Nous tenons à remercier les Drs. Robert Gereau, Henry Lai, et Lara Crock pour leur aide précieuse dans la mise en place de ce système. Nous tenons également à mentionner les sources de financement pour ce travail (BJK - Association internationale pour l&#39;étude de la douleur en début de carrière de subventions de recherche par l&#39;analyse | Conception Fondation par le Fonds terrible maladie Hunkele Université Duquesne INGER &amp; JENS BRUUN et).

Le protocole suivant a été approuvée par l&#39;établissement de soins et d&#39;utilisation des animaux à l&#39;Université Duquesne Comité et est conforme aux lignes directrices des Instituts nationaux de la santé. 1. L&#39;implantation chirurgicale de fil électrodes et vessie cathéter utilisant des techniques stériles (temps total 5-10 min) <ol><li> Les éléments suivants doivent être préparés avant la chirurgie de départ: <ol><li> Surveiller activement et d&#39;ajuster la température du corps à 37,5 ± 0,5 ° C en utilisant le système de contrôle de température avec un coussin chauffant fonctionnant sur batterie et la sonde de température du corps de l&#39;animal (liste des matières) Connecter le système automatique d&#39;une lampe de chaleur de faible puissance pour un contrôle supplémentaire de la température du corps. </li><li> Equipement nécessaire pour l&#39;isoflurane comprend l&#39;air comprimé (par exemple 100% de O 2), vaporisateur isoflurane, l&#39;isoflurane, chambre d&#39;induction isoflurane (pour abattre initiale), ogive, et le système d&#39;échappement. </li><li> Assemblez ee des instruments appropriés de chirurgie, cathéter IV, et des électrodes (Liste Matériaux) </li></ol></li><li> Provoquer état d&#39;anesthésie dans la chambre d&#39;induction à 2-3% d&#39;isoflurane. Retirez la souris de la chambre quand réflexe de redressement est perdu (0-1 min). </li><li> Placez la souris dans le nez cône avec 2-2,5% d&#39;isoflurane. Pincez orteil pour vérifier l&#39;anesthésie complète. Il devrait y avoir aucune réponse de l&#39;animal. Lancement d&#39;une temporisation. </li><li> Placez une goutte de pommade ophtalmique sur chaque oeil de la souris. </li><li> Tournez la souris sur la face dorsale est donc orientée vers le bas. </li><li> Insérer le cathéter à travers l&#39;urètre et dans la vessie. </li><li> Trempez cathéter lubrifiant chirurgicale pour lubrifier cathéter. <ol><li> Tirez doucement sur l&#39;ouverture de l&#39;urètre avec des pinces pointues perpendiculaires au corps de l&#39;animal. En maintenant le cathéter avec la 2 ème ensemble de pinces, introduire doucement extrémité de cathéter dans l&#39;urètre à un angle perpendiculaire au corps de l&#39;animal. </li><li> Lorsque le cathéter est entré dans l&#39;urètre ~ 2.1 mm, ajuster doucement le cathéter de sorte qu&#39;il est maintenant parallèle au corpsvisant vers la tête. Ce mouvement est nécessaire pour éviter l&#39;os du pubis. </li><li> Poussez doucement le cathéter vers le corps de la souris. Le cathéter doit glisser dans la cavité du corps en douceur et sans résistance. Ne pas forcer cathéter. Si cathéter n&#39;entre pas en douceur, revenir à la position du cathéter perpendiculaire et recommencer. </li><li> Avec cathéter complètement insérée dans la vessie, appuyez doucement sur l&#39;abdomen de la souris pour expulser le contenu de la vessie. Retirer toute l&#39;urine de cathéter en poussant un petit morceau de serviette en papier dans l&#39;ouverture du cathéter. Lorsque serviette en papier est trempé d&#39;urine, de remplacer. Retirer urine en permanence tout au long du protocole restant, y compris lors des expériences de distension de la vessie (voir Protocole 3 ci-dessous.) </li></ol></li><li> Insérez deux fils d&#39;argent dans les muscles abdominaux gauche et un fil d&#39;argent dans la poitrine (comme un motif.) <ol><li> Utilisez de l&#39;alcool ou de l&#39;iode pour désinfecter la zone latérale à droite du cathéter (côté gauche du corps de l&#39;animal.) </li><li> Exposer muscle abdominal gauche. <ol><li> Maintenez la peau près de muscle abdominal gauche avec une pince. Faire une petite incision de 1-2 cm avec des ciseaux chirurgicaux moyennes. </li><li> Insérer la pointe de ciseaux dans l&#39;incision et d&#39;élargir délicatement incision de 2 cm. </li><li> Utilisez une pince pour déplacer fascia recouvrant d&#39;exposer supérieure des muscles abdominaux obliques. Veillez à ne pas couper / déchirer l&#39;un des principaux vaisseaux sanguins qui se trouvent dans cette région. </li></ol></li><li> Pliez trois fils d&#39;argent dans la moitié. Utilisez forte aiguille de 21 G de prendre une petite bouchée du muscle. Ensuite, appuyez aiguille dans le muscle. Lors de l&#39;insertion dans le muscle attention à ne pas percer tous les organes internes ou provoquer des dommages inutiles au muscle. </li><li> Collez une extrémité libre d&#39;un fil d&#39;argent dans l&#39;ouverture de l&#39;aiguille 21 G. Tirez doucement l&#39;aiguille à travers le muscle de tirer le fil d&#39;argent par la piqûre de muscle. Lorsque l&#39;aiguille est libre de muscle, tirez doucement sur le fil d&#39;argent par le muscle jusqu&#39;à ce que la boucle dans le fil est aligné avec lemorsure de muscle. </li><li> Répétez les étapes 1.7.3-1.7.4 deuxième fil de muscle. Ce fil doit être placé ~ 0,5 cm à partir du premier fil de muscle. Il est important que les deux fils ne se touchent pas après l&#39;insertion. </li><li> Insérez le troisième fil d&#39;argent (masse) dans le coffre inférieur au cœur. <ol><li> Utilisez forte aiguille de 21 G de prendre une petite bouchée de la peau (il n&#39;est pas nécessaire de faire une incision ou raser la peau) et pousser l&#39;aiguille à travers la peau. </li><li> Insérer le fil d&#39;argent comme décrit ci-dessus et tirez à travers la peau. </li></ol></li></ol></li><li> Placer une petite quantité de 37,5 ° C de l&#39;huile minérale stérile sur les muscles exposés pour les garder humides et tirez la peau sur le muscle autant exposés que possible. </li><li> Injecter 0,5 ml de solution saline sous-cutanée pour aider à maintenir les niveaux de liquides pendant les étapes ultérieures. </li><li> Roulez doucement animaux sur côté de sorte que la température du corps peut être facilement mis à jour. </li></ol> 2. Anesthésie partielle procédure par étapes vers le bas (Total Durée ~ 75 min) Le protocole d&#39;anesthésie qui suit a été approuvé par la institutionnel de protection et d&#39;utilisation des animaux à l&#39;Université Duquesne Comité et est conforme aux lignes directrices des Instituts nationaux de la santé. <ol><li> Immédiatement après la section I (ci-dessus) est complète, l&#39;isoflurane inférieure à 1,5%. Tenir à ce niveau pendant 15 minutes. </li><li> Lower isoflurane tels que l&#39;animal est anesthésié partiellement. <ol><li> Basse isoflurane par 0,125% toutes les 15 min jusqu&#39;à ce que des expositions d&#39;animaux une réponse de flexion de pincement de l&#39;orteil, mais ne pas vocaliser ou déplacer autrement. </li><li> En général, un niveau de 0,8-1,0% d&#39;isoflurane est optimale, mais les niveaux peuvent varier en raison de différences dans les configurations d&#39;anesthésie. Vocalisation et / ou la marche sont des événements extrêmement rares où l&#39;anesthésie est au bon niveau. </li></ol></li></ol> . 3 électromyogramme (EMG) l&#39;enregistrement Pendant distension de la vessie avec pressions Graded (15-75 mmHg) de (durée totale - variable selon expérience) <ol&gt; <li> Configurez les éléments suivants pour l&#39;enregistrement EMG et distension de la vessie: <ol><li> Configuration d&#39;un amplificateur, un convertisseur analogique-numérique, et le logiciel d&#39;enregistrement. Dans cette configuration, le numériseur a une entrée de l&#39;amplificateur et de deux entrées pour le régulateur de pression (pression et entrées des marqueurs de relance, voir ci-dessous la section 3.1.2). Configuration matérielle et logicielle exacte est personnalisable (voir la liste des matériaux pour des instructions spécifiques). </li><li> Installation d&#39;un système pour fournir des rafales spécifiques de pression d&#39;air à l&#39;animal. Ce système est désigné comme le &quot;régulateur de pression synchronisée» dans le protocole suivant. Il permet la livraison de pression automatisé, y compris la numérisation de la pression de l&#39;air, le contrôle de la longueur du procès, l&#39;automatisation intervalle entre les essais, le contrôle de nombre de procès et de relance signal numérique apparition (voir Anderson et al. 14 pour schématique d&#39;un régulateur de pression chronométré). </li></ol></li><li> Connecter tous les fils conducteurs de la souris (2 fils abdominaux + 1 fil de terre) à l&#39;amplificateur et lenumériseur et commencer signal d&#39;EMG d&#39;enregistrement dans le logiciel de numérisation. Remarque ce temps &quot;Write&quot; est sélectionné dans le logiciel de numérisation. </li><li> Retirer la serviette de papier de sonde urinaire. Connectez cathéter à un tube d&#39;air (de régulateur de pression chronométré.) </li><li> Livrer un seul essai de 20 secondes à une pression de 60 mmHg distension. <ol><li> Réglez le régulateur de débit à 60 mmHg (contrôle de pression en utilisant un sphygmomanomètre analogique.) </li><li> Régler le régulateur de pression temporisé pour fournir un intervalle de pression préalable de 20 sec (ce sera le signal de stimulus 2V enregistrée dans un logiciel de convertisseur analogique-numérique), suivie d&#39;une impulsion de pression de distension de 20 sec. </li><li> Lancer le procès (intervalle de pression préalable + procès de distension de pression). Lorsque le procès de pression réelle commence, doubler vérifier la pression en utilisant les 3 tensiomètres connectés au système. </li><li> Au cours du procès de distension de pression, un signal EMG forte (&gt; 0,5 V) doit être observée pendant et éventuellement après la distension sec 20. L&#39;animal peut présenter abdominauxmouvement nal, mais l&#39;animal ne doit pas vocaliser ou autrement déplacer. Bien que rare, si des mouvements anormaux ou vocalisations sont observées, augmenter le niveau de l&#39;isoflurane. </li></ol></li><li> Si la mmHg distension 1 er 60 produit un signal EMG échéant, répétez l&#39;étape 3.4 deux fois avec un intervalle intertrial de 1-2 min. </li><li> Lors de la réception des signaux forts des trois 60 mmHg essais, effectuer distentions expérimentales. <ol><li> De nombreuses études utilisent des distensions progressives à partir de basse pression (10-15 mmHg) et de travailler jusqu&#39;à des pressions nocives (75-80 mmHg) en 10-15 incréments de mmHg. Voir résultats représentatifs ci-dessous par exemple des traces à des pressions différentes. </li><li> Essais typiques comprennent un intervalle de 20 secondes de pression préalable, un essai de distension de pression de 20 sec, et un intervalle intertrial 1-2 min. </li><li> Effectuer trois distentions à chaque pression, puis la moyenne dans les trois essais (pour obtenir une réponse viscéromotrice unique pour chaque pression). Dans un autre procédé, la perform cinq distensions à chaque pression, jeter les essais de haute et basse, puis la moyenne des trois autres réponses. </li></ol></li><li> Distensions fois expérimentales sont terminées, arrêter l&#39;enregistrement, enregistrez le fichier de l&#39;expérience, et le sacrifice des animaux selon les méthodes approuvées. </li></ol> 4. Analyse des traces Raw EMG <ol><li> L&#39;analyse des réponses de viscéro (c.-à-enregistrements EMG) sont facilement fait en utilisant le logiciel de bord numériseur ou par un programme tiers (liste des matières) Les instructions suivantes sont des instructions générales qui pourraient être utilisés pour analyser ces données en utilisant plusieurs programmes ou d&#39;utiliser l&#39;analyse manuelle . </li><li> Pour exporter EMG, la pression, et les données de signaux de stimulation à partir du logiciel de numérisation ne le texte suivant: <ol><li> Ouvrez le fichier expérimental. </li><li> Cliquez sur &quot;Fichier&quot;, &quot;Exporter comme&quot;. </li><li> Modifier le type de fichier &quot;texte de tableur (. Txt),&quot; le nom du fichier et cliquez sur &quot;Enregistrer&quot;. </li><li> Dans le pofenêtre de p-up, changer le taux d&#39;échantillonnage de sortie de &quot;1000,&quot; changer l&#39;heure de début de la collecte des données de moment a commencé et modifier l&#39;heure de fin de &quot;MaxTime ().&quot; Cochez la case marquage &quot;sortie de décalage dans le temps si la première ligne est un 0,0 s, &quot;et cliquez sur&quot; OK &quot;. </li><li> Les données vont maintenant être exportés dans un fichier texte qui peut être ouvert dans une variété de programmes. Le fichier doit contenir quatre colonnes (minuterie, VMR (EMG), pression, stimulation). </li></ol></li><li> Pour chaque animal expérimental testé, effectuer les opérations mathématiques suivantes. <ol><li> Corriger le signal EMG pour le jeu par le calcul de la valeur absolue de chaque moment ensemble des données. </li><li> Déterminer la réponse EMG moyenne au cours de la section de fond de l&#39;expérience. </li><li> Soustraire cette réponse EMG de fond moyenne de tous les points de données supprimées dans l&#39;expérience pour obtenir de fond corrigée ensemble de données. </li><li> Déterminer l&#39;aire sous la courbe (AUC) pour chaque pré 20 secintervalle de pression dans le fond de l&#39;ensemble de données corrigées. </li><li> Déterminer l&#39;AUC pour chaque essai de distension de pression de 20 secondes en arrière-plan corrigé ensemble de données. </li><li> Diviser chaque essai AUC de distension de pression (obtenu à l&#39;étape 4.3.5) par le bas intervalle de pression préalable AUC de toute l&#39;expérience (obtenu à l&#39;étape 4.3.4.). C&#39;est l&#39;ASC normalisée et fond corrigée pour chaque essai complet de la distension de pression. </li></ol></li><li> Pour chaque animal expérimental, la moyenne de plusieurs essais normalisés d&#39;une seule pression pour obtenir la VMR normalisée en Volts * s (Vsec). </li><li> Effectuez les statistiques appropriées sur les données en fonction de la conception expérimentale. </li></ol>

<ol>
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F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+distension+control+device+useful+for+quantitative+studies+of+hollow+organ+sensation.">A distension control device useful for quantitative studies of hollow organ sensation.</a> Physiol. Behav. 41, 635-638 (1987).</li><li>Dimitrakov, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacologic+Management+of+Painful+Bladder+Syndrome/Interstitial+Cystitis:+A+Systematic+Review.">Pharmacologic Management of Painful Bladder Syndrome/Interstitial Cystitis: A Systematic Review.</a> Arch. Intern. Med. 167, 1922-1929 (2007).</li><li>Qin, C., Van Meerveld, B. G. r. e. e. n. w. o. o. d. -., Foreman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+neuronal+responses+to+urinary+bladder+stimulation+in+rats+with+corticosterone+or+aldosterone+onto+the+amygdala.">Spinal neuronal responses to urinary bladder stimulation in rats with corticosterone or aldosterone onto the amygdala.</a> J. Neurophysiol. 90, 2180-2189 (2003).</li><li>Randich, A., Mebane, H., DeBerry, J. J., Ness, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rostral+ventral+medulla+modulation+of+the+visceromotor+reflex+evoked+by+urinary+bladder+distension+in+female+rats.">Rostral ventral medulla modulation of the visceromotor reflex evoked by urinary bladder distension in female rats.</a> J. Pain. 9, 920-926 (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Chez l&#39;homme, le syndrome de la douleur cystite / de la vessie interstitielle (CI / BPS) représente un problème clinique important parce que les patients ont une douleur débilitante qui est souvent insensible au traitement de la douleur régulière 15. L&#39;un des principaux défis dans la compréhension et le traitement en fin de compte la douleur chronique de la vessie est de comprendre les processus neuronaux normaux qui sont impliqués dans la réponse à la distension de la vessie nocive. Afin de...

La douleur chronique est officiellement définie comme une douleur qui persiste pendant environ trois mois, ou pour plus longtemps que le temps de guérison des tissus normaux 1. Ce type de douleur est l&#39;une des principales raisons que les gens sont poussés à chercher l&#39;attention médicale 2 et peut coûter jusqu&#39;à 635 milliards de dollars par an 3. Stratégies douleur chronique actuelle d&#39;adaptation sont considérés comme archaïque; après des décennies de progrès de la médecine, les AINS (anti-inflammatoires non stéroïdiens) et les opioïdes sont encore les traitements primaires prescrits par les médecins. Toutefois, ces traitements visent tous les différents types de douleur de la même manière, en fournissant des effets analgésiques sur tout le corps plutôt que de se concentrer spécifiquement sur la cause de cet incident de la douleur exacte. Afin de mieux aider ceux qui souffrent de douleur chronique, l&#39;attention de la recherche devrait être déplacé vers l&#39;étiologie et les traitements spécifiques à la douleur possibles associés à des causes les plus fréquentes de douleur chronique. Le but de ce manuscript est de décrire un modèle utilisé pour mieux comprendre une maladie appelée syndrome de la cystite interstitielle / douloureuse de la vessie (IC / BPS). IC / BPS est une condition débilitante qui affecte des millions de personnes, principalement des femmes âgées de plus de 40 4. Les causes exactes de IC / BPS ne sont pas connus, mais la prévalence a été liée à la génétique 5, les régimes alimentaires spécifiques, et des niveaux élevés de stress 6 . Les symptômes de l&#39;IC / BPS comprennent, mais ne sont pas limités à: l&#39;urgence accrue d&#39;uriner, mictions plus fréquentes, des douleurs, perçage, ou une sensation de brûlure lors du remplissage de la vessie et la miction, nycturie et 7. Les patients souffrant de ces conditions ont des niveaux de stress plus élevés et sont plus anxieux 8. Cette augmentation des résultats de stress augmentation de la douleur, ce qui augmente le niveau de stress d&#39;origine. Des études ont montré que les niveaux de dépression et d&#39;anxiété diminuent traitements suivants qui soulagent la douleur urinaire, ainsi briser efficacement ce cycle à rétroaction positive <sup&gt; 9. L&#39;un des défis de la découverte de nouveaux traitements pour IC / BPS a été le manque de compréhension de la science de base de la douleur de la vessie. Afin d&#39;étudier le système nerveux contributions à la condition, de nombreux modèles animaux ont été développés pour simuler la douleur et les symptômes associés à IC / BPS. Traditionnellement, la cystite a été recréé dans les animaux avec l&#39;introduction de divers produits chimiques tels que l&#39;huile de moutarde, l&#39;acétone, le lipopolysaccharide, l&#39;acide chlorhydrique, et le cyclophosphamide dans la vessie. Toutefois, aucun des agents étrangers sont présents dans l&#39;urine stérile des patients IC / BPS, remettant ainsi en question la validité de ces modèles. Un autre modèle murin de la douleur urologie est la distension de la vessie (DLC) 10. Dans ce modèle, l&#39;air comprimé d&#39;une pression spécifique est fourni à la vessie d&#39;un animal éveillé ou anesthésié légèrement sur une période de temps définie. Tout au long de la procédure, fils dans le dossier muscles abdominaux activité électrique obliquetion du muscle (avec un électromyogramme (EMG)). Cette activité est connue comme la réponse viscéromotrice (VMR) et est fiable, reproductible mesure de nociception 10. Similaire distension des organes creux (par exemple, la vessie, rectum) chez des volontaires humains en bonne santé produit des sentiments d&#39;inconfort et de l&#39;augmentation significative de la douleur rapporté 11,12, traits qui sont souvent utilisés pour diagnostiquer IC / BPS. Ainsi, en conjonction avec des procédés électriques, pharmacologiques, et optogénétiques de stimulation ou d&#39;inhibition, UBD est un modèle utile pour la compréhension et valide à la fois les composants du système nerveux périphérique et central de la nociception et la douleur de la vessie. Ici, nous décrivons la procédure de DLC comme il est actuellement utilisé dans notre laboratoire dans les membres féminins de la souche de souris commune, C57BL/6J. En raison de difficultés dans le processus de cathétérisation mâles, cette procédure est réalisée principalement chez les souris femelles. Ce protocole a été adapté à partir de celui développé par Ness &lt;em&gt; et al 10. et déjà publié de notre laboratoire 13. Le protocole suivant décrit quatre composants principaux de ce modèle chez l&#39;animal anesthésié: (1) la vessie cathéter et de la chirurgie de l&#39;électrode d&#39;enregistrement (2) induction de l&#39;anesthésie partielle (3) distension de la vessie et de l&#39;enregistrement VMR, et (4) l&#39;analyse des données de traces premières VMR / EMG . Des différences subtiles dans la procédure DLC-VMR en raison de choix de l&#39;organisme, la profondeur de l&#39;anesthésie et de l&#39;induction, et la température corporelle sont discutés ci-dessous.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Infrared heating blanket and monitoring system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>Right-Temp System&#160;</td>
			<td>This system is setup to monitor two separate temperatures.&#160; This should include the animal and the heating blanket.&#160; In addition, the system can automatically adjust the temperature to maintain a set temp.&#160; However, this automatic function produces electrical interference during EMG recording and must be turned off.&#160; Kent can provide a battery pack for the heating pad for use during the riEMG recording part of the experiment.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>Draeger</td>
			<td>Vapor 19.1</td>
			<td>Any isoflurane vaporizer will work, but it is helpful to have one that has mutliple notches between 0 and 2% isoflurane.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100% Oxygen air tank</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For ventilation of animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air breathing grade</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For bladder distention</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24GA 0.56inch IV catheter</td>
			<td>BD biosciences&#160;</td>
			<td>381411</td>
			<td>For bladder catheterization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgilube (sterile)</td>
			<td>Savage Laboratories</td>
			<td>0281-0205-02</td>
			<td>Any surgical grade lubricate would work fine.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral oil (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AG8W Silver Wire, 2 m, 0.20 mm (.008&#34;) D, L, No Insulation&#160;</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>W4 64-1318&#160;</td>
			<td>Any silver wire with these specifications will work.&#160; Wire does not need to be &#34;chlorinated.&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>opthalamic ointment</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small surgical scissors</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp forceps</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>21 Ga needle</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass amplifier P511 with 3-lead input cable</td>
			<td>Grass Instruments</td>
			<td>P511 (F-P5IC3/REV1)</td>
			<td>This is the &#34;amplifier&#34; used in the protocol.&#160; Amplifier with the following settings: Calibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Amplification = 20; Hi freq = 10 kHz; Line filter = in.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (or equivalent)</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>1401 Plus</td>
			<td>This is the &#34;digitizer&#34; used in the protocol.&#160; Other digitizer systems from WINDAQ or other companies would work fine; Need inputs for pressure signal, EMG, and stimulus signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CED Spike2 software</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>Spike 2</td>
			<td>This is the the &#34;digitizer software&#34; used in the protocol.&#160; Should be from same manufacturer as digitizer.&#160; Program should be setup with 3 channels for pressure (0-100 mmHg scale), EMG signal (typically -5 to +5 V range), and stimulus marker (0-2 V) range.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow chart from air tank to bladder catheter</td>
			<td>n/a</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Sequence of connections from pressurized air tank to animal bladder:&#160; Air tank to 1/4 inch tubing to Gilmont flowmeter to Y connector.&#160; Branch 1 of y connector to to sphygmomanometer.&#160; Branch 2 to a single input on the 4-way gang valve to 4-way valve output to the timed pressure regulator to 3/32 tubing from timed pressure regulator to 2nd Y connector (branch 1 to sphygmomanometer) with branch 2 to 3/32 tubing&#160; to a 3rd Y connector.&#160; Branch 1 of Y connector to a 3rd sphygmomanometer and branch 2 to animal bladder catheter.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilmont Flowmeter&#160;</td>
			<td>Gilmont</td>
			<td>GF8321-1401</td>
			<td>Multiple brands of flowmeters will work.&#160; For bladder distention air, flow meter should be able to handle high pressures (such as this Gilmont meter).&#160; For breathing air, flow rate should be adjustable down to 100 cc/min (typical mouse rate is 500-1000 cc/min).&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-way gang valve</td>
			<td>Elite</td>
			<td></td>
			<td>This is a specific piece of equipment.&#160; The Elite gang valve is designed for fish tanks at low air pressures.&#160; In the bladder distention setup, this valve acts as a safety valves in case the pressure spikes.&#160; Too high pressure during initial turning on of the tank will ruin the pressure transducer in the Timed pressure regulator and/or the sphygnometers. In addition, by providing a small amount of leak in the system, this valve makes it easier to adjust the pressure between 10-80 mmHg.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/32 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#34;Y&#34; connectors (1/4 and 3/32 inch)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sphygmomanometer</td>
			<td>CVS</td>
			<td></td>
			<td>Any analog sphygmomanometer from a drug store will work for this application.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timed Pressure Regulator</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>This is a custom built machine (Washington University in St. Louis Machine shop) that allows for automated pressure delivery including digitization of air pressure, control of trial length, inter-trial interval automation, control of trial number, and stimulus onset digital signal.&#160; However, the basic components of the system (pressure on and off for a given trial period) could be controlled with a simple on/off in-line switch.&#160;&#160; Such analog control of a trial would necessitate additional analysis parameters (see below section 4).&#160; In addition, one would have to manually assign the pressure based on the analog sphygmomanometer during data analysis.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IGOR Pro</td>
			<td>Wavemetrics</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For analysis of EMG signal. Many different types of software can be used for data analysis in these experiments.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice

Environ 3 à 8.000.000 de personnes aux Etats-Unis souffrent du syndrome de la cystite / de la douleur de la vessie interstitielle (CI / BPS), une maladie débilitante caractérisée par une augmentation urgence et la fréquence des mictions, ainsi que la nycturie et les douleurs pelviennes général, en particulier lors du remplissage de la vessie ou miction. Malgré des années de recherche, la cause de l&#39;IC / BPS reste insaisissable et stratégies de traitement sont incapables de fournir un soulagement complet aux patients. Afin d&#39;étudier le système nerveux contributions à la condition, de nombreux modèles animaux ont été développés pour simuler la douleur et les symptômes associés à IC / BPS. Un tel modèle murin est urinaire distension de la vessie (DLC). Dans ce modèle, l&#39;air comprimé d&#39;une pression spécifique est fourni à la vessie d&#39;un animal anesthésié légèrement sur une période de temps définie. Tout au long de la procédure, les fils dans les muscles abdominaux obliques supérieures enregistrer l&#39;activité électrique du muscle. Cette activité est connue comme la réponse viscéromotrice (VMR) et isa mesure fiable et reproductible de la nociception. Ici, nous décrivons les étapes nécessaires pour effectuer cette technique chez des souris dont les manipulations chirurgicales, de l&#39;enregistrement physiologique, et l&#39;analyse de données. Avec l&#39;utilisation de ce modèle, la coordination entre les neurones sensoriels primaires, la moelle épinière afférences secondaires et les zones du système nerveux central supérieurs impliqués dans la douleur de la vessie peut être démêlé. Ces connaissances de base de la science peut être cliniquement traduit pour traiter les patients souffrant d&#39;IC ​​/ BPS.

Une illustration de la configuration d&#39;ensemble UBD-VMR peut être vu sur la figure 1A. L&#39;augmentation des stades de pression induisent une augmentation de la VMR brut (c.-à-EMG) (figure 1B). L&#39;VMR brute, la pression, et le signal de marqueur de stimulus qui doit être observée pendant l&#39;enregistrement en utilisant un logiciel de convertisseur analogique-numérique peut être vu dans la figure 2. L&#39;canal haut vu dans La figure 2</s...

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Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Environ 3 à 8.000.000 de personnes aux Etats-Unis souffrent d&#39;un syndrome interstitiel de cystite douleur / de la vessie (IC / BPS), une maladie débilitante caractérisée en partie par des douleurs pelviennes. Afin d&#39;étudier le système nerveux contributions à la condition, un modèle physiologique de la douleur de la vessie est utilisé chez les souris et les rats.

Réponses vessie distension évoqués viscéromotrice comme modèle pour douleur à la vessie chez la souris

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

urinary-bladder-distention-evoked-visceromotor-responses-as-model-for

Research

JoVE Journal

Medicine

17.6K vues.  Duquesne University.  Environ 3 à 8.000.000 de personnes aux Etats-Unis souffrent d'un syndrome interstitiel de cystite douleur / de la vessie (IC / BPS), une maladie débilitante caractérisée en partie par des douleurs pelviennes. Afin d'étudier le système nerveux contributions à la condition, un modèle physiologique de la douleur de la vessie est utilisé chez les souris et les rats. 

Vidéo: Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Mouse Bladder Wall Injection

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. Before starting injections, the surgical area must be cleaned with soap and water and antiseptic solution. Surgical equipment must be sterilized before use and between each animal. Each mouse is placed under inhaled isoflurane anesthesia (2-5% for induction, 1-3% for maintenance) and its bladder exposed by making a midline abdominal incision with scissors. If the bladder is full, it is partially decompressed by gentle squeezing between two fingers. The cell suspension of interest is intramurally injected into the wall of the bladder dome using a 29 or 30 gauge needle and 1 cc or smaller syringe. The wound is then closed using wound clips and the mouse allowed to recover on a warming pad. Bladder wall injection is a delicate microsurgical technique that can be mastered with practice.

Mouse bladder wall injection is a useful approach to orthotopically study bladder stem cell and cancer biology. This delicate microsurgical method can be mastered with careful technique and practice.

Injection mur souris vessie

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. ...

Recherche

Médecine

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

Un modèle orthotopique de cancer de la vessie murin

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

L&#39;utilisation de la cystomanométrie chez les petits rongeurs: une étude de la vessie Chemosensation

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

Un modèle de la vessie orthotopique tumorale et l&#39;évaluation de Sarna traitement intravésicale

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

Un modèle de cancer de la vessie orthotopique d&#39;études livraison Gene

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Induction of Invasive Transitional Cell Bladder Carcinoma in Immune Intact Human MUC1 Transgenic Mice:  A Model for Immunotherapy Development

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy and/or cytotoxic chemotherapy. To induce bladder cancer, C57BL/6 mice (MUC1.Tg and wild type) were treated orally with the carcinogen N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine (OH-BBN) at 3.0 mg/day, 5 days/week for 12 weeks. To assess the effects of OH-BBN on serum cytokine profile during tumor development, whole blood was collected via submandibular bleeds prior to treatment and every four weeks. In addition, a MUC1-targeted peptide vaccine and placebo were administered to groups of mice weekly for eight weeks. Multiplex fluorometric microbead immunoanalyses of serum cytokines during tumor development and following vaccination were performed. At termination, interferon gamma (IFN-&#947;)/interleukin-4 (IL-4) ELISpot analysis for MUC1 specific T-cell immune response and histopathological evaluations of tumor type and grade were performed. The results showed that: (1) the incidence of bladder cancer in both MUC1.Tg and wild type mice was 67%; (2) transitional cell carcinomas (TCC) developed at a 2:1 ratio compared to squamous cell carcinomas (SCC); (3) inflammatory cytokines increased with time during tumor development; and (4) administration of the peptide vaccine induces a Th1-polarized serum cytokine profile and a MUC1 specific T-cell response. All tumors in MUC1.Tg mice were positive for MUC1 expression, and half of all tumors in MUC1.Tg and wild type mice were invasive. In conclusion, using a team approach through the coordination of the efforts of pharmacologists, immunologists, pathologists and molecular biologists, we have developed an immune intact transgenic mouse model of bladder cancer that expresses hMUC1.

An N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine-induced bladder cancer model was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic mice for the purpose of testing MUC1-directed immunotherapy. After administering a MUC1-targeted peptide vaccine, a cytotoxic T lymphocyte response to MUC1 was confirmed by measuring serum cytokine levels and T-cell specific activity.

Induction du envahissantes Transitional cancer de la vessie cellulaire dans immunitaire humain MUC1 souris transgéniques intactes: un modèle pour le développement d&#39;immunothérapie

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

Minimalement invasive Création d&#39;murin orthotopique de la vessie xénogreffes

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in injured sensory neurons and along the entire nociceptive pathway within the central nervous system. It is usually chronic and challenging to treat. In order to study neuropathic pain and its treatments, different models have been developed in rodents. These models derive from known etiologies, thus reproducing peripheral nerve injuries, central injuries, and metabolic-, infectious- or chemotherapy-related neuropathies. Murine models of peripheral nerve injury often target the sciatic nerve which is easy to access and allows nociceptive tests on the hind paw. These models rely on a compression and/or a section. Here, the detailed surgery procedure for the &#34;cuff model&#34; of neuropathic pain in mice is described. In this model, a cuff of PE-20 polyethylene tubing of standardized length (2 mm) is unilaterally implanted around the main branch of the sciatic nerve. It induces a long-lasting mechanical allodynia, i.e., a nociceptive response to a normally non-nociceptive stimulus that can be evaluated by using von Frey filaments. Besides the detailed surgery and testing procedures, the interest of this model for the study of neuropathic pain mechanism, for the study of neuropathic pain sensory and anxiodepressive aspects, and for the study of neuropathic pain treatments are also discussed.

Neuropathic pain is a consequence of a lesion or disease affecting the somatosensory system. The &#8220;cuff model&#8221; of neuropathic pain in mice consists of the implantation of a polyethylene cuff around the main branch of the sciatic nerve. Mechanical allodynia is tested using von Frey filaments.

Le nerf sciatique menottes modèle de douleur neuropathique chez les souris

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in ...

Bladder Smooth Muscle Strip Contractility as a Method to Evaluate Lower Urinary Tract Pharmacology

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties of the smooth muscle as well as changes induced by pathology. This method provides critical information for understanding bladder function while overcoming major methodological difficulties encountered in in vivo experiments, such as surgical and pharmacological manipulations that affect stability and survival of the preparations, the use of human tissue, and/or the use of expensive chemicals. It also provides a way to investigate the properties of each bladder component (i.e. smooth muscle, mucosa, nerves) in healthy and pathological conditions.
The urinary bladder is removed from an anesthetized animal, placed in Krebs solution and cut into strips. Strips are placed into a chamber filled with warm Krebs solution. One end is attached to an isometric tension transducer to measure contraction force, the other end is attached to a fixed rod. Tissue is stimulated by directly adding compounds to the bath or by electric field stimulation electrodes that activate nerves, similar to triggering bladder contractions in vivo. We demonstrate the use of this method to evaluate spontaneous smooth muscle contractility during development and after an experimental spinal cord injury, the nature of neurotransmission (transmitters and receptors involved), factors involved in modulation of smooth muscle activity, the role of individual bladder components, and species and organ differences in response to pharmacological agents. Additionally, it could be used for investigating intracellular pathways involved in contraction and/or relaxation of the smooth muscle, drug structure-activity relationships and evaluation of transmitter release.
The in vitro smooth muscle contractility method has been used extensively for over 50 years, and has provided data that significantly contributed to our understanding of bladder function as well as to pharmaceutical development of compounds currently used clinically for bladder management.

This manuscript presents a simple, yet powerful, in vitro method for evaluating smooth muscle contractility in response to pharmacological agents or nerve stimulation. Main applications are drug screening and understanding tissue physiology, pharmacology,&#160;and pathology.

Vessie muscle lisse bande de contractilité comme une méthode pour évaluer urinaires inférieures Pharmacologie

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties ...

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold standard treatment for the high-grade non-muscle invasive bladder cancer (NMIBC). However, since the treatment-related side effects are relevant, newer biological response modifiers with a better benefit/side effects ratio are needed.
The tumour microenvironment can influence both tumour development and therapy efficacy. In order to obtain a good model, it is desirable to implant tumour cells in the organ from which the cancer originates.
In this protocol, we describe a method for establishing a tumour in the bladder cavity of female mice and subsequent delivery of therapeutic agents; the latter are exemplified by our use of Helicobacter pylori neutrophil activating protein (HP-NAP). A preliminary chemical burn of the mucosa, followed by the injection of mouse urothelial carcinoma cell line MB49 via urethral catheterization, enables the cells to attach to the bladder mucosa. After a period, required to allow an initial proliferation of the cells, mice are treated with HP-NAP, administrated again via catheterization. The anti-tumour activity of HP-NAP is evaluated comparing the tumour volume, the extent of necrosis and the degree of vascularization between vehicle- and HP-NAP-treated animals.

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Here the method to establish a syngeneic mouse model of orthotopic bladder tumour to evaluate the anti-tumour efficacy of the bacterial protein HP-NAP is described.

Évaluation de l&#39;efficacité de la<em&gt; H. pylori</em&gt; Protéines HP-NAP comme outil thérapeutique pour le traitement du cancer de la vessie dans un modèle murin orthotopique

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold ...