Nous sommes particulièrement redevables aux patients du Centre médical de l’Université Vanderbilt qui ont fourni du matériel de recherche inestimable pour la Banque de tissus neurochirurgicaux moléculaires. Nous remercions ceux qui ont établi et maintenu la Banque de tissus, Reid C. Thompson MD (chercheur principal), Cherryl Kinnard INF (infirmière de recherche) et Larry A. Pierce MS (gestionnaire). Les services histologiques ont été effectués, en partie, par la ressource partagée en pathologie translationnelle du Centre médical de l’Université Vanderbilt (VUMC) (soutenue par le prix 5P30 CA068485 au Centre de cancérologie Vanderbilt-Ingram). Ce travail a été soutenu par des subventions à MKC du NINDS (1R21NS070139), du Burroughs Wellcome Fund et des fonds de développement VMC. MKC est appuyé par le ministère des Anciens Combattants, l’Administration de la santé des anciens combattants, le Bureau de la recherche et du développement, la recherche et le développement en laboratoire biomédical au moyen de la subvention 1 I01 BX000744-01. Le contenu ne représente pas les points de vue du ministère des Anciens Combattants ou du gouvernement des États-Unis.

1. Préparation de la suspension de cellules tumorales
Remarque : Des approbations institutionnelles appropriées pour l’utilisation du matériel patient et des animaux sont requises pour établir et maintenir des xénogreffes orthotopiques primaires de gliome. Au Centre médical de l’Université Vanderbilt, le matériel tumoral réséqué qui est supérieur à celui requis à des fins diagnostiques est recueilli avec le consentement du patient pour un dépôt de tissus de recherche. Les échantillons sont étiquetés avec un numéro de base de données REDcap à 5 chiffres randomisé et tous les identificateurs spécifiques au patient sont retirés. La base de données REDcap contient des données cliniques dépersonnales pour chaque échantillon dans le dépôt de tissus qui comprennent le sexe, l’âge (en années), la race, l’état de survie, la pathologie, les traitements du cancer, l’année de résection et le temps de progression. Pour maintenir la stérilité et optimiser le succès de la méthode de xénogreffe primaire, tous les réactifs, les instruments chirurgicaux autoclavés à la vapeur et le site chirurgical doivent être assemblés ou préparés à l’avance.
Remarque : Les spécimens de gliome contiennent souvent de grandes quantités de myéline et de débris. Selon la taille de l’échantillon, il peut être nécessaire d’utiliser plus de 4 tubes à gradient discontinu pour éliminer suffisamment la myéline et les débris.
Remarque : Le processus est terminé lorsqu’il ne reste pas, ou peu, de tissu non dissocié clairement visible. Évitez l’introduction de bulles pendant le processus de trituration.
Remarque : La viabilité cellulaire après dissociation est généralement de >90%. Des capacités plus faibles peuvent refléter de nombreuses variables, y compris la manipulation sous-optimale des tissus ou le temps de transport de la salle d’opération, la méthode de cryoconservation ou la technique de dissociation des papaïnes. Des capacités cellulaires plus faibles peuvent encore être adéquates, cependant, tant qu’un nombre suffisant de viables peut être transplanté dans le volume approprié. Pour chaque souris, 50 000 à 200 000 cellules viables sont implantées en volume de 2 μl. En raison de l’extrémité biseautée de l’aiguille de la seringue, une suspension cellulaire supplémentaire de 5 μl doit être incluse dans le volume final pour s’assurer qu’un matériau adéquat peut être aspiré dans la seringue pour chaque injection. Par exemple, pour injecter 2 μl/souris pour 5 souris, le volume final doit être de 15 μl (15 μl = (5 x 2 μl) + 5 μl).
<ol><li>Placer le matériel du patient fraîchement réséqué et dépersonnalisé dans un contenant stérile et recouvert sur de la glace pour le transport au laboratoire. Traiter l’échantillon directement pour la transplantation ou cryoconserver l’échantillon dans de l’azote liquide (voir ci-dessous) pour le stockage dans l’azote liquide et l’utilisation ultérieure.</li>
	<li>Préparer les solutions de dissociation de la papaïne (solution de papaïne, solution d’inhibiteur de lavage/protéase et solution de gradient discontinu) dans une hotte stérile avec les composants du kit et les instructions fournies par le fabricant. Étiqueter les tubes coniques stériles en polystyrène de 15 ml et répartir les solutions comme suit:<ul>
<li>Tube 1: 5 ml de solution de papaïne</li>
			<li>Tube 2 : 3 ml de solution d’inhibiteur de lavage/protéase</li>
			<li>Tubes 3-6: 5 ml chacun de solution de gradient discontinu</li>
		</ul>
</li>
	<li>Placer l’échantillon de gliome dans le tube 1 avec 5 ml de solution de papaïne et triturer avec une pipette de 5 ml sur une période de temps de 10 à 20 minutes.</li>
	<li>Pipetter le matériau de haut en bas 10 fois, puis incuber le matériau pendant 2-3 min à température ambiante avant de commencer le prochain cycle de trituration.</li>
	<li>Placer la pointe de la pipette de 5 ml plus près du fond du tube conique à chaque cycle de trituration de telle sorte que la pointe touche le fond du tube pendant les 2 derniers cycles.</li>
	<li>Centrifuger à 300 x g pendant 5 min à température ambiante. Retirez le surnageant et pipettez le culot de haut en bas 10x dans 3 ml de la solution inhibitrice de lavage/protéase.</li>
	<li>Superposez soigneusement un volume égal de la suspension sur chacune des solutions de gradient discontinues de 5 ml (tubes 3-6), avec un pipettor réglé à la vitesse de distribution « gravitaire ».</li>
	<li>Placez les tubes dans une centrifugeuse équipée d’un rotor à godets oscillants, la vitesse d’accélération étant réduite au réglage le plus bas et le frein éteint. Centrifuger à 76 x g pendant 12 min à température ambiante. Lorsque le frein est éteint, la centrifugation est généralement terminée après 20 min.</li>
	<li>Retirez le surnageant, ressuscitez et combinez chaque pastille dans 5 ml de solution saline équilibrée stérile et placez les cellules sur de la glace.</li>
	<li>Retirer une partie (10-100 μl) de la suspension cellulaire et déterminer la densité des cellules viables par exclusion bleue trypan avec un hémocytomètre.</li>
	<li>Centrifuger à 300 x g pendant 5 min. Retirez le surnageant et ressuscitez la pastille cellulaire à une densité de 25 000 à 125 000 cellules viables par μl.</li>
	<li>Transférer un volume adéquat de la suspension cellulaire dans un tube de microcentrifugation de 200 μl (tube PCR) et placer sur de la glace.</li>
</ol>2. Préparation du site chirurgical et des instruments
Remarque : Des gants chirurgicaux stériles sont portés pendant la procédure. Selon les exigences de chaque établissement, des blouses chirurgicales, des casquettes et des protecteurs faciens peuvent être requis.
<ol><li>Préparez une paillasse désinfectée pour la chirurgie des rongeurs avec des zones adjacentes séparées pour la préparation des animaux, le champ d’opération et la récupération des animaux.</li>
	<li>Stériliser les instruments chirurgicaux dans un autoclave à vapeur. Par la suite, utilisez un stérilisateur de perles chaudes pour stériliser les instruments lors de la transition d’un animal à l’autre.</li>
</ol>3. Induction, anesthésie et analgésie
Remarque : Les chirurgies dépassant 15 min à partir du moment où les souris sont anesthésiées nécessitent une source de chaleur de contact. Pour prévenir l’hypothermie, les souris reçoivent une source de chaleur (couverture d’eau chaude circulante) pendant les périodes pré- et post-opératoires. 
<ol><li>Préparer le cocktail kétamine/xylazine pour l’anesthésie par induction de sorte que chaque souris reçoive 100 mg/kg de kétamine et 10 mg/kg de xylazine en injectant 10 μl du cocktail par gramme de poids corporel.</li>
	<li>
Tableau 1. Cocktail d’anesthésie.
		<table><tbody>
<tr>
<td rowspan="2"></td>
					<td rowspan="2">Concentration des stocks</td>
					<td colspan="3">Volume à préparer </td>
				</tr>
<tr>
<td>une souris</td>
					<td>cinq souris</td>
					<td>dix souris</td>
				</tr>
<tr>
<td>kétamine</td>
					<td>100 mg/ml</td>
					<td>25 μl</td>
					<td>125 μl</td>
					<td>250 μl</td>
				</tr>
<tr>
<td>Xylazine</td>
					<td>100 mg/ml</td>
					<td>2,5 μl</td>
					<td>12,5 μl</td>
					<td>25 μl</td>
				</tr>
<tr>
<td>Solution saline isotonique</td>
					<td></td>
					<td>223 μl</td>
					<td>1 113 μl</td>
					<td>2 225 μl</td>
				</tr>
<tr>
<td colspan="2">total</td>
					<td>250 ul</td>
					<td>1 250 μl</td>
					<td>2 500 μl</td>
				</tr>
</tbody></table>
</li>
	<li>Préparer la solution de kétoprofène pour l’analgésie en diluant la solution mère (10 mg/ml) 1:20 dans de l’eau stérile et sans pyogène de sorte que chaque souris reçoive une dose de 5 mg/kg en injectant 10 μl de la solution par gramme de poids corporel.</li>
	<li>Peser et enregistrer le poids préchirurgical. Le poids individuel de la souris varie, mais varie généralement de 18 à 22 g.</li>
	<li>Injecter 10 μl du cocktail kétamine/xylazine par gramme de poids corporel de la souris dans l’espace intrapéritonéal à l’utilisation d’une seringue à insuline. Par exemple, injectez 200 μl pour une souris de 20 g.</li>
	<li>Déterminez si la souris est complètement anesthésiée par pincement de la patte postérieure. Il faut généralement 3 à 5 minutes pour que la souris ne se retire plus du pincement.</li>
	<li>Injecter 10 μl de la solution de kétoprofène par gramme de poids corporel de souris par voie sous-cutanée dans la peau lâche du flanc à l’utilisation d’une seringue à insuline. Par exemple, injectez 200 μl pour une souris de 20 g.</li>
	<li>Rasez les cheveux sur le crâne avec des tondeuses, frottez le cuir chevelu exposé avec de la povidone-iode à l’aide d’un applicateur de pointe de coton, puis essuyez un tampon d’alcool. Répétez ces étapes, gommage povidone-iode et lingette à l’alcool, deux fois de plus.</li>
	<li>Appliquez une pommade ophtalmique sur les yeux de la souris.</li>
	<li>Faites une incision médiane de 1 cm s’étendant de derrière les oreilles jusqu’à juste devant les yeux avec une lame de scalpel stérile.</li>
	<li>Placez la souris sous une portée de dissection et exposez le crâne pour identifier les lignes de suture. À l’aide de mouvements circulaires avec une perceuse, centrez un trou de bavure de 2,5 mm latéralement au bregma et de 1 mm postérieur à la suture coronale.</li>
</ol>4. Transplantation intracrânienne
Remarque : Des volumes d’injection supérieurs à 2,5 μl peuvent être mortels pour les souris.
<ol><li>Placez la souris sur un cadre stéréotaxique en accrochant les incisives supérieures sur la barre d’incisives et en appliquant la pince nasale de sorte que le crâne soit fermement maintenu en position neutre.</li>
	<li>Aspirer 5 à 10 μl des cellules d’un tube à microcentrifugation plusieurs fois dans une seringue Hamilton de 10 μl serrée dans le porte-sonde du manipulateur stéréotaxique pour mélanger la suspension et éliminer les bulles. Pressez le piston de sorte que la seringue soit chargée de 2 μl (le volume adéquat pour injecter un animal).</li>
	<li>Tirez le bord latéral de l’incision de la peau pour exposer le trou de bavure et, avec le micromanipulateur, introduisez l’aiguille dans le trou de bavure de sorte que la partie biseautée soit juste en dessous de la surface du crâne.<ol>
<li>Avancez l’aiguille de 3 mm, puis retirez l’aiguille de 0,5 mm pour créer un espace d’injection.</li>
			<li>Avancez lentement le piston sur 30 secondes, puis laissez l’aiguille rester dans le cerveau pendant 2 minutes supplémentaires. Retirer l’aiguille progressivement en montant 0,5 mm et en attendant 30 secondes supplémentaires avant de retirer l’aiguille du cerveau.</li>
		</ol>
</li>
	<li>Retirez la souris du cadre stéréotaxique et fermez la plaie à l’arme d’un autoclip.</li>
	<li>Placez la souris sur un coussin chauffant pour maintenir la température corporelle et surveillez en permanence le motif respiratoire et la couleur des muqueuses et des tissus exposés (plante des pieds).</li>
	<li>Placez la souris dans une cage de microisolateur stérile une fois qu’elle se remet complètement de l’anesthésie (sternale et ambulatoire) et retournez-la à l’installation d’hébergement pour animaux.</li>
</ol>5. Soins et observation des animaux post-implantation
Remarque : L’indication la plus fiable de la greffe de tumeur et de la croissance infiltrative est une perte de poids progressive et soutenue accompagnée du développement d’une posture voûtée et d’un pelage rugueux. Aux occasions rares, des déficits neurologiques sont notés qui incluent l’ataxie, la parésie, et les saisies. Les xénogreffes primaires orthotopiques sont fortement invasives et se développent sur une longue période de temps. Les souris manifestent généralement des symptômes de croissance tumorale 3 à 6 mois après la transplantation.
<ol><li>Observez quotidiennement des souris avec des xénogreffes orthotopiques pour la prise de nourriture et d’eau, le comportement, le toilettage et les signes d’infection au site d’incision.</li>
	<li>Administrer du kétoprofène (5 mg/kg par voie sous-cutanée, 1 à 2x par jour) si de la douleur ou de la détresse est observée postopératoirement.</li>
	<li>Retirer les autoclips 8-10 jours après la chirurgie.</li>
	<li>Peser les souris chaque semaine.</li>
	<li>Surveiller les signes et les symptômes de la greffe de tumeur.</li>
</ol>6. Récolte tumorale
Remarque : Par cette méthode, la première tranche coronale (#1) contient l’aspect postérieur des bulbes olfactifs et l’aspect antérieur des lobes frontaux. La tumeur greffée est la plus abondante dans le bon hémisphère des 3 tranches coronales suivantes (tranche #2, #3, et #4) et la vue d’injection est par habitude contenue dans la tranche coronale #3. Selon les besoins expérimentaux, le matériel peut être utilisé pour le passage de tumeur, les sections congelées de tissu, les sections de tissu incorporées de paraffine fixe de fortérine, la cytométrie de flux de tissu dissocié, la culture cellulaire ou les lysats pour l’ADN, l’ARN, ou l’analyse de protéine. Des parties de la tumeur peuvent cryopreserved pour de futurs besoins avec la viabilité de cellules s’étendant de de 80-95%.
<ol><li>Euthanasier des souris par une exposition prolongée au dioxyde de carbone suivie d’une luxation cervicale.</li>
	<li>Décapitez les souris euthanasiées à la base du cerveau (niveau de foramen magnum) avec une plus grande paire de ciseaux chirurgicaux, et tirez la peau de l’incision vers l’avant pour exposer complètement le crâne.</li>
	<li>Retirez le cerveau.<ol>
<li>Insérez une pointe de paire de ciseaux chirurgicaux fins dans l’aspect latéral du magnum de foramen au niveau du méat auditif externe gauche pour couper l’os occipital le long du côté gauche du crâne. Effectuez la même coupe sur le côté droit.</li>
			<li>Couper l’os occipital le long d’un plan coronal d’un méat auditif externe à l’autre et enlever l’os pour exposer le cervelet.</li>
			<li>Couper les plaques osseuses nasales entre les yeux.</li>
			<li>Couper la suture sagittale en coupant postérieurement le long de la suture sagittale des plaques osseuses nasales au bregma. Accomplissez l’incision de midline le long de la suture sagittale en coupant antérieur du lambda au bregma.</li>
			<li>Insérez soigneusement la pointe d’une fine paire de pinces le long de l’ouverture sagittale de chaque côté pour déchirer toute adhérence dural du crâne au cerveau, puis épluchez les deux moitiés du crâne latéralement pour exposer le cerveau et les bulbes olfactifs dorsalement.</li>
			<li>Faites glisser la pince entre l’aspect ventral des bulbes olfactifs et le crâne pour libérer toute adhérence.</li>
			<li>Inclinez le crâne vers l’arrière pour permettre au cerveau d’être rétracté afin que l’optique et les autres nerfs crâniens soient exposés. Sectionz les nerfs crâniens pour libérer le cerveau dans un plat contenant du PBS stérile.</li>
		</ol>
</li>
	<li>Transférer le cerveau avec une spatule de pesée dans une trancheuse matricielle et générer des tranches coronales de 2 mm avec des lames de rasoir.</li>
	<li>Disposer les tranches coronales dans un plat contenant du PBS stérile pour une inspection visuelle plus approfondie et un traitement plus poussé des tissus.</li>
</ol>7. Cryoconservation tumorale
<ol><li>Préparer une solution mère de milieu de cryoconservation.<ol>
<li>Ajouter 50 ml de supplément de prolifération, 5 ml de solution de pénicilline et de streptomycine 100x et 450 μl d’héparine à 0,2 % à 450 ml de milieu basal.</li>
			<li>Conserver la solution mère à 4 °C à l’abri de la lumière.</li>
		</ol>
</li>
	<li>Préparer une solution de travail du milieu de cryoconservation.<ol>
<li>Mélanger 47,5 ml de milieu de cryoconservation et 2,5 ml de DMSO stérile dans un tube conique en polypropylène de 50 ml et bien mélanger.</li>
			<li>Aliquote 1,0 ml de solution de travail à chaque cryovial et conserver à 4 °C à l’abri de la lumière.</li>
		</ol>
</li>
	<li>Placez une tranche coronale de 2 mm de cerveau xénogreffe dans un milieu de cryoconservation cryovial sur de la glace.</li>
	<li>Bien casser le flacon et le placer dans un récipient de congélation à -80 °C. Transférer le cryovial le lendemain dans un réservoir d’azote liquide pour un stockage plus long.</li>
</ol>

<ol>
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E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cyclopamine-mediated+hedgehog+pathway+inhibition+depletes+stem-like+cancer+cells+in+glioblastoma.">Cyclopamine-mediated hedgehog pathway inhibition depletes stem-like cancer cells in glioblastoma.</a> Stem Cells. 25, 2524-2533 (2007).</li><li>Ehtesham, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ligand-dependent+activation+of+the+hedgehog+pathway+in+glioma+progenitor+cells.">Ligand-dependent activation of the hedgehog pathway in glioma progenitor cells.</a> Oncogene. 26, 5752-5761 (2007).</li><li>Kelly, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oligodendroglioma+cell+lines+containing+t(1;19)(q10;p10.">Oligodendroglioma cell lines containing t(1;19)(q10;p10.</a> Neuro-oncology. 12, 745-755 (2010).</li><li>Quintana, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+tumour+formation+by+single+human+melanoma+cells.">Efficient tumour formation by single human melanoma cells.</a> Nature. 456, 593-598 (2008).</li><li>Shultz, L. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+lymphoid+and+myeloid+cell+development+in+NOD/LtSz-scid+IL2R+gamma+null+mice+engrafted+with+mobilized+human+hemopoietic+stem+cells.">Human lymphoid and myeloid cell development in NOD/LtSz-scid IL2R gamma null mice engrafted with mobilized human hemopoietic stem cells.</a> J. Immunol. 174, 6477-6489 (2005).</li><li>Singh, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+human+brain+tumour+initiating+cells.">Identification of human brain tumour initiating cells.</a> Nature. 432, 396-401 (2004).</li></ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Les lignées cellulaires cultivées, les xénogreffes et les souris génétiquement modifiées sont les méthodes les plus courantes de modélisation des gliomes, et il existe des avantages et des limites distincts pour chaque système modèle3,13,14. Les avantages pertinents des xénogreffes orthotopiques primaires de glioma incluent la croissance infiltrative qui caractérise des gliomas diffus et la conservation des changements génétiques et des mécanismes de signalisation importants qui peuvent être ex...

Les gliomes malins sont des tumeurs gliales primaires du système nerveux central qui se produisent dans le cerveau et parfois dans la moelle épinière. Les gliomes sont classés par l’Organisation mondiale de la santé (OMS) en fonction de leur ressemblance histologique avec les astrocytes, les oligodendrocytes ou les cellules épendymaires, puis classés numériquement (I à IV) pour les caractéristiques pathologiques de la malignité. Les sous-types histologiques les plus communs sont les astrocytomas, les oligodendrogliomas et les oligoastrocytomas mélangés. Les gliomes malins englobant les grades II à IV de l’OMS sont caractérisés par une croissance et une récalcitrance invasives aux thérapies actuelles. Chaque année aux États-Unis, environ 15 750 personnes reçoivent un diagnostic de gliome malin et environ 12 740 patients succombent à cette maladie. Ces statistiques mettent en évidence la nature particulièrement mortelle des gliomas malins et le besoin important d’efficacité thérapeutique augmentée.
Les modèles de cancer sont essentiels pour étudier la biologie et les thérapies de tumeur. Les lignées cellulaires cancéreuses humaines représentent une première étape importante pour les manipulations in vitro et les études de xénorografting in vivo (xénogreffes secondaires)1. Cependant, les cultures de cellules cancéreuses standard subissent une transformation phénotypique et génotypique2-4 qui peut ne pas être restaurée dans les xénogreffes secondaires5. En outre, les altérations génétiques telles que les mutations de l’isocitrate déshydrogénase(IDH)6,les populations distinctes de cellules souches7 et la dépendance aux voies de signalisation clés8 peuvent être perdues dans les cultures de cellules cancéreuses. Les profils génomiques peuvent être maintenus dans une meilleure mesure dans la culture de la sphère cancéreuse, bien qu’ils ne reflètent toujours pas pleinement le génotype des tumeurs primaires2,3. La transplantation orthotopique directe annule les influences de la culture in vitro, fournit un microenvironnement approprié et préserve l’intégrité des cellules tumorales9,10. Par conséquent, les xénogreffes primaires représentent un modèle préclinique puissant et pertinent pour tester rigoureusement des agents ciblés afin d’aider à la conception rationnelle des futurs essais cliniques5,11,12.

<table border="1" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Phosphate buffered saline
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Life Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			14040-133
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Papain dissociation system
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Worthington Biochemical Corp.
			</td>
			<td style="width:140px;">
			LK003150
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Trypan blue solution 0.4%
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Life Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			15250061
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Ketamine HCl
			</td>
			<td rowspan="4" style="width:142px;">
			Obtained from institutional pharmacy or local veterinary supply company
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Xylazine HCl
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Ketoprofen
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Ophthalmic ointment
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Povidone-iodine
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:140px;">
			190061617
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Cryopreservation medium and proliferation supplement
			</td>
			<td style="width:142px;">
			StemCell Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			05751
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			0.2% Heparin sodium salt in PBS
			</td>
			<td style="width:142px;">
			StemCell Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			07980
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Penicillin-streptomycin
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Life Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			15140-122
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Dimethyl sulfoxide
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Sigma-Aldrich
			</td>
			<td style="width:140px;">
			D6250-5X10ML
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			NOD.Cg-Prkdcscid I/2rgtm1Wjl/SzJ mice
			</td>
			<td style="width:142px;">
			The Jackson Laboratory
			</td>
			<td style="width:140px;">
			005557
			</td>
			<td style="width:97px;">
			NSG mice
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Anti-human vimentin antibody
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Dako
			</td>
			<td style="width:140px;">
			M7020
			</td>
			<td style="width:97px;">
			Use 1:200 to 1:800
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Anti-human IDH1 R132H antibody
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Dianova
			</td>
			<td style="width:140px;">
			DIA-H09
			</td>
			<td style="width:97px;">
			Use 1:100 to 1:400
			</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>




<table border="1" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Material 
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Company
			</td>
			<td style="width:143px;">
			Catalogue Number
			</td>
			<td style="width:97px;">
			Comments
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Centrifuge with swinging bucket rotor
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:143px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Pipetter with dispensing speed control
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:143px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Disposable hemocytometer
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			22-600-100
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Sterile surgical gloves
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			11-388128
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Disposable gown
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			18-567
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Surgical mask
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			19-120-1256
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Tuberculin syringe
			</td>
			<td style="width:140px;">
			BD
			</td>
			<td style="width:143px;">
			305620
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Alcohol pads
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			22-246-073
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Portable electronic scale
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			01-919-33
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Zoom stereomicroscope
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:143px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Surgical clipper
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Stoelting
			</td>
			<td style="width:143px;">
			51465
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Scalpel handle
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			10003-12
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Scalpel blades, #10
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:143px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Stereotaxic instrument
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Stoelting
			</td>
			<td style="width:143px;">
			51730
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			High-speed drill
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Stoelting
			</td>
			<td style="width:143px;">
			51449
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">Drill bit, 0.6 mm</td>
			<td style="width:140px;">Stoelting</td>
			<td style="width:143px;">514552</td>
			<td style="width:97px;"></td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Hamilton syringe
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Hamilton
			</td>
			<td style="width:143px;">
			80336
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Autoclip, 9 mm
			</td>
			<td style="width:140px;">
			BD
			</td>
			<td style="width:143px;">
			427630
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Circulating water warming pad
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Kent Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			TP-700
			TP-1215EA
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Hot bead dry sterilizer
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Kent Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			INS300850
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Surgical scissors
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			14101-14
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Fine scissors
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			14094-11
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Spring scissors
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			15018-10
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Dumont forceps
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			11251-30
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Semimicro spatulas
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			14374
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Mouse brain slicer matrix
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Zivic Instruments
			</td>
			<td style="width:143px;">
			BSMAS002-1
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Cryogenic storage vials
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			12-567-501
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

primary orthotopic glioma xenografts recapitulate infiltrative growth and isocitrate dehydrogenase i mutation

Les gliomas malins constituent un groupe hétérogène de néoplasmes glial fortement infiltrative avec les configurations cliniques et moléculaires distinctes. Les xénogreffes orthotopic primaires récapitulent les dispositifs histopathologiques et moléculaires des sous-types malins de glioma dans les modèles animaux précliniques. Pour modéliser les gliomes malins de grade III et IV de l’OMS dans les essais de transplantation, les cellules tumorales humaines sont xénogreffes dans un site orthotopique, le cerveau, de souris immunodéprimées. Contrairement aux xénogreffes secondaires qui utilisent les cellules cultivées de tumeur, des cellules humaines de glioma sont dissociées des spécimens réséqués et transplantées sans passage antérieur dans la culture de tissu pour générer les xénogreffes primaires. Le procédé dans ce rapport détaille la préparation d’échantillon de tumeur, la transplantation intra-crânienne chez les souris immunocompromised, la surveillance pour l’engraftment de tumeur et la récolte de tumeur pour le passage suivant dans les animaux réceptifs ou l’analyse. La préparation de cellules tumorales nécessite 2 heures et la procédure chirurgicale nécessite 20 min/animal.

Les cellules de gliome dissociées sont transplantées directement dans le cerveau de souris immunodéprimées pour obtenir des lignées de xénogreffe orthotopiques primaires. Chaque échantillon tumoral se voit attribuer un numéro randomisé avant la transplantation, dans le cadre du processus de désidentification visant à supprimer les informations de santé protégées. Nous utilisons un numéro de base de données REDcap à 5 chiffres à cette fin. La figure 1 illustre le processus et la nomencla...

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Primary Orthotopic Glioma Xenografts Recapitulate Infiltrative Growth and Isocitrate Dehydrogenase I Mutation

Les gliomas malins constituent un groupe hétérogène de néoplasmes glial fortement infiltrative avec les configurations cliniques et moléculaires distinctes. Les xénogreffes orthotopic primaires récapitulent les dispositifs histopathologiques et moléculaires des sous-types malins de glioma dans les modèles animaux précliniques.

Les xénogreffes orthotopiques primaires de gliome récapitulent la croissance infiltrante et la mutation de l’isocitrate déshydrogénase I

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary ...

primary-orthotopic-glioma-xenografts-recapitulate-infiltrative-growth

Research

JoVE Journal

Medicine

7.9K vues.  Vanderbilt University Medical Center. Les gliomas malins constituent un groupe hétérogène de néoplasmes glial fortement infiltrative avec les configurations cliniques et moléculaires distinctes. Les xénogreffes orthotopic primaires récapitulent les dispositifs histopathologiques et moléculaires des sous-types malins de glioma dans les modèles animaux précliniques.

Vidéo: Primary Orthotopic Glioma Xenografts Recapitulate Infiltrative Growth and Isocitrate Dehydrogenase I Mutation

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

Un modèle orthotopique de cancer de la vessie murin

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

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Médecine

Orthotopic Small Bowel Transplantation in Rats

Small bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with short gut syndrome and failure of parenteral nutrition (irreversible intestinal failure). In specialized centers improved operative and managing strategies have led to excellent short- and intermediate term patient and graft survival while providing high quality of life 1,3. Unlike in the more common transplantation of other solid organs (i.e. heart, liver) many underlying mechanisms of graft function and immunologic alterations induced by intestinal transplantation are not entirely known6,7. Episodes of acute rejection, sepsis and chronic graft failure are the main obstacles still contributing to less favorable long term outcome and hindering a more widespread employment of the procedure despite a growing number of patients on home parenteral nutrition who would potentially benefit from such a transplant. The small intestine contains a large number of passenger leucocytes commonly referred to as part of the gut associated lymphoid system (GALT) this being part of the reason for the high immunogenity of the intestinal graft. The presence and close proximity of many commensals and pathogens in the gut explains the severity of sepsis episodes once graft mucosal integrity is compromised (for example by rejection). To advance the field of intestinal- and multiorgan transplantation more data generated from reliable and feasible animal models is needed. The model provided herein combines both reliability and feasibility once established in a standardized manner and can provide valuable insight in the underlying complex molecular, cellular and functional mechanisms that are triggered by intestinal transplantation. We have successfully used and refined the described procedure over more than 5 years in our laboratory 8-11. The JoVE video-based format is especially useful to demonstrate the complex procedure and avoid initial pitfalls for groups planning to establish an orthotopic rodent model investigating intestinal transplantation.

Small bowel transplantation has become an accepted treatment option for patients with irreversible intestinal failure. Our experimental model of orthotopic small bowel transplantation in rats serves as a reliable tool to address underlying immunologic and inflammatory processes that complicate intestinal transplantation.

Orthotopique transplantation d&#39;intestin grêle chez le rat

Small  bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with  short gut syndrome and failure of parenteral nutrition ...

Orthotopic Liver Transplantation in Rats

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat liver transplantation in 1979 by Kamada et al.3, this model has remained the gold standard despite various proposed alternative techniques4. Nevertheless, its broader use is limited by its steep learning curve5.
In this video paper, we show a simple and easy-to-establish revision of Kamada's two-cuff technique. The suprahepatic vena cava anastomosis is performed manually with a running suture, and the vena porta and infrahepatic vena cava anastomoses are performed utilizing a quick-linker cuff system6. Manufacturing the quick-linker kit is shown in a separate video paper.

We present an easy-to-establish revision of the classical two-cuff technique for orthotopic liver transplantation in rat.

Une transplantation hépatique orthotopique chez le rat

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat ...

Imaging Glioma Initiation In Vivo Through a Polished and Reinforced Thin-skull Cranial Window

Glioma is the one of the most lethal forms of human cancer. The most effective glioma therapy to date-surgery followed by radiation treatment-offers patients only modest benefits, as most patients do not survive more than five years following diagnosis due to glioma relapse 1,2. The discovery of cancer stem cells in human brain tumors holds promise for having an enormous impact on the development of novel therapeutic strategies for glioma 3. Cancer stem cells are defined by their ability both to self-renew and to differentiate, and are thought to be the only cells in a tumor that have the capacity to initiate new tumors 4. Glioma relapse following radiation therapy is thought to arise from resistance of glioma stem cells (GSCs) to therapy 5-10. In vivo, GSCs are shown to reside in a perivascular niche that is important for maintaining their stem cell-like characteristics 11-14. Central to the organization of the GSC niche are vascular endothelial cells 12. Existing evidence suggests that GSCs and their interaction with the vascular endothelial cells are important for tumor development, and identify GSCs and their interaction with endothelial cells as important therapeutic targets for glioma. The presence of GSCs is determined experimentally by their capability to initiate new tumors upon orthotopic transplantation 15. This is typically achieved by injecting a specific number of GBM cells isolated from human tumors into the brains of severely immuno-deficient mice, or of mouse GBM cells into the brains of congenic host mice. Assays for tumor growth are then performed following sufficient time to allow GSCs among the injected GBM cells to give rise to new tumors-typically several weeks or months. Hence, existing assays do not allow examination of the important pathological process of tumor initiation from single GSCs in vivo. Consequently, essential insights into the specific roles of GSCs and their interaction with the vascular endothelial cells in the early stages of tumor initiation are lacking. Such insights are critical for developing novel therapeutic strategies for glioma, and will have great implications for preventing glioma relapse in patients. Here we have adapted the PoRTS cranial window procedure 16and in vivo two-photon microscopy to allow visualization of tumor initiation from injected GBM cells in the brain of a live mouse. Our technique will pave the way for future efforts to elucidate the key signaling mechanisms between GSCs and vascular endothelial cells during glioma initiation.

Imaging Glioma Initiation In Vivo Through a Polished and Reinforced Thin-skull Cranial Window

By combining a polished and reinforced thin-skull (PoRTS) cranial window and glioblastoma (GBM) cell injection, we can observe glioma initiation and growth from injected GBM cells in the brain of a live mouse longitudinally.

Imagerie gliome Initiation<em&gt; In Vivo</em&gt; Grâce à une poli et renforcé mince crâne fenêtre crânienne

Glioma is the one of the most lethal forms of human cancer. The most effective glioma therapy to date-surgery followed by radiation treatment-offers ...

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

Un modèle de la vessie orthotopique tumorale et l&#39;évaluation de Sarna traitement intravésicale

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

Fetal Echocardiography and Pulsed-wave Doppler Ultrasound in a Rabbit Model of Intrauterine Growth Restriction

Fetal intrauterine growth restriction (IUGR) results in abnormal cardiac function that is apparent antenatally due to advances in fetoplacental Doppler ultrasound and fetal echocardiography. Increasingly, these imaging modalities are being employed clinically to examine cardiac function and assess wellbeing in utero, thereby guiding timing of birth decisions. Here, we used a rabbit model of IUGR that allows analysis of cardiac function in a clinically relevant way. Using isoflurane induced anesthesia, IUGR is surgically created at gestational age day 25 by performing a laparotomy, exposing the bicornuate uterus and then ligating 40-50% of uteroplacental vessels supplying each gestational sac in a single uterine horn. The other horn in the rabbit bicornuate uterus serves as internal control fetuses. Then, after recovery at gestational age day 30 (full term), the same rabbit undergoes examination of fetal cardiac function. Anesthesia is induced with ketamine and xylazine intramuscularly, then maintained by a continuous intravenous infusion of ketamine and xylazine to minimize iatrogenic effects on fetal cardiac function. A repeat laparotomy is performed to expose each gestational sac and a microultrasound examination (VisualSonics VEVO 2100) of fetal cardiac function is performed. Placental insufficiency is evident by a raised pulsatility index or an absent or reversed end diastolic flow of the umbilical artery Doppler waveform. The ductus venosus and middle cerebral artery Doppler is then examined. Fetal echocardiography is performed by recording B mode, M mode and flow velocity waveforms in lateral and apical views. Offline calculations determine standard M-mode cardiac variables, tricuspid and mitral annular plane systolic excursion, speckle tracking and strain analysis, modified myocardial performance index and vascular flow velocity waveforms of interest. This small animal model of IUGR therefore affords examination of in utero cardiac function that is consistent with current clinical practice and is therefore useful in a translational research setting.

We describe examination of fetal cardiac function with contemporary functional fetal echocardiography and fetoplacental Doppler ultrasound using the VisualSonics VEVO 2100 microultrasound in a surgically induced model of intrauterine fetal growth restriction in a rabbit.

L&#39;échocardiographie fœtale et Pulsed-ondes ultrasons Doppler dans un modèle de lapin de la restriction de croissance intra-utérine

Fetal intrauterine growth restriction (IUGR) results in abnormal cardiac function that is apparent antenatally due to advances in fetoplacental Doppler ...

Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%. New therapeutic options are critically needed and depend on improved understanding of pancreatic cancer biology. To better understand the interaction of cancer cells with the pancreatic microenvironment, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression. Luciferase-tagged pancreatic cancer cells are resuspended in Matrigel and delivered into the pancreatic tail during laparotomy. Matrigel solidifies at body temperature to prevent leakage of cancer cells during injection. Primary tumor growth and metastasis to distant organs are monitored following injection of the luciferase substrate luciferin, using in vivo imaging of bioluminescence emission from the cancer cells. In vivo imaging also may be used to track primary tumor recurrence after resection. This orthotopic model is suited to both syngeneic and xenograft models and may be used in pre-clinical trials to investigate the impact of novel anti-cancer therapeutics on the growth of the primary pancreatic tumor and metastasis.

Improved understanding of pancreatic cancer biology is critically needed to enable the development of better therapeutic options to treat pancreatic cancer. To address this need, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression using in vivo bioluminescence imaging.

Modèle Orthotopique bioluminescente la progression du cancer du pancréas

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%.  New therapeutic options are critically needed and depend on improved ...

Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

In vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate the human disease provide a valuable platform for research into disease pathophysiology and for the preclinical evaluation of novel therapies. We present a variety of methods to generate subcutaneous or orthotopic human HCC xenografts in immunodeficient mice that could be utilized in a variety of research applications. With a focus on the use of primary tumor tissue from patients undergoing surgical resection as a starting point, we describe the preparation of cell suspensions or tumor fragments for xenografting. We describe specific techniques to xenograft these tissues i) subcutaneously; or ii) intrahepatically, either by direct implantation of tumor cells or fragments into the liver, or indirectly by injection of cells into the mouse spleen. We also describe the use of partial resection of the native mouse liver at the time of xenografting as a strategy to induce a state of active liver regeneration in the recipient mouse that may facilitate the intrahepatic engraftment of primary human tumor cells. The expected results of these techniques are illustrated. The protocols described have been validated using primary human HCC samples and xenografts, which typically perform less robustly than the well-established human HCC cell lines that are widely used and frequently cited in the literature. In comparison with cell lines, we discuss factors which may contribute to the relatively low chance of primary HCC engraftment in xenotransplantation models and comment on technical issues that may influence the kinetics of xenograft growth. We also suggest methods that should be applied to ensure that xenografts obtained accurately resemble parent HCC tissues.

Human tumor xenografts in immunodeficient mice are valuable tools to study cancer biology. Specific protocols to generate subcutaneous and intrahepatic xenografts from human hepatocellular carcinoma cells or tumor fragments are described. Liver regeneration induced by partial hepatectomy in recipient mice is presented as a strategy to facilitate intrahepatic engraftment.

Génération de sous-cutanée et intra-hépatique droits de carcinome hépatocellulaire xénogreffes chez la souris immunodéficientes

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

Minimalement invasive Création d&#39;murin orthotopique de la vessie xénogreffes

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

Orthotopic Injection of Breast Cancer Cells into the Mammary Fat Pad of Mice to Study Tumor Growth.

Breast cancer growth can be studied in mice using a plethora of models. Genetic manipulation of breast cancer cells may provide insights into the functions of proteins involved in oncogenic progression or help to discover new tumor suppressors. In addition, injecting cancer cells into mice with different genotypes might provide a better understanding of the importance of the stromal compartment. Many models may be useful to investigate certain aspects of disease progression but do not recapitulate the entire cancerous process. In contrast, breast cancer cells engraftment to the mammary fat pad of mice better recapitulates the location of the disease and presence of the proper stromal compartment and therefore better mimics human cancerous disease. In this article, we describe how to implant breast cancer cells into mice orthotopically and explain how to collect tissues to analyse the tumor milieu and metastasis to distant organs. Using this model, many aspects (growth, angiogenesis, and metastasis) of cancer can be investigated simply by providing a proper environment for tumor cells to grow.

Cancer is a complex disease that is influenced by the tissue surrounding the tumor as well as local pro- and anti-inflammatory mediators. Therefore, orthotropic injection models, rather than subcutaneous models may be useful to study cancer progression in a manner that better mimics human pathology.