The authors are solely responsible for the design and conduct of the presented study. Dr. Marbacher was supported by a grant from the Swiss National Science Foundation (PBSKP3-123454). The authors declare no conflict of interests. 
Author contributions to the study and manuscript preparation include the following. Conception and design: SM, JM, JF. Acquisition of data: SM, EA, JF. Analysis and interpretation of data: SM, JF, JM. Drafting the article: SM, JF, JM. Critically revising the article: JH, MN. Statistical analysis: SM, JF. Study supervision: JF, JH, MN.

NOTE: rats mâles Wistar (poids corporel moyen: 356 ± 44 g; vieux 10-14 semaines) ont été logés dans la chambre des animaux à 22-24 ° C et douze heures de lumière cycle jour / nuit avec un accès libre à l&#39;alimentation de pellets, de l&#39;eau du robinet et a également reçu des soins humains en conformité avec les directives institutionnelles. Les expériences ont été examinés et approuvés par le Comité pour la protection des animaux à l&#39;Université de Helsinki, Finlande. REMARQUE: Dans la démonstration suivante notre méthode chirurgicale est le suivant: anesthésier la rat par injection sous-cutanée adaptée poids de chlorhydrate de médétomidine (0,5 mg / kg) et une injection intrapéritonéale de chlorhydrate de kétamine (50 mg / kg). Test de l&#39;absence d&#39;un réflexe orteil-pincement pour confirmer que le rat est anesthésié complètement. Appliquer une pommade pour les yeux, couper du site chirurgical, et nettoyer la peau avec un désinfectant approprié, par exemple chlorhexidine, dans de l&#39;alcool ou de l&#39;eau. Se laver les mains, mettre des vêtements de protection, un couvre-tête et le visagemasque et des gants chirurgicaux stériles. Avoir une aide assistante en chirurgie à maintenir des conditions d&#39;asepsie en chirurgie et de documenter les caractéristiques chirurgicales (comme indiqué dans le tableau 1). Surveiller la profondeur de l&#39;anesthésie toutes les 15 minutes pendant la chirurgie en suivant le rythme respiratoire, le rythme cardiaque, et la réaction à une stimulation nociceptive (test de pincement de l&#39;orteil). Injection sous-cutanée de la buprénorphine (0,03 mg / kg) a été donné pour l&#39;analgésie postopératoire et répétée si nécessaire toutes les 12 heures. 1. matériel, consommables, et positionnement <ol><li> Gardez la petite salle de la chirurgie des animaux calme, aseptique, et maintenir la température ambiante à 23 ° C +/- 3. Pour effectuer la chirurgie de l&#39;anévrisme de l&#39;équipement expérimental minimale suivante est nécessaire: <ol><li> Utilisez une table microscope chirurgical idéalement équipé d&#39;un cadre et assistant caméra microscope numérique. Utilisation surface de commande réutilisable surface non poreuse et d&#39;instrument à nettoyer à protéger la paillasse de laboratoire. </li><li&gt; Préparer consommables tels que les désinfectants pour la peau, sérum physiologique, petites et grandes compresses de gaze et matériel de suture, y compris les micro-sutures 9-0, 5-0 non absorbable, et 3-0 suture absorbable. </li><li> Utilisez les instruments chirurgicaux standards suivants: Ciseaux chirurgicaux, pinces de tissus, écartement des tissus mous ou écarteur auto-maintien, et deux pinces chirurgicales moustiques. </li><li> Utilisez un ensemble de base de microchirurgie de bord qui comprend: support de micro-aiguille courbe, une courbe et deux microforceps droites, et un microscissor droite ou courbe. </li><li> Gardez les instruments de microchirurgie dans un plat de rein remplie de sérum physiologique stérile afin de maintenir l&#39;instrument non-collante et propre lors de la chirurgie. Le haricot est complétée avec des tapis en caoutchouc ou un gant chirurgical pour éviter d&#39;endommager les pointes des micro-instruments. Veiller à ce que toutes les fournitures sont stériles et la procédure est réalisée avec une technique aseptique selon les recommandations actuelles pour la chirurgie de survie sur des animaux de laboratoire <sup&gt; 10.8. </li><li> En outre, utiliser une pince applicateur vasculaire et trois pinces vasculaires temporaires atraumatiques. Il est important que les pinces utilisées ont une puissance faible de fermeture pour empêcher un dommage à la paroi très mince de l&#39;aorte de rat. Préparez aussi une règle de demi-millimètre barres d&#39;échelle, un petit tampon de caoutchouc de couleur, et une aiguille émoussée courte. </li><li> Placez les rats en position couchée, immobiliser l&#39;avant et de derrière les pattes avec du ruban adhésif chirurgical sans appliquer étirement ou compression de la peau, et plier le dos avec un gros marqueur ou un stylo de cautérisation en le plaçant sous la région lombaire du dos. Il est important d&#39;obtenir autant de colonne vertébrale lombaire lordose que possible afin d&#39;améliorer l&#39;exposition rétropéritonéale et l&#39;accès à l&#39;aorte sous-rénale qui facilite l&#39;anastomose microchirurgicale. Ce positionnement est recommandé pour la création aorte anévrisme abdominal mais pas nécessaire pour thoracique greffe récolte. </li></ol></li></ol> 2. prélèvement de greffe <ol><li> Under anesthésie générale, ouvrir la cavité thoracique (commencer greffe temps d&#39;ischémie). Appliquer un pincement de l&#39;orteil nocive pour confirmer que le rat ne répond pas avant de passer aux étapes suivantes. Couper à travers la paroi abdominale médioventral, identifier le diaphragme au-dessus du foie, et de couper le tissu conjonctif dans le bas de la membrane pour permettre l&#39;accès à la cage thoracique. Avec de grands ciseaux, côté non tranchant vers le bas, couper à travers les côtes juste un centimètre à gauche et à droite de la ligne médiane de la cage thoracique et d&#39;ouvrir la cavité thoracique. Les poumons sont mobilisés sur le côté droit du cœur. Sacrifier les rats par surdosage avec injection intracardiaque de kétamine hydrochloride.Pulmonary tronc, gauche veine sous-clavière gauche veine cave crânienne, et la veine azygos interférer avec la récolte de l&#39;aorte thoracique proximale. </li><li> Caudal aux veines saillantes, il est un bon point de départ la dissection de l&#39;aorte thoracique descendante aide de micro-ciseaux et microforceps entrée. </li><li> Trace l&#39;aorte thoracique back de la paroi dorsale du thorax vers le haut de la crosse de l&#39;aorte par rétraction douce et émoussée dissection avec la pince chirurgicale moustiques. </li><li> Clamp, puis couper les veines avec des ciseaux. Maintenir les pinces sur les veines et l&#39;utiliser comme un écarteur pour exposer la crosse de l&#39;aorte sous-jacent. </li><li> Placez un non résorbable 6-0 ligature de soie juste au-dessus de la première artère intercostale laissant l&#39;aorte. </li><li> Couper l&#39;aorte descendante juste en dessous de l&#39;artère sous-clavière gauche, puis au-dessous de la ligature. Découper peut être fait afin d&#39;obtenir une géométrie de l&#39;anévrisme standardisé perpendiculaire, ou, si nécessaire, pour obtenir un angle spécifique entre l&#39;axe de l&#39;anévrisme et l&#39;aorte. Mesurer le greffon dans sa largeur et sa longueur. NOTE: Vendange greffes peuvent être soit immédiatement transplantées chez des rats bénéficiaires ou encore traités pour obtenir décellularisation de la paroi de la prothèse. Greffes décellularisés peuvent être conservés à -4 degrés Celsius jusqu&#39;à ce que la réimplantation à une date ultérieure (Figure 1). The décellularisation de la paroi d&#39;anévrisme a été montré pour prédisposer l&#39;anévrisme pour agrandir 11. </li></ol> 3. greffe décellularisation <ol style="margin-left: 40px;"><li> Greffes de donneurs gel dans un tampon phosphate salin à -4 ° C. </li><li> Le lendemain, dégeler les greffes, rincer avec de l&#39;eau purifiée et déminéralisée à la température ambiante, et incuber pendant 10 heures à 37 ° C dans 0,1% de dodécylsulfate de sodium. </li><li> Enfin, laver les greffes de sulfate de sodium dodécyl traité trois fois avec agitation douce, recongeler saline tamponnée au phosphate, et de garder à -4 ° C jusqu&#39;à utilisation. </li></ol> 4. anévrisme Création <ol style="margin-left: 40px;"><li> Dissection de l&#39;aorte abdominale <ol><li> Après que l&#39;animal a été anesthésié, couper la fourrure du site chirurgical et nettoyer la peau avec un désinfectant approprié. Test de l&#39;absence d&#39;une réponse pincement pincement avant l&#39;incision de la peau. Lancer l&#39;incision de 1 cm en amont des organes génitaux in poste médioventral (heure de début de l&#39;opération). Séparez délicatement la peau des muscles sous-jacents. Fin dissection un à deux centimètres au-dessous du sternum. </li><li> Soigneusement mais fermement les muscles abdominaux sous-jacents pour éviter d&#39;endommager les organes sous-jacents. Elargir la coupe longitudinale le long de la ligne blanche vers le haut à la pointe du sternum et se terminer en direction caudale au niveau de la vessie. </li><li> Appuyez doucement sur la vessie pour la vider afin de faciliter l&#39;accès à l&#39;espace rétro-péritonéal. </li><li> Déplacez l&#39;intestin grêle et le caecum importante vers la droite ou la gauche. Identifier le gros intestin à savoir le côlon descendant en bas à gauche de la cavité abdominale. </li><li> Couper le ligament entre l&#39;intestin grêle et le côlon descendant en direction du crâne pour permettre une exposition plus large de la paroi dorsale du corps. Placer un écarteur auto-maintien pour maintenir les entrailles dehors. </li><li> L&#39;emplacement idéal de bout-en-côté anévrisme anastomose is trouvé au niveau entre la rénale et iliolombaires veines. L&#39;aorte abdominale est rétropéritonéale intégré dans le tissu adipeux. Lors de la dissection accorder une attention particulière aux uretères presque transparentes paires et vaisseaux testiculaires. </li><li> Si en outre le retrait de l&#39;intestin est nécessaire, utiliser de plus grandes gaze swaps. La lordose lombaire induite pendant le positionnement en plaçant un stylo de cautérisation ou un objet similaire sous le bas du dos du rat, réduit considérablement la nécessité de l&#39;intestin rétractation. </li><li> La surface ventrale de la paroi dorsale du corps est recouvert d&#39;une mince pariétal du péritoine. Une fois cette ouverture, de visualiser l&#39;aorte juste en dessous. Au cours de dissection minutieuse forte et brutale de l&#39;aorte abdominale de grosses veines adjacentes saisir que l&#39;adventice pour éviter d&#39;endommager la paroi du vaisseau. </li><li> Il arrive parfois que les petites artères lombaires surviennent comme récipient segmentaire de la face dorsale de l&#39;aorte abdominale et interfèrent avec la préparation. La ligature et la coupe de la cuve est néeded pour éviter un suintement rétrograde pendant anévrisme suture. Utilisation des micro-forceps incurvés peut faciliter le placement de ligature dans la profondeur. </li></ol></li><li> End-to-anastomose <ol><li> Mettez un tapis de caoutchouc de couleur sous l&#39;aorte abdominale et tapisser avec un petit tampon de gaze. Retirer tissu conjonctif lâche et adventice au niveau du site d&#39;anastomose prévue. </li><li> Fixer l&#39;aorte abdominale distale de l&#39;anastomose d&#39;abord, puis proximale (heure de début de clampage aortique). Ceci assure un remplissage de la cuve ferme et facilite artériotomie ultérieure. </li><li> Effectuez l&#39;artériotomie en utilisant soit des micro-ciseaux droits ou courbes. Un micro-pinces détient un très petit morceau de la paroi du vaisseau pour découper une forme elliptique. </li><li> Rincer abondamment avec de l&#39;artère saline dans les deux directions à l&#39;aide d&#39;une aiguille à pointe émoussée. </li><li> Placer les deux premiers fils de suture de la présente anastomose termino-latérale à l&#39;extrémité proximale et distale de l&#39;artériotomie (heure de début d&#39;anastomose). Éviter de saisir de la paroi du vaisseau avec les micro-pince chaque fois que possible. Assurez-vous que chaque fil de suture est placé à travers toutes les couches de la paroi du vaisseau. </li><li> Effectuer suture soit en tant que sutures continues ou interrompues. Si suture interrompue est choisie puis placez d&#39;abord le côté arrière neuf o`clock suture. Sutures ultérieures peuvent être espacées de départ adjacente à la première suture. Saisissez l&#39;adventice attentivement. Éviter toute compression / saisie de l&#39;intima. </li><li> Lorsque le mur du fond est terminée, vérifiez la partie endoluminale de l&#39;anastomose pour sutures égarés. Effectuez les mêmes procédures dans le même ordre sur la face avant. Assurez-vous que la première d&#39;une série de trois nœuds par suture est ferme mais pas trop serré. </li></ol></li><li> Hémostase et la fermeture <ol><li> Après la fin anastomose est terminée (fin du temps d&#39;anastomose), rincer le site avec une solution saline et retirer la pince distale premier à permettre de refoulement (aortique de fin de serrage du temps et de la greffe de fin ischémie time). </li><li> Si le saignement se produit évident de refoulement d&#39;un point supplémentaire peut être nécessaire (l&#39;heure de début de l&#39;hémostase). En cas de suintement mineur, obtenir l&#39;hémostase avec une légère pression sur le site de saignement à l&#39;aide d&#39;un petit morceau d&#39;un tampon de gaze. </li><li> Retirer la pince vasculaire proximale, rincez le site d&#39;anastomose fois de plus, et couper les extrémités restantes de la ligature au niveau du dôme de l&#39;anévrisme. </li><li> Confirmer la perméabilité de l&#39;anévrisme par l&#39;observation de l&#39;augmentation de volume de l&#39;anévrisme lors de pic d&#39;onde de pouls artériel. Évaluer la perméabilité distale de l&#39;artère abdominale à travers le «test de traite&quot; directe. </li><li> Retirer la feuille de plastique et la petite de gaze dessous. Le tourbillon de sang pulsé dans l&#39;anévrisme créé est clairement visible. </li><li> Couvrir lignes de suture autour de l&#39;anastomose de petits morceaux de tissu adipeux ou Spongostan pour hémostase supplémentaire si petit suintement est toujours présent (temps de l&#39;hémostase de fin). </li><li> Retirez les barres de flèche et une gaze des tissus mous.Placez l&#39;intestin grêle, le caecum, et la masse de graisse dans leur position correcte. </li><li> Fermer les muscles abdominaux ligne médiane en utilisant 5-0, 4-0, 3-0 ou fils résorbables ou non résorbables suivie par la peau fermeture de la plaie en utilisant la technique de suture continue avec 3-0 résorbable suture polyfilament (fin de durée d&#39;utilisation). Remarque: Dans nos rats d&#39;expérience tolérés résorbables sutures de la peau mieux que les sutures de monofilament non résorbable. </li></ol></li></ol>

<ol>
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Les auteurs n&#39;ont aucun intérêt financier ou commercial dans l&#39;un des médicaments, du matériel ou de l&#39;équipement utilisé.

Progrès dans notre compréhension de la biologie complexe de sacculaire anévrisme de l&#39;artère cérébrale dépend de l&#39;analyse des données épidémiologiques et cliniques, complétés par des études en laboratoire sur des échantillons de patients et les travaux expérimentaux dans des modèles animaux 3,12,13. Les petits animaux comme le rat sont intrinsèquement associés à des coûts inférieurs d&#39;expériences et de logement, et de réduire le besoin d&#39;éq...

La rupture d&#39;un anévrisme de l&#39;artère cérébrale sacculaire provoque une hémorragie menaçant la vie qui conduit à la course, des dommages neurologiques permanents ou la mort. Rupture peut être évitée soit par découpage de microchirurgie ou endovasculaire anévrisme occlusion. Un traitement médical pour empêcher la croissance et la rupture de l&#39;anévrisme n&#39;est pas encore établie. Les modèles expérimentaux de l&#39;anévrisme sacculaire sont nécessaires pour étudier la biologie des anévrismes artériels et pour le contrôle des dispositifs et de nouvelles stratégies thérapeutiques. A ces fins, plusieurs modèles différents d&#39;espèces différentes ont été développées et une publiée. Modèles d&#39;anévrisme grandes chez les porcs, les chiens et les lapins sont de préférence utilisés pour tester les innovations endovasculaires dans l&#39;architecture de l&#39;anévrisme complexe 1,2. Modèles murins d&#39;anévrisme, d&#39;autre part, permettent de tester des questions de recherche en espèces génétiquement modifiées 3,4 et faciliter la clarification de l&#39;anévrisme de la biologie cellulaire et moléculaire àniveau bien meilleur que les grandes espèces 1. Bien que trans-carotidienne endovasculaire et le déploiement de dispositif trans-iliaque est limitée à de plus grands rats (&gt; 400-500 g) et les stents plus petit que 2,0 mm et 1,5 mm de diamètre 5,6, les stents peuvent également être placés par insertion directe dans l&#39;aorte abdominale secteur abritant les anévrismes expérimentaux. Des travaux antérieurs utilisant le rat microchirurgicale de modèle abdominale anévrisme aortique flanc démontré sa faisabilité dans les tests de nouveaux dispositifs emboliques et son utilisation dans l&#39;étude de la base moléculaire de l&#39;anévrisme de biologie 3,7. Beaucoup de modèles sont actuellement publiés anévrisme sacculaire expérimentales nécessitent des équipements coûteux, des environnements particuliers (par exemple les salles d&#39;opération stériles avec des capacités de fluoroscopie), la compétence de la radiologie interventionnelle, ou l&#39;utilisation d&#39;espèces coûteuses. Ces exigences limitent l&#39;utilisation généralisée de ces modèles, et conduisent à l&#39;utilisation de différents modèles dans différents laboratoires, qui mpaillettes comparaison des données et des méta-analyse difficile, voire impossible. Un modèle expérimental simple, robuste et peu coûteux est nécessaire comme un outil normalisé qui peut être utilisé d&#39;une manière standardisée dans différents laboratoires afin d&#39;obtenir des résultats comparables provenant de différentes institutions. Pour ce faire, nous avons créé l&#39;aorte flanc artérielle sacculaire modèle d&#39;anévrisme de rat. Le but de ce rapport est de présenter étape par étape les instructions procédurales, d&#39;information sur l&#39;équipement nécessaire, et de discuter des caractéristiques anatomiques et chirurgicales importantes pour la création de microchirurgie succès de l&#39;abdomen anévrismes aortiques de flancs chez le rat.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="752">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:236px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Medetomidine</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Any genericon</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Ketamin</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Any genericon</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Any genericon</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Phosphate buffered saline</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Sodium dodecyl sulfate (0.1%)</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">3-0 resorbable suture</td>
			<td style="width:236px;">Ethicon Inc., USA</td>
			<td><a name="RANGE!C7">VCP824G</a></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">5-0 non absorbable suture</td>
			<td style="width:236px;">Ethicon Inc., USA</td>
			<td>8618G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">6-0 non absorbable silk suture</td>
			<td style="width:236px;">B. Braun, Germany</td>
			<td style="width:119px;">C0761060</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">9-0 nylon micro suture</td>
			<td style="width:236px;">B. Braun, Germany</td>
			<td style="width:119px;">G1118471</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Spongostan</td>
			<td style="width:236px;">Ethicon Inc., USA</td>
			<td style="width:119px;">MS0002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Operation microscope</td>
			<td style="width:236px;">Leica , Germany</td>
			<td style="width:119px;">M651</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Digital microscope camera</td>
			<td style="width:236px;">Sony, Japan</td>
			<td style="width:119px;">SSC-DC58AP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Standard surgical instruments</td>
			<td style="width:236px;">B. Braun, Germany</td>
			<td style="width:119px;">Multiple</td>
			<td>See protocol 1.4</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Microsurgical instruments</td>
			<td style="width:236px;">B. Braun, Germany</td>
			<td style="width:119px;">Multiple</td>
			<td>See protocol 1.5</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Vascular clip applicator</td>
			<td style="width:236px;">B. Braun, Germany</td>
			<td style="width:119px;">FT495T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Temporary vascular clamps</td>
			<td style="width:236px;">B. Braun, Germany</td>
			<td style="width:119px;">FT250T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Graph Pad Prism statistical software&#160;</td>
			<td style="width:236px;">GraphPad Software, San Diego, California, USA</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>V 6.02 for Windows</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model

Modèles d&#39;anévrisme sacculaire expérimentales sont nécessaires pour tester de nouvelles options et des dispositifs de traitement chirurgical et endovasculaire avant leur introduction dans la pratique clinique. En outre, des modèles expérimentaux sont nécessaires pour élucider la biologie de l&#39;anévrisme complexe conduisant à la rupture d&#39;un anévrisme sacculaire. Plusieurs types de modèles expérimentaux de l&#39;anévrisme sacculaire ont été mis en place dans les différentes espèces. Beaucoup d&#39;entre eux, cependant, nécessitent des compétences particulières, des équipements coûteux, ou des environnements spécifiques, ce qui limite leur utilisation à grande échelle. Un modèle expérimental simple, robuste et peu coûteux est nécessaire comme un outil normalisé qui peut être utilisé d&#39;une manière standardisée dans diverses institutions. Le modèle de l&#39;aorte abdominale latérale de l&#39;anévrisme de rat microchirurgicale combine la possibilité d&#39;étudier les stratégies de traitement endovasculaire nouvelles et les bases moléculaires de l&#39;anévrisme de biologie dans un standard et peu coûteuxmanière. Greffes standardisé au moyen de la forme, la taille et la géométrie sont récoltées à partir de l&#39;aorte thoracique descendante d&#39;un rat des bailleurs de fonds et ensuite transplantés à un destinataire rat syngénique. Les anévrismes sont suturés bout-à-face avec continu ou interrompu 9-0 sutures en nylon de l&#39;aorte abdominale sous-rénale. Nous présentons étape par étape les instructions procédurales, d&#39;information sur l&#39;équipement nécessaire, et de discuter des détails anatomiques et chirurgicales importantes pour la création de microchirurgie succès d&#39;un anévrisme de l&#39;aorte abdominale du flanc chez le rat.

Une série de pilote comprenait 14 rats. Par la suite un total de 84 animaux ont été opérés selon le protocole présenté plusieurs projets de recherche entre Mars et Septembre 2012. supplémentaires 29 animaux ont servi de donneurs pour des greffes sacculaires artérielles. Les expériences restantes ont été réalisées avec des greffons prétraités récoltées et stockées par des expériences antérieures sur des rats du même sexe, la souche, le poids et l&#39;âge. Le poids corpo...

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The Helsinki Rat Microsurgical Sidewall Aneurysm Model

Microsurgical sidewall aneurysms in rats are created by end-to-side anastomosis of an aortic graft to the abdominal aorta. We present step-by-step instructions and discuss anatomical and surgical details for successful experimental saccular aneurysm creation.

Le Helsinki Rat microchirurgie flanc anévrisme modèle

Experimental saccular aneurysm models are necessary for testing novel surgical and endovascular treatment options and devices before they are introduced ...

the-helsinki-rat-microsurgical-sidewall-aneurysm-model

Research

JoVE Journal

Medicine

12.2K vues.  University of Helsinki, Helsinki, Finland. Microsurgical sidewall aneurysms in rats are created by end-to-side anastomosis of an aortic graft to the abdominal aorta. We present step-by-step instructions and discuss anatomical and surgical details for successful experimental saccular aneurysm creation.

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Microsurgical Venous Pouch Arterial-Bifurcation Aneurysms in the Rabbit Model: Technical Aspects

For ruptured human cerebral aneurysms endovascular embolization has become an equivalent alternative to aneurysm clipping.1 However, large clinical trials have shown disappointing long-term results with unacceptable high rates of aneurysm recanalization and delayed aneurysm rupture.2 To overcome these problems, animal experimental studies are crucial for the development of better endovascular devices.3-5
Several animal models in rats, rabbits, canines and swine are available.6-8 Comparisons of the different animal models showed the superiority of the rabbit model with regard to hemodynamics and comparability of the coagulation system and cost-effectiveness.9-11 
The venous pouch arterial bifurcation model in rabbits is formed by a venous pouch sutured into an artificially created true bifurcation of both common carotid arteries (CCA). The main advantage of this model are true bifurcational hemodynamics.12 The major drawbacks are the sofar high microsurgical technical demands and high morbidity and mortality rates of up to 50%.13 These limitations have resulted in less frequent use of this aneurysm model in the recent years. These shortcomings could be overcome with improved surgical procedures and modified peri- and postoperative analgetic management and anticoagulation.14-16 Our techniques reported in this paper demonstrate this optimized technique for microsurgical creation of arterial bifurcation aneurysms.

An optimized technique for the microsurgical creation of arterial bifurcation aneurysms mimicking bifurcation human cerebral aneurysms is described. A venous pouch is sutured into an artificially created true bifurcation of both common carotid arteries. Facilitated microsurgical techniques and aggressive postoperative anticoagulation and analgesia lead to minimized morbidity rates and high aneurysm patency rates.

Microchirurgie veineuse Pouch artériel Bifurcation anévrismes dans le modèle du lapin: Aspects techniques

For ruptured human cerebral aneurysms endovascular embolization has become an equivalent alternative to aneurysm clipping.1 However, large clinical trials ...

Recherche

Médecine

A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to affect the function of several organs and tissues and to contribute to the development of the many complications associated with obesity and the metabolic syndrome, including type 2 diabetes. To study the mechanisms by which excessive levels of glucose and fatty acids affect the pancreatic beta-cell and the secretion of insulin, we have established a chronic nutrient infusion model in the rat. The procedure consists of catheterizing the right jugular vein and left carotid artery under general anesthesia; allowing a 7-day recuperation period; connecting the catheters to the pumps using a swivel and counterweight system that enables the animal to move freely in the cage; and infusing glucose and/or Intralipid (a soybean oil emulsion which generates a mixture of approximately 80% unsaturated/20% saturated fatty acids when infused with heparin) for 72 hr. This model offers several advantages, including the possibility to finely modulate the target levels of circulating glucose and fatty acids; the option to co-infuse pharmacological compounds; and the relatively short time frame as opposed to dietary models. It can be used to examine the mechanisms of nutrient-induced dysfunction in a variety of organs and to test the effectiveness of drugs in this context.

A protocol for chronic infusions of glucose and Intralipid in rats is described. This model can be used to study the impact of nutrient excess on organ function and physiological parameters.

Un modèle d&#39;infusion de nutriments chronique chez le rat

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to  affect the function of several organs and tissues and to contribute to the  ...

A New Murine Model of Endovascular Aortic Aneurysm Repair

Endovascular aneurysm exclusion is a validated technique to prevent aneurysm rupture. Long-term results highlight technique limitations and new aspects of Abdominal aortic aneurysm (AAA) pathophysiology. There is no abdominal aortic aneurysm endograft exclusion model cheap and reproducible, which would allow deep investigations of AAA before and after treatment. We hereby describe how to induce, and then to exclude with a covered coronary stentgraft an abdominal aortic aneurysm in a rat. The well known elastase induced AAA model was first reported in 19901 in a rat, then described in mice2. Elastin degradation leads to dilation of the aorta with inflammatory infiltration of the abdominal wall and intra luminal thrombus, matching with human AAA. Endovascular exclusion with small covered stentgraft is then performed, excluding any interactions between circulating blood and the aneurysm thrombus. Appropriate exclusion and stentgraft patency is confirmed before euthanasia by an angiography thought the left carotid artery. Partial control of elastase diffusion makes aneurysm shape different for each animal. It is difficult to create an aneurysm, which will allow an appropriate length of aorta below the aneurysm for an easy stentgraft introduction, and with adequate proximal and distal neck to prevent endoleaks. Lots of failure can result to stentgraft introduction which sometimes lead to aorta tear with pain and troubles to stitch it, and endothelial damage with post op aorta thrombosis. Giving aspirin to rats before stentgraft implantation decreases failure rate without major hemorrhage. Clamping time activates neutrophils, endothelium and platelets, and may interfere with biological analysis.

Histological and biochemical modifications after aneurysm endograft exclusion are still unclear. We describe a new model of endograft implantation on a murine aneurysm. Through thrombus analysis with and without persistant circulating blood stream interface, and new endovascular biomaterials evaluation, this model will help to better understand endovascular aneurysm exclusion pathobiology.

Un nouveau modèle murin de endovasculaire anévrisme de l&#39;aorte réparation

Endovascular aneurysm exclusion is a validated technique to prevent aneurysm rupture. Long-term results highlight technique limitations and new aspects of ...

Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and unrelieved pressure due to immobility. Animal models have been developed that attempt to mimic these conditions for the purpose of furthering our understanding of the complexity of chronic wounds. The model described herein is a rat ischemic skin flap model that permits a prolonged reduction of blood flow resulting in wounds that become ischemic and resemble a chronic wound phenotype (reduced vascularization, increased inflammation and delayed wound closure). It consists of a bipedicled dorsal flap with 2 ischemic wounds placed centrally and 2 non-ischemic wounds lateral to the flap as controls. A novel addition to this ischemic skin flap model is the placement of a silicone sheet beneath the flap that functions as a barrier and a splint to prevent revascularization and reduce contraction as the wounds heal. Despite the debate of using rats for wound healing studies due to their quite distinct anatomic and physiologic differences compared to humans (i.e., the presence of a panniculus carnosus muscle, short life-span, increased number of hair follicles, and their ability to heal infected wounds) the modifications employed in this model make it a valuable alternative to previously developed ischemic skin flap models.

The rat, due to its size, availability, and rather docile behavior, has been utilized as a research model for many years. The goal of this protocol is to utilize the rat as an ischemic skin wound healing model to provide valuable insight into the pathophysiology of chronic wounds.

Démonstration de la peau plaies Modèle Rat ischémique

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A Novel Microsurgical Modèle pour Heterotopic, en bloc de la paroi thoracique, Thymus, et Transplantation cardiaque chez la souris

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

The Dimethylnitrosamine Induced Liver Fibrosis Model in the Rat

Four to six week old, male Wistar rats were used to produce animal models of liver fibrosis. The process requires four weeks of administration of 10 mg/kg dimethylnitrosamine (DMN), given intraperitoneally for three consecutive days per week. Intraperitoneal injections were performed in the fume hood as DMN is a known hepatoxin and carcinogen. The model has several advantages. Firstly, liver changes can be studied sequentially or at particular stages of interest. Secondly, the stage of liver disease can be monitored by measurement of serum alanine aminotransferase (ALT) and aspartate aminotransferase (AST) enzymes. Thirdly, the severity of liver damage at different stages can be confirmed by sacrifice of animals at designated time points, followed by histological examination of Masson&#39;s Trichome stained liver tissues. After four weeks of DMN dosing, the typical fibrosis score is 5 to 6 on the Ishak scale. The model can be reproduced consistently and has been widely used to assess the efficacy of potential anti-fibrotic agents.

We describe a method to produce an animal model of liver fibrosis in the rat, and assess the degree of fibrosis by histological examination of the liver. The model can be used to study the development of liver disease as well as to test the efficacy of potential anti-fibrotic agents.

Le diméthylnitrosamine Induced Liver Fibrosis Modèle chez le rat

Four to six week old, male Wistar rats were used to produce animal models of liver fibrosis. The process requires four weeks of administration of 10 mg/kg ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Mesure de la contractilité isométrique de l’artère mésentérique de souris à l’aide de fil myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Corneal Epithelial Abrasion with Ocular Burr As a Model for Cornea Wound Healing

The murine cornea provides an excellent model to study wound healing. The cornea is the outermost layer of the eye, and thus is the first defense to injury. In fact, the most common type of eye injury found in clinic is a corneal abrasion. Here, we utilize an ocular burr to induce an abrasion resulting in removal of the corneal epithelium in vivo on anesthetized mice. This method allows for targeted and reproducible epithelial disruption, leaving other areas intact. In addition, we describe the visualization of the abraded epithelium with fluorescein staining and provide concrete advice on how to visualize the abraded cornea. Then, we follow the timeline of wound healing 0, 18, and 72 h after abrasion, until the wound is re-epithelialized. The epithelial abrasion model of corneal injury is ideal for studies on epithelial cell proliferation, migration and re-epithelialization of the corneal layers. However, this method is not optimal to study stromal activation during wound healing, because the ocular burr does not penetrate to the stromal cell layers. This method is also suitable for clinical applications, for example, pre-clinical test of drug effectiveness.

This protocol describes a method to inflict an abrasion to the ocular surface of the mouse, and to follow the wound healing process thereafter. The protocol takes advantage of an ocular burr to partially remove the surface epithelium of the eye in anaesthetized mice.

Abrasion épithéliale cornéenne avec oculaire Burr comme modèle pour la cornée, la cicatrisation

The murine cornea provides an excellent model to study wound healing. The cornea is the outermost layer of the eye, and thus is the first defense to ...

An Ex Vivo Tissue Culture Model for Fibrovascular Complications in Proliferative Diabetic Retinopathy

Diabetic retinopathy (DR) is the most common microvascular complication of diabetes and one of the leading causes of blindness in working-age adults. No current animal models of diabetes and oxygen-induced retinopathy develop the full-range progressive changes manifested in human proliferative diabetic retinopathy (PDR). Therefore, understanding of the disease pathogenesis and pathophysiology has relied largely on the use of histological sections and vitreous samples in approaches that only provide steady-state information on the involved pathogenic factors. Increasing evidence indicates that dynamic cell-cell and cell-extracellular matrix (ECM) interactions in the context of three-dimensional (3D) microenvironments are essential for the mechanistic and functional studies towards the development of new treatment strategies. Therefore, we hypothesized that the pathological fibrovascular tissue surgically excised from eyes with PDR could be utilized to reliably unravel the cellular and molecular mechanisms of this devastating disease and to test the potential for novel clinical interventions. Towards this end, we developed a novel method for 3D ex vivo culture of surgically-excised patient-derived fibrovascular tissue (FT), which will serve as a relevant model of human PDR pathophysiology. The FTs are dissected into explants and embedded in fibrin matrix for ex vivo culture and 3D characterization. Whole-mount immunofluorescence of the native FTs and end-point cultures allows thorough investigation of tissue composition and multicellular processes, highlighting the importance of 3D tissue-level characterization for uncovering relevant features of PDR pathophysiology. This model will allow the simultaneous assessment of molecular mechanisms, cellular/tissue processes and treatment responses in the complex context of dynamic biochemical and physical interactions within the PDR tissue architecture and microenvironment. Since this model recapitulates PDR pathophysiology, it will also be amenable for testing or developing new treatments.

Here, we present a protocol to study the pathophysiology of proliferative diabetic retinopathy by using patient-derived, surgically-excised, fibrovascular tissues for three-dimensional native tissue characterization and ex vivo culture. This ex vivo culture model is also amenable for testing or developing new treatments.

Un modèle de Culture tissulaire Ex Vivo pour fibrovasculaire Complications dans la rétinopathie diabétique proliférante

Diabetic retinopathy (DR) is the most common microvascular complication of diabetes and one of the leading causes of blindness in working-age adults. No ...

Murine Surgical Model of Topical Elastase Induced Descending Thoracic Aortic Aneurysm

According to the Center for Disease Control, aortic aneurysms (AAs) were considered a leading cause of death in all races and both sexes from 1999-2016. An aneurysm forms as a result of progressive weakening and eventual dilation of the aorta, which can rupture or tear once it reaches a critical diameter. Aneurysms of the descending aorta in the chest, called descending thoracic aortic aneurysms (dTAA), make up a large proportion of aneurysm cases in the United States. Uncontained dTAA rupture is almost universally lethal, and elective repair has a high rate of morbidity and mortality. The purpose of our model is to study dTAA specifically, to elucidate the pathophysiology of dTAA and to search for molecular targets to halt the growth or reduce the size of dTAA. By having a murine model to study thoracic pathology precisely, targeted therapies can be developed to specifically test dTAA. The method is based on the placement of porcine pancreatic elastase (PPE) directly on the outer murine aortic wall after surgical exposure. This creates a destructive and inflammatory reaction, which weakens the aortic wall and allows for aneurysm formation over weeks to months. Though murine models possess limitations, our dTAA model produces robust aneurysms of predictable size. Furthermore, this model can be used to test genetic and pharmaceutical targets which may arrest dTAA growth or prevent rupture. In human patients, interventions such as these could help avoid aneurysm rupture, and difficult surgical intervention.

We describe a surgical protocol to consistently induce robust descending thoracic aortic aneurysms in mice. The procedure involves left thoracotomy, thoracic aorta exposure, and placement of a sponge soaked in porcine pancreatic elastase on the aortic wall.

Modèle chirurgical murine de l'élastase topique induit descendant l'aneurysm aortique thoracique

According to the Center for Disease Control, aortic aneurysms (AAs) were considered a leading cause of death in all races and both sexes from 1999-2016. ...