The authors are solely responsible for the design and conduct of the presented study. Dr. Marbacher was supported by a grant from the Swiss National Science Foundation (PBSKP3-123454). The authors declare no conflict of interests. 
Author contributions to the study and manuscript preparation include the following. Conception and design: SM, JM, JF. Acquisition of data: SM, EA, JF. Analysis and interpretation of data: SM, JF, JM. Drafting the article: SM, JF, JM. Critically revising the article: JH, MN. Statistical analysis: SM, JF. Study supervision: JF, JH, MN.

HINWEIS: Männliche Wistar-Ratten (mittleres Körpergewicht: 356 ± 44 g, 10-14 Wochen alt) wurden in der Tierraum bei 22-24 ° C und 12 Stunden Licht / Dunkel-Zyklus mit freiem Zugang zu Pellet-Ernährung, regelmäßige Leitungswasser untergebracht und auch humane Pflege im Einklang mit den Richtlinien des Instituts erhalten. Die Experimente wurden überprüft und vom Ausschuss für Tierschutz an der Universität Helsinki, Finnland zugelassen. HINWEIS: In der folgenden Demonstration unserer chirurgischen Verfahren ist wie folgt: die Ratten Anesthetize Gewichtsangepassten subkutane Injektion von Medetomidin-Hydrochlorid (0,5 mg / kg) und die intraperitoneale Injektion von Ketamin-Hydrochlorid (50 mg / kg). Test für den Mangel an einer Zehenreflex Klemm zu bestätigen, dass die Ratten vollständig betäubt wird. Augensalbe anwenden, Clip die Operationsstelle, und reinigen Sie die Haut mit einem geeigneten Desinfektionsmittel, zum Beispiel Chlorhexidin, entweder in Alkohol oder Wasser. Hände waschen, auf Schutzkleidung, eine Kopfhaube und Gesicht zaubernMaske und sterile Handschuhe. Haben einen chirurgischen Assistenten helfen bei der aseptischen Operationsbedingungen und die chirurgische Eigenschaften zu dokumentieren (wie in Tabelle 1 aufgeführt). Überwachen Sie die Tiefe der Narkose alle 15 min während der Operation durch folgende Atemfrequenz, Herzfrequenz, und der Reaktion auf Schmerzreiz (toe Prise Test). Die subkutane Injektion von Buprenorphin (0,03 mg / kg) wurde für postoperative Analgesie gegeben und gegebenenfalls wiederholt alle 12 Stunden. 1. Hardware, Verbrauchsmaterialien und Positionierung <ol><li> Halten Sie die Kleintierchirurgie Zimmer ruhig, aseptisch, und die Raumtemperatur auf 23 ° C +/- 3 zu halten. Um die experimentellen Aneurysmachirurgie der folgende minimale Ausrüstung notwendig ist, durchführen: <ol><li> Verwenden Sie eine Tischplatte Operationsmikroskop idealerweise mit einem Assistenten Umfang und Digital-Mikroskop-Kamera ausgestattet. Verwenden Sie nicht porös wiederverwendbar Betriebsfläche und zu reinigen Instrument Oberfläche, um die Labortisch zu schützen. </li><li&gt; Bereiten Verbrauchsmaterialien wie Hautdesinfektionsmittel, physiologische Kochsalzlösung, kleinere und größere Tupfer und Nahtmaterial einschließlich 9-0 Mikronahtmaterial, einem nicht resorbierbaren 5-0, 3-0 und resorbierbares Nahtmaterial. </li><li> Verwenden Sie die folgenden Standard-OP-Instrumente: Chirurgische Scheren, Pinzetten, Weichteilspreizer oder Wundspreizer, und zwei Mosquito chirurgische Klammern. </li><li> Verwenden Sie ein mikrochirurgisches Instrument Grundsatz, der folgendes beinhaltet: Gebogene Mikronadelhalter, eine gekrümmte und zwei geraden Mikropinzetten, und einen geraden oder gebogenen microscissor. </li><li> Halten Sie die mikrochirurgischen Instrumente in einer Nierenschale mit steriler Kochsalzlösung gefüllt, um das Instrument nicht klebrig und sauber während der Operation zu halten. Die Nierenschale mit Gummimatte oder ein OP-Handschuh, um Schäden an den Spitzen der Mikroinstrumenten verhindern gepolstert. Stellen Sie sicher, dass alle Lieferungen sind steril und das Verfahren wird mit aseptischer Technik nach den aktuellen Empfehlungen für das Überleben der Operation an Labortieren durchgeführt <sup&gt; 8-10. </li><li> Darüber hinaus verwenden Sie einen Gefäß Clipapplikator und drei temporäre atraumatische Gefäßklemmen. Es ist wichtig, daß die verwendeten Klemmen weisen eine geringe Schließkraft, um eine Verletzung der sehr dünnen Wand der Aorta von Ratten zu verhindern. Bereiten auch ein Lineal mit Halbmillimeterskala Bars, einem kleinen farbigen Gummi-Pad, und eine kurze stumpfe Nadel. </li><li> Legen Sie die Ratten in Rückenlage, zu immobilisieren vorne und Hinterpfoten mit chirurgischen Band ohne Anwendung Dehnung oder Kompression auf die Haut und beugen den Rücken mit einem dicken Marker oder Stift Kauter, indem er unter der Holz Bereich des Rückens. Es ist wichtig, so viel wie Lordose der Lendenwirbelsäule möglich ist, um Belichtung und retroperitonealen Zugang zu der infrarenalen Aorta, die mikro Anastomose erleichtert Verbesserung erhalten. Diese Positionierung wird für die Bauch-Aorta Aneurysma Schaffung empfohlen, ist aber für die Thoraxspanentnahme nicht notwendig. </li></ol></li></ol> 2. Graft Ernte <ol><li> Under Vollnarkose, öffnen Sie die Brusthöhle (Start Transplantat Ischämie-Zeit). Tragen Sie eine schädliche Zehe Prise zu bestätigen, dass die Ratte nicht reagiert, bevor Sie mit den folgenden Schritten fortfahren. Durch die Bauchwand midventral geschnitten, identifizieren die Membran direkt über der Leber, und schneiden das Bindegewebe an der Unterseite der Membran, um Zugang zu den Brustkorb zu ermöglichen. Mit großen Scheren, stumpfen Seite nach unten, durch Rippen schneiden nur einen Zentimeter links und rechts der Mittellinie des Brustkorbs und öffnen Sie die Brusthöhle. Die Lungen werden an der rechten Seite des Herzens mobilisiert. Opfern die Ratten durch eine Überdosierung mit intra Injektion von Ketamin hydrochloride.Pulmonary Kofferraum, links subclavia, links Schädel Hohlvene und die azygous Vene mit der Ernte der proximalen Aorta stören. </li><li> Caudal zu den prominenten Venen gibt es eine gute Einstiegspunkt, um die Dissektion der Aorta descendens mit Mikro-Schere und microforceps starten. </li><li> Verfolgen Sie die thorakalen Aorta back von der dorsalen Thoraxwand nach oben, um den Aortenbogen durch sanftes Zurückziehen und stumpfe Dissektion mit dem Mosquito chirurgische Klemme. </li><li> Klemme und dann schneiden Sie die Adern mit einer Schere. Pflegen Sie die Klammern auf die Venen und die Verwendung als Aufroller, um die zugrunde liegenden Aortenbogen aussetzen. </li><li> Legen Sie eine nicht-resorbierbaren 6-0 Seidenligatur knapp über dem ersten Zwischenrippenarterie Verlassen der Aorta. </li><li> Schneiden Sie die absteigende Aorta knapp unterhalb des linken Schlüsselbeinarterie und dann unterhalb der Ligatur. Trimmen kann, um eine senkrecht standardisierten Aneurysma Geometrie erhalten erfolgen oder, wenn nötig, um einen bestimmten Winkel zwischen der Achse und dem Aneurysma der Aorta zu erhalten. Messung des Transplantats in der Breite und Länge. HINWEIS: Geerntet Transplantate können entweder sofort in Empfänger Ratten transplantiert werden oder weiterverarbeitet werden, um Dezellularisierung des Transplantats Wand zu erreichen. Dezellularisiertes Transplantate bei -4 Grad Celsius bis zur Wieder Implantation zu einem späteren Zeitpunkt (Abbildung 1) gespeichert werden. The Dezellularisierung der Aneurysmawand ist gezeigt worden, um das Aneurysma zu vergrößern 11 prädisponieren. </li></ol> 3. Graft Dezellularisierung <ol style="margin-left: 40px;"><li> Gefriertspendertransplantaten in Phosphat-gepufferter Salzlösung bei 4 ° C ist. </li><li> Am nächsten Tag auftauen Transplantate gründlich mit gereinigtem und deionisiertem Wasser bei Raumtemperatur und Inkubation für 10 h bei 37 ° C in 0,1% Natriumdodecylsulfat. </li><li> Schließlich, waschen Sie die Natriumdodecylsulfat-behandelten Transplantate drei Mal mit sanfter Bewegung, wieder einfrieren in Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung, und halten Sie bei -4 ° C bis zur Verwendung. </li></ol> 4. Aneurysma Creation <ol style="margin-left: 40px;"><li> Dissektion der Bauchaorta <ol><li> Nachdem das Tier wurde betäubt, Clip das Fell von der Operationsstelle und reinigen Sie die Haut mit einem geeigneten Desinfektionsmittel. Test für den Mangel an einer Zehenklemm Reaktion vor Hautinzision. Starten Sie den Schnitt 1cm proximal zu den Genitalien in midventral Position (Startbetriebszeit). Vorsichtig die Haut von den darunter liegenden Muskeln. Ende Präparation 1-2 cm unter dem Brustbein. </li><li> Vorsichtig, aber fest ziehen Sie die zugrunde liegenden Bauchmuskeln, um Schäden an den darunter liegenden Organe zu vermeiden. Verlängern Sie die Längsschnitt entlang der Linea alba nach oben, um den Schwertfortsatz und am Ende in Richtung Schwanz auf der Ebene der Blase. </li><li> Druck auf die Blase sanft an, um es um den Zugang zu dem Retroperitonealraum erleichtern entleeren. </li><li> Bewegen Sie den Dünndarm und den prominenten Blinddarm nach rechts oder links. Identifizieren Sie die Dickdarm nämlich die absteigend Doppelpunkt links unten auf der Bauchhöhle. </li><li> Schneiden Sie das Band zwischen dem Dünndarm und dem absteigenden Dickdarm in Richtung Schädel breitere Exposition der dorsalen Körperwand zu ermöglichen. Legen Sie eine Wundspreizer, den Darm auseinander zu halten. </li><li> Die ideale Lage des Ende-zu-Seite-Anastomose Aneurysma is auf der Ebene zwischen der Nieren-und iliolumbalen Venen gefunden. Die Bauchaorta liegt retroperitoneal im Fettgewebe eingebettet. Bei der Präparation ein besonderes Augenmerk auf die gepaarten fast transparent Harnleiter und Hodengefäße. </li><li> Wenn weitere Zurückziehen der Darm braucht, soll größer Gaze-Swaps. Die Lendenwirbelsäule Lordose während der Positionierung, indem Sie einen Stift oder Kauter ein ähnliches Objekt unter den unteren Rücken der Ratte induziert, reduziert deutlich die Notwendigkeit der Darm Rückzug. </li><li> Die Bauchseite der dorsalen Körperwand ist mit einer dünnen Bauchfell bedeckt. Sobald diese geöffnet wird, visualisieren die Aorta knapp unterhalb. Bei der sorgfältigen scharfe und stumpfe Dissektion der Bauchaorta von benachbarten großen Venen erfassen nur die Adventitia, um Schäden an der Gefäßwand zu vermeiden. </li><li> Selten entstehen kleine Lendenarterien als segmentale Gefäß von der dorsalen Oberfläche der Bauchaorta und stören Vorbereitung. Ligation und Schneiden des Behälters geb.ded retrograden Nässen während Aneurysma Naht zu vermeiden. Verwendung von gekrümmten Mikro-Pinzette können Ligatur Platzierung in der Tiefe zu erleichtern. </li></ol></li><li> End-zu-Seit-Anastomose <ol><li> Setzen Sie einen farbigen Gummipolster unter der Bauchaorta und polstern sie mit einem kleinen Gaze Tupfer. Entfernen Sie lose Bindegewebe und Adventitia auf der Ebene der geplanten Anastomose. </li><li> Spannen Sie den Bauch-Aorta distal der Anastomose, dann proximalen (Start Aorten-Spannzeit). Dies gewährleistet eine feste Füllung des Behälters und erleichtert die anschließende Arteriotomie. </li><li> Führen Sie die Arteriotomie entweder gerade oder gebogen Mikro-Schere. Ein Mikro-Pinzette hält ein sehr kleines Stück der Gefäßwand zu schneiden eine elliptische Form. </li><li> Spülen Sie die Arterie gründlich mit Kochsalzlösung in beide Richtungen mit einem stumpfen Spitze Nadel. </li><li> Platzieren der ersten beiden Nähte des End-zu-Seit-Anastomose an dem proximalen und distalen Ende der Arteriotomie (Startzeit Anastomose). Vermeiden Greifen der Gefäßwand mit den Mikropinzette, wann immer möglich. Stellen Sie sicher, dass jede Naht wird durch alle Schichten der Gefäßwand platziert. </li><li> Führen Naht entweder als durchgehenden oder unterbrochenen Nähten. Wenn unterbrochen Naht gewählt legen Sie dann zuerst die Rückseite neun Uhr Naht. Anschließende Naht auseinander beginnend benachbart der ersten Naht beabstandet ist. Fassen Sie die Adventitia sorgfältig. Vermeiden Sie jede Quetschung / Greifen der Intima. </li><li> Wenn die Rückwand fertig ist, überprüfen Sie die endoluminale Teil der Anastomose nach verlegten Nähten. Führen die gleichen Verfahren in der gleichen Reihenfolge auf der Vorderseite. Stellen Sie sicher, dass der erste von insgesamt drei Knoten pro Naht ist fest, aber nicht zu eng. </li></ol></li><li> Blutstillung und Verschluss <ol><li> Nachdem das Ende Anastomose abgeschlossen ist (End-Anastomose Zeit), spülen Sie die Website mit Kochsalzlösung und entfernen Sie die distale Klemme erste für Rückstau ermöglichen (Aorten-Klemmende und Endzeit Transplantat Ischämie timich). </li><li> Wenn offensichtlich Blutungen aus Rückfluss eine zusätzliche Stich können erforderlich sein, tritt (Startzeit der Hämostase). Bei kleineren Nässen, Blutstillung zu erreichen mit sanftem Druck über die blutende Stelle mit einem kleinen Stück von einem Gaze-Tupfer. </li><li> Entfernen Sie den proximalen Gefäßklemme, spülen Sie die Anastomose noch einmal, und schneiden Sie die verbleibenden Enden der Ligatur am Aneurysma Kuppel. </li><li> Durchgängigkeit des Aneurysmas durch Beobachtung der Volumenzunahme des Aneurysmas während der Spitzen bestätigen arteriellen Pulswelle. Beurteilen distalen Bauchschlagader Durchgängigkeit durch die direkte &quot;Melken Test&quot;. </li><li> Entfernen Sie die Plastikfolie und die kleine Mulltupfer darunter. Der pulsierende Blut Wirbel innerhalb des Aneurysmas erstellt ist deutlich sichtbar. </li><li> Decken Nahtlinien rund um die Anastomose mit kleinen Stücken von Fettgewebe oder Spongostan für zusätzliche Blutstillung, wenn kleine Nässen noch vorhanden ist (Endzeit der Blutstillung). </li><li> Entfernen Sie die Weichteilspreizer und Tupfer.Legen Sie den Dünndarm, Blinddarm, und der Fettmasse zurück in ihre richtige Position. </li><li> Schließen Sie die Mittellinie Bauchmuskeln mit 5-0, 4-0, 3-0 oder resorbierbaren oder nicht resorbierbaren Nahtmaterial, gefolgt von Hautwundverschluss mit fortlaufenden Naht-Technik mit 3-0 resorbierbaren Naht polyfilen (Ende Betriebszeit). Hinweis: Nach unserer Erfahrung Ratten toleriert resorbierbaren Hautnähte besser als nicht-resorbierbares Nahtmaterial Monofilament. </li></ol></li></ol>

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Die Autoren haben keine finanziellen oder wirtschaftlichen Interesse in einem der Medikamente, Materialien oder Geräte verwendet.

Fortschritte in unserem Verständnis der komplexen Biologie der sackförmige Hirnarterie Aneurysma hängt Analyse von epidemiologischen und klinischen Daten, ergänzt durch Laborstudien an Patientenproben und experimentelle Arbeiten in Tiermodellen 3,12,13. Kleintiere wie Ratten inhärent mit niedrigeren Kosten von Versuchen und dem Gehäuse verbunden ist, und verringerten Bedarf an Spezialgeräten. Eine durchschnittliche Betriebszeit von weniger als 60 Minuten für mikro Schaffun...

Bruch einer sackförmigen Hirnarterie Aneurysma verursacht lebensbedrohliche Blutung, die zu Schlaganfall, bleibende neurologische Schäden oder Tod. Bruch kann entweder durch mikrochirurgische Clipping oder endovaskuläre Aneurysma Okklusion verhindert werden. Eine medizinische Behandlung, um Aneurysma Wachstum und Bruch zu verhindern, ist noch nicht erwiesen. Versuchsmodellen für sackförmige Aneurysmen sind erforderlich, um die Biologie von Aneurysmen und zum Testen neuer therapeutischer Vorrichtungen und Strategien zu studieren. Für diese Zwecke sind mehrere verschiedene Modelle in unterschiedlichen Spezies entwickelt und veröffentlicht 1. Vorzugsweise größer Aneurysma Modelle in Schweinen, Hunden und Kaninchen zur endovaskulären Aneurysma Innovationen in komplexen Architektur 1,2 testen. Murine Aneurysma Modelle, auf der anderen Seite, lassen die Prüfung Forschungsfragen in gentechnisch veränderten Arten 3,4 und erleichtern Klärung Aneurysma Biologie auf zellulärer und molekularerNiveau weit besser als größere Arten 1. Obwohl endovaskulären trans carotis und trans-iliaca-Einsetzungs an Ratten größer begrenzt (&gt; 400-500 g) und Stents kleiner als 2,0 mm und 1,5 mm im Durchmesser 5,6 Stents kann auch durch direkte Einführung in die Aorta abdominalis platziert werden Segment beherbergen die experimentellen Aneurysmen. Frühere Arbeiten mit der Ratte mikro Bauch-Aorten-Aneurysma Seitenwand Modell demonstriert die Machbarkeit in der Prüfung Roman embolischen Geräte und ihre Verwendung bei der Untersuchung der molekularen Grundlagen der Biologie Aneurysma 3,7. Viele der aktuell veröffentlichten experimentellen sackförmigen Aneurysmas Modelle erfordern teure Ausrüstung, spezielle Umgebungen (zB sterile OP-Sälen mit Durchleuchtung Fähigkeiten), der interventionellen Radiologie Kompetenz, oder die Verwendung von teuren Arten. Diese Anforderungen schränken die weit verbreitete Verwendung dieser Modelle, und führen zu der Verwendung von verschiedenen Modellen in verschiedenen Laboratorien, worin MFlocken Datenvergleich und Meta-Analyse schwierig, wenn nicht unmöglich. Eine einfache, robuste und kostengünstige Versuchsmodell wird als standardisiertes Tool, das in einer standardisierten Art und Weise in verschiedenen Labors, um vergleichbare Ergebnisse von verschiedenen Institutionen erhalten verwendet werden können, benötigt. Zu diesem Zweck haben wir die Rattenaorta Seitenwand sackförmiges Aneurysma arteriellen Modell erstellt. Das Ziel dieses Berichts ist es, Schritt-für-Schritt-Handlungsanweisungen, Informationen über notwendige Ausrüstung zu präsentieren und wichtige anatomische und chirurgische Eigenschaften für die erfolgreiche Schaffung von mikro Bauch-Aorten-Aneurysmen Seitenwand in der Ratte zu diskutieren.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="752">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:236px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Medetomidine</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Any genericon</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Ketamin</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Any genericon</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Any genericon</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Phosphate buffered saline</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Sodium dodecyl sulfate (0.1%)</td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">3-0 resorbable suture</td>
			<td style="width:236px;">Ethicon Inc., USA</td>
			<td><a name="RANGE!C7">VCP824G</a></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">5-0 non absorbable suture</td>
			<td style="width:236px;">Ethicon Inc., USA</td>
			<td>8618G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">6-0 non absorbable silk suture</td>
			<td style="width:236px;">B. Braun, Germany</td>
			<td style="width:119px;">C0761060</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">9-0 nylon micro suture</td>
			<td style="width:236px;">B. Braun, Germany</td>
			<td style="width:119px;">G1118471</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Spongostan</td>
			<td style="width:236px;">Ethicon Inc., USA</td>
			<td style="width:119px;">MS0002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Operation microscope</td>
			<td style="width:236px;">Leica , Germany</td>
			<td style="width:119px;">M651</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Digital microscope camera</td>
			<td style="width:236px;">Sony, Japan</td>
			<td style="width:119px;">SSC-DC58AP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Standard surgical instruments</td>
			<td style="width:236px;">B. Braun, Germany</td>
			<td style="width:119px;">Multiple</td>
			<td>See protocol 1.4</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Microsurgical instruments</td>
			<td style="width:236px;">B. Braun, Germany</td>
			<td style="width:119px;">Multiple</td>
			<td>See protocol 1.5</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Vascular clip applicator</td>
			<td style="width:236px;">B. Braun, Germany</td>
			<td style="width:119px;">FT495T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Temporary vascular clamps</td>
			<td style="width:236px;">B. Braun, Germany</td>
			<td style="width:119px;">FT250T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Graph Pad Prism statistical software&#160;</td>
			<td style="width:236px;">GraphPad Software, San Diego, California, USA</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>V 6.02 for Windows</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model

Experimentelle sackförmigen Aneurysmas Modelle sind für die Prüfung neuartige chirurgische und endovaskuläre Behandlungsmöglichkeiten und Geräte, bevor sie in die klinische Praxis eingeführt werden, erforderlich. Darüber hinaus werden experimentelle Modelle benötigt, um die komplexe Biologie Aneurysma, die zu der sackförmigen Aneurysmen reißen aufzuklären. Mehrere verschiedene Arten von experimentellen Modellen für sackförmige Aneurysmen in verschiedenen Spezies nachgewiesen. Viele von ihnen erfordern jedoch besondere Fähigkeiten, teure Ausrüstung oder spezielle Umgebungen, was ihre weitverbreitete Verwendung einschränkt. Eine einfache, robuste und kostengünstige Versuchsmodell wird als standardisiertes Werkzeug, das in standardisierter Weise in verschiedenen Einrichtungen verwendet werden können, erforderlich. Die mikrochirurgische Ratte Bauch-Aorten-Aneurysma Seitenwand Modell kombiniert die Möglichkeit, sowohl neue endovaskuläre Behandlungsstrategien und die molekularen Grundlagen der Biologie Aneurysma in einem standardisierten und preiswert studierenWeise. Standardisierten Transplantate durch Form, Größe und Geometrie von Aorta descendens einer Spenderratte geerntet und dann mit einem syngenen Ratten-Empfänger transplantiert. Aneurysmen sind mit durchgehenden Naht Ende-zu-Seite oder unterbrochen 9-0 Nylonnaht an der infrarenalen Bauchaorta. Wir präsentieren die Schritt-für-Schritt-Handlungsanweisungen, Informationen über notwendige Ausrüstung und diskutieren wichtige anatomische und chirurgische Details für eine erfolgreiche mikro Schaffung eines Bauch-Aorten-Aneurysma Seitenwand in der Ratte.

Ein Pilot-Serie umfasst 14 Ratten. Anschließend wurden insgesamt 84 Tiere wurden nach dem vorgelegten Protokoll für mehrere Forschungsprojekte zwischen März und September 2012 weitere 29 Tiere dienten als Spender für die arterielle sackförmigen Transplantate betrieben. Die übrigen Versuche wurden unter Verwendung vorbehandelt Transplantate geerntet und aus früheren Experimenten mit Ratten des gleichen Geschlechtes, Stammes, Gewicht, Alter und gespeichert. Körpergewicht, Gesamtbetrieb...

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The Helsinki Rat Microsurgical Sidewall Aneurysm Model

Microsurgical sidewall aneurysms in rats are created by end-to-side anastomosis of an aortic graft to the abdominal aorta. We present step-by-step instructions and discuss anatomical and surgical details for successful experimental saccular aneurysm creation.

Der Rat von Helsinki Mikroseitenwand Aneurysma Modell

Experimental saccular aneurysm models are necessary for testing novel surgical and endovascular treatment options and devices before they are introduced ...

the-helsinki-rat-microsurgical-sidewall-aneurysm-model

Research

JoVE Journal

Medicine

12.2K Aufrufe.  University of Helsinki, Helsinki, Finland. Microsurgical sidewall aneurysms in rats are created by end-to-side anastomosis of an aortic graft to the abdominal aorta. We present step-by-step instructions and discuss anatomical and surgical details for successful experimental saccular aneurysm creation.

Serie: The Helsinki Rat Microsurgical Sidewall Aneurysm Model

Microsurgical Venous Pouch Arterial-Bifurcation Aneurysms in the Rabbit Model: Technical Aspects

For ruptured human cerebral aneurysms endovascular embolization has become an equivalent alternative to aneurysm clipping.1 However, large clinical trials have shown disappointing long-term results with unacceptable high rates of aneurysm recanalization and delayed aneurysm rupture.2 To overcome these problems, animal experimental studies are crucial for the development of better endovascular devices.3-5
Several animal models in rats, rabbits, canines and swine are available.6-8 Comparisons of the different animal models showed the superiority of the rabbit model with regard to hemodynamics and comparability of the coagulation system and cost-effectiveness.9-11 
The venous pouch arterial bifurcation model in rabbits is formed by a venous pouch sutured into an artificially created true bifurcation of both common carotid arteries (CCA). The main advantage of this model are true bifurcational hemodynamics.12 The major drawbacks are the sofar high microsurgical technical demands and high morbidity and mortality rates of up to 50%.13 These limitations have resulted in less frequent use of this aneurysm model in the recent years. These shortcomings could be overcome with improved surgical procedures and modified peri- and postoperative analgetic management and anticoagulation.14-16 Our techniques reported in this paper demonstrate this optimized technique for microsurgical creation of arterial bifurcation aneurysms.

An optimized technique for the microsurgical creation of arterial bifurcation aneurysms mimicking bifurcation human cerebral aneurysms is described. A venous pouch is sutured into an artificially created true bifurcation of both common carotid arteries. Facilitated microsurgical techniques and aggressive postoperative anticoagulation and analgesia lead to minimized morbidity rates and high aneurysm patency rates.

Mikrochirurgische venöse Pouch Arterial-Bifurcation Aneurysmen in the Rabbit Modell: Technische Aspekte

For ruptured human cerebral aneurysms endovascular embolization has become an equivalent alternative to aneurysm clipping.1 However, large clinical trials ...

Forschung

Medizin

A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to affect the function of several organs and tissues and to contribute to the development of the many complications associated with obesity and the metabolic syndrome, including type 2 diabetes. To study the mechanisms by which excessive levels of glucose and fatty acids affect the pancreatic beta-cell and the secretion of insulin, we have established a chronic nutrient infusion model in the rat. The procedure consists of catheterizing the right jugular vein and left carotid artery under general anesthesia; allowing a 7-day recuperation period; connecting the catheters to the pumps using a swivel and counterweight system that enables the animal to move freely in the cage; and infusing glucose and/or Intralipid (a soybean oil emulsion which generates a mixture of approximately 80% unsaturated/20% saturated fatty acids when infused with heparin) for 72 hr. This model offers several advantages, including the possibility to finely modulate the target levels of circulating glucose and fatty acids; the option to co-infuse pharmacological compounds; and the relatively short time frame as opposed to dietary models. It can be used to examine the mechanisms of nutrient-induced dysfunction in a variety of organs and to test the effectiveness of drugs in this context.

A protocol for chronic infusions of glucose and Intralipid in rats is described. This model can be used to study the impact of nutrient excess on organ function and physiological parameters.

Ein Modell der chronischen Nährstoff Infusion in der Ratte

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to  affect the function of several organs and tissues and to contribute to the  ...

A New Murine Model of Endovascular Aortic Aneurysm Repair

Endovascular aneurysm exclusion is a validated technique to prevent aneurysm rupture. Long-term results highlight technique limitations and new aspects of Abdominal aortic aneurysm (AAA) pathophysiology. There is no abdominal aortic aneurysm endograft exclusion model cheap and reproducible, which would allow deep investigations of AAA before and after treatment. We hereby describe how to induce, and then to exclude with a covered coronary stentgraft an abdominal aortic aneurysm in a rat. The well known elastase induced AAA model was first reported in 19901 in a rat, then described in mice2. Elastin degradation leads to dilation of the aorta with inflammatory infiltration of the abdominal wall and intra luminal thrombus, matching with human AAA. Endovascular exclusion with small covered stentgraft is then performed, excluding any interactions between circulating blood and the aneurysm thrombus. Appropriate exclusion and stentgraft patency is confirmed before euthanasia by an angiography thought the left carotid artery. Partial control of elastase diffusion makes aneurysm shape different for each animal. It is difficult to create an aneurysm, which will allow an appropriate length of aorta below the aneurysm for an easy stentgraft introduction, and with adequate proximal and distal neck to prevent endoleaks. Lots of failure can result to stentgraft introduction which sometimes lead to aorta tear with pain and troubles to stitch it, and endothelial damage with post op aorta thrombosis. Giving aspirin to rats before stentgraft implantation decreases failure rate without major hemorrhage. Clamping time activates neutrophils, endothelium and platelets, and may interfere with biological analysis.

Histological and biochemical modifications after aneurysm endograft exclusion are still unclear. We describe a new model of endograft implantation on a murine aneurysm. Through thrombus analysis with and without persistant circulating blood stream interface, and new endovascular biomaterials evaluation, this model will help to better understand endovascular aneurysm exclusion pathobiology.

Ein neues Mausmodell der endovaskuläre Aortenaneurysma Repair

Endovascular aneurysm exclusion is a validated technique to prevent aneurysm rupture. Long-term results highlight technique limitations and new aspects of ...

Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and unrelieved pressure due to immobility. Animal models have been developed that attempt to mimic these conditions for the purpose of furthering our understanding of the complexity of chronic wounds. The model described herein is a rat ischemic skin flap model that permits a prolonged reduction of blood flow resulting in wounds that become ischemic and resemble a chronic wound phenotype (reduced vascularization, increased inflammation and delayed wound closure). It consists of a bipedicled dorsal flap with 2 ischemic wounds placed centrally and 2 non-ischemic wounds lateral to the flap as controls. A novel addition to this ischemic skin flap model is the placement of a silicone sheet beneath the flap that functions as a barrier and a splint to prevent revascularization and reduce contraction as the wounds heal. Despite the debate of using rats for wound healing studies due to their quite distinct anatomic and physiologic differences compared to humans (i.e., the presence of a panniculus carnosus muscle, short life-span, increased number of hair follicles, and their ability to heal infected wounds) the modifications employed in this model make it a valuable alternative to previously developed ischemic skin flap models.

The rat, due to its size, availability, and rather docile behavior, has been utilized as a research model for many years. The goal of this protocol is to utilize the rat as an ischemic skin wound healing model to provide valuable insight into the pathophysiology of chronic wounds.

Demonstration der Ratte ischämische Hautwunde Modell

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

The Dimethylnitrosamine Induced Liver Fibrosis Model in the Rat

Four to six week old, male Wistar rats were used to produce animal models of liver fibrosis. The process requires four weeks of administration of 10 mg/kg dimethylnitrosamine (DMN), given intraperitoneally for three consecutive days per week. Intraperitoneal injections were performed in the fume hood as DMN is a known hepatoxin and carcinogen. The model has several advantages. Firstly, liver changes can be studied sequentially or at particular stages of interest. Secondly, the stage of liver disease can be monitored by measurement of serum alanine aminotransferase (ALT) and aspartate aminotransferase (AST) enzymes. Thirdly, the severity of liver damage at different stages can be confirmed by sacrifice of animals at designated time points, followed by histological examination of Masson&#39;s Trichome stained liver tissues. After four weeks of DMN dosing, the typical fibrosis score is 5 to 6 on the Ishak scale. The model can be reproduced consistently and has been widely used to assess the efficacy of potential anti-fibrotic agents.

We describe a method to produce an animal model of liver fibrosis in the rat, and assess the degree of fibrosis by histological examination of the liver. The model can be used to study the development of liver disease as well as to test the efficacy of potential anti-fibrotic agents.

Die Dimethylnitrosamin Induced Liver Fibrosis Modell in der Ratte

Four to six week old, male Wistar rats were used to produce animal models of liver fibrosis. The process requires four weeks of administration of 10 mg/kg ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie mit Draht Myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Corneal Epithelial Abrasion with Ocular Burr As a Model for Cornea Wound Healing

The murine cornea provides an excellent model to study wound healing. The cornea is the outermost layer of the eye, and thus is the first defense to injury. In fact, the most common type of eye injury found in clinic is a corneal abrasion. Here, we utilize an ocular burr to induce an abrasion resulting in removal of the corneal epithelium in vivo on anesthetized mice. This method allows for targeted and reproducible epithelial disruption, leaving other areas intact. In addition, we describe the visualization of the abraded epithelium with fluorescein staining and provide concrete advice on how to visualize the abraded cornea. Then, we follow the timeline of wound healing 0, 18, and 72 h after abrasion, until the wound is re-epithelialized. The epithelial abrasion model of corneal injury is ideal for studies on epithelial cell proliferation, migration and re-epithelialization of the corneal layers. However, this method is not optimal to study stromal activation during wound healing, because the ocular burr does not penetrate to the stromal cell layers. This method is also suitable for clinical applications, for example, pre-clinical test of drug effectiveness.

This protocol describes a method to inflict an abrasion to the ocular surface of the mouse, and to follow the wound healing process thereafter. The protocol takes advantage of an ocular burr to partially remove the surface epithelium of the eye in anaesthetized mice.

Epitheliale Korneaabnutzung mit okulärer Burr als Modell für die Hornhaut Wundheilung

The murine cornea provides an excellent model to study wound healing. The cornea is the outermost layer of the eye, and thus is the first defense to ...

An Ex Vivo Tissue Culture Model for Fibrovascular Complications in Proliferative Diabetic Retinopathy

Diabetic retinopathy (DR) is the most common microvascular complication of diabetes and one of the leading causes of blindness in working-age adults. No current animal models of diabetes and oxygen-induced retinopathy develop the full-range progressive changes manifested in human proliferative diabetic retinopathy (PDR). Therefore, understanding of the disease pathogenesis and pathophysiology has relied largely on the use of histological sections and vitreous samples in approaches that only provide steady-state information on the involved pathogenic factors. Increasing evidence indicates that dynamic cell-cell and cell-extracellular matrix (ECM) interactions in the context of three-dimensional (3D) microenvironments are essential for the mechanistic and functional studies towards the development of new treatment strategies. Therefore, we hypothesized that the pathological fibrovascular tissue surgically excised from eyes with PDR could be utilized to reliably unravel the cellular and molecular mechanisms of this devastating disease and to test the potential for novel clinical interventions. Towards this end, we developed a novel method for 3D ex vivo culture of surgically-excised patient-derived fibrovascular tissue (FT), which will serve as a relevant model of human PDR pathophysiology. The FTs are dissected into explants and embedded in fibrin matrix for ex vivo culture and 3D characterization. Whole-mount immunofluorescence of the native FTs and end-point cultures allows thorough investigation of tissue composition and multicellular processes, highlighting the importance of 3D tissue-level characterization for uncovering relevant features of PDR pathophysiology. This model will allow the simultaneous assessment of molecular mechanisms, cellular/tissue processes and treatment responses in the complex context of dynamic biochemical and physical interactions within the PDR tissue architecture and microenvironment. Since this model recapitulates PDR pathophysiology, it will also be amenable for testing or developing new treatments.

Here, we present a protocol to study the pathophysiology of proliferative diabetic retinopathy by using patient-derived, surgically-excised, fibrovascular tissues for three-dimensional native tissue characterization and ex vivo culture. This ex vivo culture model is also amenable for testing or developing new treatments.

Ein Ex-Vivo-Gewebekultur-Modell für fibrovaskulärem Komplikationen bei proliferativer diabetischer Retinopathie

Diabetic retinopathy (DR) is the most common microvascular complication of diabetes and one of the leading causes of blindness in working-age adults. No ...

Murine Surgical Model of Topical Elastase Induced Descending Thoracic Aortic Aneurysm

According to the Center for Disease Control, aortic aneurysms (AAs) were considered a leading cause of death in all races and both sexes from 1999-2016. An aneurysm forms as a result of progressive weakening and eventual dilation of the aorta, which can rupture or tear once it reaches a critical diameter. Aneurysms of the descending aorta in the chest, called descending thoracic aortic aneurysms (dTAA), make up a large proportion of aneurysm cases in the United States. Uncontained dTAA rupture is almost universally lethal, and elective repair has a high rate of morbidity and mortality. The purpose of our model is to study dTAA specifically, to elucidate the pathophysiology of dTAA and to search for molecular targets to halt the growth or reduce the size of dTAA. By having a murine model to study thoracic pathology precisely, targeted therapies can be developed to specifically test dTAA. The method is based on the placement of porcine pancreatic elastase (PPE) directly on the outer murine aortic wall after surgical exposure. This creates a destructive and inflammatory reaction, which weakens the aortic wall and allows for aneurysm formation over weeks to months. Though murine models possess limitations, our dTAA model produces robust aneurysms of predictable size. Furthermore, this model can be used to test genetic and pharmaceutical targets which may arrest dTAA growth or prevent rupture. In human patients, interventions such as these could help avoid aneurysm rupture, and difficult surgical intervention.

We describe a surgical protocol to consistently induce robust descending thoracic aortic aneurysms in mice. The procedure involves left thoracotomy, thoracic aorta exposure, and placement of a sponge soaked in porcine pancreatic elastase on the aortic wall.

Murine chirurgisches Modell der topischen Elastase induzierte absteigende Thorax Aortenaneurysm

According to the Center for Disease Control, aortic aneurysms (AAs) were considered a leading cause of death in all races and both sexes from 1999-2016. ...