, a microdrive, a neural data logger, and a waterproof case. All parts are custom-made except for the data logger and its connector.

Enregistrement électrophysiologique sans fil des neurones par les tetrodes mobiles dans les poissons nageant librement

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...

Recording Brain Activity with Ear-Electroencephalography

The c-grid (ear-electroencephalography, sold under the name cEEGrid) is an unobtrusive and comfortable electrode array that can be used for investigating brain activity after affixing around the ear. The c-grid is suitable for use outside of the laboratory for long durations, even for the whole day. Various cognitive processes can be studied using these grids, as shown by previous research, including research beyond the lab. To record high-quality ear-EEG data, careful preparation is necessary. In this protocol, we explain the steps needed for its successful implementation. First, how to test the functionality of the grid prior to a recording is shown. Second, a description is provided on how to prepare the participant and how to fit the c-grid, which is the most important step for recording high-quality data. Third, an outline is provided on how to connect the grids to an amplifier and how to check the signal quality. In this protocol, we list best practice recommendations and tips that make c-grid recordings successful. If researchers follow this protocol, they are comprehensively equipped for experimenting with the c-grid both in and beyond the lab.

Presented here is the procedure for using the c-grid (ear-electroencephalography, sold under the name cEEGrid) for recording brain activity in and beyond the lab for extended durations. This protocol describes how to set up these arrays and how to record brain activity using them.

Enregistrement de l’activité cérébrale avec l’électroencéphalographie de l’oreille

The c-grid (ear-electroencephalography, sold under the name cEEGrid) is an unobtrusive and comfortable electrode array that can be used for investigating ...