Igal Gery and David Hicks for anti-SAG antibodies. Ram Fridlich for reading the manuscript.

NOTE: La procédure a été approuvée par le comité d&#39;éthique de l&#39;Université de Darwin Pierre et Marie Curie (CE5 / 2009/048) 1. Préparation de la solution de gélatine, Instruments, Vibratome, Culture, des Médias et de la Culture Plate <ol><li> Préparer une solution de gélatine à 20% d&#39;au moins un jour avant l&#39;expérience. <ol><li> Sous le capot, ajouter 500 pi de gentamicine [10 mg / ml] pour une bouteille de 500 ml contenant du CO 2 moyennes indépendante (CO 2 -i). </li><li> Dans un bêcher séparé, ajouter 20 ml de CO2-I (de l&#39;étape 1.1.1) et chauffer à 95 ° C sur un bloc chauffant avec une agitation constante pendant 15 min. Observer un changement de couleur au jaune, indiquant que la solution est prête pour une nouvelle utilisation. </li><li> Peser 4 g de gélatine et pauvre graduellement à la solution préparée ci-dessus (étape 1.1.2), sous agitation accrue et chauffage à 95 ° C pendant 45 min, pour obtenir une solution de couleur jaune. Laisser la solution de gélatine refroidir sousla hotte pendant environ 5 min. </li><li> Verser 4 ml de la solution de gélatine dans 35 mm des boîtes de culture de diamètre sans introduire de bulles d&#39;air. Gardez le plat à 21 ° C pendant 30 min. Couvrez les plats avec un film plastique, et tourner les plats à l&#39;envers. Eventuellement, stocker les plats à 4 ° C pendant jusqu&#39;à deux mois avant utilisation. </li></ol></li><li> Préparer une solution de gélatine à 4%. <ol><li> Sous le capot, ajouter 25 ml de CO 2 -i milieu dans un récipient en plastique stérile, et on chauffe à 42 ° C sur un bloc chauffant. Retirez le support du bloc de chauffage et ajouter graduellement 1 g de gélatine au milieu chaud et remuer. Revenir rapidement le récipient sur le bloc de chauffage (42 ° C) et le garder au chaud pendant le processus. </li></ol></li><li> Mise en place de l&#39;appareil vibratome: <ol><li> Retirer les boîtes contenant une solution de gélatine à 20% conservé à 4 ° C. Coupez la gélatine avec un scalpel. Retournez la tranche de la gélatine et le coller sur le disque de support noir du vibratome en utilisant une goutte de super colle. </li><li> Casser une lame de rasoir en deux moitiés, et insérez une moitié dans le vibratome tenant réceptacle. Insérez le disque de support noir sur l&#39;appareil de vibratome. Tournez sur le bouton noir sur le côté droit. Fixer le récipient contenant sur la tête de la vibratome. Ajouter une quantité suffisante de CO 2 -i milieu dans le réservoir de vibratome pour couvrir le bloc de gélatine. </li><li> Allumez le vibratome et couper trois tranches de 100 um bloc de gélatine. Gardez le bloc de gélatine pour une utilisation ultérieure. </li></ol></li><li> Préparer 40 ml de milieu de culture: <ol><li> Préparer un milieu de Eagle modifié par Dulbecco (DMEM) avec 10% de sérum de veau foetal (FCS) sous le capot. Préparer 1 mg / ml de poly-D-lysine en utilisant une solution saline tamponnée phosphate (PBS) pH 7,4. </li><li> Dans une plaque à 96 puits, ajouter 2 g / cm 2 de Poly-D-Lysine pour revêtir le fond des puits. Incuber la plaque pendant 45 min à 37 ° C sous 5% de CO 2 incubateur. Après l&#39;incubation, retirer et remplacer PBS avec 200 pi/ Puits DMEM et le lieu à nouveau à 37 ° C dans 5% de CO 2 incubateur avant d&#39;utiliser. </li></ol></li></ol> 2. Dissection de Retina entière <ol><li> Énucléer la souris: <ol><li> Sacrifiez la souris selon la directive européenne 2010/63: par dislocation cervicale. Couper la tête avec des ciseaux courbés et placez-le dans une boîte de Pétri de diamètre 100 mm après avoir désinfecté l&#39;œil avec un désinfectant. </li><li> Retirer l&#39;oeil après avoir détaché le nerf optique en sectionnant l&#39;aide très soigneusement une poignée incurvée. Ensuite, placez les deux yeux dans un plat de 35 mm de Pétri contenant du CO 2 moyennes -i stérile à 21 ° C. </li></ol></li><li> Retrait de la rétine: <ol><li> Faire un trou au niveau de l&#39;œil-membre avec l&#39;aide d&#39;une aiguille de 18 G pour être en mesure d&#39;introduire les ciseaux dans le globe oculaire. Présentez-ciseaux droits à l&#39;intérieur du trou et découpez soigneusement la sclérotique ci-dessous l&#39;iris sur tout le périmètre du globe oculaire pour enlever le corps ciliaire. </li><li&gt; Retirez la cornée et le cristallin et de garder la chambre postérieure de l&#39;œil avec le contiguë rétine à la sclérotique. Avec deux pinces fines, retirer le corps vitré situé à l&#39;intérieur de la chambre postérieure sans endommager la rétine. Effectuer quatre coupes radiales (rétine / sclère) pour permettre un aplatissement de la rétine. </li><li> Reprise du globe oculaire et peler comme un &quot;orange&quot;. Détachez la rétine de la sclérotique et l&#39;épithélium pigmentaire rétinien (RPE). Détachez la rétine encore attaché au niveau du nerf optique très soigneusement avec de fines courbes-ciseaux. </li><li> Détacher le corps vitré restante de la périphérie vers le centre de la rétine avec deux pinces fines. Assurez-vous que tout le corps vitré est complètement retiré pour permettre l&#39;aplatissement de la rétine. </li><li> Couper l&#39;extrémité d&#39;une pipette en plastique et le transfert de la rétine à plat de diamètre 35 mm de Pétri contenant du milieu -i CO 2 avec la pipette en plastique. </li></ol></li></ol> 3. étanchéité de Flat-Mounted Retina sur gélatine Bloquer <ol><li> Retirer 20 à 30 ml de CO 2 -i milieu de la cuve de vibratome (le bloc est libre de gélatine) pour permettre le scellage de la rétine à plat monté. </li><li> Transférer la rétine sur une lame de verre en utilisant une pipette en plastique et ajouter une goutte de milieu -i CO 2 avant le transfert à la tranche de la gélatine avec le photorécepteur vers le bas sur la tranche de la gélatine. </li><li> Attacher la rétine au bloc de gélatine en injectant lentement réchauffé 4% de gélatine sur une face du bloc entre la rétine et le bloc de gélatine et expulsant simultanément gélatine chaude de l&#39;autre côté. </li><li> Aspirer 4% de gélatine avec une pipette Pasteur. Attendez 10 minutes pour permettre une étanchéité totale. Ajouter CO 2 moyennes -i pour immerger le bloc et la lame complètement. </li></ol> 4. sectionner le Retina NOTE: Cette étape est essentielle pour obtenir une couche de cellules photoréceptrices sans les autres cellules de la rétine (Figure 1). <ol><li> En partant du haut sur le bloc de gélatine, couper 100 um coupes en série pour atteindre la rétine. Ensuite, couper 100-120 um sections de la couche interne. Selon l&#39;application, cette couche peut être jeté ou conservé dans de l&#39;azote liquide. Assurez-vous que la vitesse de la vibratome est très lent (à 1 ou 2) au cours de la découpe des couches de couches ou photorécepteurs intérieures. </li><li> Effectuer sections intermédiaires 15 um de la rétine correspondant à l&#39;interface entre l&#39;intérieur et la rétine externe. Observez cette section sous un microscope. L&#39;absence de vaisseaux sanguins indique que la rétine externe a été atteint. </li><li> Couper 200 um de la rétine externe (la couche photoréceptrice) avec de la gélatine et le transférer dans un plat de 35 mm de diamètre rempli de 3 ml de milieu 2 CO -i. Conserver sur de la glace jusqu&#39;à ce que toutes les sections de couche de photorécepteur de tous les rétines sont obtenus. </li></ol> 5. Les cellules photoréceptrices dissociant <ol><li> Sortez le plat (s) contenant la couche (s) de photorécepteur et mettre le (s) dans un incubateur à 37 ° C pendant 10 min. </li><li> Aide d&#39;une pince doucement séparer la couche des photorécepteurs de la gélatine et le transférer dans un nouveau plat rempli avec 3 ml de la solution de Ringer. Répéter cette étape (5.2) pour chaque préparation de la couche de photorécepteur. </li><li> Incuber 2 unités de papaïne avec 25 pi de solution d&#39;activateur (mM EDTA 1,1; 5,5 mM de L-cystéine; 60 uM β-mercaptoéthanol) en un polypropylène tube stérile de 5 ml et incuber 30 min à 37 ° C sous 5% de CO 2 incubateur . L&#39;activation de la papaïne est réalisée à 37 ° C. Pendant cette incubation, couper la couche des photorécepteurs en 2 mm 2 morceaux (pas trop petits) et de transférer ces morceaux dans un tubes de 5 ml. </li><li> Rincer la rétine deux fois avec 1,5 ml de solution de solution de Ringer, suivie par sédimentation par gravité. Enlever toute solution restante de Ringer du tube avec le spécimen. </li><li> Ajouter 475 ul de la solution de Ringer au tube contenant de la papaïne activée et mélange. Ajouter cette solution dans le tube contenant la rétine. </li><li> Incuber le tube avec la rétine pendant 20 min à 37 ° C sous 5% de CO 2 incubateur. Arrêter la réaction en ajoutant 1 ml de FCS à 10% dans du DMEM. Ajouter 25 U de désoxyribonucléase I (DNAse I) à l&#39;ADN digéré à partir de cellules de la mort. Homogénéiser soigneusement la suspension de cellules en utilisant une pipette de 1 ml-. Spin à 50 g pendant 6 min à température ambiante. </li><li> Jeter le surnageant pour éliminer les traces de sérum et ajouter du milieu DMEM avec des suppléments (voir tableau des reagents_equipment spécifique) à la cellule-culot et remettre soigneusement la suspension de cellules avec une pipette de 1 ml. Spin à 50 g pendant 6 min à température ambiante. Répétez cette étape (5,7) une fois de plus. </li></ol> Culture de cellules photoréceptrices 6 <ol><li> La couche photoréceptrice d&#39;une souris à PN8 contient environ 1 à 1,5 million de cellules en utilisant cette technique. Ensemencer les cellules photoréceptrices à 1x 10 5 cellules / cm 2 dans une plaque de culture avec du milieu de culture et la culture des cellules pendant 5 jours à 37 ° C sous 5% de CO 2 incubateur. Au jour 5, passez à l&#39;immunochimie et d&#39;étude suivant des méthodes de transfert de Western fournies par les fournisseurs d&#39;anticorps. REMARQUE: des mesures pour arrêter la culture et les essais préliminaires sont décrits dans la référence 21. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

La rétine est un organe de modèle en biologie. Étude de la rétine a conduit à six grandes découvertes en biologie. Il est à l&#39;origine du premier gène suppresseur de tumeur RB1. Il révèle la liaison moléculaire entre les tyrosine kinases de récepteur et les MAP kinases par l&#39;interaction avec Fils de sevenless. Il a été impliqué dans la découverte de PAX6, le premier gène de commande maître pour la morphogenèse d&#39;organes. Il est au centre de l&#39;association génétique du facteur de complément H (CFH) à la dégénérescence maculaire liée à l&#39;âge (DMLA), le premier gène de susceptibilité à la maladie identifié par écran large génome d&#39;association (GWAS). Enfin, il a conduit à la première thérapie génique réussie pour amaurose congénitale de Leber, le premier essai de thérapie génique chez l&#39;homme correctives de toute maladie héréditaire. La structure de cet organe est conservée dans la plupart des espèces de vertébrés. Son accessibilité pour la manipulation in vivo a encouragé dès le début de génomique fonctionnelle des enquêtes sur cette partie intégrante du central système nerveux. Nous montrons ici comment séparer la couche de photorécepteur à partir de la couche interne de la rétine par sectionnement vibratome. Cette étape est essentielle pour obtenir des cultures pures de photorécepteur. Notre protocole de dissection rend la contamination par des cellules RPE très peu probable. L&#39;un des principaux défis est l&#39;aplatissement de la rétine qui est nécessaire à la section correctement l&#39;intérieur et la rétine externe. Le sectionnement de la rétine est préférable de rétine avec un petit diamètre que ceux des rongeurs et ce diamètre est une limitation de la technique avec des matériaux actuellement disponibles. Il est recommandé avant de commencer une expérience biologiquement significative, à pratiquer sur un échantillon de la rétine. Nous illustrons la méthode par des résultats représentatifs obtenus à partir de cellules photoréceptrices de culture, en utilisant le matériel pour effectuer l&#39;étude de l&#39;expression des deux ARNm et des protéines. Des études d&#39;expression peuvent également être réalisées en variante sur sections obtenus par microdissection laser, mais les cultures sont réalisées en utilisant mieux vibratome sectionnement. Nous aurions pu utiliser la technique de microdissection laser avec une stratégie complètement différente. Mais, pour collecter la couche de photorécepteur avec le dispositif de microdissection pour la culture, il serait nécessaire d&#39;éviter fixateur et cela compliquerait sensiblement la méthodologie actuelle. Nous développons un protocole visant à étudier la cinétique de l&#39;expression génique et protéique dans vibratome sections au cours de la dégénérescence des photorécepteurs dans les modèles de la rétinite pigmentaire. Nous croyons que la description détaillée du protocole sera utile aux chercheurs dans le domaine de la biologie de la rétine, et tout particulièrement pour les études protéomiques et métabolomiques.

La rétine est une partie intégrante du système nerveux central qui présente une architecture conservée chez les vertébrés. Les neurones de la rétine neurale sont organisés en couches, avec le plus éloigné de la lumière incidente, la couche de photorécepteur en contact étroit avec l&#39;épithélium pigmentaire rétinien (EPR) à l&#39;arrière de l&#39;œil. Bâtonnets et des cônes photorecptors sont des cellules sensibles à la lumière qui se appuient sur des molécules sensibles opsin pour la capture des photons. Ces molécules sont jointes sur des membranes de disque d&#39;une structure alvéolaire, situé sur le segment externe du photorécepteur qui pointe dans la direction de l&#39;EPR 1. Cette structure, qui est le plus souvent touché très tôt dans les cas de dégénérescence des photorécepteurs, est renouvelé au taux de 10% tous les jours. La couche dite interne contient la plupart des autres neurones qui calculent le signal reçu en provenance des photorécepteurs, les bipolaires, amacrines et de cellules horizontales ainsi que les cellules ganglionnaires. Ces derniers avec leurs axonesformer un faisceau qui est le nerf optique. Cette superposition est donc conservé que les biologistes ont utilisé le terme déplacées cellules amacrines lorsque les cellules se trouvent en dehors de la couche interne plexiforme 2. Couches de neurones sont répartis au sein d&#39;une armature des cellules gliales radiales Müller. Cellules bipolaires lien photorécepteurs aux cellules ganglionnaires. Elles sont situées entre la couche plexiforme externe et la couche plexiforme interne. Les cellules ganglionnaires forment la couche plexiforme interne en relation avec les cellules bipolaires. Les cellules amacrin sont nommés comme des cellules d&#39;association situés dans la couche plexiforme interne entre les cellules bipolaires et les cellules ganglionnaires. La couche plexiforme externe contient des cellules horizontales. Cet arrangement unique de couches neuronales du système nerveux central permet l&#39;isolement de la couche photoréceptrice de la couche cellulaire interne par tranchage de la rétine à plat monté en utilisant un vibratome. À l&#39;origine, cette technique a été utilisée pour isoler photorécepteurs pour transplantation dans l&#39;oeil de la souris rd1, un modèle de la rétinite pigmentaire humaine (RP) 3. La souris rd1 porte une mutation dans le gène récessif PDE6B qui code pour la sous-unité bêta de la phosphodiestérase spécifique de tige. Mutations récessives de ce résultat de gène dans RP chez les humains 4. Après photorécepteurs ont dégénéré en forme de tige, le patient perd la vision de nuit, de façon surprenante et photorécepteurs de cône, qui ne expriment pas le gène muté, dégénèrent en tant que seconde étape. Parce que les cônes sont nécessaires pour la vision des couleurs et l&#39;acuité visuelle, les patients deviennent progressivement aveugle et un traitement efficace de la maladie n&#39;a pas encore développé. En greffant couche des photorécepteurs d&#39;une souris de type sauvage la dégénérescence de cône de la souris hôte est retardée 3,5. Les tiges perdus dans le modèle de dégénérescence tige-cône ne pourraient être remplacés par une greffe parce que la connexion synaptique entre les tiges et les cellules bipolaires ne peut être obtenue à un stade spécifique de retinal développement, marqué par l&#39;apparition de Nrl expression 6. La couche de photorécepteurs est introduit par chirurgie dans l&#39;espace sous-rétinien de la rétine RD1 moins de tige, entre le RPE et la rétine externe correspondant à seulement 3% des photorécepteurs restants, les cônes. Deux semaines après la chirurgie, 40% des cônes de l&#39;animal transplanté d&#39;une couche photoréceptrice a survécu à la normale par rapport à l&#39;animal transplanté d&#39;une couche de cellules de la rétine normale intérieures ou à l&#39;animal pseudo-opérées. La topographie de la survie de cône, étalée sur toute la surface de la rétine mutée situé à la position du tissu greffé indique que l&#39;effet protecteur est due à une molécule diffusible 7. Ensuite, nous avons utilisé un système de co-culture, ainsi que des milieux de culture conditionnés pour valider le fait que l&#39;effet protecteur se appuie sur la sécrétion d&#39;une protéine par des tiges 8,9. Nous émettons l&#39;hypothèse que cette protéine sera exprEssed en continu et en particulier par des tiges et que leur mort au cours de la première phase de la maladie va déclencher la dégénérescence du cône secondaire par la perte d&#39;un signal de protection à partir de tiges de manière autonome sans cellule 10. En raison de l&#39;importance de cône médiation vision centrale chez les primates cette protéine putative sera un outil thérapeutique très pertinent pour RP. Préserver les cônes dans RP serait théoriquement empêcher un total de 1,5 millions de patients du monde entier à devenir aveugle 11. Nous avons utilisé une approche de dépistage teneur élevée et un modèle de culture de cône enrichi à identifier un ADNc codant Cone Rod dérivés viabilité Factor (RdCVF) à partir d&#39;une banque d&#39;ADNc de la rétine 12. RdCVF est le produit épissé du gène NXNL1 qui est intéressant homologue au gène codant pour des protéines analogues à la thiorédoxine impliqués dans l&#39;homéostasie redox 13. Le deuxième produit épissé du gène, RdCVFL est une enzyme qui protège sa cible, la protéine tau contre la dégradation oxydative dAmage 14. L&#39;administration de RdCVF empêche la dégénérescence secondaire des cônes et la perte de leur fonction visuelle dans un récessif, et le modèle dominant de RP 12,15. Cela démontre deux aspects importants de cette stratégie thérapeutique innovante 16. En premier lieu, elle peut être appliquée dans la plupart des cas de RP dans un gène de manière indépendante. Deuxièmement, contrairement au facteur concurrence survie CNTF, RdCVF est associée avec le maintien de la fonction visuelle 17. L&#39;absence de l&#39;effet fonctionnel peut expliquer la raison de l&#39;absence de bénéfice clinique de l&#39;administration de CNTF aux patients atteints de RP 18. RdCVF est probablement l&#39;un du signal de survie importante entre les bâtonnets et les cônes depuis cône sauvetage in vitro est inhibée par 12 RdCVF immunodéplétion. En outre, la disruption du gène cône viabilité tige dérivé conduit à un dysfonctionnement photorécepteur et la sensibilité au stress oxydatif 19. L&#39;utilisation decouche photoréceptrice est à l&#39;origine de l&#39;identification de RdCVF et d&#39;un signal de nouveau redox impliqués dans des maladies neurodegeneratives 20. Ce manuscrit décrit le protocole utilisé pour isoler et cultiver des cellules de la couche de photorécepteur pour caractériser l&#39;activité de RdCVF. Les photorécepteurs peuvent être maintenues en culture pendant 5 à 7 jours 21. Cette technique peut également être utilisée pour étudier l&#39;expression de gènes spécifiques de photorécepteur.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="984">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;"><a name="RANGE!A1:D28">Name of Material / Equipment</a></td>
			<td style="width:167px;">Company</td>
			<td style="width:131px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:368px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cytidine 5&#8242;-diphosphocholin*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C0256</td>
			<td>4.7 &#181;M Cytidine 5&#8242;-diphosphocholin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cytidine 5&#8242;-diphosphoethanolamine*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C0456</td>
			<td>2.7 &#181;M Cytidine 5&#8242;-diphosphoethanolamine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Linole&#239;c acid/ bovine serum albumin (BSA)*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>L8384</td>
			<td>100 &#181;g/ml linole&#239;c acid/ bovine serum albumin (BSA)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Triiodo-L-thyronine*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T6397</td>
			<td>0.03 &#181;M Triiodo-L-thyronine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">96-wells plate</td>
			<td>Greiner bio-one</td>
			<td>655-095</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Binocular microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>MZ-75</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;">CO2 independent (CO2-i)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>18045054</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DMEM</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>41966029</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Forceps n&#176;5 Dumont</td>
			<td>Bionic</td>
			<td>11254-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gelatin from porcin skin type A</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G2500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">GeneChip&#160;</td>
			<td>Affymetrix</td>
			<td>U74v2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gentamicin solution</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15710049</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hydrocortison*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H0888</td>
			<td>0.55 &#181;M hydrocortison</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Insulin* (I)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>I1884 (ITS)</td>
			<td>0.86 &#181;M insulin (I)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Papain</td>
			<td>Worthington-biochem</td>
			<td>WOLS03124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Poly-D-Lysine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P-6407</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Progesterone*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P7556&#160;</td>
			<td>2.0 &#181;M progesterone</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Prostaglandin*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P5172</td>
			<td>0.28 &#181;M prostaglandin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Putrescine*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P5780</td>
			<td>&#160;182 &#181;M putrescine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Scalpel Albion</td>
			<td>EMS</td>
			<td>72000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Scissor&#160;</td>
			<td>Moria</td>
			<td>15396-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sodium Pyruvate*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S8636</td>
			<td>1 mM sodium pyruvate</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;">Sodium Selenite* (S)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>I1884 (ITS)</td>
			<td>0.29 &#181;M Na2SeO3&#160;&#160; (S)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Taurine*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T8691</td>
			<td>3 mM taurine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Transferrin* (T)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>I1884 (ITS)</td>
			<td>0.07 &#181;M transferrin (T)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vibratome apparatus</td>
			<td>Leica</td>
			<td>VT1000-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">* Supplements</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

vibratome sectioning mouse retina to prepare photoreceptor cultures

La rétine est une partie du système nerveux central qui est organisé architecture, avec des couches de neurones dans les photorécepteurs, les bâtonnets et les cônes sont en contact avec l&#39;épithélium pigmentaire de la rétine dans la partie la plus éloignée sur la rétine en considérant le sens de la lumière, et la cellules ganglionnaires de la distance la plus proximale. Cette architecture permet l&#39;isolement de la couche de photorécepteur par sectionnement vibratome. La rétine neurale disséqué d&#39;une souris âgée de 8 jours est plat intégré dans 4% de gélatine sur le dessus d&#39;une tranche de 20% couche des photorécepteurs de gélatine vers le bas. En utilisant un vibratome et une lame de rasoir à double tranchant, l&#39;épaisseur rétine interne 100 um est sectionné. Cette section contient les cellules ganglionnaires et la couche interne avec notamment les cellules bipolaires. Une section intermédiaire de 15 um est jeté avant 200 um de la rétine externe contenant les photorécepteurs est récupéré. La gélatine est éliminé par chauffage à 37 ° C. Des morceaux de couche extérieure sont incubaTed dans 500 pi de la solution de Ringer avec 2 unités de papaïne activée pendant 20 min à 37 ° C. La réaction est arrêtée par addition de 500 ul de 10% de sérum de veau foetal (FCS) dans du milieu Eagle modifié de Dulbecco (DMEM), puis 25 unités de DNase I est ajouté avant la centrifugation à la température ambiante, on le lave plusieurs fois pour éliminer le sérum et les cellules sont remises en suspension dans 500 pl de DMEM et ensemencées à 1 x 10 5 cellules / cm 2. Les cellules sont cultivées à 5 jours in vitro et leur viabilité classé par dosage vivants / morts. La pureté de la culture est tout d&#39;abord déterminée par observation au microscope pendant l&#39;expérience. La pureté est ensuite validé par le semis et la fixation des cellules sur une lame et l&#39;analyse histologique en utilisant un anticorps polyclonal de lapin anti-affaissement, un marqueur de photorécepteur et monoclonal de souris anti-Rho, un marqueur spécifique tige de photorécepteur. En variante, la couche de photorécepteur (97% des tiges) peut être utilisé pour l&#39;analyse génétique ou l&#39;expression des protéines et pour la transplantation.

En dehors de la transplantation, les couches photoréceptrices ont aussi été utilisées pour étudier la signalisation cellulaire par l&#39;ensemencement des cellules de cultures pour la fabrication de photorécepteurs 12,22. En outre, ils sont utilisés pour étudier l&#39;expression des gènes et du rythme circadien 23,24. Nous avons utilisé la couche photoréceptrice de cellules provenant d&#39;une souris de type sauvage au jour post-natal 8 pour préparer des cultures de photorécepteurs en l&#39;absence de FCS et maintenu les cellules pendant 5 jours à 37 ° C dans un incubateur avec 5% de CO 2 (Figure 1E ). Les cellules ont ensuite été fixées à l&#39;aide de 4% paraformadehyde et ont ensuite procédé à l&#39;analyse immunocytochimique en utilisant des procédés sont fournis par des fournisseurs d&#39;anticorps soit avec des anticorps monoclonaux de souris anti-Rho (1: 250, Millipore Mab5316) ou polyclonal de lapin anti-affaissement (1: 200, un généreux don de Igal Gery et David Hicks). Nous avons utilisé anti-RHO et anti-SAG (bien anti-SAG cônes d&#39;étiquettes et tiges) en raison du fait que l&#39;anti-SAG est un marqueur plus tôt, que les anti-Rho. La proportion de cells positifs pour l&#39;anticorps anti-RHO est plus bas que ceux positif pour les anticorps anti-SAG (figure 2). Ceci peut se expliquer par le fait que SAG, la arrestine de tige est également exprimé par des cônes qui font 3% des photorécepteurs dans la couche d&#39;isolement, ou bien par le fait que lors de la maturation post-natal de la rétine, l&#39;expression de SAG précède que RHO de 25,26. La couche des photorécepteurs a également été utilisé pour surveiller l&#39;expression spécifique de gènes par des photorécepteurs de la rétine de type sauvage et le cerveau des animaux âgés de 35 jours ARN ont été préparés en utilisant CsCl ultracentrifugation 27 et hybride à puce à ADN de la souris Array. Les messagers de la rhodopsine (RHO), S-arrestine (Sag) et cône transducine (Gnat2) sont exprimés spécifiquement dans la rétine par rapport au cerveau (figure 3A). L&#39;expression est importante dans la couche de photorécepteur (PR) par rapport à l&#39;ensemble de la rétine qui englobela couche intérieure de la rétine montrant que ces gènes sont exprimés en effet par des photorécepteurs. Pour Gnat2, l&#39;expression relative par rapport à Rho Sag et montre qu&#39;il est exprimé par des cônes contenus dans la couche photoréceptrice isolé. L&#39;expression de Recoverin (Rcvrn) dans la couche de photorécepteur par rapport à la rétine entière est augmentée (figure 3B). La couche des photorécepteurs a également été utilisé pour surveiller l&#39;expression de RHO et GNAT2 utilisant western blot suivant des méthodes fournies par les fournisseurs d&#39;anticorps et de comparer à la couche de la rétine interne (Figure 4). Notez l&#39;absence de RHO GNAT2 et 28, les marqueurs de bâtonnets et les cônes, respectivement, dans l&#39;ensemble de la rétine et dans la rétine de souris rd1 au jour post-natal 35. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/51954/51954fig1highres.jpg" /> Figure 1. Vue schématique du sectionnement de vibratome de la rétine de souris. Ajouté (A) Installation de la rétine plate-monté avec le photorécepteur vers le bas sur la tranche de la gélatine. (B) Section de la rétine interne avec la lame de vibratome. (C) de la section de la rétine externe de gélatine. (D) Contrôle des la présence de photorécepteur au niveau du bord du fragment de la rétine après l&#39;isolement de la couche photoréceptrice. La barre d&#39;échelle utilisée pour la fluorescence verte est utilisée d&#39;un microscope optique blanc. Les photorécepteurs sont situés dans le bord de l&#39;image. (E) cellules photoréceptrices de culture (post-cinq jours). (F) grossissement supérieur du panneau E. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/51954/51954fig2highres.jpg" width="550" /> Figure 2. Expression différentielle de RHO SAG et dans la culture des photorécepteurs de la souris. (A) Coloration des noyaux (image bleue), (B) SAG de coloration (vert), (C) RHO de coloration (rouge). (D) ont fusionné. Parce que la coloration de la SAG est exprimé plus tôt que RHO coloration, seules deux cellules sont doublement marquées SAG et RHO (voir *). Barre d&#39;échelle:. 23 pm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51954/51954fig2highres.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/51954/51954fig3highres.jpg" /> Figure 3. Comparaison de l&#39;expression de trois gènes dans le cerveau et la rétine photorécepteurs ensemble et des animaux de type sauvage âgés de 35 jours. (A) rhodopsine (Rho), S-arrestine (Sag) et cône transducine (Gnat2). (B) Calbindin (Calb1) et Recoverin (Rcvrn). Les données sont affichées comme expression relative. L&#39;expression relative est une valeur d&#39;expressionobtenu à partir des données de puces à ADN après normaliszation avec le logiciel robuste multi-gamme moyenne (RMA) disponibles dans la base de connaissances kbass (http://kbass.institut-vision.org/KBaSS/). <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/51954/51954fig4highres.jpg" width="400" /> Figure 4. Expression des RHO et GNAT2 dans la rétine externe de la rétine de type sauvage au post-natal jour 35. Absence de leur expression dans la rétine interne et dans la rétine de la souris RD1 au post-natal jour 35. ACTB, bêta actine. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51954/51954fig4highres.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <!-- Repeat of the materials table
<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Nom du Matériel / Equipement </td><td> Société </td><td> Numéro de catalogue </td><td>Commentaires / Description </td></tr><tr><td> Cytidine 5&#39;-diphosphocholin * </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> C0256 </td><td> 4,7 pM de cytidine 5&#39;-diphosphocholin </td></tr><tr><td> Cytidine 5&#39;-diphosphoethanolamine * </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> C0456 </td><td> 2,7 pM de cytidine 5&#39;-diphosphoethanolamine </td></tr><tr><td> Acide linoléique / sérum albumine bovine (BSA) * </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> L8384 </td><td> 100 ug / ml d&#39;albumine linoléique / acide de sérum bovin (BSA) </td></tr><tr><td> Triiodo-L-thyronine * </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> T6397 </td><td> 0,03 uM Triiodo-L-thyronine </td></tr><tr><td> 96 puits plaque </td><td> Greiner bio-one </td><td> 655-095 </td><td></td></tr><tr><td> Microscope binoculaire </td><td> Leica </td><td> MZ-75 </td><td></td></tr><tr><td> CO 2 indépendante (CO 2 i) </td><td> Vie Technologies </td><td> 18045054 </td><td></td></tr><tr><td> DMEM </td><td> Life Technologies </td><td> 41966029 </td><td></td></tr><tr><td> Forceps n ° 5 Dumont </td><td> Bionique </td><td> 11254-20 </td><td></td></tr><tr><td> Gélatine de type de peau porcin A </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> G2500 </td><td></td></tr><tr><td> GeneChip </td><td> Affymetrix </td><td> U74v2 </td><td></td></tr><tr><td> Solution gentamicine </td><td> Life Technologies </td><td> 15710049 </td><td></td></tr><tr><td> Hydrocortisone * </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> H0888 </td><td> 0,55 uM hydrocortisone </td></tr><tr><td> * Insuline (I) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> I1884 (ITS) </td><td> 0,86 uM d&#39;insuline (I) </td></tr><tr><td> Papain </td><td> Worthington-Biochem </td><td> WOLS03124 </td><td></td></tr><tr><td> Poly-D-Lysine </td><td> Sigma-Aldrich </td><td>P-6407 </td><td></td></tr><tr><td> Progestérone * </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P7556 </td><td> 2,0 uM de progestérone </td></tr><tr><td> Prostaglandine * </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P5172 </td><td> 0,28 uM prostaglandine </td></tr><tr><td> Putrescine * </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P5780 </td><td> 182 uM putrescine </td></tr><tr><td> Scalpel Albion </td><td> EMS </td><td> 72000 </td><td></td></tr><tr><td> Ciseaux </td><td> Moria </td><td> 15396-00 </td><td></td></tr><tr><td> Pyruvate de sodium * </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> S8636 </td><td> Pyruvate de sodium 1 mM </td></tr><tr><td> sélénite de sodium * (S) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> I1884 (ITS) </td><td> 0,29 pM de Na 2 SeO 3 (S) </td></tr><tr><td> Taurine * </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> T8691 </td><td> MM taurine 3 </td></tr><tr><td&gt; * Transferrine (T) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> I1884 (ITS) </td><td> 0,07 uM transferrine (T) </td></tr><tr><td> Appareil Vibratome </td><td> Leica </td><td> VT1000-S </td><td></td></tr><tr><td> * Suppléments </td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table> Tableau 1: matériel spécifique et de l&#39;équipement est utilisé. -&gt;

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Vibratome Sectioning Mouse Retina to Prepare Photoreceptor Cultures

Rétine neurale d&#39;une souris âgée de 8 jours est au-dessus d&#39;un bloc de gélatine de 4%. Après isolement de la couche de photorécepteur (200 um) par vibratome, les photorécepteurs sont ensemencées après dissociation mécanique et enzymatique de la culture. La couche de photorécepteur peut être utilisé pour des analyses biochimiques ou la transplantation moléculaires.

Vibratome sectionnement rétine de souris pour préparer des cultures photoréceptrices

The retina is a part of the central nervous system that has organized architecture, with neurons in layers from the photoreceptors, both rods and cones in ...

vibratome-sectioning-mouse-retina-to-prepare-photoreceptor-cultures

Research

JoVE Journal

Neuroscience

16.7K vues.  UMR_S 968, Institut de la Vision.  Rétine neurale d'une souris âgée de 8 jours est au-dessus d'un bloc de gélatine de 4%. Après isolement de la couche de photorécepteur (200 um) par vibratome, les photorécepteurs sont ensemencées après dissociation mécanique et enzymatique de la culture. La couche de photorécepteur peut être utilisé pour des analyses biochimiques ou la transplantation moléculaires. 

Vidéo: Vibratome Sectioning Mouse Retina to Prepare Photoreceptor Cultures

Vibratome Sectioning for Enhanced Preservation of the Cytoarchitecture of the Mammalian Organ of Corti

The mammalian organ of Corti is a highly ordered cellular mosaic of mechanosensory hair and nonsensory supporting cells (reviewed in 1,2).Visualization of this cellular mosaic often requires that the organ of Corti is cross-sectioned. In particular, the nonsensory pillar and Deiters' cells, whose nuclei are located basally with respect to the hair cells, cannot be visualized without cross-sectioning the organ of Corti. However, the delicate cytoarchitecture of the mammalian organ of Corti, including the fine cytoplasmic processes of the pillar and Deiters' cells, is difficult to preserve by routine histological procedures such as paraffin and cryo-sectioning, which are compatible with standard immunohistochemical staining techniques.
Here I describe a simple and robust procedure consisting of vibratome sectioning of the cochlea, immunohistochemical staining of these vibratome sections in whole mount, followed by confocal microscopy. This procedure has been used widely for immunhistochemical analysis of multiple organs, including the mouse limb bud, zebrafish gut, liver, pancreas, and heart (see 3-6 for selected examples). In addition, this procedure was sucessful for both imaging and quantitificaton of pillar cell number in mutant and control organs of Corti in both embryos and adult mice 7. This method, however, is currently not widely used to examine the mammalian organ of Corti. The potential for this procedure to both provide enhanced preservation of the fine cytoarchitecture of the adult organ of Corti and allow for quantification of various cell types is described.

A simple procedure of vibratome sectioning the organ of Corti, followed by immunohistochemistry and confocal microscopy is described. This procedure allows for improved preservation of the fine cytoarchitecture of the mammalian organ of Corti, and consequently allows for accurate quantification of cell types.

Vibratome sectionnement pour la préservation accrue de la cytoarchitecture de l&#39;Organe de Corti des mammifères

The mammalian organ of Corti is a highly ordered cellular mosaic of mechanosensory hair and nonsensory supporting cells (reviewed in 1,2).Visualization of ...

Recherche

Neurosciences

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge. Gene targeting to generate constitutive or conditional loss of function knockouts remains cost and labor intensive, as well as time consuming. Adding to these challenges, retina expressed genes may have essential roles outside the retina leading to unintended confounds when using a knockout approach. Furthermore, the ability to ectopically express a gene in a gain of function experiment can be extremely valuable when attempting to identify a role in cell fate specification and/or terminal differentiation.
We present a method for the rapid and efficient incorporation of DNA plasmids into the neonatal mouse retina by electroporation. The application of short electrical impulses above a certain field strength results in a transient increase in plasma membrane permeability, facilitating the transfer of material across the membrane 1,2,3,4. Groundbreaking work demonstrated that electroporation could be utilized as a method of gene transfer into mammalian cells by inducing the formation of hydrophilic plasma membrane pores allowing the passage of highly charged DNA through the lipid bilayer 5. Continuous technical development has resulted in the viability of electroporation as a method for in vivo gene transfer in multiple mouse tissues including the retina, the method for which is described herein 6, 7, 8, 9, 10. 
DNA solution is injected into the subretinal space so that DNA is placed between the retinal pigmented epithelium and retina of the neonatal (P0) mouse and electrical pulses are applied using a tweezer electrode. The lateral placement of the eyes in the mouse allows for the easy orientation of the tweezer electrode to the necessary negative pole-DNA-retina-positive pole alignment. Extensive incorporation and expression of transferred genes can be identified by postnatal day 2 (P2). Due to the lack of significant lateral migration of cells in the retina, electroporated and non-electroporated regions are generated. Non-electroporated regions may serve as internal histological controls where appropriate. 
Retinal electroporation can be used to express a gene under a ubiquitous promoter, such as CAG, or to disrupt gene function using shRNA constructs or Cre-recombinase. More targeted expression can be achieved by designing constructs with cell specific gene promoters. Visualization of electroporated cells is achieved using bicistronic constructs expressing GFP or by co-electroporating a GFP expression construct. Furthermore, multiple constructs may be electroporated for the study of combinatorial gene effects or simultaneous gain and loss of function of different genes. Retinal electroporation may also be utilized for the analysis of genomic cis-regulatory elements by generating appropriate expression constructs and deletion mutants. Such experiments can be used to identify cis-regulatory regions sufficient or required for cell specific gene expression 11. Potential experiments are limited only by construct availability.

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

A method for the incorporation of plasmid DNA into murine retinal cells for the purpose of performing either gain- or loss of function studies in vivo is presented. This method capitalizes on the transient increase in permeability of cell plasma membranes induced by the application of an external electrical field.

En électroporation in vivo de la rétine de souris en développement

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge.  Gene targeting to generate ...

Whole Mount Immunofluorescent Staining of the Neonatal Mouse Retina to Investigate Angiogenesis In vivo

Angiogenesis is the complex process of new blood vessel formation defined by the sprouting of new blood vessels from a pre-existing vessel network. Angiogenesis plays a key role not only in normal development of organs and tissues, but also in many diseases in which blood vessel formation is dysregulated, such as cancer, blindness and ischemic diseases. In adult life, blood vessels are generally quiescent so angiogenesis is an important target for novel drug development to try and regulate new vessel formation specifically in disease. In order to better understand angiogenesis and to develop appropriate strategies to regulate it, models are required that accurately reflect the different biological steps that are involved. The mouse neonatal retina provides an excellent model of angiogenesis because arteries, veins and capillaries develop to form a vascular plexus during the first week after birth. This model also has the advantage of having a two-dimensional (2D) structure making analysis straightforward compared with the complex 3D anatomy of other vascular networks. By analyzing the retinal vascular plexus at different times after birth, it is possible to observe the various stages of angiogenesis under the microscope. This article demonstrates a straightforward procedure for analyzing the vasculature of a mouse retina using fluorescent staining with isolectin and vascular specific antibodies.

Whole Mount Immunofluorescent Staining of the Neonatal Mouse Retina to Investigate Angiogenesis In vivo

The neonatal murine retina provides a well characterized physiological model of angiogenesis, which permits investigations of the roles of different genes or drugs that modulate angiogenesis in an in vivo context. Immunofluorescent staining to accurately visualize the vascular plexus is pivotal to the success of these types of studies.

Mont entiers immunofluorescence de la rétine de souris néonatal chargé d&#39;enquêter sur l&#39;angiogenèse<em&gt; In vivo</em

Angiogenesis  is the complex process of new blood vessel formation defined by the sprouting  of new blood vessels from a pre-existing vessel network. ...

Assessment of Vascular Regeneration in the CNS Using the Mouse Retina

The rodent retina is perhaps the most accessible mammalian system in which to investigate neurovascular interplay within the central nervous system (CNS). It is increasingly being recognized that several neurodegenerative diseases such as Alzheimer&#8217;s, multiple sclerosis, and amyotrophic lateral sclerosis present elements of vascular compromise. In addition, the most prominent causes of blindness in pediatric and working age populations (retinopathy of prematurity and diabetic retinopathy, respectively) are characterized by vascular degeneration and failure of physiological vascular regrowth. The aim of this technical paper is to provide a detailed protocol to study CNS vascular regeneration in the retina. The method can be employed to elucidate molecular mechanisms that lead to failure of vascular growth after ischemic injury. In addition, potential therapeutic modalities to accelerate and restore healthy vascular plexuses can be explored. Findings obtained using the described approach may provide therapeutic avenues for ischemic retinopathies such as that of diabetes or prematurity and possibly benefit other vascular disorders of the CNS.

The rodent retina has long been recognized as an accessible window to the brain. In this technical paper we provide a protocol that employs the mouse model of oxygen-induced retinopathy to study the mechanisms that lead to failure of vascular regeneration within the central nervous system after ischemic injury. The described system can also be harnessed to explore strategies to promote regrowth of functional blood vessels within the retina and CNS.

Évaluation de la régénération vasculaire dans le SNC Utilisation de la rétine de souris

The rodent retina is perhaps the most accessible mammalian system in which to investigate neurovascular interplay within the central nervous system (CNS). ...

Imaging Ca2+ Dynamics in Cone Photoreceptor Axon Terminals of the Mouse Retina

Retinal cone photoreceptors (cones) serve daylight vision and are the basis of color discrimination. They are subject to degeneration, often leading to blindness in many retinal diseases. Calcium (Ca2+), a key second messenger in photoreceptor signaling and metabolism, has been proposed to be indirectly linked with photoreceptor degeneration in various animal models. Systematically studying these aspects of cone physiology and pathophysiology has been hampered by the difficulties of electrically recording from these small cells, in particular in the mouse where the retina is dominated by rod photoreceptors. To circumvent this issue, we established a two-photon Ca2+ imaging protocol using a transgenic mouse line that expresses the genetically encoded Ca2+ biosensor TN-XL exclusively in cones and can be crossbred with mouse models for photoreceptor degeneration. The protocol described here involves preparing vertical sections (&#8220;slices&#8221;) of retinas from mice and optical imaging of light stimulus-evoked changes in cone Ca2+ level. The protocol also allows &#8220;in-slice measurement&#8221; of absolute Ca2+ concentrations; as the recordings can be followed by calibration. This protocol enables studies into functional cone properties and is expected to contribute to the understanding of cone Ca2+ signaling as well as the potential involvement of Ca2+ in photoreceptor death and retinal degeneration.

Imaging Ca2+ Dynamics in Cone Photoreceptor Axon Terminals of the Mouse Retina

We describe a protocol to monitor Ca2+ dynamics in the axon terminals of cone photoreceptors using an ex-vivo&#160;slice preparation of the mouse retina. This protocol allows comprehensive studies of cone Ca2+ signaling in an important mammalian model system, the mouse.

Imagerie Ca<sup&gt; 2+</sup&gt; Dynamics dans les terminaux cône photorécepteur Axon de la rétine de souris

Retinal cone photoreceptors (cones) serve daylight vision and are the basis of color discrimination. They are subject to degeneration, often leading to ...

Cone-Enriched Cultures from the Retina of Chicken Embryos to Study Rod to Cone Cellular Interactions

Human daytime vision relies on the function of cone photoreceptors at the center of the retina, the fovea. Patients suffering from the most prevalent form of inherited retinal degeneration, retinitis pigmentosa, lose night vision because of mutation driven loss of rod photoreceptors, a phenomenon followed by a progressive loss of function and death of cones leading to blindness. Geneticists have identified many genes with mutations causing this disease, but the first mutations identified questioned the mechanisms of secondary cone degeneration and how a dominant mutation in the rhodopsin gene encoding for the visual pigment expressed exclusively in rods can trigger cone degeneration.
This result of transplantations in a genetic model of the disease led to the concept of cell interactions between rods and cones and of non-cell autonomous degeneration of cones in all genetic forms of retinitis pigmentosa.
Cones comprise 5% of all photoreceptors in humans and only 3% in the mouse, so their study is difficult in these species, but cones outnumber rods in bird species. We have adapted 96-well plates to culture retinal precursors from the retina of chicken embryos at stage 29 of their development. In these primary cultures, cones represent 80% of the cells after in vitro differentiation. The cells degenerate over a period of one week in the absence of serum. Here, we describe the methods and its standardization.
This cone-enriched culture system was used to identify the epithelium-derived cone viability factor (EdCVF) by high content screening of a rat retinal pigmented epithelium normalized cDNA library. Recombinant EdCVF prevents the degeneration of the cones.

We describe a method to obtain primary cultures of cone photoreceptors from the retina of chicken embryos and its use for high content screening.

Cultures enrichies en cônes de la rétine d’embryons de poulet pour étudier les interactions cellulaires entre tiges et cônes

Human daytime vision relies on the function of cone photoreceptors at the center of the retina, the fovea. Patients suffering from the most prevalent form ...

Two Peeling Methods for the Isolation of Photoreceptor Cell Compartments in the Mouse Retina for Protein Analysis

Rod photoreceptors are highly polarized sensory neurons with distinct compartments. Mouse rods are long (~80 &#181;m) and thin (~2 &#181;m) and are laterally packed in the outermost layer of the retina, the photoreceptor layer, resulting in alignment of analogous subcellular compartments. Traditionally, tangential sectioning of the frozen flat-mounted retina has been used to study the movement and localization of proteins within different rod compartments. However, the high curvature of the rod-dominant mouse retina makes tangential sectioning challenging. Motivated by the study of protein transport between compartments, we developed two peeling methods that reliably isolate the rod outer segment (ROS) and other subcellular compartments for western blots. Our relatively quick and simple techniques deliver enriched and subcellular-specific fractions to quantitatively measure the distribution and redistribution of important photoreceptor proteins in normal rods. Moreover, these isolation techniques can also be easily adapted to isolate and quantitatively investigate the protein composition of other cellular layers within both healthy and degenerating retinae.

This protocol presents two techniques to isolate the subcellular compartments of murine rod photoreceptors for protein analysis. The first method utilizes live retinae and cellulose filter paper to separate rod outer segments, while the second employs lyophilized retinae and adhesive tape to peel away rod inner and outer segment layers.

Deux méthodes de peeling pour l’isolement des compartiments des cellules photoréceptrices dans la rétine de la souris pour l’analyse des protéines

Rod photoreceptors are highly polarized sensory neurons with distinct compartments. Mouse rods are long (~80 &#181;m) and thin (~2 &#181;m) and are ...

In Vivo Vascular Injury Readouts in Mouse Retina to Promote Reproducibility

Advancements in ophthalmic imaging tools offer an unprecedented level of access to researchers working with animal models of neurovascular injury. To properly leverage this greater translatability, there is a need to devise reproducible methods of drawing quantitative data from these images. Optical coherence tomography (OCT) imaging can resolve retinal histology at micrometer resolution and reveal functional differences in vascular blood flow. Here, we delineate noninvasive vascular readouts that we use to characterize pathological damage post vascular insult in an optimized mouse model of retinal vein occlusion (RVO). These readouts include live imaging analysis of retinal morphology, disorganization of retinal inner layers (DRIL) measure of capillary ischemia, and fluorescein angiography measures of retinal edema and vascular density. These techniques correspond directly to those used to examine patients with retinal disease in the clinic. Standardizing these methods enables direct and reproducible comparison of animal models with clinical phenotypes of ophthalmic disease, increasing the translational power of vascular injury models.

In Vivo Vascular Injury Readouts in Mouse Retina to Promote Reproducibility

Here, we present three data analysis protocols for fluorescein angiography (FA) and optical coherence tomography (OCT) images in the study of Retinal Vein Occlusion (RVO).

In vivo Lecture des lésions vasculaires dans la rétine de souris pour favoriser la reproductibilité

Advancements in ophthalmic imaging tools offer an unprecedented level of access to researchers working with animal models of neurovascular injury. To ...