This work was supported by a research grant MOP 119271 to JMW by the Canadian Institute of Health Research. The authors would like to thank Ms. Yao Fang Tan for her outstanding technical assistance.

NOTE: Toutes les procédures d&#39;animaux étaient conformes aux lignes directrices du ministère de médecine comparée à l&#39;Université de Toronto et de santé bien-être animal. 1. Préparation des tranches hippocampiques <ol><li> Stériliser les instruments suivants en utilisant l&#39;autoclave sec à 125 ° C: Manche de bistouri (# 3) (2), une pince de modèle standard, grande (1), Petit dissecteur ciseaux (angle à l&#39;autre) (1), Micro cuillère (cuillère et plat extrémités de spatule) (1), Micro-spatules (arrondis et arrondis extrémités effilées) (2), pinceau fin (1), polie au feu pipette Pasteur (2), des carrés de gaze, 2 x 2 pouces (5). </li><li> Lorsque stérile, mettre les instruments dans un récipient stérile et de garder couvert jusqu&#39;à utilisation. Immédiatement avant la dissection, immerger les instruments dans une solution d&#39;éthanol à 70%. </li><li> Préparer une plaque de culture à 6 puits avec insert de culture avant de commencer la procédure de dissection par addition de 1 ml de milieu de culture / puits et le stockage de la plaque dans l&#39;incubateur à 35 ° C unee 5% de CO 2. </li></ol> 2. Disposer d&#39;instruments de dissection stérile dans la hotte à flux laminaire <ol><li> Vaporiser la hotte à flux laminaire avec 70% d&#39;éthanol et de supprimer des instruments de dissection stérilisés de l&#39;alcool. Laissez les instruments sécher tout en reposant sur une boîte de Pétri stérile pour éviter tout contact entre l&#39;alcool et le tissu du cerveau disséqué. </li><li> Dépôt 5-7 ml de solution de dissection glacée stérilisé dans deux grandes boîtes de Pétri stériles. Un plat se détendre et de nettoyer la tête (sale), l&#39;autre pour le refroidissement et le rinçage du cerveau creusé (propre). Placer un papier filtre stérilisé dans l&#39;un des couvercles plat de Pétri pour disséquer le cerveau. </li><li> Placez un petit papier filtre stérilisé dans une des petites boîtes de Petri couvercle pour disséquer l&#39;hippocampe. Dépôt 3-5 ml de solution de dissection glacée stérilisé dans deux petites boîtes de Pétri stériles. Un plat tiendra l&#39;hippocampe creusé, une tiendra sections lors de la séparation des sections de l&#39;hippocampesous microscope de dissection. </li><li> Préparer le broyeur de tissus en collant un morceau de papier filtre stérilisé à l&#39;étape de coupe et le montage d&#39;une lame de rasoir stérile. Mouiller le papier filtre avec une solution de dissection stérilisés. </li><li> Vaporiser un sac bio propre avec de l&#39;alcool et le placer dans un écoulement laminaire banc propre. </li></ol> 3. hippocampe Dissection <ol><li> Vaporisez le raton P7 Sprague Dawley éthanol à 70% à l&#39;extérieur du banc de nettoyage à écoulement laminaire et décapiter rapidement l&#39;animal en utilisant de grands ciseaux chirurgicaux stériles à l&#39;intérieur du banc de flux laminaire. Laissez tomber la tête en solution de dissection glacée dans l&#39;une des boîtes de Pétri. </li><li> Dans la boîte de Pétri, rincer le sang et les transférer à la tête de papier filtre stérilisé, de face ventrale rapidement. </li><li> Utilisation du scalpel, couper le long de la surface dorsale dans le plan sagittal afin d&#39;exposer le crâne sous-jacent. Couper à travers la peau, mais pas l&#39;os sous-jacent, qui est doux et facilement pénétrable chez les rats de tson âge. Mettez de côté ce scalpel «sale» et ne pas utiliser sur les tissus du cerveau. </li><li> Utilisation des petits ciseaux de dissecteur (inclinées à l&#39;autre) et des pinces, couper ouvert le crâne long suture sagittale du crâne au bregma, le point anatomique sur le crâne où la suture coronale est coupée perpendiculairement par la suture sagittale. Utilisez une pince pour tirer volets du crâne et loin de la ligne médiane du crâne. </li><li> Placez le micro cuillère sur la face inférieure du cerveau, en dessous du tronc cérébral, de soulever légèrement le cerveau sur le crâne. Soulevez le cerveau pour exposer les nerfs optiques et bulbe olfactif sur la surface de base de cerveau. Coupez ces structures avec de petits ciseaux à détacher entièrement le cerveau du crâne. Retirer et transférer le cerveau intact à l&#39;autre grand plat de Pétri contenant une solution de dissection glacée. </li><li> Utilisation de la micro cuillère, transférer le cerveau à un petit couvercle boîte de Petri contenant du papier filtre stérile. Avec une pipette Pasteur stérile, rincer le cerveau avec quelques gouttes de DISsecting solution pour maintenir le tissu humide. </li><li> En utilisant une lame de scalpel &quot;propre&quot; couper les deux hémisphères à part. Transférer l&#39;hémisphère arrière gauche à la grande boîte de Pétri avec micro cuillère et placez côté pia de l&#39;hémisphère dans une solution de dissection glacée pour une utilisation ultérieure. </li><li> Voir le visage médiale de l&#39;hémisphère droit et identifier le cul de sac de bord, une bande importante de la matière blanche le long du bord médial de l&#39;hippocampe. L&#39;utilisation d&#39;un scalpel stérile, faire une coupe sagittale à travers le cul de sac, mais attention, car seulement 0,5 cm de la pointe de scalpel seront suffisants pour couper le cul de sac. </li><li> Utilisation de deux micro-spatules, supprimer le premier hippocampe de l&#39;hémisphère droit en plaçant la main-spatule droite sur le tronc cérébral et la levée du cortex sus-jacente avec la spatule gauche. Soulevez doucement le cortex pour révéler le ventricule latéral et face médiale de l&#39;hippocampe. Une ligne courbe blanche, la frange, doit maintenant être visible. </li><li> Aligner la courbure de la spatule avec le curvature du fimbria et appuyez doucement sur la spatule sous la frange. Faites glisser la spatule à gauche et rouler le long de l&#39;axe de rostrale-caudale et puis soulevez spatule direction dorsale pour enlever hippocampe. </li><li> Transférer l&#39;hippocampe à un deuxième petit plat 2 Petri avec une solution de dissection glacée. Répétez la même procédure sur l&#39;hémisphère gauche pour retirer l&#39;hippocampe gauche. </li><li> Utilisation d&#39;un micro-spatule, transférer soigneusement la hippocampes à l&#39;étape de découpage de tissu. Disposer les adjacente et parallèle les uns aux autres et perpendiculaires à l&#39;axe de la lame de hachage. Utilisez un pinceau pour positionner le tissu et ajouter quelques gouttes de la solution de dissection sur le dessus de l&#39;hippocampe. </li><li> Coupez le tissu dans 400 um tranches sans se arrêter pour enlever des tranches individuelles (en général, ils ne adhèrent pas à la lame). Après l&#39;ensemble de l&#39;hippocampe a été coupé, utilisez le pinceau pour transférer doucement les sections à un deuxième petit plat 2 Petri avec une solution de dissection. </li><li> Sous annonceissecting microscope, séparer soigneusement les tranches flottantes utilisant amicro-spatule et le pinceau. </li><li> Retirer la plaque de culture pré-préparés avec insert de culture de l&#39;incubateur et le placer dans une hotte à flux laminaire. </li><li> Avec une pipette Pasteur polie au feu, dessiner 4-5 tranches dans la pipette et de transfert des tranches à la surface apicale de la membrane de l&#39;insert de culture. Ensuite, ajuster le positionnement avec un pinceau et laisser de l&#39;espace entre les sections individuelles et la frontière de l&#39;insert de culture. </li><li> Avec une pipette Pasteur stérile, retirez la solution de dissection excès de surface apicale de la membrane. REMARQUE: Lors du retrait de solution éviter de tirer des coupes de tissus dans la pipette. Vous pouvez également utiliser une pipette régulière (P200 ou P1000) avec des embouts de pipette stérilisés pour éliminer lentement solution. </li><li> Placer la plaque de culture par du milieu de culture contenant du sérum et les tranches d&#39;hippocampe de nouveau dans l&#39;incubateur à 35 ° C et 5% de CO 2. NOTE: Si les appels d&#39;expérimentationpour générer des cultures à partir de plusieurs animaux, nettoyer soigneusement le banc de nettoyage à écoulement laminaire entre dissections. Instruments revenir à une solution d&#39;alcool et remplacer tous les boîtes de Pétri, des papiers-filtres et des lames de rasoir stérile avant la deuxième dissection. </li></ol> 4. alimentation et en maintenant organotypiques tranches <ol><li> cultures d&#39;alimentation dans un banc de nettoyage à écoulement laminaire stérile. </li><li> Effectuer la première alimentation des sections de culture 2 jours post-dissection. Aspirer moyenne ancienne de culture en utilisant stérilisée pipette en verre. </li><li> Utilisation stériles de 5 ml pipette sérologique pour ajouter 1 ml de milieu frais, stérile, contenant du sérum dans les puits. </li><li> Replacez délicatement l&#39;insert de culture et de prendre soin d&#39;enlever les bulles d&#39;air qui se sont formées sous la surface de la membrane. </li><li> Après la première tétée, changement de milieu tous les deux jours. </li></ol> 5. en incubation des tranches de tissu avec de la thymidine analogues à l&#39;étiquette du nouveau-né neurones <ol><li> Afin d&#39;étudierla maturation et l&#39;intégration des cellules granulaires du dentate dans l&#39;hippocampe, incuber les tranches organotypiques avec un analogue de la thymidine, comme bromodésoxyuridine (BrdU) ou Chlorodeoxyuridine (CldU). Ici, nous utilisons CldU en raison de sa plus grande solubilité dans une solution saline. </li><li> Après 3DIV, ajouter 1 pl de 10 mg ml solution mère / CldU dans une solution saline à 1 ml de milieu de culture pour une concentration finale de 10 pg / ml. Si BrdU est utilisé, corriger la concentration des différences de poids moléculaire. Ajouter à la moyenne avec CldU puits de culture et incuber le tissu avec un milieu contenant CldU pendant 2 heures à 35 ° C. </li><li> Après 2 heures d&#39;incubation à 35 ° C, éliminer le milieu CldU contenant et le remplacer par un milieu d&#39;alimentation régulière de reprendre horaire d&#39;alimentation normale (décrite ci-dessus). </li></ol> 6. Les tissus Fixation et stockage <ol><li> Établir un calendrier pour l&#39;application de traitements et de fixation des échantillons de tissus avant de commencer les expériences de culture (figure 2B). </li> &lt;li&gt; A un post-dissection de jours prédéterminé, à préparer une hotte de laboratoire, ce qui suit: 10 à 50 ml d&#39;un bêcher contenant 4% de paraformaldehyde (PFA) dans du tampon phosphate salin (PBS); un bécher vide milieu de culture mis au rebut; petite pince; et une pipette de 1 000 ml avec embouts jetables. </li><li> Retirer la plaque (s) de culture provenant de la chambre d&#39;incubation et le transfert d&#39;une hotte de laboratoire. Inclinez les inserts et individuels de la plaque avec une pince. Ensuite, utilisez une pipette pour éliminer le milieu de culture et le transfert dans un bécher d&#39;élimination. Inclinez la plaque de culture à un angle pour aider à assurer que tous les milieu de culture est retiré. </li><li> Terminer la suppression moyenne pour une plaque de culture à la fois. Lorsque moyen a été supprimé, ajouter 1 ml de PFA 4% à chaque puits de culture et de bien sceller la plaque avec du parafilm. Répétez l&#39;opération pour autant de plaques de culture que les plaques nécessaires et de transfert à un réfrigérateur à 4 ° C pendant 24 heures. </li><li> Après 24 heures, préparer le suivant dans une hotte: 10-50 ml bécher contenant 0,1% d&#39;azoture de sodium dans du PBS; un videbécher pour PFA rejetées (suivre les précautions de sécurité lors de l&#39;élimination des substances toxiques); petite pince; et 1000 ml pipette à embouts jetables. </li><li> Suivez la procédure décrite au point 6.4 pour ajouter PFA, mais ajouter 1 ml de PBS avec de l&#39;azoture de sodium à la place. Une fois complètement transféré, les plaques d&#39;étanchéité et pour un usage ultérieur en enveloppant les bords en parafilm et stockage dans un réfrigérateur à 4 ° C. </li></ol> 7. sectionnement tissus pour immunohistochimie <ol><li> Effectuer tissus coupe en utilisant un vibratome. La série d&#39;étapes suivante aider à maximiser le rendement des coupes de tissus utilisables à partir de cultures organotypiques. REMARQUE: Immédiatement après la dissection de l&#39;hippocampe et le placage de tranches, le tissu a une épaisseur d&#39;environ 400 um. Toutefois, après 2 à 3 semaines dans la chambre d&#39;incubation, des tranches de tissu vont commencer à se aplatir, ce qui entraîne une épaisseur de section finale de 150 à 300 um. </li><li> Préparez les éléments suivants à la section tissu cultivé: un bistouri n ° 11 blade et à manipuler, une boîte de Pétri en verre contenant PBS glacé, un micro-dissection pince, et une étape de coupe de vibratome propre au tissu monter. </li><li> Utiliser un scalpel pour couper soigneusement le long du périmètre de la membrane de l&#39;insert circulaire de sorte qu&#39;il peut être détaché du boîtier d&#39;insertion en plastique. Laissez suffisamment d&#39;espace entre la tranche de culture et le scalpel. </li><li> Transférer la membrane insert détaché pour une boîte de Pétri contenant du PBS. Après rinçage dans du PBS, utiliser une pince pour transférer la membrane à l&#39;étape de montage de vibratome. </li><li> Ensuite, utilisez le scalpel pour éliminer l&#39;excès de membrane entourant tranches de culture et de réduire les excès de matériau pour créer des bords nets. Cette étape assure que la membrane est plane et peut facilement adhérer à la surface de coupe. </li><li> Placer 1-2 gouttes de colle sur la scène de coupe de vibratome et diffuser, même couche à l&#39;aide d&#39;une aiguille 22 G. Étendre l&#39;adhésif en une forme rectangulaire avec le long bord parallèle à la lame de coupe de la vibratome. Effectuez cette étaperapidement, pour empêcher l&#39;adhésif de sécher. </li><li> Utilisez une pince pour transférer la membrane garni contenant des tranches d&#39;hippocampe à l&#39;étape de coupe et doucement positionner la membrane sur la colle et de se assurer qu&#39;il n&#39;y a pas de bulles d&#39;air. </li><li> Comme le superglue sèche, transférer la scène vibratome avec la membrane collée revenir à la boîte de Pétri contenant PBS. Préparer la lame de vibratome et contenant un azoture de sodium 48 et de la plaque pour stocker des sections de tissu. </li><li> Utilisez le vibratome pour générer 30 um sections du tissu organotypique de tranche et le transfert à un contenant de l&#39;azoture de sodium 48 de la plaque et pour le stockage et la coloration immunohistochimique suivante. </li><li> Reportez-vous à des protocoles de coloration immunohistochimique 26,29 préexistants. </li></ol>

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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+neurogenesis+in+the+dentate+gyrus+of+adult+rats.">Dynamics of neurogenesis in the dentate gyrus of adult rats.</a> Neuroscience Letters. 385 (1), 70-75 (2005).</li><li>Stone, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+convergence+of+developmentally+and+adult-generated+granule+cells+in+dentate+gyrus+circuits+supporting+hippocampus-dependent+memory.">Functional convergence of developmentally and adult-generated granule cells in dentate gyrus circuits supporting hippocampus-dependent memory.</a> Hippocampus. 21 (12), 1348-1362 (2011).</li><li>Wang, S., Scott, B. W., Wojtowicz, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogenous+properties+of+dentate+granule+neurons+in+the+adult+rat.">Heterogenous properties of dentate granule neurons in the adult rat.</a> Journal of Neurobiology. 42 (2), 248-257 (2000).</li><li>Wojtowicz, J. M., Kee, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=BrdU+assay+for+neurogenesis+in+rodents.">BrdU assay for neurogenesis in rodents.</a> Nature Protocols. 1 (3), 1399-1405 (2006).</li><li>Fritsch, R. S. E. R., Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stereological+Methods,+Vol.+1:+Practical+Methods+for+Biological+Morphometry.">Stereological Methods, Vol. 1: Practical Methods for Biological Morphometry.</a> Zeitschrift f&#252;r Allgemeine Mikrobiologie. 21 (8), 630-630 (1981).</li><li>Bunk, E. C., Konig, H. G., Bonner, H. P., Kirby, B. P., Prehn, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NMDA-induced+injury+of+mouse+organotypic+hippocampal+slice+cultures+triggers+delayed+neuroblast+proliferation+in+the+dentate+gyrus:+an+in+vitro+model+for+the+study+of+neural+precursor+cell+proliferation.">NMDA-induced injury of mouse organotypic hippocampal slice cultures triggers delayed neuroblast proliferation in the dentate gyrus: an in vitro model for the study of neural precursor cell proliferation.</a> Brain Research. 1359, 22-32 (2010).</li><li>Kolb, B., Pedersen, B., Ballermann, M., Gibb, R., Whishaw, I. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Embryonic+and+postnatal+injections+of+bromodeoxyuridine+produce+age-dependent+morphological+and+behavioral+abnormalities.">Embryonic and postnatal injections of bromodeoxyuridine produce age-dependent morphological and behavioral abnormalities.</a> The Journal Of Neuroscience : The Official Journal Of The Society For Neuroscience. 19 (6), 2337-2346 (1999).</li><li>Morris, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+genetic+toxicology+of+5-bromodeoxyuridine+in+mammalian+cells.">The genetic toxicology of 5-bromodeoxyuridine in mammalian cells.</a> Mutation Research. 258 (2), 161-188 (1991).</li><li>Bannigan, J., Langman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cellular+effect+of+5-bromodeoxyuridine+on+the+mammalian+embryo.">The cellular effect of 5-bromodeoxyuridine on the mammalian embryo.</a> Journal Of Embryology And Experimental Morphology. 50, 123-135 (1979).</li><li>Breunig, J. J., Arellano, J. I., Macklis, J. D., Rakic, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Everything+that+glitters+isn't+gold:+a+critical+review+of+postnatal+neural+precursor+analyses.">Everything that glitters isn't gold: a critical review of postnatal neural precursor analyses.</a> Cell Stem Cell. 1 (6), 612-627 (2007).</li><li>Duque, A., Rakic, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Different+effects+of+bromodeoxyuridine+and+[3H]thymidine+incorporation+into+DNA+on+cell+proliferation,+position,+and+fate.">Different effects of bromodeoxyuridine and [3H]thymidine incorporation into DNA on cell proliferation, position, and fate.</a> The Journal Of Neuroscience : The Official Journal Of The Society For Neuroscience. 31 (42), 15205-15217 (2011).</li><li>Namba, T., Mochizuki, H., Onodera, M., Namiki, H., Seki, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postnatal+neurogenesis+in+hippocampal+slice+cultures:+early+in+vitro+labeling+of+neural+precursor+cells+leads+to+efficient+neuronal+production.">Postnatal neurogenesis in hippocampal slice cultures: early in vitro labeling of neural precursor cells leads to efficient neuronal production.</a> Journal of Neuroscience Research. 85 (8), 1704-1712 (2007).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Après CldU (ou BrdU) l&#39;administration, le calendrier d&#39;application des agents pharmacologiques peut être choisi de cibler DGCS nouveau-né pendant particuliers fenêtres développement. Par exemple, un agent hypothétique peut être appliquée pendant la seconde injection semaines post-CldU, qui est proposé pour coïncider avec l&#39;âge de neurones immatures qui sont à un stade de développement où GABA est dépolarisants. Les études futures utilisant ce protocole pourraient adapter l&#39;agent pharmacol...

Adult neurogenesis in the mammalian hippocampus represents a remarkable example of the brain&#8217;s innate capacity for adaptability and plasticity. Dentate granule cells (DGCs) are generated from a renewable pool of neural progenitor cells in the hippocampal dentate gyrus, which is one of the two presently well-characterized neurogenic regions in the mammalian brain, and is thought to be particularly important for learning and memory. The hippocampus is part of the limbic system and has a deep location within the mammalian brain, which makes it a difficult target for precise pharmacological manipulation. Additionally, aberrant neurogenesis has been implicated in conditions, such as epilepsy, schizophrenia, and Alzheimer&#8217;s disease, which has prompted interest in understanding the influence of various pharmacological agents during the maturation and survival of newborn neurons. The distinction between postnatal and adult neurogenesis is blurred and previous studies have shown that many features of in vivo neuronal development in the early postnatal period and adulthood are similar25. Here we emphasize postnatal neurogenesis and suggest possible applications to adult neurogenesis.
Organotypic slice cultures provide an efficient in vitro method for studying various physiological properties of the mammalian hippocampus. The value of slice cultures prepared from rodent brains can be summarized in three main qualities: 1) the protocol is straightforward and requires readily available materials; 2) slice cultures allow for pharmacological studies that eliminate complex variables such as the deep anatomic location of the hippocampus and circumvents the blood brain barrier1; and 3) the well characterized structure of the hippocampus and tri-synaptic circuit is preserved2. Previous investigators have used the organotypic hippocampal culture to study synaptic development and physiology3,4, gliogenesis5-7, ischemic brain damage8,9, neuroprotection and neurorepair10-12 as well as epilepsy13-15.The slice cultures could also provide a useful model system allowing for the monitoring of cell development in conjunction with labeling of cells with green fluorescent protein (GFP) or other vital markers.
Slice cultures have also been previously employed to study postnatal hippocampal neurogenesis16-19, but one important factor in the majority of these studies is the well-characterized degeneration that results from explanting tissue from adult animals after approximately 2 weeks in vitro20,21. For this reason, slice cultures are typically prepared from early post-natal (P5-P10) mice or rat pups, which utilizes the improved viability of early postnatal brain tissue for culturing22. While previous studies have shown that the early postnatal and adult hippocampus differ with regards to synaptic physiology and the expression of specific neuronal subtypes23,24, there is substantial conservation of the choreographed developmental program that newborn dentate granule cells proceed through during maturation25. Additionally, recent studies have suggested that the physiological characteristics of newborn DGCs in culture are very similar to immature neurons in the acute hippocampal slice preparation16.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="769">
	<tbody>
		<tr height="26">
			<td height="46" rowspan="2" style="height:47px;width:265px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td rowspan="2" style="width:131px;">Company</td>
			<td rowspan="2" style="width:135px;">Catalog Number</td>
			<td rowspan="2" style="width:239px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="20">
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:265px;">5-chloro-2&#39;-deoxyuridine (CldU)</td>
			<td style="width:131px;">MP Biomedicals</td>
			<td align="right" style="width:135px;">105478</td>
			<td style="width:239px;">Hazardous, Carcinogenic</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:265px;">Cell culture inserts, 30mm diameter, 0.4&#181;m pore size</td>
			<td style="width:131px;">Thermo scientific&#160;</td>
			<td align="right" style="width:135px;">140660</td>
			<td style="width:239px;">Nuclon delta coating on these inserts provides better tissue adhesion and improves slice quality.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:265px;">Conical Centrifuge tubes (sterile)</td>
			<td style="width:131px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:135px;">14-432-22</td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Dissector scissors (angled to side)</td>
			<td style="width:131px;">Fine Science Tools&#160;</td>
			<td style="width:135px;">14082-09</td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:265px;">Minimum essential medium (MEM)</td>
			<td style="width:131px;">Gibco</td>
			<td style="width:135px;">11095; liquid</td>
			<td style="width:239px;">Store at 4&#176;C</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:265px;">Eclipse Ni-U fluorescent microscope</td>
			<td style="width:131px;">Nikon</td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:265px;">Glue for tissue</td>
			<td style="width:131px;">Krazy Glue</td>
			<td style="width:135px;">KG585</td>
			<td style="width:239px;">Use minimum amount of glue to achieve adhesion as any tissue exposed to glue will be unusable for IHC.</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Hank&#8217;s Balanced Salt Solution (HBSS) (500 mL)</td>
			<td style="width:131px;">Gibco</td>
			<td style="width:135px;">14025-092</td>
			<td style="width:239px;">Store at 4&#176;C</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Horse Serum Heat Inactivated (500 mL)</td>
			<td style="width:131px;">Gibco</td>
			<td style="width:135px;">16050-122</td>
			<td style="width:239px;">Make 50 mL aliquots and store at -20&#176;C</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:265px;">Kimwipes</td>
			<td style="width:131px;">Kimberly-Clarke</td>
			<td style="width:135px;">TW 31KYPBX</td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:265px;">Modified glass pipettes (bottom of Pasteur pipette removed and edge smoothed with Bunsen flame)</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Petri Dish (100mm x 15mm) and (60mm x 15mm)</td>
			<td style="width:131px;">Fisher Brand</td>
			<td style="width:135px;">FB0875712 and FB0875713A</td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Scalpel blades #11</td>
			<td style="width:131px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:135px;">10011-00</td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Scalpel handle #3</td>
			<td style="width:131px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:135px;">10003-12</td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Serological Pipettes</td>
			<td style="width:131px;">Sorfa Medical Plastic Co.</td>
			<td style="width:135px;">P8050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Standard Pattern forceps</td>
			<td style="width:131px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:135px;">11000-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Sterile vacuum filter</td>
			<td style="width:131px;">Thermo-Scientific</td>
			<td style="width:135px;">565-0020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Surgical Scissors</td>
			<td style="width:131px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:135px;">14054-13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:265px;">Syringe driven filter unit</td>
			<td style="width:131px;">Millipore-Millex</td>
			<td style="width:135px;">SLGP033RS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Tissue chopper with moveable stage</td>
			<td style="width:131px;">Stoelting&#160;</td>
			<td align="right" style="width:135px;">51425</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:265px;">Fine tip paintbrush</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

organotypic slice cultures for studies of postnatal neurogenesis

Nous décrivons ici une technique pour étudier la neurogenèse postnatale l&#39;hippocampe dans le cerveau de rongeurs en utilisant la technique de culture organotypique. Cette méthode maintient la morphologie caractéristique topographique de l&#39;hippocampe, tout en permettant l&#39;application directe des agents pharmacologiques pour les développement gyrus denté de l&#39;hippocampe. En outre, les cultures tranche peuvent être maintenues jusqu&#39;à quatre semaines et donc, permettent d&#39;étudier le processus de maturation des neurones granulaires nouveau-nés. Trancher les cultures permettent la manipulation pharmacologique efficace des tranches d&#39;hippocampe tout en excluant les variables complexes tels que les incertitudes liées à la localisation anatomique profonde de l&#39;hippocampe ainsi que la barrière hémato-encéphalique. Pour ces raisons, nous avons cherché à optimiser les cultures organotypique spécifiquement pour la recherche de la neurogenèse postnatale.

Déterminer si les cultures organotypiques seraient appropriés pour la recherche de la neurogenèse adulte nécessaires qu&#39;ils remplissent deux critères principaux: 1) que les tranches conserver des caractéristiques morphologiques caractéristiques de tranches d&#39;hippocampe après 10-21 jours in vitro (DIV), et 2) que DGCS nouveau-nés peuvent être quantifiés en utilisant des techniques immunohistochimiques standard habituellement utilisés dans la recherche de la neurogenèse adulte. En ce qui conc...

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Organotypic Slice Cultures for Studies of Postnatal Neurogenesis

Nous décrivons ici une technique pour étudier la neurogenèse postnatale hippocampe en utilisant la technique de culture organotypique. Cette méthode permet la manipulation in vitro de la neurogenèse adulte et permet l&#39;application directe d&#39;agents pharmacologiques à l&#39;hippocampe en culture.

Trancher les cultures organotypiques d&#39;études de neurogenèse postnatale

Here we describe a technique for studying hippocampal postnatal neurogenesis in the rodent brain using the organotypic slice culture technique. This ...

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Research

JoVE Journal

Developmental Biology

12.2K vues.  University of Toronto.  Nous décrivons ici une technique pour étudier la neurogenèse postnatale hippocampe en utilisant la technique de culture organotypique. Cette méthode permet la manipulation in vitro de la neurogenèse adulte et permet l'application directe d'agents pharmacologiques à l'hippocampe en culture. 