Marc Wozniak pour l&#39;utilisation du Département de biologie cellulaire et de l&#39;équipement de la vidéographie de développement. Université Vanderbilt imagerie cellulaire de ressources partagées. Ce travail est soutenu par AHA subvention 12PRE10950005 à l&#39;ERP, AHA subvention 11GRNT7690040 de DMB, NIH R01 HL037675 à DMB. DMB est le président Gladys P. Stahlman en recherche cardiovasculaire.

S&#39;assurer que toutes les procédures impliquant des animaux sont approuvés par l&#39;utilisation des animaux appropriés et soins du corps. 1 Préparer Stock tampons à l&#39;avance <ol><li> Préparer 2 L stocks de Ca2 + libre de Tyrode (Table 1). Ajuster le pH à 7,4 avec NaOH. </li><li> Préparer 2 L stocks 1.2 (la Table 2) de mM Ca2 + Tyrode. Ajuster le pH à 7,4 avec NaOH. </li></ol> 2 Le jour de l&#39;expérience, Préparer la perfusion, transfert et Digestion tampons <ol><li> Préparer tampon de perfusion de 150 ml en Ca 2 + libre de Tyrode (tableau 3) et filtrer à travers un filtre de 0,2 um. </li><li> Préparer 35 ml de Ca 2 + libre transfert &quot;tampon A&quot; (Tableau 4) et de 25 ml contenant du Ca2 + &quot;tampon B» (Tableau 5). Filtre chacun à travers un filtre de 0,2 um. </li><li> Préparer des solutions de 00,06, 0,24, 0,6, et 1,2 mM de Ca 2 + par le mélange tampon A et B au tableau 6. </li><li> Préparer du tampon de digestion de 25 ml en dissolvant les enzymes de digestion dans 25 ml de tampon de perfusion (tableau 7) sur la base du poids corporel (BW) de la souris. Filtrer à travers un filtre de 0,2 um avant utilisation. </li></ol> 3. installation expérimentale <ol><li> Assemblage d&#39;un appareil de Langendorff à débit constant, disponible dans le commerce ou à l&#39;aide d&#39;une pompe, un tube, et une bobine d&#39;échangeur de chaleur péristaltique pour permettre un débit de 3 ml d&#39;écoulement / min de solution de perfusion chauffé à 37 ° C. Un schéma simple est fourni dans l&#39;examen de 2011 par Bell et al 18. </li><li> Régler la température de circulation du bain d&#39;eau (~ 47 ° C) de l&#39;appareil de Langendorff, afin que la canule de sortie est à 37 ° C à un débit de 3 ml / min. </li><li> Exécuter éthanol à 70% à travers le système de perfusion pendant 15 min, puis 100 ml d&#39;eau de type I ultrapure. Tampon de perfusion courir à travers la systématisationm pendant 5 min, tout en éliminant les bulles d&#39;air. </li><li> Stériliser tous les instruments chirurgicaux avec une méthode souhaitée. </li><li> Créer une canule en fixant un morceau court (environ 3 mm) de tube PE-50 à l&#39;extrémité 23 d&#39;un embout Luer-G adaptateur. pointe de chaleur de tube pour créer une lèvre sur laquelle l&#39;aorte sera positionné. </li></ol> 4. cardiomyocytes isolement <ol><li> Injecter souris avec 0,2 ml de solution d&#39;héparine (1000 IU / ml), par injection intrapéritonéale. </li><li> Après 5 min, anesthésier la souris avec isofluorane. Une fois complètement anesthésiés (pas de réponse à une forte pincée de pied), pulvériser poitrine avec EtOH à 70%. Ouvrez le coffre, exciser rapidement le coeur, en faisant attention à ne pas endommager l&#39;aorte, et dans 4 ° C tampon de perfusion. Utilisez une pince courbes de saisir et de soulever dans le cœur. Cela crée un espace pour couper les pièces jointes derrière le cœur avec des ciseaux fins. </li><li> Cathétériser coeur en saisissant délicatement le bord de l&#39;aorte avec deux paires de pinces fines et en tirant soigneusement la mise en service:ng de l&#39;aorte au-dessus de la lèvre de la canule. S&#39;assurer que la pointe de la canule n&#39;est pas passé la valve aortique et dans le ventricule, comme cela va inhiber la perfusion du coeur par les artères coronaires. </li><li> Fixer l&#39;aorte à la canule en attachant une boucle de fil de suture en soie 5-0 autour de l&#39;aorte juste au-dessus de la lèvre de la canule. </li><li> Remarque: Les étapes 4.2 à 4.4 devraient être achevés aussi rapidement que possible pour une meilleure digestion de la qualité. </li><li> Remarque: Le cœur peut être accroché directement sur la canule déjà fixé à l&#39;appareil de Langendorff avec coule tampon de perfusion. Cependant, le coeur accroché sur une canule fixée à une seringue de petit tampon de perfusion sous un microscope de dissection a été trouvé pour être plus efficace. Cela permet à une petite quantité de tampon de perfusion pour être poussée à travers, en regardant à la compensation des artères coronaires et d&#39;assurer le coeur est solidement fixé à la canule. La canule est ensuite accroché sur le Langendorff avec la gestion du tampon de perfusion. </li><li> Perfusele coeur de Ca2 + libre tampon de perfusion à un débit de 3 ml / min pendant 2-3 min. </li><li> Mettre à l&#39;enzyme tampon de digestion et perfuser pour 7-10 min, le cœur devient plus doux et plus légers en couleur. </li><li> Remarque: la durée de minéralisation peut être ajustée en fonction de l&#39;activité enzymatique et la taille du cœur. </li><li> Une fois que le cœur est manifestement flasque, retirez le cœur de canule et le placer dans un plat de p60 stérile avec le tampon A (Ca2 + tampon de transfert gratuit). </li><li> Retirer les oreillettes et les gros vaisseaux. Retirer le ventricule droit, si désiré. Avec une pince, séparer le ventricule en petits morceaux. Introduire à la pipette plusieurs fois avec 5 ml d&#39;une pipette de transfert stérile à disperser en outre des cellules. </li><li> On filtre la suspension cellulaire dans un tube conique de 50 ml à travers un filtre à mailles de nylon de 250 um. </li><li> Laisser la suspension de culot pour environ 10 min. </li><li> Transférer le culot dans la solution 2 + Ca 0,06 mM. Permettent aux cellules de granulés pour 10 min. Les cellules saines vont sédimenter, tandis que la plupart des cellules mortes flottent. </li&gt; <li> Aspirer le surnageant et transférer le culot à l&#39;mM Ca2 + solution de 0,24. </li><li> Répétez 10 minutes d&#39;incubation, l&#39;aspiration, et de les transférer dans les deux solutions 2 + Ca reste jusqu&#39;à ce que les cellules sont dans la solution de 1,2 mM. A ce moment, la majorité des cellules doit être myocytes en forme de tige. </li></ol> 5. mesure contractilité et calcium transitoires <ol><li> Remarque: Les contractilité et transitoires de calcium peuvent être mesurées simultanément. </li><li> Préparer Fura-2 AM solution par remise en suspension dans du DMSO anhydre à une concentration de 1 pg / pl. Solution Fura-2 AM peut être stocké dans un dessiccateur à -20 ° C. </li><li> Charge 1 ml de cellules en suspension avec 1 pi Fura-2 heures. Permettent aux cellules de s&#39;asseoir dans l&#39;obscurité 10 minutes, puis aspirer le surnageant. Laver deux fois avec la solution de Ca2 + Tyrode, permettant aux cellules de granulés dans l&#39;obscurité pendant 10 min entre les lavages. </li><li> Déposer une lamelle de verre dans un insert de phase qui permet chauffé perfusion / aspiration et l&#39;électrode de stimulation d&#39;un stimulateur domaine des myocytes. insert de scène de la Place de microscope inversé mis en place pour la mesure de la fluorescence, en ajoutant une goutte d&#39;huile à l&#39;aide d&#39;un objectif si l&#39;objectif à immersion d&#39;huile. </li><li> Mettre en place une perfusion par gravité chauffée avec une solution de 1,2 mM Ca2 + Tyrode donc solution sur scène atteint 37 ° C. Fixez aspiration à vide. Appliquez les électrodes. </li><li> Allumez le système de microscope, et ouvrir le logiciel de fluorescence et d&#39;acquisition de données de dimensionnement des cellules quotientométrique. </li><li> Ajouter quelques gouttes de cellules chargées de Fura-2 heures à l&#39;insert de la scène, bloquant momentanément la perfusion afin de permettre aux cellules saines de se déposer. </li><li> Utilisez objectif 40X pour localiser la cellule désirée. Une cellule saine doit être en forme de bâton et pas se contractant spontanément. Il faut visiblement et uniformément contrat lorsque la cellule est stimulée à 5-20 V. </li><li> Remarque: l&#39;analyse physiologique nécessite une digestion de haute qualité. Il est possible d&#39;avoir des cellules qui semblent saines, mais ne le font pas pa<html> CE et à l&#39;analyse physiologique. protocole de digestion peut être affinée pour obtenir de haute qualité, les myocytes sains. En outre, coeurs mutantes ou malades peuvent nécessiter des modifications au protocole. </li><li> Régler la rotation de la lentille et le changement ouverture de manière souhaitée cellule est aligné horizontalement sur l&#39;écran et le fond n&#39;est pas visible. </li><li> Aligner les barres de détection de bord à chaque extrémité de myocytes et ajuster seuil. Aligner la détection des sarcomères sur une partie de cellule de sarcomères uniformes. Le plus vous pouvez faire ce bar, le plus précis du modèle mathématique de la longueur de sarcomère sera, tant que ce n&#39;est pas sur deux populations de sarcomères. </li><li> cellules de Pace à 2 Hz et 5-20 V pour 10-15 secondes avant l&#39;enregistrement. </li><li> traçage d&#39;enregistrement. La lumière ambiante doit être minimisée pour le meilleur enregistrement calcium transitoire. </li></ol> Analyse 6. <ol><li> Analyser des traces par fluorescence ratiométrique et logiciel d&#39;acquisition de données de dimensionnement de cellule. </li></ol>titre &quot;&gt; 7. D&#39;autres études <ol><li> Ce protocole fournit les cellules excédentaires qui peuvent être utilisés pour une variété d&#39;autres expériences, notamment: la fixation et coloration immunologique, l&#39;évaluation des effets directs de la drogue, de la culture à court terme, et la microscopie à force atomique. </li></ol>

<ol>
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D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FGF23+is+a+novel+regulator+of+intracellular+calcium+and+cardiac+contractility+in+addition+to+cardiac+hypertophy.">FGF23 is a novel regulator of intracellular calcium and cardiac contractility in addition to cardiac hypertophy.</a> American Journal of Physiology - Endocrinology and Metabolism. , (2013).</li><li>Helmes, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Titin+Determines+the+Frank-Starling+Relation+in+Early+Diastole.">Titin Determines the Frank-Starling Relation in Early Diastole.</a> The Journal of General Physiology. 121, 97-110 (2003).</li><li>Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrograde+heart+perfusion:+The+Langendorff+technique+of+isolated+heart+perfusion.">Retrograde heart perfusion: The Langendorff technique of isolated heart perfusion.</a> Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 50, 940-950 (2011).</li><li>Flynn, J. M., Santana, L. F., Melov, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+Cell+Transcriptional+Profiling+of+Adult+Mouse+Cardiomyocytes.">Single Cell Transcriptional Profiling of Adult Mouse Cardiomyocytes.</a> J Vis Exp. (58), e3302 (2011).</li></ol>

Nous n&#39;avons rien à divulguer.

Isolation des cardiomyocytes de qualité nécessite un certain niveau de pratique et d&#39;optimisation. Ce protocole contient des étapes clés qui peuvent grandement influer sur le résultat de la digestion. Ceux-ci devraient être examinés avec soin lors de l&#39;exécution et le dépannage du protocole. Le temps de retrait de la canule de coeur et la perfusion doit être réduit au minimum, de préférence moins de cinq minutes. Rinçage du coeur immédiatement dans un tampon de perfusion glacé après le retrait d...

Cardiomyocytes provide the contractile force for the heart. Each myocyte contains organized cytoskeletal and contractile elements essential to contraction. The heart not only contains cardiomyocytes but also fibroblasts, connective tissue, and modified myocytes such as Purkinje fibers. Changes in any or all of these cell types can be seen in heart failure, making determination of the ultimate cause of heart dysfunction difficult. Decreased ventricular contractility of a failing heart is preceded by varying degrees of fibrous tissue build-up and hypertrophy and dysfunction of the cardiomyocytes1. Arrhythmias can be caused by dysfunction in the conducting cells2, fibrosis interrupting cardiac conduction3, or changes in the expression of ion channels in cardiomyocytes1,4. Indeed, these problems often co-exist in a complicated fashion.
Isolating and studying cardiomyocytes allows one to examine contractile and electrical dysfunction of individual myocytes in the context of overall heart function. Techniques to isolate individual cardiac myocytes were developed over 40 years ago in an effort to better study physiology of this &#8216;workhorse&#8217; cell of the heart. Isolation techniques have been improved to increase yield and quality of cells, with the vital development of coronary perfusion via cannulation of the aorta, first performed in 19705. This article describes cardiomyocyte isolation followed by measurement of contractility and calcium transients using ratiometric fluorescence and cell dimensioning data acquisition software. In both genetic and environmental models of heart disease, utilizing this protocol provides key information about cell contractility, sarcomeric contractility and relaxation, calcium transients, and cytoskeletal disruption. This system is often used to test the effect of drugs on isolated cardiomyocytes6,7. We employ the system to compare contractility and calcium transients of cardiomyocytes between wild type mice and mice with a mutation leading to dilated cardiomyopathy.
Studying individual cardiac myocytes has numerous advantages over other commonly used methods to study cardiac anatomy and physiology. Echocardiography and electrocardiography provide information about the contractile function and electrical conduction of the heart overall. Neither of these methods explains the cause or nature of the dysfunction below the level of the whole organ. Measuring contractility of individual cardiomyocytes using edge-detection and sarcomere length algorithms can demonstrate that changes within the contractile cell of the heart are present within global heart dysfunction. Measuring calcium transients demonstrates the influence of changes in ion flux at a cellular level to contractile dysfunction or arrhythmias.
In addition to complementing whole organ studies, this protocol provides cells easily stained for sub-cellular components. It is possible to see cytoskeletal changes by staining tissue sections of the whole heart; however, one is only able to visualize a cross section of cells. A whole cardiomyocyte is thicker than the typical tissue section, and given the arrangement and length of the cardiomyocytes, it is difficult to see whole cells in a single section. Isolated cardiomyocytes can be fixed immediately and stained for a variety of cytoskeletal elements and ion channels. Confocal images can be compiled into full thickness z-stacks of the cell. Additionally, staining isolated cardiac myocytes allows for staining of components that are impossible to visualize in sections, such as the membrane invaginations known as t-tubules.
Cultured cell lines of cardiac myocytes do exist, some of which have similar transcriptional profiles and phenotypic features to cardiac myocytes. Some, such as the HL-1 cell line, even retain some sarcomeric organization and rudimentary contractile ability8. Despite these qualities, cultured cells lack the &#8220;box car&#8221; shape and t-tubule structure of cardiomyocytes and have less sarcomeric organization. These components are essential to the function of cardiomyocytes in vivo. In addition, using cultured cells allows genetic manipulation but not in vivo physiologic manipulation. Isolated cardiomyocytes retain their cellular organization long enough to study but are still easily imaged and even transduced9. 
Isolated cardiomyocytes are extremely versatile, providing a substrate to identically analyze cells from varied experimental conditions. Isolation and physiological analysis of myocytes have been used by countless labs for a variety of experiments including studying the effect of drugs6,7 or small molecules10, environmental stressors11, infection12, illness13, or genetic mutation14,15 on contractility and/or calcium transients and studying the regulation of contractility and calcium release within a cardiomyocyte15-17. With the application of any of these stressors, changes in heart function could be due to any combination of changes in the cardiomyocytes themselves and changes in the surrounding environment of the heart, such as scarring, changes in conductivity, or changes to the extracellular matrix. This is an ideal protocol for answering research questions regarding individual myocyte structure and function in the context of heart failure from any cause.
Although it has countless advantages over other techniques, physiological analysis of isolated cardiomyocytes is not ideal for every research question. Isolation is a terminal procedure, thus cardiomyocytes can only be assessed at one time in the mouse&#8217;s life. This can be partially overcome using cohorts and sacrificing individual mice along the course of illness development or by monitoring the mouse to determine whether it has clinically significant heart failure before isolation. Although this protocol can determine whether cardiomyocyte dysfunction has occurred, one cannot draw the conclusion that this dysfunction is the root cause of heart failure without additional experimental information. It is possible that cardiomyocyte dysfunction itself is secondary to other changes in the heart. Despite these challenges, studying cardiomyocytes offers valuable information in determining the nature of dysfunction in the heart, especially when combined with other experiments. 
The following protocol is adapted from one provided by Dr. Chee Lim, Vanderbilt University. Although contractility and calcium flux data are highly reproducible and useful in comparing hearts with genetic or environmental manipulation, isolation itself remains a technique dependent protocol, requiring optimization. Minimizing the time between removing the heart from the mouse and perfusing the heart via aortic cannulation is essential for a quality digestion. In addition, digestion time and enzyme concentration can be optimized for the highest quality myocytes. Steps likely requiring optimization, along with suggestions for optimization, are noted below.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">NaCl</td>
			<td style="width:221px;">RPI</td>
			<td style="width:159px;">S23020</td>
			<td style="width:88px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">KCl</td>
			<td style="width:221px;">Sigma</td>
			<td style="width:159px;">P-3911</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:253px;">MgCl2</td>
			<td style="width:221px;">Sigma</td>
			<td style="width:159px;">M-8266</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">HEPES</td>
			<td style="width:221px;">EM Science</td>
			<td style="width:159px;">S320</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:253px;">NaH2PO4</td>
			<td style="width:221px;">Sigma</td>
			<td style="width:159px;">S5011</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:253px;">CaCl2 &#376; 2H2O</td>
			<td style="width:221px;">Fisher</td>
			<td style="width:159px;">C79</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">D-(+)-Glucose</td>
			<td style="width:221px;">Sigma</td>
			<td style="width:159px;">G7528</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">2,3-Butanedione-monoxime (BDM)</td>
			<td style="width:221px;">Sigma</td>
			<td style="width:159px;">B-0753</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">Taurine</td>
			<td style="width:221px;">Sigma</td>
			<td style="width:159px;">T-0625</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">Bovine Serum Albumin (BSA)</td>
			<td style="width:221px;">Sigma</td>
			<td style="width:159px;">A-7030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">Collagenase B</td>
			<td style="width:221px;">Roche Diagnostics</td>
			<td style="width:159px;">1-088-823</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">Collagenase D</td>
			<td style="width:221px;">Roche Diagnostics</td>
			<td style="width:159px;">1-088-882</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">Protease XIV</td>
			<td style="width:221px;">Sigma</td>
			<td style="width:159px;">P-5147</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">Heparin</td>
			<td style="width:221px;">APP Pharmaceuticals, LLC</td>
			<td style="width:159px;">401586D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">Isofluorane</td>
			<td style="width:221px;">Butler Schein</td>
			<td style="width:159px;">11695-6776-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">Fura-2 AM</td>
			<td style="width:221px;">Teflabs</td>
			<td style="width:159px;">103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">DMSO &#8211; anhydrous</td>
			<td style="width:221px;">Sigma</td>
			<td style="width:159px;">276855</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:253px;">IonOptix cell pacing and fluorescent analysis system</td>
			<td style="width:221px;">IonOptix</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">250 um nylon mesh filter</td>
			<td style="width:221px;">Sefar America</td>
			<td style="width:159px;">Lab Pak 03-250/50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">23G leur-stub adaptor</td>
			<td style="width:221px;">Becton Dickinson</td>
			<td style="width:159px;">1482619E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:253px;">PE-50 tubing</td>
			<td style="width:221px;">Becton Dickinson</td>
			<td style="width:159px;">427410</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

isolation and physiological analysis of mouse cardiomyocytes

Cardiomyocytes, the workhorse cell of the heart, contain exquisitely organized cytoskeletal and contractile elements that generate the contractile force used to pump blood. Individual cardiomyocytes were first isolated over 40 years ago in order to better study the physiology and structure of heart muscle. Techniques have rapidly improved to include enzymatic digestion via coronary perfusion. More recently, analyzing the contractility and calcium flux of isolated myocytes has provided a vital tool in the cellular and sub-cellular analysis of heart failure. Echocardiography and EKGs provide information about the heart at an organ level only. Cardiomyocyte cell culture systems exist, but cells lack physiologically essential structures such as organized sarcomeres and t-tubules required for myocyte function within the heart. In the protocol presented here, cardiomyocytes are isolated via Langendorff perfusion. The heart is removed from the mouse, mounted via the aorta to a cannula, perfused with digestion enzymes, and cells are introduced to increasing calcium concentrations. Edge and sarcomere detection software is used to analyze contractility, and a calcium binding fluorescent dye is used to visualize calcium transients of electrically paced cardiomyocytes; increasing understanding of the role cellular changes play in heart dysfunction. Traditionally used to test drug effects on cardiomyocytes, we employ this system to compare myocytes from WT mice and mice with a mutation that causes dilated cardiomyopathy. This protocol is unique in its comparison of live cells from mice with known heart function and known genetics. Many experimental conditions are reliably compared, including genetic or environmental manipulation, infection, drug treatment, and more. Beyond physiologic data, isolated cardiomyocytes are easily fixed and stained for cytoskeletal elements. Isolating cardiomyocytes via perfusion is an extremely versatile method, useful in studying cellular changes that accompany or lead to heart failure in a variety of experimental conditions.

Une fois la contractilité et de tracés de passage sont recueillies (figure 2), les données sont facilement analysées avec le logiciel approprié. Le tout suivi, ou des parties de ceux-ci peuvent être en moyenne (Figure 3). Contractilité peut être analysé de différentes façons. Pour la fonction systolique, on peut évaluer l&#39;ampleur de la contraction de la fraction de raccourcissement, ou la vitesse de contraction de temps pour culminer raccourcir, et la vitesse de contract...

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Isolation and Physiological Analysis of Mouse Cardiomyocytes

Individual cardiomyocytes from wild type and mutant mice can be isolated from the heart in order to study their contractility and calcium transients. This allows characterization of the contribution of cellular dysfunction to heart dysfunction from any cause.

L&#39;isolement et l&#39;analyse physiologique de cardiomyocytes de souris

Cardiomyocytes, the workhorse cell of the heart, contain exquisitely organized cytoskeletal and contractile elements that generate the contractile force ...

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Research

JoVE Journal

Biology

22.8K vues.  Vanderbilt University.  Individual cardiomyocytes from wild type and mutant mice can be isolated from the heart in order to study their contractility and calcium transients. This allows characterization of the contribution of cellular dysfunction to heart dysfunction from any cause. 