Igal Gery and David Hicks for anti-SAG antibodies. Ram Fridlich for reading the manuscript.

참고 :이 절차는 대학의 피에르와 마리 퀴리 (/ 2009 / 048 CE5)에서 윤리위원회 다윈에 의해 승인 젤라틴 솔루션, 악기,에 vibratome, 문화 미디어와 문화 플레이트 1. 준비 <ol><li> 이상의 실험 하루 전에 20 % 젤라틴 용액을 준비한다. <ol><li> 후드, CO 2 독립적 인 매체를 포함하는 500 ㎖의 병 (CO 2 -i)에 겐타 마이신 [10 ㎎ / ㎖] 500 μl를 추가합니다. </li><li> 별도의 비이커에서 15 분 동안 일정하게 교반하면서 가열 블록에 95 ° C에서 열 (1.1.1)에서 CO2-I의 20 ㎖를 추가합니다. 이 솔루션은 추가 사용에 대한 준비가되어 있음을 나타내는 노란색으로 색 변화를 관찰한다. </li><li> 황색 용액을 수득하기 위해, 45 분 동안 95 ℃에서 교반 및 가열을 증가와 함께 상기에서 조제한 용액 (단계 1.1.2)에 4 g의 젤라틴 서서히 빈약 무게. 젤라틴 용액은 아래를 냉각 시키약 5 분 동안 후드. </li><li> 기포를 도입하지 않고 35mm 직경의 배양 접시에 젤라틴 용액 4 mL에 붓는다. 30 분 동안 21 ° C에서 접시를 유지합니다. 플라스틱 필름과 접시를 커버하고, 거꾸로 요리를 켭니다. 선택적으로, 사용하기 전에 최대 2 개월 동안 4 ° C에서 요리를 저장합니다. </li></ol></li><li> 4 % 젤라틴 용액을 준비합니다. <ol><li> 후드, 가열 블록에 42 ° C에서 CO 2 -i 멸균 플라스틱 용기 중간, 및 열 (25)를 가하여. 가열 블록에서 매체를 제거하고 점차 뜨거운 중간 파문에 젤라틴 1g을 추가합니다. 빠르게 가열 블록 (42 ° C)에 컨테이너를 반환하는 과정에서 따뜻하게. </li></ol></li><li> 설정 업에 vibratome 장치 : <ol><li> 4 ℃에서 보관 20 % 젤라틴 용액을 포함하는 요리를 제거합니다. 메스와 젤라틴을 잘라. 젤라틴 슬라이스를 뒤집고 (S)의 방울을 사용에 vibratome의 블랙지지 디스크에 붙여오일이 접착제. </li><li> 두 반으로 면도날을 휴식하고에 vibratome 잡고 콘센트에 절반을 삽입합니다. 에 vibratome 장치 상에 검은 지원 디스크를 삽입합니다. 오른쪽에 검은 색 조절기의 전원을 켭니다. 에 vibratome의 머리에 들고 콘센트를 고정합니다. 젤라틴 블록을 커버하기에 vibratome 탱크 CO 2 -i 매체의 충분한 양을 첨가하는 것이 바람직하다. </li><li> 에 vibratome에 스위치 및 젤라틴 블록의 세 100 μm의 조각을 잘라. 추가 사용에 대한 젤라틴 블록을 유지합니다. </li></ol></li><li> 배지 40㎖의 준비 : <ol><li> 후드 소 태아 혈청 (FCS)의 10 % 둘 베코 변형 이글 배지 (DMEM)를 준비한다. 1 ㎎ / ㎖ 폴리 D 라이신 사용하여 인산 완충 식염수 (PBS)의 pH 7.4을 준비합니다. </li><li> 96- 웰 플레이트에 코팅하는 웰의 바닥을 폴리 D 라이신 2 ㎍ / cm (2)를 추가한다. 5 % CO2 인큐베이터 내에서 37 ° C에서 45 분 동안 플레이트를 인큐베이션. 배양 후, PBS를 제거하고 200 μL로 교체/ 사용하기 전에 5 % CO 2 배양기에서 37 ° C에서 다시 잘 DMEM과 장소. </li></ol></li></ol> 전체 망막 2. 해부 <ol><li> 마우스를 명백히하다 : <ol><li> 유럽​​ 지침 63분의 2,010에 따라 마우스를 희생 : 자궁 전위에 의해. 곡선 가위로 머리를 잘라 살균제로 눈을 소독 한 후 100mm 직경 페트리 접시에 넣습니다. </li><li> 매우 신중하게 곡선 그립을 사용하여 단면에 의해 시신경을 분리 한 후 눈을 제거합니다. 그런 다음 21 ° C에서 멸균 CO 2 -i 매체를 포함하는 35mm 페트리 접시에 두 눈을 놓습니다. </li></ol></li><li> 망막 제거 : <ol><li> 눈 글로브에 가위를 소개 할 수있는 18 G 바늘의 도움으로 눈 사지의 수준에 구멍을 만듭니다. 홀 내부 직선 가위를 소개하고주의 깊게 모양체를 제거하는 안구 세계의 모든 경계에 홍채 아래의 공막을 잘라. </li><li&gt; 각막과 렌즈를 제거하고 인공 수정체 망막 연속으로 눈의 후방 챔버를 유지합니다. 두 좋은 그립으로, 망막에 손상을주지 않고 후방 챔버 내부에있는 유리체를 제거합니다. 망막의 평탄화 수 있도록 네 개의 방사형 인하 (망막 / 공막)을 수행합니다. </li><li> 안구 세계를 전복하고 &quot;오렌지&quot;로 껍질. 공막과 망막 색소 상피 (RPE)에서 망막을 분리합니다. 여전히 시신경의 수준 매우 신중하게 괜찮 곡선 가위에 부착 된 망막을 분리합니다. </li><li> 두 미세 그립 망막의 가장자리로부터 중앙을 향하여 잔류 유리체를 분리. 모든 유리체가 완전히 망막의 평탄화 할 수 있도록 제거되어 있는지 확인합니다. </li><li> 플라스틱 피펫의 사지를 잘라 플라스틱 피펫 CO 2 -i 매체를 포함하는 지름 35 mm 페트리 접시에 망막을 전송합니다. </li></ol></li></ol> 플랫 mounte 3. 씰링젤라틴 블록 위에 D 망막 <ol><li> 평면 탑재 망막의 밀봉을 허용하도록에 vibratome 탱크 (젤라틴 블록은 무료입니다)에서 CO 2 -i 매체의 30 ml의 - (20)를 제거합니다. </li><li> 플라스틱 피펫을 사용하여 유리 슬라이드에 망막을 전송하고 2 -i 매체 젤라틴 조각에 아래로 향하게 광 수용체와 젤라틴 슬라이스로 전송하기 전에 CO의 드롭을 추가합니다. </li><li> 부드럽게 반대편에 따뜻한 젤라틴 추방 동시에 망막과 젤라틴 블록 사이에 블록의 일측에 가온 4 % 젤라틴을 주입하여 젤라틴 블록 망막 첨부. </li><li> 파스퇴르 피펫 대기음 4 % 젤라틴. 총 밀봉 할 수 있도록 10 분 동안 기다립니다. 블록과 완전히 블레이드 젖어 CO 2 -i 매체를 추가합니다. </li></ol> 4. 망막을 단면 참고 :이 단계는 다른 망막 세포없이 광 수용체 세포의 층을 얻는 것이 중요하다 (그림 1). <ol><li> 젤라틴 블록의 상단에서 시작, 망막에 도달하는 100 μm의 시리얼 부분을 잘라. 내부 층의 120 μm의 섹션 - 그럼 100를 잘라. 응용 프로그램에 따라이 층은 폐기 될 수도 있고, 액체 질소에 저장된다. 에 vibratome의 속도가 내부 층 또는 광 수용체 층의 단면 중 (1 또는 2에) 매우 느린 있는지 확인하십시오. </li><li> 내측 및 외측 망막 사이의 인터페이스에 대응하는, 망막의 중간 15㎛의 부분을 수행한다. 현미경이 부분을 관찰한다. 혈관의 부재는 외측 망막에 도달했음을 나타낸다. </li><li> 젤라틴과 외측 망막이 200㎛ (감광 층)을 잘라내어이를 CO 2 -i 배지 3 ㎖ 가득 지름 35 mm 접시에 옮긴다. 모든 망막의 모든 광 수용체 층 부분을 얻을 때까지 얼음에 보관하십시오. </li></ol> 5. 해리 광 수용체 세포 <ol><li> (접시를 타고ES) 감광 층 (들)를 함유하고 10 분 동안 37 ℃ 배양기에서 (그들)을 넣어. </li><li> 사용 포셉 부드럽게 젤라틴 감광 층을 분리하고 링거액 3 ㎖로 채워진 새 접시에 옮긴다. 각각의 광 수용체 층 준비를 위해이 단계 (5.2)를 반복합니다. </li><li> 5 ml의 폴리 프로필렌 멸균 튜브에 5 % CO 2 배양기에서 37 ° C에서 그것을 30 분을 품어 (60 μM의 β-머 캅토 에탄올; 5.5 MM의 L - 시스테인 1.1 mM의 EDTA) 활성제 용액 25 μL와 파파인의 2 대를 품어 . 파파인의 활성화는 37 ° C에서 달성된다. 이 부화하는 동안, (너무 작은되지 않음) 2mm 2 조각으로 광 수용체 층을 절감하고 5 ml의 튜브에이 조각을 전송합니다. </li><li> 중력 침강 다음 솔루션 링거액의 1.5 ml로 두 번 망막을 씻어. 시편과 튜브에서 남아있는 모든 링거액을 제거합니다. </li><li> 활성화 파파인과 믹스가 들어있는 튜브에 링거액의 475 μl를 추가합니다. 망막을 포함하는 튜브에이 솔루션을 추가합니다. </li><li> 5 % CO2 인큐베이터 내에서 37 ° C에서 20 분 동안 함께 망막 튜브 인큐베이션. DMEM 중 10 % FCS 1 ㎖를 첨가하여 반응을 정지. 죽음의 세포에서 소화 DNA에 데 옥시 리보 뉴 클레아 제 25 U I (의 DNase I)를 추가합니다. 조심스럽게 한 ML-피펫을 사용하여 세포 현탁액을 균질화시킨다. 실온에서 6 분 50 XG에 스핀. </li><li> 혈청의 흔적을 제거하고 세포 펠렛 (특정 reagents_equipment의 표 참조) 보충과 DMEM 매체를 추가하고 조심스럽게 1 ML의 피펫 세포 현탁액을 재현 탁하는 상층 액을 제거한다. 실온에서 6 분 50 XG에 스핀. 이 단계 (5.7) 한 번 더 반복합니다. </li></ol> 6 배양 광 수용체 세포 <ol><li> PN8에서 마우스의 광 수용체 층은이 기술을 사용하는 방법에 대한 1-1500000 세포가 포함되어 있습니다. 1 시각 세포 종자× 10 5 세포 / 문화 매체와 문화 5 % CO 2 배양기 내에서 37 ° C에서 5 일 동안 세포 배양 용기에 cm 2. 5 일에, 면역 화학 및 항체 공급 업체가 제공 서부 블로 팅 연구 다음과 같은 방법으로 진행. 참고 : 단계 문화를 중지하고 예비 시험 기준 (21)에 설명되어 있습니다. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

망막은 생물학 모델 기관이다. 망막의 연구는 생물학 (6) 주요 발견되었다. 그것은 제 종양 억제 유전자 RB1의 원점이다. 그것은 sevenless 놈과의 상호 작용을 통해 수용체 티로신 키나제 및 MAP 키나제 분자 사이의 링크를 보여준다. 그것은 PAX6, 장기 형태 형성 용 제 마스터 제어 유전자의 발견에 참여했다. 또한, 연령 관련 황반 변성 (AMD)과 보체 인자 H (CFH)의 유전 적 관계의 중심에 연관 게놈 와이드 스크린 (GWAS)에 의해 식별 된 제 질환 감수성 유전자이다. 마지막으로, 선천성 흑내장 Leber 씨위한 최초의 성공적인 유전자 치료에지도, 임의의 인간의 제 교정 유전자 치료 시험은 유전 질환. 이 기관의 구조는 대부분의 척추 동물 종 보존된다. 생체 내에서 조작에 대한 접근성 센트의이 중요한 부분에 기능 유전체학 조사에 일찍 격려했다신경계를 RAL. 우리는에 vibratome 절편에 의해 망막 층 안쪽으로부터 감광 층을 분리하는 방법을 여기에 나타낸다. 이 단계는 순수한 시각 문화를 획득하는 것이 중요합니다. 우리의 해부 프로토콜은 망막 색소 상피 세포에 의한 오염이 발생할 가능성이 매우 희박하다. 주요한 과제 중 하나는 부 적절 내측 및 외측 망막에 필요한 망막의 평탄화이다. 망막의 절편은 설치류에서 그 작은 직경의 망막에 최선이며,이 직경은 현재 사용 가능한 물질과 기술의 한계입니다. 이는 망막 샘플 연습, 생물학적으로 의미있는 실험을 시작하기 전에 적당하다. 우리의 mRNA 및 단백질의 발현 양 학습을 수행하는 재료를 이용하여, 감광체 배양 세포로부터 얻어진 대표적인 결과에 의해 방법을 도시한다. 발현 연구는 또한 SECTIO 번갈아 수행 될 수있다NS 레이저 캡처 미세 절제 의해 수득 배양 최선에 vibratome 절편을 사용하여 수행된다. 우리는 완전히 다른 전략을 미세 절제 레이저의 기술을 사용할 수 있었다. 그러나, 배양 미세 절제 장치와 감광체 층을 수집하기 위해서는, 정착액을 방지 할 필요가있을 것이며, 이로 인해 현재의 방법론을 복잡하게한다. 우리는 색소 성 망막염의 모델에서 광 수용체의 변성시에 vibratome 섹션의 유전자 및 단백질 발현의 동역학을 연구하기위한 프로토콜을 개발하고있다. 우리는 프로토콜의 상세한 설명은 망막 생물학 분야의 연구에 유용하고, 특히 가장 단백질체 및 대사 체 연구 것이라고 믿는다.

망막은 척추 동물 중에서 보존 된 구조를 갖는 중추 신경계의 중요한 부분이다. 신경 망막 뉴런의 입사광, 눈 뒤쪽의 망막 색소 상피 (RPE)에 밀착 감광체 층으로 가장 먼, 레이어 구성된다. 로드와 콘 photorecptors 광자 캡처 옵신 민감한 분자에 의존 빛에 민감한 세포이다. 이들 분자는 RPE 하나의 방향으로 포인트 감광체의 외부 세그먼트에있는 세포의 구조의 디스크 멤브레인에 밀폐된다. 대부분 초기 감광체 변성증 가지 경우에 영향이 구조는, 매일 10 %의 비율로 경신된다. 소위 내층 감광체, 바이폴라, 무 축삭 세포 및 수평뿐만 아니라 신경절 세포로부터 수신 된 신호를 계산하는 다른 신경 세포의 대부분을 포함. 자신의 축삭과 후자의시신경입니다 빔을 형성한다. 이 레이어는 세포 내부 얼기 층 (2) 외부에서 발견되면 생물학 용어 난민 무 축삭 세포를 사용했을 정도로 보존이다. 신경 세포의 레이어 반경 뮐러 아교 세포의 뼈대 내에서 배포됩니다. 양극성 세포는 신경절 세포에 광 수용체를 연결합니다. 그들은 외부 얼기 층과 내부 얼기 층 사이에 위치하고 있습니다. 신경절 세포가 쌍극 세포에 관련 얼기 내부 층을 형성한다. amacrin 세포는 양극성 세포와 신경절 세포 사이의 내부 얼기 층에 위치한 협회 세포로 이름이 지정됩니다. 외부 망상 층은 수평 세포가 포함되어 있습니다. 중추 신경계의 뉴런 층의 독특한 배열을 이용하여에 vibratome 평평한 장착 망막 슬라이스하여 셀 내부 층으로부터 감광체 층의 분리를 허용한다. 원래이 기술 트란 용 감광체를 분리하는데 사용 하였다RD1 마우스, 인간 색소 성 망막염 (RP) (3)의 모델 눈 splantation. RD1 마우스로드 특정 포스 베타 서브 유닛에 대한 인코딩 Pde6b 유전자의 열성 돌연변이를 수행한다. 인간 4 RP에서이 유전자 결과의 열성 돌연변이. 로드 광 수용체가 퇴화 한 후, 환자는 야간 시력을 상실하고, 돌연변이 유전자를 발현하는 제 2 단계로 퇴화하지 놀랍게도 콘 광수. 콘을 색상 및 시력에 요구되기 때문에, 환자의 점진적 블라인드되고 질병에 대한 효과적인 치료법은 아직까지 개발되지 않았습니다. 야생형 마우스에서 호스트 마우스의 콘 변성 감광체 층 접목 3,5-를 지연된다. 봉과 바이폴라 셀 사이 시냅스 연결에만 R의 특정 단계에서 얻을 수 있기 때문에 콘로드 퇴행 모델에서 손실로드는 이식에 의해 대체 될 수 없었다NRL 식 (6)의 개시에 의해 표시 etinal 개발. 광 수용체 층은 RPE 및 광 수용체 나머지, 콘의 3 %에 대응하는 외측 망막 사이,로드리스 RD1 망막의 서브 공간에서 망막 수술로 도입된다. 두 주 수술 후, 통상 감광체 층 이식 동물에서 콘의 40 %, 또는 가짜 조작 동물 내 망막 세포의 정상 층 이식 동물에 비해 살아 남았다. 콘 생존의 토포 그래피는, 확산 - 아웃 그래프트 조직의 위치에 돌연변이 된 망막의 전체면은 보호 효과는 확산 성 분자 (7)에 의한 것을 나타낸다. 다음으로, 보호 효과가 봉 -8,9- 의한 단백질의 분비에 의존한다는 사실을 확인하는 공존 배양 시스템뿐만 아니라 조절 된 배양 배지를 사용했다. 우리는이 단백질이 EXPR됩니다 가설비 - 자율 방식으로 셀 (10)로부터 봉 보호 신호의 손실에 의해 보조 콘 변성을 발동 질환의 첫 번째 단계 동안 자신의 사망 봉 의해 연속적 것을 구체적 ESSID와. 때문에 영장류 콘 매개 중심 시력의 중요성이 추정 단백질은 RP에 대한 관련성이 높은 치료 도구가 될 것입니다. RP의 콘을 보존하는 것은 이론적으로 11 블라인드가 전 세계 150 만 명의 환자를 방지합니다. 우리는 망막 cDNA 라이브러리 (12)로부터 유래 콘로드 생존 인자 (RdCVF)을 코딩하는 cDNA를 식별하기 위해 고 함량의 스크리닝 방법 및 원뿔 - 농후 배양 모델을 사용했다. RdCVF은 흥미롭게 독스 13 항상성에 관여하는 단백질에 대한 티 오레 독신을 코딩하는 유전자 상동 NXNL1 유전자의 스 플라이 싱 산물이다. 유전자의 초 접합 생성물 RdCVFL은 타겟, 산화에 대해 D 타우 단백질을 보호 효소14 amage. RdCVF의 관리 콘의 2 차 변성과 열성에 자신의 시각 기능의 손실 및 RP 12,15의 지배적 인 모델을 방지 할 수 있습니다. 이 혁신적인 치료 전략 (16)의 두 가지 중요한 측면을 보여줍니다. 먼저, 유전자 독립적 인 방식으로 RP의 경우 대부분 적용될 수있다. 둘째, 경쟁 인자 반대로 CNTF, RdCVF 생존율은 시각 기능 (17)의 유지와 관련된다. 작용 효과의 부재는 RP 환자 18 CNTF의 투여 임상 효과의 부재의 이유를 설명 할 수있다. RdCVF는 체외에서 콘 구조가 RdCVF의 immunodepletion (12)에 의해 억제되어 있기 때문에로드와 콘 사이의 중요한 생존 신호의 한 가능성이 높습니다. 또한, 콘로드 유래 생존 유전자의 파괴는 산화 스트레스 장애 (19)에 대한 감수성과 감광체하도록 이끈다. 사용감광체 층 RdCVF의 식별 원점 20 및 신경 퇴행성 질환과 관련된 신규 독스 신호이다. 이 원고 분리와 감광체 층에서 배양 세포 RdCVF의 활성을 특성화하기 위해 사용되는 프로토콜을 설명한다. 감광체는 5-7일 21 배양 ​​유지할 수있다. 이 기술은 감광체 특정 유전자의 발현을 연구 할 수있다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="984">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;"><a name="RANGE!A1:D28">Name of Material / Equipment</a></td>
			<td style="width:167px;">Company</td>
			<td style="width:131px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:368px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cytidine 5&#8242;-diphosphocholin*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C0256</td>
			<td>4.7 &#181;M Cytidine 5&#8242;-diphosphocholin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cytidine 5&#8242;-diphosphoethanolamine*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C0456</td>
			<td>2.7 &#181;M Cytidine 5&#8242;-diphosphoethanolamine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Linole&#239;c acid/ bovine serum albumin (BSA)*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>L8384</td>
			<td>100 &#181;g/ml linole&#239;c acid/ bovine serum albumin (BSA)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Triiodo-L-thyronine*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T6397</td>
			<td>0.03 &#181;M Triiodo-L-thyronine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">96-wells plate</td>
			<td>Greiner bio-one</td>
			<td>655-095</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Binocular microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>MZ-75</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;">CO2 independent (CO2-i)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>18045054</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DMEM</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>41966029</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Forceps n&#176;5 Dumont</td>
			<td>Bionic</td>
			<td>11254-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gelatin from porcin skin type A</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G2500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">GeneChip&#160;</td>
			<td>Affymetrix</td>
			<td>U74v2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gentamicin solution</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15710049</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hydrocortison*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H0888</td>
			<td>0.55 &#181;M hydrocortison</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Insulin* (I)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>I1884 (ITS)</td>
			<td>0.86 &#181;M insulin (I)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Papain</td>
			<td>Worthington-biochem</td>
			<td>WOLS03124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Poly-D-Lysine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P-6407</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Progesterone*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P7556&#160;</td>
			<td>2.0 &#181;M progesterone</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Prostaglandin*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P5172</td>
			<td>0.28 &#181;M prostaglandin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Putrescine*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P5780</td>
			<td>&#160;182 &#181;M putrescine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Scalpel Albion</td>
			<td>EMS</td>
			<td>72000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Scissor&#160;</td>
			<td>Moria</td>
			<td>15396-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sodium Pyruvate*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S8636</td>
			<td>1 mM sodium pyruvate</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;">Sodium Selenite* (S)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>I1884 (ITS)</td>
			<td>0.29 &#181;M Na2SeO3&#160;&#160; (S)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Taurine*</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T8691</td>
			<td>3 mM taurine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Transferrin* (T)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>I1884 (ITS)</td>
			<td>0.07 &#181;M transferrin (T)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vibratome apparatus</td>
			<td>Leica</td>
			<td>VT1000-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">* Supplements</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

vibratome sectioning mouse retina to prepare photoreceptor cultures

망막은 빛의 방향을 고려하여 망막에서 가장 먼 부분에서 망막 색소 상피, 감광체로부터 레이어 뉴런, 접촉 모두 봉과 콘 구조를 구성했다 중추 신경계의 일부이며 가장 인접 거리에있는 신경절 세포. 이 아키텍처에 vibratome 절편하여 감광체 층의 분리를 허용한다. 팔일 세 마우스의 해부 신경 망막은 평면 내장되어 아래로 향하게 20 % 젤라틴 광 수용체 층의 조각의 상단에 4 % 젤라틴에. 및에 vibratome 양날 면도날을 사용하여, 두께 100㎛의 내측 망막 구획된다. 이 섹션에서는 신경절 세포와 특히 양극성 세포 내부 층이 포함되어 있습니다. 광 수용체를 포함하는 외부 망막의 200 μm의가 복구되기 전에 15 μm의의 중간 부분은 삭제됩니다. 젤라틴은 37 ° C에서 가열에 의해 제거된다. 외부 층의 조각 incuba 있습니다37 ° C에서 20 분간 활성화 파파인의 2 대와 링거액 500 μL에 테드. 반응물 둘 베코 변형 이글 중간 (DMEM) 500 ㎕를 10 % 소 태아 혈청 (FCS)을 첨가하여 정지된다,의 DNase I의 물을 25 단위 혈청을 제거하고, 실온에서 원심 분리 전에 수회 세척 첨가하고, 세포를 재현 탁 500 DMEM의 μL 및 / cm 2 1 × 10 5 세포에 접종. 세포는 체외에서 오일로 성장하고 그들의 생존 라이브 / 죽은 분석을 사용하여 얻었습니다. 배양액의 순도는 제 실험 동안에 현미경 관찰에 의해 결정된다. 순도는 다음 파종 및 조직 학적 슬라이드에 세포를 고정하고 토끼 다 클론 항 SAG, 광 수용체 마커 및 마우스 단일 클론 항 RHO,로드 광 수용체 특정 마커를 사용하여 분석에 의해 확인된다. 대안 적으로, 감광체 층 (97 %로드)를 유전자 또는 단백질 발현 분석 및 이식에 사용될 수있다.

그렇다 이식에서, 감광체 층은 감광체 배양 12,22 만들기 위해 세포를 파종하여 세포 신호 전달을 연구하기 위해 사용되었다. 또한, 그들은 유전자 발현과 일주기 리듬 (23, 24)을 연구하는 데 사용됩니다. 우리는 5 %도 1E CO 2 (가진 배양기에서 37 ° C에서 5 일 동안 세포를 FCS의 부재 감광체 배양 물을 제조 출생 후 8 일째에 야생형 마우스에서 셀 감광체 층을 사용하고 유지하고 ). 세포를 4 % paraformadehyde를 사용하여 고정 다음 중 하나를 마우스 단일 클론 항 RHO와 항체 공급 업체에서 제공하는 방법을 사용하여 면역 세포 화학 분석을 진행 하였다 (1 : 250, 밀리 포아 Mab5316) 또는 토끼 다 클론 항 SAG (1 : 200, 관대 이갈 GERY와 데이비드 힉스)의 선물. 우리는 사용 방지 RHO 및 안티 SAG (비록 안티 SAG 라벨 콘로드) 안티 SAG 안티 RHO보다 이전 마커이라고 때문이. CEL의 비율안티 RHO 항체 양성 LS는 안티 SAG 항체 (도 2) 양성보다 낮다. 이것은 SAG가로드 아레스도 망막 산후 성숙 중에, SAG의 발현이 그 선행한다는 사실에 의해 대안 적으로 절연 층의 감광체의 3 %를 만들거나, 원뿔로 표현한다는 사실에 의해 설명 될 수있다 RHO (25), (26)의. 감광 층은 또한 RNA는 CsCl과 초 원심 분리 (27)를 사용하여 제조 및 마우스 DNA 칩 어레이에 혼성화 삼십오일 세 동물의 야생형 망막과 뇌의 감광체에 의해 유전자의 특이 적 발현을 모니터링하기 위해 사용되었다. 뇌 (그림 3A)에 비해 로돕신의 사자 (은 Rho)는, S-아레스 (처짐) 및 콘 transducin (Gnat2)은 망막에 구체적으로 표현된다. 표현은 포함 전체 망막에 비해 광 수용체 층 (PR)에서 눈에 띄는입니다내부 망막 층이 유전자가 광 수용체에 의해 실제로 표현되는 것을 보여. Gnat2 내용은 Rho 처짐에 비해 상대적인 발현 그것이 감광체 절연 층 내에 포함 된 콘에 의해 발현되는 것을 보여준다. 전체 망막에 비해 감광체 층의 recoverin의 식 (Rcvrn)은 (도 3B) 증가된다. 감광 층은 또한 RHO 및 GNAT2는 항체 공급자에 의해 제공된 방법에 따라 웨스턴 블롯을 사용하여 발현을 모니터링하고 망막 내층 (도 4)과 비교하기 위해 사용되었다. 전체 망막 및 산후 35 일에 RD1 마우스의 망막에 각각 RHO 및 GNAT2 (28), 막대 세포와 원추 세포의 마커가 없음을 알 수 있습니다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/51954/51954fig1highres.jpg" /> 인터넷gure 1. 마우스 망막에 vibratome의 단면의 개략도. 에 vibratome 블레이드와 내부 망막의 (A) 젤라틴 조각에 아래로 향하게 광 수용체와 평면 탑재 망막의 설치. (B) 섹션을 참조하십시오. 외부 망막의 (C) 섹션은 젤라틴의 추가.의 (D) 제어 감광체 층의 분리 후 망막의 단편의 에지에서 감광체의 존재. 녹색 형광에 사용되는 스케일 바는 흰색 빛 현미경 사용됩니다. 광 수용체는 그림의 가장자리에 위치하고 있습니다. (E) 배양 광 수용체 세포 (후 5 일). (F) 패널 E.의 높은 배율 <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/51954/51954fig2highres.jpg" width="550" /> 마우스의 광 수용체 문화 RHO 및 SAG 그림 2. 차동 식입니다. 핵의 (A) 염색 (블루), (B) SAG 염색 (녹색), (C) RHO 염색 (적색). (D)는 화상을 병합. SAG의 염색 이전 RHO 염색보다 표현되기 때문에, 두 개의 세포가 두 번 SAG와 RHO (참조 *)를 표시되어 있습니다. 스케일 바 :. 23 μm의 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51954/51954fig2highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/51954/51954fig3highres.jpg" /> 뇌와 전체 망막 및 삼십오일 세 야생형 동물의 광 수용체의 세 가지 유전자의 발현 3. 비교 그림. (A) 로돕신 (은 Rho), S-아레스 (처짐) 및 콘 transducin (Gnat2). (B) Calbindin (Calb1)과 Recoverin (Rcvrn). 데이터는 상대 식으로 표시됩니다. 상대 표현은 표현 값입니다KBaSS (http://kbass.institut-vision.org/KBaSS/) 지식 데이터베이스에서 사용할 수있는 소프트웨어 강력한 멀티 어레이 평균 (RMA)와 normaliszati​​on 후 마이크로 어레이 데이터에서 얻을. <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/51954/51954fig4highres.jpg" width="400" /> 내부 망막 및 산후 35 일 ACTB, 베타에서 RD1 마우스의 망막에서의 표현의 산후 35 일 부재에서 야생 형 망막에서 외부 망막 RHO과 GNAT2 그림 4. 표현 액틴. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51954/51954fig4highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <!-- Repeat of the materials table
<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> 소재 / 장비의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td>댓글 / 설명 </td></tr><tr><td> 시티 딘 5&#39;- diphosphocholin * </td><td> 알드리치 </td><td> C0256 </td><td> 4.7 μM 시티 딘 5&#39;- diphosphocholin </td></tr><tr><td> 시티 딘 5&#39;- diphosphoethanolamine * </td><td> 알드리치 </td><td> C0456 </td><td> 2.7 μM 시티 딘 5&#39;- diphosphoethanolamine </td></tr><tr><td> 리놀산 / 소 혈청 알부민 (BSA) * </td><td> 알드리치 </td><td> L8384 </td><td> 100 ㎍ / ㎖의 리놀산 / 소 혈청 알부민 (BSA) </td></tr><tr><td> Triiodo-L-로닌 * </td><td> 알드리치 </td><td> T6397 </td><td> 0.03 μM Triiodo-L-로닌 </td></tr><tr><td> 96 웰 플레이트 </td><td> 그 라이너 바이오 온 </td><td> 655-095 </td><td></td></tr><tr><td> 쌍안 현미경 </td><td> 라이카 </td><td> MZ-75 </td><td></td></tr><tr><td> CO 2 독립 (CO 2 I) </td><td> 생활 테chnologies </td><td> 18045054 </td><td></td></tr><tr><td> DMEM </td><td> Life 기술 </td><td> 41966029 </td><td></td></tr><tr><td> 집게는 없음 5 뒤몽을 ° </td><td> 초인적 인 </td><td> 11254-20 </td><td></td></tr><tr><td> porcin 피부 타입 젤라틴 </td><td> 알드리치 </td><td> G2500 </td><td></td></tr><tr><td> 유전자 칩 </td><td> 어피 메트릭스 </td><td> U74v2 </td><td></td></tr><tr><td> 겐타 마이신 솔루션 </td><td> Life 기술 </td><td> 15710049 </td><td></td></tr><tr><td> Hydrocortison * </td><td> 알드리치 </td><td> H0888 </td><td> 0.55 μM hydrocortison </td></tr><tr><td> * 인슐린 (I) </td><td> 알드리치 </td><td> I1884 (ITS)를 </td><td> 0.86 μM의 인슐린 (I) </td></tr><tr><td> 파파인 </td><td> 워싱턴 - BIOCHEM </td><td> WOLS03124 </td><td></td></tr><tr><td> 폴리 D 라이신 </td><td> 알드리치 </td><td>P-6407 </td><td></td></tr><tr><td> 프로게스테론 * </td><td> 알드리치 </td><td> P7556 </td><td> 2.0 μM 프로게스테론 </td></tr><tr><td> 프로스타글란딘 * </td><td> 알드리치 </td><td> P5172 </td><td> 0.28 μM 프로스타글란딘 </td></tr><tr><td> 퓨 트레 신 (putrescine) * </td><td> 알드리치 </td><td> P5780 </td><td> 182 μM의 퓨 트레 신 (putrescine) </td></tr><tr><td> 메스 알비온 </td><td> EMS </td><td> 72000 </td><td></td></tr><tr><td> 가위 </td><td> 모리아 </td><td> 15396-00 </td><td></td></tr><tr><td> 나트륨 피루브산 * </td><td> 알드리치 </td><td> S8636 </td><td> 1 mM의 피루브산 나트륨 </td></tr><tr><td> 아 셀렌 산 나트륨의 *​​ (S) </td><td> 알드리치 </td><td> I1884 (ITS)를 </td><td> 0.29 μM 나 2 서 3 (S) </td></tr><tr><td> 타우린 * </td><td> 알드리치 </td><td> T8691 </td><td> 3 mM의 타우린 </td></tr><tr><td&gt; 트랜스페린 * (T) </td><td> 알드리치 </td><td> I1884 (ITS)를 </td><td> 0.07 μM 트랜스페린 (T) </td></tr><tr><td> 에 vibratome 장치 </td><td> 라이카 </td><td> VT1000-S </td><td></td></tr><tr><td> * 보조 식품 </td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table> 표 1 : 특정 재료 및 장비의 사용. -&gt;

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Vibratome Sectioning Mouse Retina to Prepare Photoreceptor Cultures

팔일 세 마우스의 신경 망막은 4 % 젤라틴 블록의 상단에있다. 에 vibratome에 의한 광 수용체 층 (200 μm의)의 분리 후, 광 수용체는 문화 기계 및 효소 분해 후 씨앗을 품고있다. 감광체 층은 분자량, 생화학 적 분석 또는 이식에 사용될 수있다.

에 vibratome 단면 마우스 망막 광 수용체의 문화를 준비하는 방법

The retina is a part of the central nervous system that has organized architecture, with neurons in layers from the photoreceptors, both rods and cones in ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

16.8K 조회수.  UMR_S 968, Institut de la Vision.  팔일 세 마우스의 신경 망막은 4 % 젤라틴 블록의 상단에있다. 에 vibratome에 의한 광 수용체 층 (200 μm의)의 분리 후, 광 수용체는 문화 기계 및 효소 분해 후 씨앗을 품고있다. 감광체 층은 분자량, 생화학 적 분석 또는 이식에 사용될 수있다. 

비디오: Vibratome Sectioning Mouse Retina to Prepare Photoreceptor Cultures

Multiple-mouse Neuroanatomical Magnetic Resonance Imaging

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and evaluating mouse models of human disease. MRI is an excellent modality for investigating genetically altered animals. It is capable of whole brain coverage, can be used in vivo, and provides multiple contrast mechanisms for investigating different aspects of neuranatomy and physiology. The advent of high-field scanners along with the ability to scan multiple mice simultaneously allows for rapid phenotyping of novel mutations.
Effective mouse MRI studies require attention to many aspects of experiment design. In this article, we will describe general methods to acquire quality images for mouse phenotyping using a system that images mice concurrently in shielded transmit/receive radio frequency (RF) coils in a common magnet (Bock et al., 2003). We focus particularly on anatomical phenotyping, an important and accessible application that has shown a high potential for impact in many mouse models at our imaging centre. Before we can provide the detailed steps to acquire such images, there are important practical considerations for both in vivo brain imaging (Dazai et al., 2004) and ex vivo brain imaging (Spring et al., 2007) that should be noted. These are discussed below.

Magnetic resonance imaging (MRI) has become an increasingly popular tool for examining the phenotype of genetically altered mice. This article illustrates the methods necessary to achieve high-throughput phenotyping of genetically altered mice using multiple-mouse MRI.

여러 마우스 Neuroanatomical 자기 공명 영상

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and ...

연구

신경과학

Preparation of Living Isolated Vertebrate Photoreceptor Cells for Fluorescence Imaging

In the vertebrate retina, phototransduction, the conversion of light to an electrical signal, is carried out by the rod and cone photoreceptor cells1-4. Rod photoreceptors are responsible for vision in dim light, cones in bright light. Phototransduction takes place in the outer segment of the photoreceptor cell, a specialized compartment that contains a high concentration of visual pigment, the primary light detector. The visual pigment is composed of a chromophore, 11-cis retinal, attached to a protein, opsin. A photon absorbed by the visual pigment isomerizes the chromophore from 11-cis to all-trans. This photoisomerization brings about a conformational change in the visual pigment that 
initiates a cascade of reactions culminating in a change in membrane potential, and bringing about the transduction of the light stimulus to an electrical signal. The 
recovery of the cell from light stimulation involves the deactivation of the intermediates activated by light, and the reestablishment of the membrane potential. Ca2+ modulates the activity of several of the enzymes involved in phototransduction, and its concentration is reduced upon light stimulation. In this way, Ca2+ plays an important role in the recovery of the cell from light stimulation and its adaptation to background light.
Another essential part of the recovery process is the regeneration of the visual pigment that has been destroyed during light-detection by the 
photoisomerization of its 11-cis chromophore to all-trans5-7. This regeneration begins with the release of all-trans retinal by 
the photoactivated pigment, leaving behind the apo-protein opsin. The released all-trans retinal is rapidly reduced in a reaction utilizing NADPH to all-
trans retinol, and opsin combines with fresh 11-cis retinal brought into the outer segment to reform the visual pigment. All-trans retinol is 
then transferred out of the outer segment and into neighboring cells by the specialized carrier Interphotoreceptor Retinoid Binding Protein (IRBP).
Fluorescence imaging of single photoreceptor cells can be used to study their physiology and cell biology. Ca2+-sensitive fluorescent dyes can be used to examine in detail the interplay between outer 
segment Ca2+ changes and response to light8-12 as well as the role of inner segment Ca2+ stores in Ca2+ homeostasis13,14. 
Fluorescent dyes can also be used for measuring Mg2+ concentration15, pH, and as tracers of aqueous and membrane compartments16. 
Finally, the intrinsic fluorescence of all-trans retinol (vitamin A) can be used to monitor the kinetics of its formation and removal in single 
photoreceptor cells17-19.

A method is described for the preparation of single living photoreceptor cells from different vertebrate species for fluorescence imaging. The method can be used to image the fluorescence of endogenous fluorophores, such as NADH or vitamin A, or that of exogenously added fluorescent dyes sensitive to Ca2+ or other factors.

형광 이미징을위한 절연 척추 Photoreceptor 세포를 생활 준비

In the vertebrate retina, phototransduction, the conversion of light to an electrical signal, is carried out by the rod and cone photoreceptor cells1-4.  ...

Vibratome Sectioning for Enhanced Preservation of the Cytoarchitecture of the Mammalian Organ of Corti

The mammalian organ of Corti is a highly ordered cellular mosaic of mechanosensory hair and nonsensory supporting cells (reviewed in 1,2).Visualization of this cellular mosaic often requires that the organ of Corti is cross-sectioned. In particular, the nonsensory pillar and Deiters' cells, whose nuclei are located basally with respect to the hair cells, cannot be visualized without cross-sectioning the organ of Corti. However, the delicate cytoarchitecture of the mammalian organ of Corti, including the fine cytoplasmic processes of the pillar and Deiters' cells, is difficult to preserve by routine histological procedures such as paraffin and cryo-sectioning, which are compatible with standard immunohistochemical staining techniques.
Here I describe a simple and robust procedure consisting of vibratome sectioning of the cochlea, immunohistochemical staining of these vibratome sections in whole mount, followed by confocal microscopy. This procedure has been used widely for immunhistochemical analysis of multiple organs, including the mouse limb bud, zebrafish gut, liver, pancreas, and heart (see 3-6 for selected examples). In addition, this procedure was sucessful for both imaging and quantitificaton of pillar cell number in mutant and control organs of Corti in both embryos and adult mice 7. This method, however, is currently not widely used to examine the mammalian organ of Corti. The potential for this procedure to both provide enhanced preservation of the fine cytoarchitecture of the adult organ of Corti and allow for quantification of various cell types is described.

A simple procedure of vibratome sectioning the organ of Corti, followed by immunohistochemistry and confocal microscopy is described. This procedure allows for improved preservation of the fine cytoarchitecture of the mammalian organ of Corti, and consequently allows for accurate quantification of cell types.

Vibratome는 Corti의 포유 동물 조직의 Cytoarchitecture의 향상된 보존을위한 Sectioning

The mammalian organ of Corti is a highly ordered cellular mosaic of mechanosensory hair and nonsensory supporting cells (reviewed in 1,2).Visualization of ...

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge. Gene targeting to generate constitutive or conditional loss of function knockouts remains cost and labor intensive, as well as time consuming. Adding to these challenges, retina expressed genes may have essential roles outside the retina leading to unintended confounds when using a knockout approach. Furthermore, the ability to ectopically express a gene in a gain of function experiment can be extremely valuable when attempting to identify a role in cell fate specification and/or terminal differentiation.
We present a method for the rapid and efficient incorporation of DNA plasmids into the neonatal mouse retina by electroporation. The application of short electrical impulses above a certain field strength results in a transient increase in plasma membrane permeability, facilitating the transfer of material across the membrane 1,2,3,4. Groundbreaking work demonstrated that electroporation could be utilized as a method of gene transfer into mammalian cells by inducing the formation of hydrophilic plasma membrane pores allowing the passage of highly charged DNA through the lipid bilayer 5. Continuous technical development has resulted in the viability of electroporation as a method for in vivo gene transfer in multiple mouse tissues including the retina, the method for which is described herein 6, 7, 8, 9, 10. 
DNA solution is injected into the subretinal space so that DNA is placed between the retinal pigmented epithelium and retina of the neonatal (P0) mouse and electrical pulses are applied using a tweezer electrode. The lateral placement of the eyes in the mouse allows for the easy orientation of the tweezer electrode to the necessary negative pole-DNA-retina-positive pole alignment. Extensive incorporation and expression of transferred genes can be identified by postnatal day 2 (P2). Due to the lack of significant lateral migration of cells in the retina, electroporated and non-electroporated regions are generated. Non-electroporated regions may serve as internal histological controls where appropriate. 
Retinal electroporation can be used to express a gene under a ubiquitous promoter, such as CAG, or to disrupt gene function using shRNA constructs or Cre-recombinase. More targeted expression can be achieved by designing constructs with cell specific gene promoters. Visualization of electroporated cells is achieved using bicistronic constructs expressing GFP or by co-electroporating a GFP expression construct. Furthermore, multiple constructs may be electroporated for the study of combinatorial gene effects or simultaneous gain and loss of function of different genes. Retinal electroporation may also be utilized for the analysis of genomic cis-regulatory elements by generating appropriate expression constructs and deletion mutants. Such experiments can be used to identify cis-regulatory regions sufficient or required for cell specific gene expression 11. Potential experiments are limited only by construct availability.

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

A method for the incorporation of plasmid DNA into murine retinal cells for the purpose of performing either gain- or loss of function studies in vivo is presented. This method capitalizes on the transient increase in permeability of cell plasma membranes induced by the application of an external electrical field.

개발 마우스 망막의 생체내 Electroporation에

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge.  Gene targeting to generate ...

Transretinal ERG Recordings from Mouse Retina: Rod and Cone Photoresponses

There are two distinct classes of image-forming photoreceptors in the vertebrate retina: rods and cones. Rods are able to detect single photons of light whereas cones operate continuously under rapidly changing bright light conditions. Absorption of light by rod- and cone-specific visual pigments in the outer segments of photoreceptors triggers a phototransduction cascade that eventually leads to closure of cyclic nucleotide-gated channels on the plasma membrane and cell hyperpolarization. This light-induced change in membrane current and potential can be registered as a photoresponse, by either classical suction electrode recording technique1,2 or by transretinal electroretinogram recordings (ERG) from isolated retinas with pharmacologically blocked postsynaptic response components3-5. The latter method allows drug-accessible long-lasting recordings from mouse photoreceptors and is particularly useful for obtaining stable photoresponses from the scarce and fragile mouse cones. In the case of cones, such experiments can be performed both in dark-adapted conditions and following intense illumination that bleaches essentially all visual pigment, to monitor the process of cone photosensitivity recovery during dark adaptation6,7. In this video, we will show how to perform rod- and M/L-cone-driven transretinal recordings from dark-adapted mouse retina. Rod recordings will be carried out using retina of wild type (C57Bl/6) mice. For simplicity, cone recordings will be obtained from genetically modified rod transducin &alpha;-subunit knockout (T&alpha;-/-) mice which lack rod signaling8.

We describe a relatively simple method of transretinal electroretinogram (ERG) recordings for obtaining rod and cone photoresponses from intact mouse retina. This approach takes advantage of the block of synaptic transmission from photoreceptors to isolate their light responses and record them using field electrodes placed across the isolated flat-mounted retina.

마우스 망막에서 Transretinal 에르그 레코딩 :로드 및 원뿔 Photoresponses

There are two distinct classes of image-forming photoreceptors in the vertebrate retina: rods and cones. Rods are able to detect single photons of light ...

Whole Mount Immunofluorescent Staining of the Neonatal Mouse Retina to Investigate Angiogenesis In vivo

Angiogenesis is the complex process of new blood vessel formation defined by the sprouting of new blood vessels from a pre-existing vessel network. Angiogenesis plays a key role not only in normal development of organs and tissues, but also in many diseases in which blood vessel formation is dysregulated, such as cancer, blindness and ischemic diseases. In adult life, blood vessels are generally quiescent so angiogenesis is an important target for novel drug development to try and regulate new vessel formation specifically in disease. In order to better understand angiogenesis and to develop appropriate strategies to regulate it, models are required that accurately reflect the different biological steps that are involved. The mouse neonatal retina provides an excellent model of angiogenesis because arteries, veins and capillaries develop to form a vascular plexus during the first week after birth. This model also has the advantage of having a two-dimensional (2D) structure making analysis straightforward compared with the complex 3D anatomy of other vascular networks. By analyzing the retinal vascular plexus at different times after birth, it is possible to observe the various stages of angiogenesis under the microscope. This article demonstrates a straightforward procedure for analyzing the vasculature of a mouse retina using fluorescent staining with isolectin and vascular specific antibodies.

Whole Mount Immunofluorescent Staining of the Neonatal Mouse Retina to Investigate Angiogenesis In vivo

The neonatal murine retina provides a well characterized physiological model of angiogenesis, which permits investigations of the roles of different genes or drugs that modulate angiogenesis in an in vivo context. Immunofluorescent staining to accurately visualize the vascular plexus is pivotal to the success of these types of studies.

혈관을 조사하기 위해 신생아 마우스 망막의 전체 마운트 면역 형광 염색<em&gt; 생체 내</em

Angiogenesis  is the complex process of new blood vessel formation defined by the sprouting  of new blood vessels from a pre-existing vessel network. ...

Assessment of Vascular Regeneration in the CNS Using the Mouse Retina

The rodent retina is perhaps the most accessible mammalian system in which to investigate neurovascular interplay within the central nervous system (CNS). It is increasingly being recognized that several neurodegenerative diseases such as Alzheimer&#8217;s, multiple sclerosis, and amyotrophic lateral sclerosis present elements of vascular compromise. In addition, the most prominent causes of blindness in pediatric and working age populations (retinopathy of prematurity and diabetic retinopathy, respectively) are characterized by vascular degeneration and failure of physiological vascular regrowth. The aim of this technical paper is to provide a detailed protocol to study CNS vascular regeneration in the retina. The method can be employed to elucidate molecular mechanisms that lead to failure of vascular growth after ischemic injury. In addition, potential therapeutic modalities to accelerate and restore healthy vascular plexuses can be explored. Findings obtained using the described approach may provide therapeutic avenues for ischemic retinopathies such as that of diabetes or prematurity and possibly benefit other vascular disorders of the CNS.

The rodent retina has long been recognized as an accessible window to the brain. In this technical paper we provide a protocol that employs the mouse model of oxygen-induced retinopathy to study the mechanisms that lead to failure of vascular regeneration within the central nervous system after ischemic injury. The described system can also be harnessed to explore strategies to promote regrowth of functional blood vessels within the retina and CNS.

마우스 망막을 사용하여 중추 신경계의 혈관 재생의 평가

The rodent retina is perhaps the most accessible mammalian system in which to investigate neurovascular interplay within the central nervous system (CNS). ...

Imaging Ca2+ Dynamics in Cone Photoreceptor Axon Terminals of the Mouse Retina

Retinal cone photoreceptors (cones) serve daylight vision and are the basis of color discrimination. They are subject to degeneration, often leading to blindness in many retinal diseases. Calcium (Ca2+), a key second messenger in photoreceptor signaling and metabolism, has been proposed to be indirectly linked with photoreceptor degeneration in various animal models. Systematically studying these aspects of cone physiology and pathophysiology has been hampered by the difficulties of electrically recording from these small cells, in particular in the mouse where the retina is dominated by rod photoreceptors. To circumvent this issue, we established a two-photon Ca2+ imaging protocol using a transgenic mouse line that expresses the genetically encoded Ca2+ biosensor TN-XL exclusively in cones and can be crossbred with mouse models for photoreceptor degeneration. The protocol described here involves preparing vertical sections (&#8220;slices&#8221;) of retinas from mice and optical imaging of light stimulus-evoked changes in cone Ca2+ level. The protocol also allows &#8220;in-slice measurement&#8221; of absolute Ca2+ concentrations; as the recordings can be followed by calibration. This protocol enables studies into functional cone properties and is expected to contribute to the understanding of cone Ca2+ signaling as well as the potential involvement of Ca2+ in photoreceptor death and retinal degeneration.

Imaging Ca2+ Dynamics in Cone Photoreceptor Axon Terminals of the Mouse Retina

We describe a protocol to monitor Ca2+ dynamics in the axon terminals of cone photoreceptors using an ex-vivo&#160;slice preparation of the mouse retina. This protocol allows comprehensive studies of cone Ca2+ signaling in an important mammalian model system, the mouse.

이미징 CA<sup&gt; 2 +</sup마우스 망막의 광 수용체 콘 축삭 터미널에서&gt; 역학

Retinal cone photoreceptors (cones) serve daylight vision and are the basis of color discrimination. They are subject to degeneration, often leading to ...

Preparation of Horizontal Slices of Adult Mouse Retina for Electrophysiological Studies

Vertical slice preparations are well established to study circuitry and signal transmission in the adult mammalian retina. The plane of sectioning in these preparations is perpendicular to the retinal surface, making it ideal for the study of radially oriented neurons like photoreceptors and bipolar cells. However, the large dendritic arbors of horizontal cells, wide-field amacrine cells, and ganglion cells are mostly truncated, leaving markedly reduced synaptic activity in these cells. Whereas ganglion cells and displaced amacrine cells can be studied in a whole-mounted preparation of the retina, horizontal cells and amacrine cells located in the inner nuclear layer are only poorly accessible for electrodes in whole retina tissue.
To achieve maximum accessibility and synaptic integrity, we developed a horizontal slice preparation of the mouse retina, and studied signal transmission at the synapse between photoreceptors and horizontal cells. Horizontal sectioning allows&#160;(1) easy and unambiguous visual identification of horizontal cell bodies for electrode targeting, and (2) preservation of the extended horizontal cell dendritic fields, as a prerequisite for intact and functional cone synaptic input to horizontal cell dendrites.
Horizontal cells from horizontal slices exhibited tonic synaptic activity in the dark, and they responded to brief flashes of light with a reduction of inward current and diminished synaptic activity. Immunocytochemical evidence indicates that almost all cones within the dendritic field of a horizontal cell establish synapses with its peripheral dendrites. The horizontal slice preparation is therefore well suited to study the physiological properties of horizontally extended retinal neurons as well as sensory signal transmission and integration across selected synapses.

We developed a horizontal slice preparation of the adult mammalian retina with the plane of sectioning parallel to the retinal surface. Dendritic fields of nonradially oriented retinal neurons were not truncated, allowing the study of signal processing with patch-clamp and imaging techniques.

전기 생리 연구 성인 마우스 망막의 수평 슬라이스의 준비

Vertical slice preparations are well established to study circuitry and signal transmission in the adult mammalian retina. The plane of sectioning in ...

Long-Term, Serum-Free Cultivation of Organotypic Mouse Retina Explants with Intact Retinal Pigment Epithelium

In ophthalmic research, there is a strong need for in vitro models of the neuroretina. Here, we present a detailed protocol for organotypic culturing of the mouse neuroretina&#160;with intact retinal pigment epithelium (RPE). Depending on the research question, retinas can be isolated from wild-type animals or from disease models, to study, for instance, diabetic retinopathy or hereditary retinal degeneration. Eyes from early postnatal day 2&#8211;9 animals are enucleated under aseptic conditions. They are partially digested in proteinase K to allow for a detachment of the choroid from the RPE. Under the stereoscope, a small incision is made in the cornea creating two edges from where the choroid and sclera can be gently peeled off from the RPE and neuroretina. The lens is then removed, and the eyecup is cut in four points to give it a four-wedged shape resembling a clover leaf. The tissue is finally transferred in a hanging drop into a cell culture insert holding a polycarbonate culturing membrane. The cultures are then maintained in R16 medium, without serum or antibiotics, under entirely defined conditions, with a medium change every second day.
The procedure described enables the isolation of the retina and the preservation of its normal physiological and histotypic context for culturing periods of at least 2 weeks. These features make organotypic retinal explant cultures an excellent model with high predictive value, for studies into retinal development, disease mechanisms, and electrophysiology, while also enabling pharmacological screening.

The protocol describes organotypic explants of mouse neuroretina, cultivated together with its retinal pigment epithelium (RPE), in R16 defined medium, free of serum and antibiotics. This method is relatively simple to perform, less expensive, and time-consuming when compared to in vivo experiments, and can be adapted to numerous experimental applications.

통가 경사진 마우스 망막의 장기, 세럼 없는 재배는 그대로 망막 색소 상피와 함께 익스처스

In ophthalmic research, there is a strong need for in vitro models of the neuroretina. Here, we present a detailed protocol for organotypic culturing of ...

에 vibratome 단면 마우스 망막 광 수용체의 문화를 준비하는 방법

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