1. Whitefly entretien de la colonie <ol><li> Conditions environnementales: colonies aleurodes devraient être maintenus dans une chambre de croissance maîtrisée. Contrôle de l&#39;humidité relative, la température, la photopériode et intensité lumineuse sont essentiels pour la croissance des colonies optimale (figure 1). Une température de 28 ° C, 30-50% d&#39;humidité relative, et de 14 h photopériode donnera une colonie qui se développe à partir de l&#39;œuf à l&#39;émergence des adultes en 18 jours (cette durée varie avec la plante hôte). L&#39;humidité relative doit être maintenue en dessous de 70% pour décourager la croissance des insectes et de plantes pathogènes fongiques. les taux d&#39;engrais et l&#39;arrosage doit être réduite à décourager les pathogènes fongiques et l&#39;accumulation de sel. L&#39;intensité lumineuse de la colonie devrait être assez élevé. Ampoules fluorescentes VHO utilisés en nombre suffisant pour générer environ 800-1000 bougies pieds à la hauteur de la canopée sont suffisants pour la plupart des plantes (ie. Coton, haricot, haricot de Lima, tomate). La propreté est essentielle dansune colonie aleurode de maintenir des conditions optimales d&#39;élevage. </li><li> Cages Colony: aleurodes devraient être maintenus sur les plantes dans des cages, plutôt que gratuitement dans la chambre de croissance. Cages peuvent être construits de divers matériaux, mais doivent permettre: ventilation, la facilité d&#39;accès, la capacité d&#39;empêcher la fuite ou infiltration d&#39;aleurodes, et de taille suffisante pour maintenir suffisamment de plantes pour générer la population d&#39;aleurodes nécessaire. De bons résultats ont été obtenus avec organza dépistage aluminium (pour la force) ainsi que le dépistage aleurodes preuve (voir le tableau de l&#39;équipement et des fournitures spécifiques). </li><li> Colony Préparation de la plante: Les espèces de plantes choisies est une considération importante lors du démarrage d&#39;une colonie aleurodes. L&#39;usine devrait être en mesure de soutenir une forte population d&#39;insectes sans s&#39;effondrer. La plante choisie pour une colonie nonviruliferous doit être un non hôte pour le virus ou virus qui sont destinés à être transmis pour éviter la contamination de la colonie et si le maintien d&#39;un viruliferous colonie, il doit être l&#39;hôte du virus. Les plantes doivent croître assez rapidement pour soutenir l&#39;émergence de nouveaux adultes dans les 18 jours après avoir été mis en place à la colonie, mais pas aussi rapidement que pour dépasser les cages dans les quatre semaines. Nain, buisson, ou cultivars de plantes patio type sont recommandées car elles produisent souvent une zone de feuille semblable à cultivars de grande taille mais sans élongation de la tige. </li><li> Il est très important pour les plantes arrière pour la colonie en serre dans des cages qui excluent les aleurodes et autres insectes. L&#39;utilisation de plantes qui sont infestés par des aleurodes, les thrips, les acariens ou avant d&#39;entrer dans la colonie peut causer la colonie de s&#39;effondrer. Les plantes infestées ont également le potentiel d&#39;être infectées par des virus par les insectes qui vont interférer avec les études de transmission du virus. </li></ol> 2. Mise en place de Colony aleurode <ol><li> Démarrer une colonie pour la première fois en utilisant les aleurodes propres - ceux exempts de virus de plantes, d&#39;autres insectes et les pathogènes d&#39;insectes. Ceux-ci peuvent être obtenusdes collaborateurs ou sur le terrain. Si recueillies sur le terrain, les aleurodes devraient être élevés pendant au moins 8 semaines sur les plantes non-hôtes du virus de la plante, et vérifier l&#39;absence de symptômes de plantes pour être sûr qu&#39;ils sont exempts de virus de plantes. </li><li> Semaine 1: Introduire les aleurodes propres à la première cage de plantes. Les aleurodes peuvent être introduits par aspiration de numéros connus ou en secouant doucement aleurodes d&#39;une autre plante de la source en fonction de la demande sur la colonie. Au cours de la semaine 1, les aleurodes pondent sur la face inférieure de la surface des feuilles de la plante. Une taille approximative de la population peut être prédite pour chaque émergence basé sur le nombre d&#39;adultes utilisées pour pondre leurs œufs et le nombre moyen d&#39;œufs pondus par la femelle mouche blanche sur la plante hôte en question. </li><li> Semaine 2: Commencez autre cage en introduisant des aleurodes de nouvelles plantes-hôtes pour pondre leurs œufs. Les plantes dans la cage ouvertes en semaine 1 auront des œufs, et quelques aleurodes immatures couvrant la face inférieure des feuilles (Figure 2). Certainsaleurodes adultes introduites au cours de la semaine 1 seront encore en vie. </li><li> Semaine 3: Commencer une troisième cage en introduisant des aleurodes de nouvelles usines à pondre des oeufs. Les plantes dans la cage a démarré en semaine 1 aura immature ainsi que de nombreux nouveaux aleurodes adultes émergents et il devrait y avoir une augmentation très sensible de la population adulte aleurodes. Les plantes dans la cage ouvertes en semaine 2 auront beaucoup d&#39;oeufs et les aleurodes immatures couvrant la face inférieure des feuilles. </li><li> Semaine 4: Commencer une quatrième cage en introduisant des aleurodes de nouvelles usines à pondre des oeufs. Les plantes dans la cage ouvertes en semaine 1 auront beaucoup aleurodes adultes qui sont environ un poste émergence d&#39;une semaine. Les plantes dans la cage ouvertes en semaine 2 aura beaucoup de nouveaux aleurodes adultes émergents et il devrait y avoir une augmentation très sensible de la population d&#39;aleurodes. Les plantes dans la cage ouvertes au cours de la semaine 3 auront beaucoup d&#39;oeufs et les aleurodes immatures couvrant la face inférieure des feuilles. </li><li> Hebdomadaire après les 4 premiers weeKS: Chaque semaine, commencer une nouvelle cage en introduisant les aleurodes adultes à partir de la quatrième plus ancienne cage (la cage a commencé dans la semaine 1) sur de nouvelles plantes dans une nouvelle cage propre. La vieille cage doit être enlevé et jeté ses usines. Ces aleurodes sont environ 1 semaine de post-levée. Dans le cas de la colonie virulifères, ces aleurodes transmettent le virus aux nouvelles centrales ainsi que pondre des oeufs pour la prochaine génération des aleurodes. </li><li> expériences de transmission de plan d&#39;utilisation des aleurodes qui émergeront dans la cage de la troisième semaine. Si plus d&#39;aleurodes sont nécessaires, le nombre de plantes peuvent être augmentées et plus aleurodes peuvent être ajoutés à la semaine 1 cage d&#39;augmenter la population d&#39;aleurodes. </li></ol> 3. Méthode pour l&#39;inoculation de plantes d&#39;essai <ol><li> Pour assurer des taux élevés de transmission: 1) Les aleurodes doivent être manipulés aussi doucement que possible pour éviter d&#39;endommager l&#39;insecte qui permettra de réduire les taux de transmission; 2) Il doit y avoir de la surface foliaire suffisante disponible pour les aleurodes à l&#39;IETsa sonde ou animale. Une augmentation de la durée d&#39;acquisition ou d&#39;une augmentation du nombre de plantes hôtes d&#39;acquisition peut augmenter les taux faibles d&#39;infectiosité dans les usines d&#39;essai en raison de l&#39;encombrement soit l&#39;acquisition ou de la période d&#39;accès inoculation. </li><li> Collection de mouches blanches. Ce qui suit est une procédure pour la collecte et la circulation des chiffres précis d&#39;aleurodes nécessaires à des fins expérimentales. Pour déplacer un grand nombre de mouches blanches, comme cela est nécessaire pour le dépistage de la résistance par exemple, il suffit de secouer doucement les plantes aleurodes infestés sur les plantes d&#39;essai ou les hôtes d&#39;acquisition infectées par le virus (et plus tard les usines de test). Assurez-vous de secouer les plantes au cours de nombreux endroits pour minimiser les effets d&#39;agrégation. </li><li> Nouvellement apparus aleurodes adultes (1-3 jours après émergence) sont très actives et se nourrissent souvent de manière tendance à donner des taux de transmission plus élevés 4. Aleurodes plus âgés transmettent encore, mais à une fréquence inférieure. Aleurodes multiples par plante test (15-40 par l&#39;APLnt) doit être utilisé pour des taux élevés de transmission depuis un ratio de 1 aleurodes par plante se traduit souvent par un taux inacceptable de transmission faible 3,4. Le nombre nécessaire dépendra du virus et les espèces de l&#39;acquisition et de plantes d&#39;essai. </li><li> Assemblez dispositifs d&#39;aspiration et des flacons de collecte. (Figure 3) </li><li> D&#39;une main, maintenez une carte en plastique jaune à l&#39;intérieur de la cage de la colonie qui contient les aleurodes à collecter. Tapoter doucement les plantes pour encourager les aleurodes adultes de voler. Les aleurodes sont attirés par un carton jaune et voleront à partir de la plante à la carte où ils peuvent être recueillies à l&#39;aide d&#39;un aspirateur et un souffle très doux. Ne jamais aspirer aleurodes qui se nourrissent sur les plantes. Leurs stylets sont intégrés dans l&#39;usine tout en alimentant ainsi leur arrachant les plantes vont rompre leurs stylets et les rendant incapables de soit d&#39;acquérir ou de transmettre le virus (figure 4). </li><li> Recueillir 20 aleurodes adultes dans un seul colleflacon de ction pour minimiser les dommages physiques aux insectes des aspirations répétées (figure 5). </li><li> Pour changer le flacon de collection, tapotez doucement le flacon sur une surface dure et une casquette avec Parafilm tandis que les aleurodes sont désorientés à partir de la mise sur écoute. </li><li> Mettez un nouveau flacon recueillir sur l&#39;aspirateur et répéter jusqu&#39;à ce que le nombre d&#39;aleurodes nécessaires sont collectées. Les aleurodes peuvent rester dans les flacons de collecte à la température ambiante pendant plusieurs heures. </li><li> Acquisition. Aleurodes sont placées sur une plante infectée par le virus et autorisés à nourrir les plantes infectées pendant 48-72 h. les périodes d&#39;acquisition de plus de 72 heures ne sont généralement pas augmenter les taux de transmission. Pour les virus transmis de manière non persistante ou semipersistent, 1 heure et plusieurs heures, respectivement, sont des périodes d&#39;accès d&#39;acquisition suffisantes (tableau 1). Les meilleurs résultats sont obtenus lorsque les aleurodes ont librement accès à des plantes dans des cages qui enferment les insectes pour une seule plante ou d&#39;plusieurs usines. Cependant, certaines expériences nécessitent l&#39;acquisition de feuilles spécifiques auquel cas cages du clip peuvent être utilisés. Lors de l&#39;utilisation des cages de clip, il est important de tenir compte de la préférence alimentaire aleurode pour le dessous des feuilles. En outre, l&#39;encombrement des aleurodes dans des cages de clip peut réduire les taux de transmission - des taux acceptables de transmission ont été obtenus en utilisant 10 aleurodes femmes par clip cage de 2,5 cm de diamètre. </li><li> Inoculation. Préparer une cage adaptée à la taille de l&#39;inoculation et placer les plantes d&#39;essai à l&#39;intérieur. Si une seule usine doit être inoculé considérer une seule cage de l&#39;usine. Si plus d&#39;une installation doit être inoculé envisager un petit châssis en PVC / sac d&#39;organza cage ou une cage en aluminium (Figure 6). La taille de la cage utilisée pour l&#39;inoculation devrait être légèrement plus la taille de la plante (s) de se faire vacciner. Les taux de transmission plus élevés sont obtenus lorsque les aleurodes sont conservés à proximité du couvert végétal et ne reçoivent pas beaucoup d&#39;espace libre. </li><li> Collection des aleurodes des hôtes d&#39;acquisition dépend des besoins de l&#39;expérience. Si un petit nombre sont nécessaires, aspirer les aleurodes, comme décrit ci-dessus. Placer les flacons de collecte d&#39;aleurodes l&#39;intérieur de la cage près des plantes et retirez le couvercle (figure 7). Ouvrez le flacon et libérer les aleurodes ou inverser et tapotez doucement le flacon pour libérer les aleurodes. Si un grand nombre sont nécessaires simplement déplacer les plantes d&#39;acquisition avec les aleurodes dans les cages où les plantes d&#39;essai sont situés et secouez doucement les aleurodes de la plante hôte d&#39;acquisition. Pour les deux types de mise en place, veillez à répartir les aleurodes dans les plantes pour réduire l&#39;agrégation et assurer une inoculation uniforme. </li><li> Laisser les aleurodes à sonder ou se nourrissent de la quantité appropriée de temps, dépendant de nouveau sur le virus et dans une certaine mesure la plante hôte (tableau 1). </li><li> Vérifiez les aleurodes au moins une fois pendant la période d&#39;accès inoculation pour assurer que les aleurodes sontsondage ou alimentation par l&#39;ouverture de la cage et en tournant quelques feuilles sur chaque plante. </li><li> Pour les périodes d&#39;accès d&#39;inoculation plus, perturber les plantes doucement (en utilisant un bâton de bambou ou équivalent) pour badigeonner le dessus des plantes et d&#39;encourager les aleurodes à redistribuer sur les plantes. Redistribution des aleurodes permet d&#39;assurer un taux de transmission plus élevé en contrant la tendance naturelle des aleurodes au total. </li><li> Résiliation. La période d&#39;accès inoculation se termine par tuer les mouches blanches avec des produits chimiques approuvés. Appliquer deux insecticides uns après les autres: un insecticide de contact à mettre fin rapidement aleurodes adultes et un insecticide systémique de mettre fin aux aleurodes qui se développent dans les semaines qui suivent et ceux qui ont échappé à l&#39;insecticide de contact (figure 8). Un insecticide de contact tels que le savon insecticide et des insecticides systémiques tels que l&#39;imidaclopride ou pymetrozine ont été utilisés avec succès. </li></ol>

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Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Les méthodes décrites ici ont été développés sur une période de deux décennies et sont basés sur les informations de base fournies par de nombreuses études sur la transmission aleurode, le comportement et la biologie. Comme il existe de nombreuses publications, ce manuscrit se réfère principalement aux critiques et à quelques publications spécifiques sélectionnés pour illustrer le type de données utilisées pour élaborer cette technique. Il est très important dans cette procédure que les aleurodes sont manipulés doucement depuis la rupture des pattes et des antennes peut conduire à des comportements anormaux et les faibles taux de transmission. Collection avec aspirateurs et autres appareils mécaniques d&#39;aspiration n&#39;a jamais donné de bons résultats. Une autre considération pour le succès est que le nombre de mouches blanches utilisées pour obtenir 100% de transmission des plantes d&#39;essai, doit être déterminé pour chaque combinaison de plante hôte et le virus. Ce ratio optimal ne doit être établi une fois. Les meilleurs résultats ont été obtenus en utilisant jeunes aleurodes adultes (1-3 jours émergence passé), car ils GDonner le plus haut taux de transmission. Les personnes âgées peuvent être utilisés, mais un plus grand nombre d&#39;aleurodes seront nécessaires pour compenser leurs taux réduits de transmission. Les femmes sont connues pour émettre à des taux plus élevés que les hommes, car ils se nourrissent plus souvent que les hommes. Toutefois, il est généralement ne vaut pas le temps de séparer les sexes pour la transmission. Cette procédure peut être modifiée de nombreuses manières en fonction des ressources et des besoins du chercheur. Lorsque l&#39;on travaille avec de nombreux virus, il est préférable de garder une seule colonie de mouches blanches sur les plantes non hôtes élevés du virus. Ces aleurodes peuvent être collectées placé sur les plantes infectées par le virus d&#39;acquisition et puis après acquisition des aleurodes peuvent être déplacées à nouveau pour les plantes d&#39;essai. Végétaux destinés à la colonie doivent être cultivées dans des serres dans des cages afin d&#39;éviter l&#39;introduction de mouches blanches qui pourraient infecter avec un autre virus. Infestation de ces plantes avec les acariens, les thrips et autres ravageurs des plantes peut compromettre l&#39;health de la colonie et la faire s&#39;effondrer. Enfin arrosage des plantes des colonies doit être fait avec soin. Ces plantes sont soumises à un stress extrême par l&#39;alimentation de tant d&#39;aleurodes et les conditions de lumière faible que la normale. Racine champignons de la pourriture qui sont introduits sur la tourbe dans les mélanges sans terre peut devenir un problème si les plantes sont trop mouillées, même une fois. Le prétraitement des plantes avec un fongicide arrosage peut éliminer certains des problèmes. Bien que la transmission aleurode des virus de plantes peut prendre du temps et nécessiter des ressources précieuses (telles que les salles de croissance), il est essentiel pour la transmission de certains virus pour lesquels nous n&#39;avons pas d&#39;autre moyen de transmission. C&#39;est aussi un moyen précieux d&#39;installations de criblage pour la résistance aux virus, car il utilise le même type de transmission qui seront appelés plantes dans le domaine de résister. L&#39;utilisation de moyens plus artificiels de transmission n&#39;ont pas toujours donné les meilleurs résultats dans les évaluations de matériel génétique pour virus-résistance.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of the Item</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue No.</td>
			<td>Comments (optional)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Whitefly proof screening</td>
			<td>Klayman Meteor Ltd. Petah Tikva 49130, Israel</td>
			<td>---</td>
			<td>BioNet 50 mesh screen Antivirus Insect Screen</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Whitefly proof screening</td>
			<td>Hummert International (www.hummert.com)</td>
			<td>27-4050-1 - 27-4062-1</td>
			<td>BioNet 50 mesh screen Antivirus Insect Screen</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Whitefly Collection Devices</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>1135A</td>
			<td>Can also be made using eye droppers, flexible plastic tubing, plastic vacuum adaptors, and cheesecloth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collection vials</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>8909</td>
			<td>Vials used depend on which aspirator is used.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yellow plastic cards</td>
			<td>any company</td>
			<td>---</td>
			<td>Any bright yellow plastic card will work, can be purchased in many places.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Whitefly Cages</td>
			<td>---</td>
			<td>---</td>
			<td>These are not commercially available and must be constructed. 60 cm x 60 cm x 60 cm cages work well for us. Our preference is for those constructed of aluminum window screening, nylon organdy, vinyl plastic, with a structure created using aluminum window frames. Doors are attached using piano hinges and sealed with weather stripping; tops of the cages are vinyl plastic. Cages can also be made of 1) plexiglass glued together on the edges with ventilation provided by screened openings cut on the side pieces; 2) large bags of nylon organdy, organza, or 50 mesh whitefly screening with internal supports provided by PVC pipes and fittings cut to desired lengths and assembled inside the bags, 3) wood frames and nylon organdy, organza, or 50 mesh whitefly screening.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

transmitting plant viruses using whiteflies

Aleurodes, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, un complexe d&#39;espèces morphologiquement indistinquishable 5, sont des vecteurs de nombreux virus de plantes. Plusieurs genres de ces virus végétaux transmis par les aleurodes (Begomovirus, Carlavirus, Crinivirus, ipomovirus, Torradovirus) comprennent plusieurs centaines d&#39;espèces d&#39;agents pathogènes économiquement importantes de nourriture importante et plantes à fibres (revue par 9,10,16) et émergents. Ces virus ne se répliquent pas dans leur vecteur, mais néanmoins se déplacent facilement d&#39;une plante à l&#39;aleurode adulte par divers moyens (revue par 2,6,7,9,10,11,17). Pour la plupart de ces virus alimentation aleurode est nécessaire pour l&#39;acquisition et l&#39;inoculation, tandis que d&#39;autres ne sondage est nécessaire. Beaucoup de ces virus sont incapables ou ne peut pas être facilement transmis par d&#39;autres moyens. Par conséquent l&#39;entretien des cultures de virus, biologiques et la caractérisation moléculaire (identification de la gamme d&#39;hôtes et symptômes) 3,13, L&#39;écologie 2,12, exiger que les virus sont transmis à des hôtes expérimentaux utilisant la mouche blanche. En outre, le développement de nouvelles méthodes de gestion, tels que l&#39;évaluation des nouveaux produits chimiques ou des composés 14 15, de nouvelles approches culturelles 1,4,19 ou la sélection et le développement de cultivars résistants 7,8,18, nécessite l&#39;utilisation d&#39;aleurodes pour la transmission du virus. L&#39;utilisation de transmission aleurode des virus de plantes pour la sélection et le développement de cultivars résistants dans les programmes de sélection est particulièrement difficile 7. Sélection efficace et le dépistage de la résistance emploie un grand nombre de plantes et il ya un besoin de 100% des plantes à être inoculés afin de trouver les quelques génotypes qui possèdent des gènes de résistance. Ces études utilisent un très grand nombre d&#39;aleurodes virulifères, souvent plusieurs fois par an. Entretien aleurode décrit ici peut générer des centaines ou des milliersdes aleurodes adultes sur les plantes chaque semaine, toute l&#39;année, sans la contamination d&#39;autres virus de plantes. Plantes libres des deux aleurodes et les virus doivent être produites à introduire dans la colonie aleurodes chaque semaine. Whitefly cultures doivent être exempts d&#39;agents pathogènes aleurodes, les parasites et parasitoïdes qui peuvent réduire les populations d&#39;aleurodes et / ou réduire l&#39;efficacité de la transmission du virus. Colonies produites de la manière décrite peuvent être rapidement mis à l&#39;échelle pour augmenter ou diminuer le nombre de la population selon les besoins, et peuvent être ajustés pour tenir compte des préférences alimentaires de l&#39;aleurode basée sur la plante hôte du virus. Il existe deux types de colonies de mouches blanches qui peuvent être maintenues: un nonviruliferous et une colonie aleurode virulifères. La colonie nonviruliferous est composé d&#39;aleurodes élevés sur les plantes exemptes de virus et permet la disponibilité hebdomadaire des aleurodes qui peuvent être utilisés pour transmettre les virus de différentes cultures. La colonie aleurode virulifères,composé d&#39;aleurodes élevés sur les plantes infectées par le virus, permet une disponibilité hebdomadaire des aleurodes qui ont acquis le virus en omettant donc une étape dans le processus de transmission du virus.

Ces méthodes d&#39;établissement aleurode de la colonie et de maintenance, ainsi que la manipulation de transmettre des virus de plantes ont été utilisées avec succès dans un certain nombre d&#39;études 4,11,12,14 ainsi que beaucoup d&#39;autres non cités. En utilisant ces méthodes avec des virus transmis persistante, nous avons régulièrement obtenu les taux souhaités de transmission de 100% à la sélection pour la résistance, le dépistage insecticides pour leur capacité à interférer avec la transmission (et évaluation de composés inducteurs de résistance) 13,14,17,18 ( Figure 9). Les procédures décrites ici peuvent et ont été être adaptées à de nombreux endroits dans les établissements de recherche publics et privés. <table border="1"><tbody><tr><td> Type de transmission </td><td> Acquisition Période d&#39;accès (heure) </td><td> Inoculation Période d&#39;accès (heure) </td><td> Réf. </td></tr><tr><td> Nonpersistent </td><td> 1 </td&gt; <td> 2-24 </td><td> 10 </td></tr><tr><td> Semipersistent </td><td> 6-24 </td><td> 8-24 </td><td> 10, 16 </td></tr><tr><td> Persistent </td><td> 48-72 </td><td> 48-72 </td><td> 3, 6, 8, 9 </td></tr></tbody></table> Tableau 1. Fois estimés, qui peuvent être utilisés pour produire des taux élevés de transmission du virus à différents types de relations avec leurs vecteur Bemisia tabaci espèces complexes. Fois estimatifs sont basés sur les temps minimales publiées nécessaires à la transmission de 80-100% et modifié dans certains cas pour tenir compte des périodes de latence et les différences entre les populations d&#39;aleurodes, les virus et les plantes hôtes. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig1.jpg" /> Figure 1. Un exemple d&#39;une colonie aleurode virulifères. Cette chambre de croissance contient des cages de plantes infectées par un begomovirus et infested avec aleurodes virulifères. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig2.jpg" /> Figure 2. Gauche: immatures stades de l&#39;aleurode, Bemisia tabaci MEAM clade sensu De Barro 6 environ 1 semaine post-émergence et la droite: un adulte aleurodes, un vecteur efficace de nombreux virus de plantes. <img alt="Figure 3" fo:content-width="5.5in" fo:src="/files/ftp_upload/4332/4332fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig3.jpg" /> Figure 3. Les types de dispositifs de collecte qui peuvent être utilisés pour collecter les aleurodes pour la transmission de virus de plante. <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig4.jpg" /> Figure 4. À gauche: carte en plastique jaune servant à recueillir les adultes d&#39;aleurodes montrant aleurodes prêt pour la collecte<html> . Droite: Collecte aleurodes à partir d&#39;une carte en plastique jaune. Les mouches blanches sont visibles sur la carte sous forme de petites taches blanches / gris. <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig5.jpg" /> Figure 5. Les aleurodes recueillies par aspiration (20 dans un flacon) de la colonie soit prêt pour l&#39;acquisition ou l&#39;inoculation. <img alt="Figure 6" fo:content-width="5.5in" fo:src="/files/ftp_upload/4332/4332fig6highres.jpg" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig6.jpg" /> Figure 6. En haut à gauche:. Cages de plantes unique utilisé soit pour l&#39;acquisition ou l&#39;inoculation haut à droite: Grandes cages faites de tuyaux en PVC et organza. Basse: Aluminium / écran et cages d&#39;organdi dans une serre contenant des plantes destinées à une colonie de mouches blanches. 32fig7.jpg &quot;/&gt; Figure 7. Les aleurodes sont transférées à une seule usine pour l&#39;inoculation (ou l&#39;acquisition). <img alt="Figure 8" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig8.jpg" /> Figure 8. Ajout d&#39;un insecticide systémique arrosage de mettre fin à la période d&#39;accès inoculation aleurodes. <img alt="Figure 9" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig9.jpg" /> Figure 9. plantes sur le terrain en cours d&#39;évaluation pour la résistance au jaune virus de l&#39;enroulement des feuilles de tomate. Toutes les plantes ont été inoculées dans 5 semaines vieux plants et ensuite transplantées dans le domaine de l&#39;évaluation. Les plantes au premier plan sont une ligne de germoplasme résistant, plantes en arrière-plan sont en ligne de matériel génétique susceptible.

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Transmitting Plant Viruses Using Whiteflies

L&#39;amélioration de notre compréhension et notre capacité à gérer la plupart des virus de plantes transmises par les insectes nécessite l&#39;utilisation du vecteur. Transmission par les insectes de virus de plantes est une interaction tritrophique, et à ce titre nécessite la manipulation d&#39;insectes, virus, et les plantes. Vecteurs doivent être élevés en grand nombre et manipulés de manière à assurer des taux élevés de transmission des plantes d&#39;essai. Les bases de l&#39;élevage et la manipulation de l&#39;aleurode,<em&gt; Bemisa tabaci</em&gt; (<em&gt; Hemiptera: Aleyrodidae</em&gt;), Un vecteur de virus de plantes appartenant à plusieurs genres émergeant du virus de la plante, ce qui représente un grand nombre de virus économiquement significatifs sont présentés.

La transmission des virus de plante à l&#39;aide aleurodes

Whiteflies, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, a complex of morphologically indistinquishable species5, are vectors of many plant viruses. Several ...

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Research

JoVE Journal

Biology

28.6K vues.  University of Florida. L'amélioration de notre compréhension et notre capacité à gérer la plupart des virus de plantes transmises par les insectes nécessite l'utilisation du vecteur. Transmission par les insectes de virus de plantes est une interaction tritrophique, et à ce titre nécessite la manipulation d'insectes, virus, et les plantes. Vecteurs doivent être élevés en grand nombre et manipulés de manière à assurer des taux élevés de transmission des plantes d'...

Vidéo: Transmitting Plant Viruses Using Whiteflies

Testing the Physiological Barriers to Viral Transmission in Aphids Using Microinjection

Potato loafroll virus (PLRV), from the family Luteoviridae infects solanaceous plants. It is transmitted by aphids, primarily, the green peach aphid. When an uninfected aphid feeds on an infected plant it contracts the virus through the plant phloem. Once ingested, the virus must pass from the insect gut to the hemolymph (the insect  blood ) and then must pass through the salivary gland, in order to be transmitted back to a new plant. An aphid may take up different viruses when munching on a plant, however only a small fraction will pass through the gut and salivary gland, the two main barriers for transmission to infect more plants. In the lab, we use physalis plants to study PLRV transmission. In this host, symptoms are characterized by stunting and interveinal chlorosis (yellowing of the leaves between the veins with the veins remaining green). The video that we present demonstrates a method for performing aphid microinjection on insects that do not vector PLVR viruses and tests whether the gut is preventing viral transmission.
The video that we present demonstrates a method for performing Aphid microinjection on insects that do not vector PLVR viruses and tests whether the gut or salivary gland is preventing viral transmission.

Aphids are effective transmitters of plant viruses. Aphid microinjection of virus, the procedure we will show you today, is a technique allowing researchers to inject virus directly into the hemocoel of the aphid, bypassing the gut, one of the 2 major barriers for virus transmission in a circulative manner. The same technique is also used to inject dsRNA for RNAi.

Test de la barrières physiologiques à la transmission virale chez les pucerons avec microinjection

Potato loafroll virus (PLRV), from the family Luteoviridae infects solanaceous plants. It is transmitted by aphids, primarily, the green peach aphid. When ...

Recherche

Biologie

Testing Nicotine Tolerance in Aphids Using an Artificial Diet Experiment

Plants may upregulate the production of many different seconday metabolites in response to insect feeding. One of these metabolites, nicotine, is well know to have insecticidal properties. One response of tobacco plants to herbivory, or being gnawed upon by insects, is to increase the production of this neurotoxic alkaloid. Here, we will demonstrate how to set up an experiment to address this question of whether a tobacco-adapted strain of the green peach aphid, Myzus persicae, can tolerate higher levels of nicotine than the a strain of this insect that does not infest tobacco in the field.

In this video and assay is demonstrated that tests the tolerance of nicotine to two types of aphids one that infests tobacco plants in the field and one that does not.

Vérification de la tolérance à la nicotine chez les pucerons Utiliser une alimentation artificielle Experiment

Plants may upregulate the production of many different seconday metabolites in response to insect feeding. One of these metabolites, nicotine, is well ...

Virus-induced Gene Silencing (VIGS) in Nicotiana benthamiana and Tomato

RNA interference (RNAi) is a highly specific gene-silencing phenomenon triggered by dsRNA1. This silencing mechanism uses two major classes of RNA regulators: microRNAs, which are produced from non-protein coding genes and short interfering RNAs (siRNAs). Plants use RNAi to control transposons and to exert tight control over developmental processes such as flower organ formation and leaf development2,3,4. Plants also use RNAi to defend themselves against infection by viruses. Consequently, many viruses have evolved suppressors of gene silencing to allow their successful colonization of their host5.
Virus-induced gene silencing (VIGS) is a method that takes advantage of the plant RNAi-mediated antiviral defense mechanism. In plants infected with unmodified viruses the mechanism is specifically targeted against the viral genome. However, with virus vectors carrying sequences derived from host genes, the process can be additionally targeted against the corresponding host mRNAs. VIGS has been adapted for high-throughput functional genomics in plants by using the plant pathogen Agrobacterium tumefaciens to deliver, via its Ti plasmid, a recombinant virus carrying the entire or part of the gene sequence targeted for silencing. Systemic virus spread and the endogenous plant RNAi machinery take care of the rest. dsRNAs corresponding to the target gene are produced and then cleaved by the ribonuclease Dicer into siRNAs of 21 to 24 nucleotides in length. These siRNAs ultimately guide the RNA-induced silencing complex (RISC) to degrade the target transcript2.
Different vectors have been employed in VIGS and one of the most frequently used is based on tobacco rattle virus (TRV). TRV is a bipartite virus and, as such, two different A. tumefaciens strains are used for VIGS. One carries pTRV1, which encodes the replication and movement viral functions while the other, pTRV2, harbors the coat protein and the sequence used for VIGS6,7. Inoculation of Nicotiana benthamiana and tomato seedlings with a mixture of both strains results in gene silencing. Silencing of the endogenous phytoene desaturase (PDS) gene, which causes photobleaching, is used as a control for VIGS efficiency. It should be noted, however, that silencing in tomato is usually less efficient than in N. benthamiana. RNA transcript abundance of the gene of interest should always be measured to ensure that the target gene has efficiently been down-regulated. Nevertheless, heterologous gene sequences from N. benthamiana can be used to silence their respective orthologs in tomato and vice versa8.

Virus-induced Gene Silencing VIGS in Nicotiana benthamiana and Tomato

Description of a virus-induced gene silencing (VIGS) method for knock-down of gene expression in Nicotiana benthamiana and tomato.

Induite par le virus Gene Silencing (VIGS) dans Nicotiana benthamiana Et aux tomates

RNA interference (RNAi) is a highly specific gene-silencing phenomenon triggered by dsRNA1. This silencing mechanism uses two major classes of RNA ...

Fruit Volatile Analysis Using an Electronic Nose

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit aroma. Maturity at harvest is one of the key factors influencing the flavor quality of fruits and vegetables1. The validation of robust methods that rapidly assess fruit maturity and aroma quality would allow improved management of advanced breeding programs, production practices and postharvest handling. 
Over the last three decades, much research has been conducted to develop so-called electronic noses, which are devices able to rapidly detect odors and flavors2-4. Currently there are several commercially available electronic noses able to perform volatile analysis, based on different technologies. The electronic nose used in our work (zNose, EST, Newbury Park, CA, USA), consists of ultra-fast gas chromatography coupled with a surface acoustic wave sensor (UFGC-SAW). This technology has already been tested for its ability to monitor quality of various commodities, including detection of deterioration in apple5; ripeness and rot evaluation in mango6; aroma profiling of thymus species7; C6 volatile compounds in grape berries8; characterization of vegetable oil9 and detection of adulterants in virgin coconut oil10. 
This system can perform the three major steps of aroma analysis: headspace sampling, separation of volatile compounds, and detection. In about one minute, the output, a chromatogram, is produced and, after a purging cycle, the instrument is ready for further analysis. The results obtained with the zNose can be compared to those of other gas-chromatographic systems by calculation of Kovats Indices (KI). Once the instrument has been tuned with an alkane standard solution, the retention times are automatically converted into KIs. However, slight changes in temperature and flow rate are expected to occur over time, causing retention times to drift. Also, depending on the polarity of the column stationary phase, the reproducibility of KI calculations can vary by several index units11. A series of programs and graphical interfaces were therefore developed to compare calculated KIs among samples in a semi-automated fashion. These programs reduce the time required for chromatogram analysis of large data sets and minimize the potential for misinterpretation of the data when chromatograms are not perfectly aligned.
We present a method for rapid volatile compound analysis in fruit. Sample preparation, data acquisition and handling procedures are also discussed.

A rapid method for volatile compound analysis in fruit is described. The volatile compounds present in the headspace of a homogenate of the sample are rapidly separated and detected with ultra-fast gas chromatography (GC) coupled with a surface acoustic wave (SAW) sensor. A procedure for data handling and analysis is also discussed.

Analyse de fruits instable avec un nez électronique

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit ...

Glycan Profiling of Plant Cell Wall Polymers using Microarrays

Plant cell walls are complex matrixes of heterogeneous glycans which play an important role in the physiology and development of plants and provide the raw materials for human societies (e.g. wood, paper, textile and biofuel industries)1,2. However, understanding the biosynthesis and function of these components remains challenging.
Cell wall glycans are chemically and conformationally diverse due to the complexity of their building blocks, the glycosyl residues. These form linkages at multiple positions and differ in ring structure, isomeric or anomeric configuration, and in addition, are substituted with an array of non-sugar residues. Glycan composition varies in different cell and/or tissue types or even sub-domains of a single cell wall3. Furthermore, their composition is also modified during development1, or in response to environmental cues4.
In excess of 2,000 genes have Plant cell walls are complex matrixes of heterogeneous glycans been predicted to be involved in cell wall glycan biosynthesis and modification in Arabidopsis5. However, relatively few of the biosynthetic genes have been functionally characterized 4,5. Reverse genetics approaches are difficult because the genes are often differentially expressed, often at low levels, between cell types6. Also, mutant studies are often hindered by gene redundancy or compensatory mechanisms to ensure appropriate cell wall function is maintained7. Thus novel approaches are needed to rapidly characterise the diverse range of glycan structures and to facilitate functional genomics approaches to understanding cell wall biosynthesis and modification.
Monoclonal antibodies (mAbs)8,9 have emerged as an important tool for determining glycan structure and distribution in plants. These recognise distinct epitopes present within major classes of plant cell wall glycans, including pectins, xyloglucans, xylans, mannans, glucans and arabinogalactans. Recently their use has been extended to large-scale screening experiments to determine the relative abundance of glycans in a broad range of plant and tissue types simultaneously9,10,11.
Here we present a microarray-based glycan screening method called Comprehensive Microarray Polymer Profiling (CoMPP) (Figures 1 &amp; 2)10,11 that enables multiple samples (100 sec) to be screened using a miniaturised microarray platform with reduced reagent and sample volumes. The spot signals on the microarray can be formally quantified to give semi-quantitative data about glycan epitope occurrence. This approach is well suited to tracking glycan changes in complex biological systems12 and providing a global overview of cell wall composition particularly when prior knowledge of this is unavailable.

A technique called Comprehensive Microarray Polymer Profiling (CoMPP) for the characterisation of plant cell wall glycans is described. This method combines the specificity of monoclonal antibodies directed to defined glycan-epitopes with a miniature microarray analytical platform allowing screening of glycan occurrence in a broad range of biological contexts.

Profilage Glycan des polymères végétaux de la paroi cellulaire en utilisant Microarrays

Plant cell walls are complex matrixes of heterogeneous glycans which play an important role in the physiology and development of plants and provide the ...

High-throughput Titration of Luciferase-expressing Recombinant Viruses

Standard plaque assays to determine infectious viral titers can be time consuming, are not amenable to a high volume of samples, and cannot be done with viruses that do not form plaques. As an alternative to plaque assays, we have developed a high-throughput titration method that allows for the simultaneous titration of a high volume of samples in a single day. This approach involves infection of the samples with a Firefly luciferase tagged virus, transfer of the infected samples onto an appropriate permissive cell line, subsequent addition of luciferin, reading of plates in order to obtain luminescence readings, and finally the conversion from luminescence to viral titers. The assessment of cytotoxicity using a metabolic viability dye can be easily incorporated in the workflow in parallel and provide valuable information in the context of a drug screen. This technique provides a reliable, high-throughput method to determine viral titers as an alternative to a standard plaque assay.

This article presents a high-throughput luciferase expression-based method of titrating various RNA and DNA viruses using automated and manual liquid handlers.

Le titrage à haut débit de la luciférase-virus recombinants exprimant

Standard plaque assays to determine infectious viral titers can be time consuming, are not amenable to a high volume of samples, and cannot be done with ...

A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes

The Anopheles gambiae species complex includes the major malaria transmitting mosquitoes in Africa. Because these species are of such medical importance, several traits are typically characterized using molecular assays to aid in epidemiological studies. These traits include species identification, insecticide resistance, parasite infection status, and host preference. Since populations of the Anopheles gambiae complex are morphologically indistinguishable, a polymerase chain reaction (PCR) is traditionally used to identify species. Once the species is known, several downstream assays are routinely performed to elucidate further characteristics. For instance, mutations known as KDR in a para gene confer resistance against DDT and pyrethroid insecticides. Additionally, enzyme-linked immunosorbent assays (ELISAs) or Plasmodium parasite DNA detection PCR assays are used to detect parasites present in mosquito tissues. Lastly, a combination of PCR and restriction enzyme digests can be used to elucidate host preference (e.g., human vs. animal blood) by screening the mosquito bloodmeal for host-specific DNA. We have developed a multi-detection assay (MDA) that combines all of the aforementioned assays into a single multiplex reaction genotyping 33SNPs for 96 or 384 samples at a time. Because the MDA includes multiple markers for species, Plasmodium detection, and host blood identification, the likelihood of generating false positives or negatives is greatly reduced from previous assays that include only one marker per trait. This robust and simple assay can detect these key mosquito traits cost-effectively and in a fraction of the time of existing assays.

Malaria transmitting mosquitoes have a number of epidemiologically important characteristics that can only be detected using molecular techniques. Utilizing a MALDI-TOF based SNP genotyping platform, we developed an assay for simultaneously detecting multiple key traits (species, insecticide resistance, parasite infection and host choice) of malaria vectors.

Un dosage multi-détection pour moustiques vecteurs du paludisme

The Anopheles gambiae species complex includes the major malaria transmitting mosquitoes in Africa. Because these species are of such medical importance, ...

High-throughput CRISPR Vector Construction and Characterization of DNA Modifications by Generation of Tomato Hairy Roots

Targeted DNA mutations generated by vectors with clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/Cas9 technology have proven useful for functional genomics studies. While most cloning strategies are simple to perform, they generally use multiple steps and can require several days to generate the ultimate constructs. The method presented here is based on DNA assembly and can produce fully functional CRISPR vectors in a single cloning reaction. Vector construction can also be pooled, further increasing the efficiency and utility of the process. A modification of the method is used to create CRISPR vectors with multiple gene targets. CRISPR vectors are then transformed into tomato hairy roots to generate transgenic materials with targeted DNA modifications. Hairy roots are a useful system for testing vector functionality as they are technically simple to generate and amenable to large-scale production. The methods presented here will have wide application as they can be used to generate a variety of CRISPR vectors and be used in a wide range of plant species.

Using DNA assembly, multiple CRISPR vectors can be constructed in parallel in a single cloning reaction, making the construction of large numbers of CRISPR vectors a simple task. Tomato hairy roots are an excellent model system to validate CRISPR vectors and generate mutant materials.

Haut-débit CRISPR Vector Construction et caractérisation de l&#39;ADN Modifications par génération de tomate Poilu Roots

Targeted DNA mutations generated by vectors with clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/Cas9 technology have proven useful for ...

Forward Genetic Screen Using Transgenic Calcium Reporter Aequorin to Identify Novel Targets in Calcium Signaling

Forward genetic screens have been important tools in the unbiased identification of genetic components involved in several biological pathways. The basis of the screen is to generate a mutant population that can be screened with a phenotype of interest. EMS (ethyl methane sulfonate) is a commonly used alkylating agent for inducing random mutation in a classical forward genetic screen to identify multiple genes involved in any given process. Cytosolic calcium (Ca2+) elevation is a key early signaling pathway that is activated upon stress perception. However the identity of receptors, channels, pumps and transporters of Ca2+ is still elusive in many study systems. Aequorin is a cellular calcium reporter protein isolated from Aequorea victoria and stably expressed in Arabidopsis. Exploiting this, we designed a forward genetic screen in which we EMS-mutagenized the aequorin transgenic. The seeds from the mutant plants were collected (M1) and screening for the phenotype of interest was carried out in the segregating (M2) population. Using a 96-well high-throughput Ca2+ measurement protocol, several novel mutants can be identified that have a varying calcium response and are measured in real time. The mutants with the phenotype of interest are rescued and propagated till a homozygous mutant plant population is obtained. This protocol provides a method for forward genetic screens in Ca2+ reporter background and identify novel Ca2+ regulated targets.

A forward genetic screen based on Ca2+ elevation as a read-out leads to identification of genetic components involved in calcium dependent signaling pathways in plants.

Écran génétique avancé utilisant l’aequorin de journaliste transgénique de calcium pour identifier de nouvelles cibles dans la signalisation de calcium

Forward genetic screens have been important tools in the unbiased identification of genetic components involved in several biological pathways. The basis ...

High-Throughput Analysis of Non-Photochemical Quenching in Crops Using Pulse Amplitude Modulated Chlorophyll Fluorometry

Photosynthesis is not optimized in modern crop varieties, and therefore provides an opportunity for improvement. Speeding up the relaxation of non-photochemical quenching (NPQ) has proven to be an effective strategy to increase photosynthetic performance. However, the potential to breed for improved NPQ and a complete understanding of the genetic basis of NPQ relaxation is lacking due to limitations of oversampling and data collection from field-grown crop plants. Building on previous reports, we present a high-throughput assay for analysis of NPQ relaxation rates in Glycine max (soybean) using pulse amplitude modulated (PAM) chlorophyll fluorometry. Leaf disks are sampled from field-grown soybeans before transportation to a laboratory where NPQ relaxation is measured in a closed PAM-fluorometer. NPQ relaxation parameters are calculated by fitting a bi-exponential function to the measured NPQ values following a transition from high to low light. Using this method, it is possible to test hundreds of genotypes within a day. The procedure has the potential to screen mutant and diversity panels for variation in NPQ relaxation, and can therefore be applied to both fundamental and applied research questions.

The protocol introduces a high-throughput method for measuring the relaxation of non-photochemical quenching by pulse amplitude modulated chlorophyll fluorometry. The method is applied to field-grown Glycine max and can be adapted to other species to screen for genetic diversity or breeding populations.