The present study was supported by grants from Kidney Research UK (ST4/2011), the Cunningham Trust (CT11/14) and the Mrs EA Hogg's Charitable Trust.

REMARQUE:. Expériences sur les animaux ont été effectuées en conformité avec les directives et règlements imposés par la loi de 1986 animaux (Scientific Procedures) procédures ont été effectuées en utilisant (autoclave) instruments et consommables chirurgicaux stériles. Alors que le modèle murin de l&#39;IRI rénale présentée ici a été réalisée sur 8 semaines homme âgé de souris Balb / c il peut être effectué de manière reproductible sur une variété de souches murines des deux sexes en général âgés de 7 - 15 semaines, l&#39;âge optimum étant 8 semaines. Les données présentées dans la section des résultats représentatifs ont été obtenus à partir de deux Balb / c et les souris FVB. L&#39;application d&#39;une solution saline chauffée est utilisée pour garder les intestins et de la zone chirurgicale humide, mais il doit être soigneusement contrôlée et maintenue à un minimum que l&#39;application excessive de fluides peut conduire à une artifactual abaissement du taux de créatinine sérique ou de plasma, qui est une importante lecture expérimentale. 1. Préparation des animaux et laparotomie &lt;ol&gt; <li> Anesthésier les souris avec du chlorhydrate de kétamine (70 mg / kg) et du chlorhydrate de médétomidine (1 mg / kg) par voie intrapéritonéale et confirmer la profondeur de l&#39;anesthésie par exemple, la perte des réflexes de pincement de l&#39;orteil. La durée de l&#39;anesthésie plan résultant est de 4 heures. Ceci est suffisant pour effectuer la procédure chirurgicale entière et sans anesthésie supplémentaire est nécessaire. </li><li> Enlever les poils autour de la zone d&#39;incision, s&#39;assurer que la zone est libre de cheveux en vrac, et désinfecter la peau de l&#39;abdomen à l&#39;aide d&#39;une solution diluée de chlorhexidine. </li><li> Placez la souris sur un bloc chirurgical chauffé dans une position couchée et fixer les membres supérieurs et inférieurs au patin à l&#39;aide de ruban adhésif à faible adhérence. S&#39;assurer que les extrémités supérieures sont maintenues dans une position normale pour empêcher la compression du poumon. Tout au long de la procédure de surveiller la souris pour des brûlures thermiques. Si possible, il est recommandé d&#39;une source de chaleur électrique non utilisée. </li><li> Administrer le chlorhydrate de buprénorphine analgésique (0,06 mg / kg)sous-cutanée et appliquer du lubrifiant de l&#39;oeil pour les yeux pour éviter le dessèchement de la cornée. Les analgésiques sont administrés avant l&#39;opération afin d&#39;aider la récupération post-opératoire. </li><li> Utilisation de tissu séparant ciseaux ou une lame de scalpel faire une incision médiane de la laparotomie et carrément séparer la peau du péritoine. Cela permet à la peau et du péritoine pour être suturés séparément lors de la fermeture de la plaie. Une incision de la linea alba avasculaire est fait de donner accès à la cavité péritonéale. </li><li> Pour créer une vue claire de la zone chirurgicale insérer un écarteur et drapé de la souris. </li></ol> 2. Division uretère et néphrectomie droite <ol><li> Poussez doucement les intestins vers le côté gauche de la cavité abdominale à l&#39;aide autoclave cotons-tiges stériles humidifiées avec une solution saline pour exposer le rein droit et de l&#39;uretère. Couvrir les intestins avec des rideaux humides pour éviter le dessèchement. </li><li> Soulevez l&#39;uretère droit avec une pince à angle. Ligaturer l&#39;uretère droit deux fois en utilisant 6/0 silk suture tressé. Pour les expériences à long terme, utiliser sutures absorbables pour toutes les chirurgies abdominales. </li><li> Diviser l&#39;uretère entre les sutures. Alors que la jonction vésico-urétéral devrait empêcher les fuites d&#39;urine dans le péritoine de la vessie de l&#39;uretère est ligaturé comme une garantie contre toute fuite en post-opératoire lors d&#39;expériences à long terme. </li><li> Pour faciliter l&#39;accès lors de l&#39;exécution de la néphrectomie droite, poussez doucement le haut du foie et de la droite à l&#39;aide d&#39;un coton-tige imbibé et maintenir en place à l&#39;aide de gaze humide pour exposer l&#39;artère rénale droite et la veine. </li><li> Carrément disséquer le tissu conjonctif et la graisse le long de la face interne du rein droit dans la mesure où l&#39;artère rénale droite et la veine. </li><li> Créer un canal au-dessous de l&#39;artère rénale et de la veine par coulissement avec soin les pinces inclinées en dessous des vaisseaux sanguins. Guide de la pince sous les conseils fermés et retirez délicatement les pointes ouvertes afin de faciliter la formation de la chaîne.</li><li> Répéter l&#39;étape jusqu&#39;à ce que les extrémités 2,6 de la pince sont visibles à travers les tissus conjonctifs juste au-dessus de l&#39;artère rénale et de la veine. Une fois visible frottez doucement le bout de la pince contre les conseils d&#39;un autre ensemble de pinces angulaires de briser délicatement le tissu conjonctif. </li><li> Avec l&#39;artère et la veine rénales clairement accessible ils peuvent maintenant être obstrués. Faites glisser délicatement la pince angle sous l&#39;artère et la veine rénales avec les conseils fermés. Une fois en place ouvrir les conseils de la pince et de guider le clip applicateur hémostatique entre les conseils et fermement appliquer une pince hémostatique sur l&#39;artère rénale et la veine proche du rein. Sinon l&#39;artère et la veine rénales peuvent être ligaturées en utilisant 6/0 soie tressée suture. </li><li> Diviser l&#39;artère rénale et la veine occluse près de rein, qui peut maintenant être enlevé avec une tissu conjonctif adhérent restant. </li><li> Retirez tout gaze utilisée pour maintenir le foie et les intestins remplacer avec des cotons-tiges. </li></ol><ol><li> Poussez doucement les intestins vers le côté droit de la cavité abdominale avec des cotons-tiges pour exposer le rein gauche et l&#39;uretère et couvrir avec des rideaux humides. Si nécessaire le pancréas peuvent être déviés avec de la gaze humide pour permettre un accès plus facile. </li><li> Utilisez dissection de briser doucement les tissus conjonctifs antérieure et postérieure à l&#39;artère rénale gauche et la veine, puis créer un canal sous les navires d&#39;une manière similaire à celle décrite dans la division et l&#39;uretère droit néphrectomie étape 2.4. </li><li> Induire une ischémie du rein gauche en appliquant une séquence de micro serrafine sur l&#39;artère rénale et de la veine. Ischémie réussie peut être confirmée visuellement par un assombrissement progressif uniforme du rein. Les vaisseaux sanguins, en plus de l&#39;artère rénale gauche et la veine peuvent parfois fournir le rein. Le cas échéant, ces vaisseaux sanguins supplémentaires devront également être occultée par des micro clips serrafine pour réussirinduire une ischémie de l&#39;ensemble du rein. </li><li> Remplacer les intestins et soigneusement s&#39;assurer qu&#39;il n&#39;y a pas de rebondissements soudains qui peuvent conduire à des résultats compromettantes d&#39;ischémie intestinale. Fermer temporairement le péritoine avec une seule suture. </li><li> Suite à l&#39;induction de l&#39;ischémie immédiatement placer la souris sur une couverture homéotherme avec une thermistance rectale attaché à une unité de commande permettant de maintenir la température corporelle à 37 ° C pendant la durée nécessaire de l&#39;ischémie. Pour définir la longueur appropriée de l&#39;ischémie nécessaire pour induire le degré de lésion rénale et une insuffisance rénale désiré, il est recommandé qu&#39;un titrage être effectuée pour chaque souche et l&#39;opérateur chirurgical. </li><li> Peu de temps avant la fin de la période ischémique ré-ouvrir le péritoine et soigneusement positionner les intestins pour permettre l&#39;accès à la pince et voir le rein. Insertion de l&#39;écarteur, comme le montre la vidéo, n&#39;est pas nécessaire et a été effectué uniquement à des fins de présentation. </li><li> Retirez la clampère après la période d&#39;ischémie est terminée. Immédiatement après avoir retiré le rein va rapidement changer la couleur d&#39;un marron foncé à un rose foncé sain indiquant reperfusion réussie. </li><li> S&#39;assurer à nouveau que les intestins ne sont pas tordus avant de fermer le péritoine avec un point de feston en utilisant 6/0 suture tressée de soie. Ensuite, fermez la peau en utilisant des clips métalliques de la peau. </li><li> Pour réduire au minimum le risque d&#39;infection post-opératoire, appliquer un antiseptique tel que la solution d&#39;iode / alcool à la zone chirurgicale. </li></ol> 4. Récupération post-opératoire et des Soins de <ol><li> Anesthésie partiellement inversée avec le chlorhydrate d&#39;atipamézole (2 mg / kg) par voie sous cutanée et administrer des fluides avec une injection sous-cutanée de 1 ml de sérum physiologique chauffé pour éviter la déshydratation après la chirurgie. </li><li> Surveiller attentivement la souris jusqu&#39;à ce qu&#39;ils aient repris connaissance, apparaît alerte et sont en mesure de se redresser. </li><li> Permettre souris pour récupérer dans une boîte chauffée maintenue à 29 ° C, locATED dans un environnement calme, à 24 h. Les souris ont une capacité réduite de thermorégulation en raison de l&#39;anesthésie et il est donc essentiel qu&#39;elles sont logés à une température élevée pour permettre la récupération efficace. Nourriture humide peut également être fournie pour encourager fluide et l&#39;apport nutritionnel. </li><li> Pour les expériences de reconstitution à long terme fournissent des analgésiques en cours et supprimer les clips de la peau 7 jours après la chirurgie. </li></ol> 5. Évaluer Insuffisance rénale fonctionnelle et structurale et régénération <ol><li> Le sang peut être recueilli à partir de la veine de la queue au cours d&#39;expériences ou par ponction cardiaque au moment de l&#39;euthanasie, à la fin de l&#39;expérience. Mesurer la fonction rénale par la créatinine sérique, en utilisant un procédé à base de créatinase, et l&#39;azote uréique du sang (BUN) sur un analyseur centrifuge biochimique 7 comme décrit précédemment. La fonction rénale des souris normales et saines doit être déterminé avant d&#39;établir un modèle d&#39;insuffisance rénale, ce qui peut varier sensiblement depending sur la méthode d&#39;analyse utilisée par exemple la réaction Jaffe et créatinase base des méthodes pour mesurer la créatinine donner des résultats différents. </li><li> Examiner la structure rénale par histopathologie sur coupes de tissus de rein de paraffine colorées à l&#39;hématoxyline et de l&#39;éosine (H &amp; E) ou l&#39;acide périodique Schiff (PAS). Capturez entre 5 - 10 images à 200x dans la bande extérieure de la médullaire externe (OSOM) pour chaque souris. Évaluer le niveau de blessure en OSOM que cette région est blessé dans ce modèle, car il est très vulnérable à l&#39;hypoxie. </li><li> Utilisez l&#39;une des deux systèmes de notation détaillés ci-dessous pour mesurer la nécrose tubulaire aiguë (ATN) ou la régénération. Morphologie représentant des classifications utilisées dans ces systèmes est illustré à la figure 1. </li><li> Utiliser un système binaire simple de marquer ATN. Sur la base de l&#39;intégrité cellulaire et morphologie marque et compter tubules que soit viable (la morphologie des cellules intactes) ou nécrotiques (intégration des cellules compromisgrité, la morphologie cellulaire anormale ou perte de cellules). <ol><li> Exprimer le nombre de tubules nécrotiques en tant que pourcentage du nombre total de tubules (nécrose des tubules de%). </li></ol></li><li> Classer régénération utilisant un autre système basé sur l&#39;intégrité des cellules, la morphologie et le nombre de noyaux. Marquer et compter tubules en bonne santé, nécrotique, blessés ou récupérer selon les critères énumérés dans les étapes suivantes. <ol><li> Comme avec le système de notation ATN (détaillées dans l&#39;étape 5.4) Note de tubules avec les cellules normales saines intactes tandis que les tubules montrant l&#39;intégrité des cellules compromise, une morphologie cellulaire anormale ou d&#39;une perte de cellule ouverte doivent être notées comme nécrotique. </li><li> Classer tubules comme lésés s&#39;ils ont un cytoplasme amincie contenant quelques noyaux. En revanche, désigner tubules contenant plusieurs noyaux avec plus morphologie cellulaire normale que la récupération. </li><li> Exprimer chaque classification des tubules comme un pourcentage du nombre de tubule totale. </li></ol></li></ol>

<ol>
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L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophage+Wnt7b+is+critical+for+kidney+repair+and+regeneration.">Macrophage Wnt7b is critical for kidney repair and regeneration.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 4194-4199 (2010).</li><li>Lee, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+macrophage+phenotypes+contribute+to+kidney+injury+and+repair.">Distinct macrophage phenotypes contribute to kidney injury and repair.</a> J Am Soc Nephrol. 22, 317-326 (2011).</li><li>Kumar, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dexamethasone+ameliorates+renal+ischemia-reperfusion+injury.">Dexamethasone ameliorates renal ischemia-reperfusion injury.</a> J Am Soc Nephrol. 20, 2412-2425 (2009).</li><li>Sharples, E. 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L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+body+temperature+in+a+rat+model+of+renal+ischemia-reperfusion+injury.">The effect of body temperature in a rat model of renal ischemia-reperfusion injury.</a> Transplant Proc. 39, 2983-2985 (2007).</li></ol>

The authors have no competing or conflicting interests to disclose.

Rénale IRI est une cause importante de l&#39;insuffisance rénale aiguë sans traitement spécifique. L&#39;étude expérimentale de l&#39;IRI rénale a été très instructif avec des travaux antérieurs démontrant le rôle des macrophages, cellules dendritiques, les lymphocytes, les cellules T-régulatrices ainsi que d&#39;autres cellules et les médiateurs de l&#39;induction à la fois la lésion aiguë et la phase de guérison 5,8 - 16. En outre, expérimental IRI rénale a été utilisé pour évaluer ...

Ischémie reperfusion (IRI) est un mode commun de blessure pour plusieurs organes, dont les reins, le coeur et le cerveau. Rénale IRI peut conduire à l&#39;insuffisance rénale aiguë (IRA) chez les patients et aucun traitement spécifique n&#39;est disponible. AKI à la suite de l&#39;IRI a une pathogénie complexe impliquant à la fois la réponse immunitaire innée et adaptative 1. Un modèle expérimental de IRI rénale offre la possibilité de disséquer les cellules et les médiateurs impliqués dans la pathogenèse de l&#39;insuffisance rénale aiguë, ainsi que la régénération rénale ultérieure qui s&#39;ensuit au cours des jours suivants clés. En outre, les effets de nouveaux agents thérapeutiques sur des processus pathologiques peuvent être évaluées. L&#39;objectif global du modèle expérimental de l&#39;IRI rénale décrite ici est d&#39;induire à la fois des lésions rénales fonctionnelle et structurelle aiguë. Certains chercheurs ont utilisé un modèle qui implique l&#39;induction d&#39;bilatérale IRI 2. Bien que le modèle IRI rénale bilatérale est d&#39;usage, le s unilatéralemodèle al IRI a l&#39;avantage d&#39;une néphrectomie droite entrepris au moment de la chirurgie. Le tissu néphrectomie droite sert le tissu de contrôle aussi précieux dans les études impliquant une étape de prétraitement qui soit induit ou supprime l&#39;expression d&#39;un gène ou d&#39;une protéine. Par exemple, nous avons utilisé ce modèle pour évaluer les effets de préconditionnement de l&#39;hème arginate (HA) d&#39;injection 24 heures avant IRI rénale 3. Le succès de l&#39;induction de l&#39;enzyme cytoprotecteur l&#39;hème-oxygénase-1 (HO-1) par HA avant IRI a été confirmée dans le tissu droit de commande de la néphrectomie 4. HA réduit IRI rénale chez des souris âgées en partie par un mécanisme HO-1 dépendante. De même, nous avons utilisé le modèle dans les études de déplétion des macrophages à examiner le rôle des macrophages dans IRI rénale 5. L&#39;analyse immunohistochimique du tissu néphrectomie droite peut être utilisé pour confirmer l&#39;efficacité de la méthode d&#39;ablation. Le tissu de néphrectomie droite peut donc être utilisé à la fois de confirmer et de quantifier le niveau de induction ou l&#39;inhibition de la molécule d&#39;intérêt dans chaque animal d&#39;expérience individuelle. Ce modèle sera d&#39;intérêt pour les chercheurs qui utilisent des drogues ou d&#39;autres composés pour moduler l&#39;expression de gènes ou de protéines etc avant l&#39;induction de l&#39;IRI rénale. D&#39;autres études ont utilisé des incisions sur les flancs pour accéder aux reins. Le modèle décrit ici utilise une chirurgie de l&#39;abdomen de la ligne médiane unique pour effectuer à la fois la néphrectomie droite et induire une ischémie reperfusion du rein gauche. Cette approche chirurgicale offre une excellente visualisation du champ opératoire, y compris les pédicules rénaux et des changements de couleur qui suivent rénale pédicule serrage. Notre expérience publiée avec le modèle 4-6 indique que les souris récupérer rapidement de la chirurgie avec un taux de survie de 100% près. Enfin, l&#39;analyse cinétique du modèle sur une période de 7 jours indique que ce modèle présente à la fois la restauration de la fonction rénale et l&#39;intégrité tubulaire, avecsignificative la prolifération des cellules tubulaires.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="676">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:265px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:125px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:265px;"></td>
			<td style="width:125px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Tissue scissors</td>
			<td style="width:125px;">Fine Science Tools</td>
			<td>14072 - 10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Micro-Adson forceps (Rat toothed)</td>
			<td style="width:125px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">11019 - 12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">S&#38;T JFA-5bTC Forceps - SuperGrip Angled</td>
			<td style="width:125px;">Fine Science Tools</td>
			<td>00649-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Colibri retractor</td>
			<td style="width:125px;">Fine Science Tools</td>
			<td>17000 - 04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Micro clip applicator</td>
			<td style="width:125px;">Fine Science Tools</td>
			<td>18057-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Micro serrafines&#160;</td>
			<td style="width:125px;">Fine Science Tools</td>
			<td>18055-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Olsen-Hegar needle holder</td>
			<td style="width:125px;">Fine Science Tools</td>
			<td>12002 - 12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:265px;"></td>
			<td style="width:125px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:265px;">Hemoclip Plus Ligating Clips Small</td>
			<td style="width:125px;">Weck</td>
			<td style="width:119px;">533837</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:265px;">Autoclip Wound Clip System, 9mm</td>
			<td style="width:125px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;">PY2 52-3748</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:265px;">Silk Black Braided Suture, Size 6-0</td>
			<td style="width:125px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;">723288</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:265px;">Standard Heat Matt</td>
			<td style="width:125px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:265px;">Homeothermic Blanket &#38; Control Unit</td>
			<td style="width:125px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:265px;"></td>
			<td style="width:125px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:265px;">Lacri-Lube</td>
			<td style="width:125px;">Allergan</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:265px;">Vetasept Chlorhexidine&#160;&#160;</td>
			<td style="width:125px;">AnimalCare</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vetalar : Ketamine hydrochloride</td>
			<td style="width:125px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>100mg/ml solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Domitor : medetomidine hydrochloride&#160;</td>
			<td style="width:125px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>1mg/ml</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td colspan="2" height="21" style="height:21px;">Vetergesic : Buprenorphine hydrochloride&#160;</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>0.3mg/ml</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Antisedan : Atipamezole hydrochoride</td>
			<td style="width:125px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>5mg/ml</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

renal ischaemia reperfusion injury: a mouse model of injury and regeneration

Rénale blessure ischémie reperfusion (IRI) est une cause fréquente d&#39;insuffisance rénale aiguë (IRA) chez les patients et l&#39;occlusion du flux sanguin rénal est inévitable lors de la transplantation rénale. Des modèles expérimentaux qui précise et reproductible récapitulent IRI rénale sont cruciaux dans la pathophysiologie de la dissection AKI et le développement de nouveaux agents thérapeutiques. Présenté ici est un modèle de souris de l&#39;IRI rénale qui entraîne reproductible AKI. Ceci est réalisé par une approche de laparotomie médiane pour la chirurgie avec une incision permettant à la fois une néphrectomie droite qui fournit le tissu de contrôle et de serrage du pédicule rénal gauche pour induire une ischémie du rein gauche. Par une surveillance attentive de la position de serrage et la température du corps au cours de la période d&#39;ischémie ce modèle permet d&#39;obtenir un dommage structural et fonctionnel reproductible. Souris sacrifiées 24 heures après la chirurgie démontrer la perte de la fonction rénale avec élévation du sérum ou le niveau plasmatique de la créatinine ainsi que structuredes dommages aux reins culturel avec nécrose tubulaire aiguë évident. La fonction rénale et améliore la lésion tissulaire aiguë décide au cours de 7 jours après l&#39;IRI rénales telles que ce modèle peut être utilisé pour étudier la régénération rénale. Ce modèle de l&#39;IRI rénale a été utilisée pour étudier la physiopathologie moléculaire et cellulaire de l&#39;insuffisance rénale aiguë ainsi que l&#39;analyse de la régénération rénale ultérieure.

Lésion tubulaire et la récupération peuvent être évalués par H &amp; E ou la coloration PAS des coupes de tissus suivants IRI rénale. Tubules situés dans la OSOM sont classés comme étant en bonne santé, blessé, nécrotiques ou la récupération selon la morphologie cellulaire, l&#39;intégrité et le nombre de noyaux (Figure 1). La lésion fonctionnelle et structurelle dans ce modèle dépend de la durée de l&#39;ischémie. Une augmentation progressive de la gravité de l&#39;insuffisance r...

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Renal Ischaemia Reperfusion Injury: A Mouse Model of Injury and Regeneration

The mouse model of renal ischaemia reperfusion injury described here comprises of a right nephrectomy that provides control tissue and clamping of the left renal pedicle to induce ischaemia that results in acute kidney injury. This model uses a midline laparotomy approach with all steps performed via one incision.

Rénale ischémie reperfusion: un modèle de souris de la blessure et de la régénération

Renal ischaemia reperfusion injury (IRI) is a common cause of acute kidney injury (AKI) in patients and occlusion of renal blood flow is unavoidable ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

49.3K vues.  University of Edinburgh. The mouse model of renal ischaemia reperfusion injury described here comprises of a right nephrectomy that provides control tissue and clamping of the left renal pedicle to induce ischaemia that results in acute kidney injury. This model uses a midline laparotomy approach with all steps performed via one incision.

Vidéo: Renal Ischaemia Reperfusion Injury: A Mouse Model of Injury and Regeneration

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normothermique arrêt cardiaque et la réanimation cardiorespiratoire: un modèle murin de l&#39;ischémie-reperfusion

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Recherche

Médecine

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

Ischémie-reperfusion modèle de lésions rénales aiguës et post blessures fibrose chez la souris

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

Un nouveau-né de la moelle épinière de souris Compression Modèle de lésion

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Modèle murin de Intestinal Ischémie-reperfusion

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

Un modèle de souris de Retinal Ischémie-reperfusion Grâce à une élévation de la pression intraoculaire

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

A Mouse Model of Single and Repetitive Mild Traumatic Brain Injury

Mild Traumatic Brain Injury (mTBI) can result in the acute loss of brain function, including a period of confusion, a loss of consciousness (LOC), focal neurological deficits and even amnesia. Athletes participating in contact sports are at high risk of exposure to large number of mTBIs. In terms of the level of injury in a sporting athlete, a mTBI is defined as a mild injury that does not cause gross pathological changes, but does cause short-term neurological deficits that are spontaneously resolved. Despite previous attempts to model mTBI in mice and rats, many have reported gross adverse effects including skull fractures, intracerebral bleeding, axonal injury and neuronal cell death. Herein, we describe our highly reproducible animal model of mTBI that reproduces clinically relevant symptoms. This model uses a custom made pneumatic impactor device to deliver a closed-head trauma. This impact is made under precise velocity and deformation parameters, creating a reliable and reproducible model to examine the mechanisms that contribute to effects of single or repetitive concussive mTBI.

Athletes absorb several hundred mild traumatic brain injuries (mTBI)/concussions every year; however, the consequence of these on the brain is poorly understood. Therefore, an animal model of single and repetitive mTBI that consistently replicates clinically relevant symptoms provides the means to advance the study of mTBI and concussion.

Un modèle de souris de blessures cérébrales traumatiques légères et répétitives légères

Mild Traumatic Brain Injury (mTBI) can result in the acute loss of brain function, including a period of confusion, a loss of consciousness (LOC), focal ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Évaluation de la réserve de flux coronaire après la réperfusion d'ischémie myocardique chez les rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Un modèle préclinique de rat pour l'étude des dommages d'ischémie-réperfusion dans la microchirurgie reconstructive

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Retard de l’accouchement intramyocardique des cellules souches après une blessure à l’Ischémie Reperfusion dans un modèle murine

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

A Rat Lung Transplantation Model of Warm Ischemia/Reperfusion Injury: Optimizations to Improve Outcomes

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods for choosing appropriate cuff sizes for the pulmonary vein (PV), pulmonary artery (PA), or bronchus (Br) are varied, thus making the determination of proper cuff size during rat lung transplantation an exercise of trial and error. By standardizing the cuffing technique to use the smallest effective cuff appropriate for the size of the vessel or bronchus, one can make the transplantation procedure safer, faster, and more successful. Since diameters of the PV, PA, and Br are related to the body weight of the rat, we present a strategy to choosing an appropriate size using a weight-based guide. Since lung volume is also related to body weight, we recommend that this relationship should also be considered when choosing the proper volume of air for donor lung inflation during warm ischemia as well as for the proper volume of PBS to be instilled during bronchoalveolar lavage (BAL) fluid collection. We also describe methods for 4th intercostal space dissection, wound closure, and sample collection from both the native and transplanted lobes.

Here, we present optimizations to a rat lung transplantation model that serve to improve outcomes. We provide a size guide for cuffs based on body weight, a measurement strategy to ascertain the 4th intercostal space, and methods of wound closure and BAL (bronchoalveolar lavage) fluid and tissue collection.

Un modèle de transplantation pulmonaire chez le rat de lésions d’ischémie chaude / reperfusion : optimisations pour améliorer les résultats

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods ...