This work was supported by a research grant MOP 119271 to JMW by the Canadian Institute of Health Research. The authors would like to thank Ms. Yao Fang Tan for her outstanding technical assistance.

HINWEIS: Alle Tierverfahren gemäß den zum Tiergesundheit und Tier Richtlinien der Abteilung für Vergleichende Medizin an der Universität von Toronto. 1. Herstellung von Schnitten des Hippocampus <ol><li> Sterilisieren Sie die folgenden Instrumente mit dem Trocken Autoklaven bei 125 ° C: Skalpellgriff (# 3) (2), Standard-Muster Pinzetten, groß (1), Kleine Dissektor Scheren (abgewinkelt zu Seite) (1), Micro Löffel (Löffel und Flach Spachtel Enden) (1), Mikro-Spatel (abgerundet und aufgerundet verjüngten Enden) (2), Gourmet Pinsel (1), poliert Feuer Pasteur-Pipette (2), Gaze Plätze, 2 x 2 Zoll (5). </li><li> Wenn sterile, legen Sie die Instrumente in einen sterilen Behälter und halten bis zum Gebrauch überdachte. Unmittelbar vor der Dissektion, tauchen Instrumente in einer 70% igen Ethanollösung. </li><li> Bereiten Sie eine 6-Well-Kulturplatte mit Kultureinsatzes vor Beginn der Dissektion Verfahren durch Zugabe von 1 ml Kulturmedium / Vertiefung und Speichern der Platte in den Inkubator bei 35 ° C einnd 5% CO 2. </li></ol> 2. Ordnen Sie Dissection Werkzeuge in sterilen Laminarströmungshaube <ol><li> Sprühen Sie das Steril mit 70% Ethanol und entfernen sterilisiert Dissektionsinstrumente von Alkohol. Ermöglichen, dass die Instrumente zu trocknen, während auf eine sterile Petrischale ruhen, um den Kontakt zwischen dem Alkohol und dem sezierten Hirngewebe zu vermeiden. </li><li> Kaution 5-7 ml sterilisiertem eiskalten Sezieren Lösung in 2 große sterile Petrischalen. Ein Gericht wird zu kühlen und reinigen Sie den Kopf (dirty), die andere zum Kühlen und Spülen der ausgehöhlt Gehirn (clean). Platzieren eines sterilisierten Filterpapier in einer Petrischale Deckel zum Zerlegen das Gehirn. </li><li> Legen Sie eine kleine, sterilisierte Filterpapier in einem der kleinen Petrischale Deckel zum Präparieren Sie das Hippocampus. Kaution 3-5 ml sterilisiertem eiskalten Sezieren Lösung in 2 kleine, sterile Petrischalen. Ein Gericht wird den ausgehöhlt Hippocampus zu halten, wird man Abschnitte während der Abtrennung des Hippocampus Abschnitte haltenunter Dissektionsmikroskop. </li><li> Bereiten Sie das Gewebe Chopper durch Abkleben ein Stück Filterpapier sterilisiert an die Schneidphase und Montage einer sterilen Rasierklinge. Befeuchten Sie das Filterpapier mit sterilisierten Sezieren Lösung. </li><li> Sprühen Sie eine saubere Bio-Beutel mit Alkohol und legen Sie sie in eine laminare Strömung Sterilbank. </li></ol> 3. Hippocampus Dissection <ol><li> Sprühen Sie das P7 Sprague-Dawley Rattenjungen mit 70% Ethanol außerhalb der laminaren Strömung Sterilbank und schnell zu enthaupten, das Tier mit großen sterilen chirurgischen Schere in der Sterilbank. Lassen Sie den Kopf fallen in eiskaltes Sezieren Lösung in einem der Petrischalen. </li><li> In der Petrischale, spülen Sie das Blut und schnell überweisen Sie den Kopf zu sterilisierende Filterpapier, Bauchseite nach unten. </li><li> Verwendung des Skalpell entlang der Rückenfläche in der sagittalen Ebene schneiden die darunterliegende Schädel freizulegen. Schnitt durch die Haut, aber nicht die darunter liegenden Knochen, die weich und bei Ratten t leicht durchlässig istsein Alter. Beiseite dieses &quot;dirty&quot; Skalpell und nicht auf Hirngewebe zu verwenden nicht. </li><li> Mit den kleinen Dissektor Schere (abgewinkelt zu Seite) und Zangen, aufgeschnitten den Schädel entlang Pfeilnaht des Schädels zu Bregma, die anatomische Punkt auf dem Schädel, wo die Kranznaht senkrecht durch die Pfeilnaht durchschnitten. Verwenden einer Pinzette, um Schädel Klappen von der Mittellinie des Schädels auf und davon ziehen. </li><li> Setzen Sie den Mikrolöffel an der Unterseite des Gehirns, unter der Hirnstamm, zu heben, das Gehirn aus dem Schädel. Heben Sie das Gehirn, um die Sehnerven und Riechkolben auf die basale Oberfläche des Gehirns aus. Schneiden Sie diese Strukturen mit einer kleinen Schere vollständig zu lösen, die das Gehirn vor den Schädel. Entfernen Sie und übertragen Sie die intakten Gehirn auf die andere große Petrischale mit eiskaltem Sezieren Lösung. </li><li> Mit dem Mikrolöffel, übertragen das Gehirn auf eine kleine Petrischale Deckel, die steriles Filterpapier. Mit einer sterilen Pasteurpipette gründlich das Gehirn mit ein paar Tropfen disschneidenden Lösung, um Gewebe feucht zu halten. </li><li> Mit Hilfe eines &quot;sauberen&quot; Skalpell schneiden die beiden Halbkugeln auseinander. Übertragen Sie die linke Hemisphäre wieder in großen Petrischale mit Mikrolöffel und legen Hemisphäre pia Seite nach unten in eiskaltem Sezieren Lösung für die spätere Verwendung. </li><li> Sehen Sie sich die medialen Fläche des rechten Hemisphäre und Identifizierung der Randgewölbe, eine herausragende Band aus weißen Substanz entlang der medialen Rand des Hippocampus. Mit einem sterilen Skalpell, einen sagittalen Schnitt durch das Scheidengewölbe, aber darauf achten, denn nur 0,5 cm des Skalpells Spitze wird ausreichen, um den Fornix schneiden. </li><li> Mit 2 Mikro-Spatel, entfernen Sie die ersten Hippocampus vom rechten Hemisphäre, indem Sie den rechten-Spatel auf den Hirnstamm und Anheben des darüber liegenden Kortex mit der linken Spachtel. Heben Sie die Rinde, die Seitenventrikel und mediale Fläche des Hippocampus zu offenbaren. Eine weiße geschwungene Linie, die Fimbria, sollte jetzt sichtbar sein. </li><li> Richten Sie die Krümmung der Spatel mit der Curvatur der Fimbrien und vorsichtig auf die Spachtel unter der Fimbrien. Schieben Sie den Spatel nach links und fahren Sie entlang rostral-kaudale Achse und heben Spachtel in dorsale Richtung Hippocampus zu entfernen. </li><li> Übertragen Sie den Hippocampus zu einem 2. kleinen Petrischale mit eiskaltem Sezieren Lösung. Wiederholen Sie den Vorgang auf der linken Hemisphäre, um den linken Hippocampus zu entfernen. </li><li> Mit einem Mikrospatel, sorgfältig die hippocampi Transfer zum Gewebe Chopper Bühne. Ordnen sie benachbart und parallel zueinander und senkrecht zu der Achse der oszillierenden Klinge. Verwenden Sie einen Pinsel, um das Gewebe zu positionieren und ein paar Tropfen des Präparationslösung auf der Oberseite des Hippocampus. </li><li> Schneiden Sie das Gewebe in 400 &amp; mgr; m Scheiben ohne Pause zu einzelnen Scheiben zu entfernen (in der Regel werden sie nicht an der Klinge haften). Nach den ganzen Hippocampus geschnitten worden ist, verwenden Sie den Pinsel, um vorsichtig zu übertragen die Abschnitte zu einem 2. kleinen Petrischale mit Dissektion Lösung. </li><li> Unter Anzeigeissecting Mikroskop vorsichtig trennen die schwimmenden Scheiben mit amicro-Spachtel und Pinsel. </li><li> Entfernen Sie die vorbereiteten Kulturplatte mit Kultureinsatzes aus dem Inkubator und in eine Sterilbank. </li><li> Mit einer feuerpolierten Pasteur-Pipette, ziehen 4-5 Scheiben in die Pipette und Transfer Scheiben an die apikale Oberfläche der Kultureinsatzes Membran. Als nächstes stellen Sie die Position mit einem Pinsel und lassen Raum zwischen einzelnen Abschnitte und der Grenze des Kultureinsatzes. </li><li> Mit einer sterilen Pasteur-Pipette, entfernen Sie das überschüssige Sezieren Lösung von apikalen Oberfläche der Membran. HINWEIS: Beim Entfernen Lösung vermeiden Zeichnung Gewebeschnitte in die Pipette. Alternativ können Sie einen regelmäßigen Pipette (P200 oder P1000) mit sterilisierten Pipettenspitzen langsam entfernen Lösung. </li><li> Platzieren der Kulturplatte mit serumhaltigem Kulturmedium und den Hippocampus wieder in den Inkubator bei 35 ° C und 5% CO 2. HINWEIS: Wenn Experiment Anrufezur Erzeugung von Kulturen aus verschiedenen Tieren, gründlich zu reinigen die laminare Strömung Sterilbank zwischen Dissektionen. Zurück Instrumente Alkohollösung und ersetzen Sie alle Petrischalen, Filterpapiere und sterilen Rasierklingen vor der zweiten Sektion. </li></ol> 4. Fütterung und Pflege von organotypischen Slices <ol><li> Futterkulturen in einem sterilen laminaren Strömung Sterilbank. </li><li> Führen Sie die erste Fütterung der kultivierten Abschnitten 2 Tage nach der Präparation. Saugen Sie alte Kulturmedium unter Verwendung sterilisiert Glaspipette. </li><li> Sterile 5 ml serologische Pipette 1 ml frisches, steriles, Serum enthaltendem Medium zu den Vertiefungen hinzu. </li><li> Ersetzen Sie vorsichtig die Kultureinsatzes und kümmern uns um die Luftblasen, die unter Membranoberfläche gebildet haben können. </li><li> Nach der ersten Fütterung, jeden zweiten Tag geändert Medium. </li></ol> 5. Inkubation von Gewebeschnitten mit Thymidin-Analoga zu Newborn Neuronen Beschriften <ol><li> Um zu untersuchen,die Reifung und Integration von dentatus Körnerzellen im Hippocampus, brüten die organotypische Scheiben mit einer Thymidinanalogon wie Bromodeoxyuridine (BrdU) oder Chlorodeoxyuridine (CldU). Hier verwenden wir CldU aufgrund seiner höheren Löslichkeit in Salzlösung. </li><li> Nach 3DIV wird mit 1 ul 10 mg / ml Stammlösung CldU in Kochsalzlösung auf 1 ml Kulturmedium bis zu einer Endkonzentration von 10 ug / ml. Wenn BrdU verwendet wird, korrigieren Sie die Konzentration für die Unterschiede im Molekulargewicht. Hinzufügen Medium mit CldU Kultur Vertiefungen inkubieren Gewebes mit CldU haltige Medium für 2 Stunden bei 35 ° C. </li><li> Nach 2 Stunden Inkubation bei 35 ° C, entfernen Sie die CldU haltigen Mediums und Ersetzen mit regulären Fütterungsmedium zur normalen Ernährungsplan (siehe oben) wieder aufzunehmen. </li></ol> 6. Gewebefixierung und Lagerung <ol><li> Stellen Sie einen Zeitplan für die Anwendung Behandlungen und Befestigungsgewebeproben vor Beginn der Kulturexperimenten (2B). </li> &lt;li&gt; Bei einem vorbestimmten Tag nach der Dissektion, bereiten Sie die folgenden in einem Laborabzug: a 10-50 ml Becherglas mit 4% Paraformaldehyd (PFA) in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS); ein leeres Becherglas verworfen Kulturmedium; kleine Zange; und ein 1.000 ml-Pipette mit Einwegspitzen. </li><li> Entfernen Sie die Kulturplatte (n) aus Inkubationskammer und Transfer zu einem Abzug. Kippen Sie die einzelnen Well-Platte Einsätze mit einer Pinzette. Als nächstes mit einer Pipette Kulturmedium und in ein Becherglas zur Verfügung zu entfernen. Schwenk der Kulturplatte in einem Winkel, um sicherzustellen, dass alle Kulturmedium entfernt. </li><li> Beenden Entfernen Medium für eine Kulturplatte zu einer Zeit. Als Medium wurde entfernt, 1 ml von 4% PFA zu jeder Kultur gut und Siegel gut mit Parafilm zu plattieren. Wiederholen für so viele Kulturplatten als notwendig und Übertragungsplatten in den Kühlschrank bei 4 ° C für 24 Stunden. </li><li> Nach 24 Stunden, bereiten Sie die folgenden in einem Abzug: 10-50 ml Becherglas mit 0,1% Natriumazid in PBS; eine leereBecherglas verworfen PFA (folgen Sie Sicherheitsvorkehrungen, wenn das Verwerfen giftige Stoffe); kleine Zange; und 1000 ml-Pipette mit Einwegspitzen. </li><li> Gehen Sie wie unter 6.4 für das Hinzufügen von PFA umrissen, aber 1 ml PBS mit Natriumazid statt. Einmal vollständig übertragen, Dichtungs Mikrotiterplatten für die zukünftige Verwendung durch Umwickeln Kanten in Parafilm und Lagerung im Kühlschrank bei 4 ° C. </li></ol> 7. Schnitte Gewebe für die Immunhistochemie <ol><li> Führen Schneiden mit einem Vibratom Gewebe. Die folgende Reihe von Schritten zur Maximierung der Ausbeute an verwertbarem Gewebeschnitte von organotypischen Kulturen. HINWEIS: Unmittelbar im Anschluss an hippocampale Dissektion und beschichteten Scheiben, hat das Gewebe eine Dicke von etwa 400 um. Jedoch nach 2-3 Wochen in der Inkubationskammer werden Gewebeschnitte beginnen zu glätten, was in einem letzten Abschnitt Dicke von 150-300 &amp; mgr; m. </li><li> Bereiten Sie Folgendes vor dem Kapitel gezüchtete Gewebe: ein # 11 Skalpell blade und Griff, eine Glaspetrischale mit eiskaltem PBS, eine Mikrodissektion Zangen, und eine saubere Schnitt Vibratom Bühne, um Gewebe zu befestigen. </li><li> Verwenden ein Skalpell vorsichtig entlang des Umfangs des kreisförmigen Einsatz Membran geschnitten, so dass sie von den Kunststoffeinsatz Gehäuse gelöst werden. Lassen Sie genügend Raum zwischen der kultivierten Scheibe und dem Skalpell. </li><li> Übertragen Sie die freistehende Einsatz Membran auf eine Petrischale mit PBS. Nach dem Spülen in PBS verwenden Zange, um die Membran zu der Vibratom Montagetisch zu übertragen. </li><li> Als Nächstes verwenden Sie das Skalpell, um überschüssige Membran umgibt kultivierten Scheiben zu beseitigen und schneiden Sie überschüssiges Material um saubere Kanten zu schaffen. Dieser Schritt wird die Membran sicherzustellen ist flach und kann leicht an der Schnittfläche entsprechen. </li><li> Zeigen 1-2 Tropfen Kleber auf der Vibratom Schneid Bühne und verteilt in gleichmäßige Schicht mit einer 22 G-Nadel. Verbreiten Klebstoff in einer rechteckigen Form mit der langen Seite parallel zu der Schneidklinge der Vibratom. Führen Sie diesen Schrittschnell, um den Klebstoff vor dem Austrocknen zu verhindern. </li><li> Verwenden einer Pinzette, um das zugeschnittene Membran, die Hippocampus-Schnitten an der Schneidphase zu übertragen und vorsichtig positionieren Sie die Membran auf Kleber und sicherzustellen, dass sich keine Luftblasen. </li><li> Wie der Sekundenkleber trocknet, übertragen Sie die Vibratom Bühne mit dem Klebemembran zurück in die PBS, die Petrischale. Bereiten Sie die Vibratom Klinge und eine 48 Well-Platte mit Natriumazid, um Gewebeschnitte zu speichern. </li><li> Verwenden Sie die Vibratom bis 30 um Abschnitte der organotypischen Gewebe und in ein 48-Well-Platte, die Natriumazid enthalten, abgespeichert und dann immunhistochemischen Färbung zu erzeugen. </li><li> Siehe Protokolle zur immunhistochemischen Färbung 26,29 vorbestehenden. </li></ol>

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	<li>Buchs, P. A., Stoppini, L., Muller, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+modifications+associated+with+synaptic+development+in+area+CA1+of+rat+hippocampal+organotypic+cultures.">Structural modifications associated with synaptic development in area CA1 of rat hippocampal organotypic cultures.</a> Brain research. Developmental Brain Research. 71 (1), 81-91 (1993).</li><li>Stoppini, L., Buchs, P. A., Muller, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+for+organotypic+cultures+of+nervous+tissue.">A simple method for organotypic cultures of nervous tissue.</a> Journal of Neuroscience Methods. 37 (2), 173-182 (1991).</li><li>Opitz-Araya, X., Barria, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organotypic+hippocampal+slice+cultures.">Organotypic hippocampal slice cultures.</a> Journal of Visualized Experiments. (48), (2011).</li><li>Muller, D., Buchs, P. A., Stoppini, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time+course+of+synaptic+development+in+hippocampal+organotypic+cultures.">Time course of synaptic development in hippocampal organotypic cultures.</a> Developmental Brain Research. 71 (1), 93-100 (1993).</li><li>Rio, J. A., Heimrich, B., Soriano, E., Schwegler, H., Frotscher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proliferation+and+differentiation+of+glial+fibrillary+acidic+protein-immunoreactive+glial+cells+in+organotypic+slice+cultures+of+rat+hippocampus.">Proliferation and differentiation of glial fibrillary acidic protein-immunoreactive glial cells in organotypic slice cultures of rat hippocampus.</a> Neuroscience. 43 (2-3), 335-347 (1991).</li><li>Ziemka-Nalecz, M., Stanaszek, L., Zalewska, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxygen-glucose+deprivation+promotes+gliogenesis+and+microglia+activation+in+organotypic+hippocampal+slice+culture:+involvement+of+metalloproteinases.">Oxygen-glucose deprivation promotes gliogenesis and microglia activation in organotypic hippocampal slice culture: involvement of metalloproteinases.</a> Acta Neurobiologiae Experimentalis. 73 (1), 130-142 (2013).</li><li>Subramanian, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcription+factor+Lhx2+is+necessary+and+sufficient+to+suppress+astrogliogenesis+and+promote+neurogenesis+in+the+developing+hippocampus.">Transcription factor Lhx2 is necessary and sufficient to suppress astrogliogenesis and promote neurogenesis in the developing hippocampus.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (27), E265-E274 (2011).</li><li>Strassburger, M., Braun, H., Reymann, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anti-inflammatory+treatment+with+the+p38+mitogen-activated+protein+kinase+inhibitor+SB239063+is+neuroprotective,+decreases+the+number+of+activated+microglia+and+facilitates+neurogenesis+in+oxygen-glucose-deprived+hippocampal+slice+cultures.">Anti-inflammatory treatment with the p38 mitogen-activated protein kinase inhibitor SB239063 is neuroprotective, decreases the number of activated microglia and facilitates neurogenesis in oxygen-glucose-deprived hippocampal slice cultures.</a> European Journal Of Pharmacology. 592 (1-3), 55-61 (2008).</li><li>Sadgrove, M. P., Chad, J. E., Gray, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kainic+acid+induces+rapid+cell+death+followed+by+transiently+reduced+cell+proliferation+in+the+immature+granule+cell+layer+of+rat+organotypic+hippocampal+slice+cultures.">Kainic acid induces rapid cell death followed by transiently reduced cell proliferation in the immature granule cell layer of rat organotypic hippocampal slice cultures.</a> Brain Research. 1035 (2), 111-119 (2005).</li><li>Wise-Faberowski, L., Robinson, P. N., Rich, S., Warner, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxygen+and+glucose+deprivation+in+an+organotypic+hippocampal+slice+model+of+the+developing+rat+brain:+the+effects+on+N-methyl-D-aspartate+subunit+composition.">Oxygen and glucose deprivation in an organotypic hippocampal slice model of the developing rat brain: the effects on N-methyl-D-aspartate subunit composition.</a> Anesthesia and Analgesia. 109 (1), 205-210 (2009).</li><li>Cho, S., Wood, A., Brain Bowlby, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=slices+as+models+for+neurodegenerative+disease+and+screening+platforms+to+identify+novel+therapeutics.">slices as models for neurodegenerative disease and screening platforms to identify novel therapeutics.</a> Current Neuropharmacology. 5 (1), 19-33 (2007).</li><li>Noraberg, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organotypic+hippocampal+slice+cultures+for+studies+of+brain+damage,+neuroprotection+and+neurorepair.+Current+Drug+Targets.">Organotypic hippocampal slice cultures for studies of brain damage, neuroprotection and neurorepair. Current Drug Targets.</a> CNS And Neurological Disorders. 4 (4), 435-452 (2005).</li><li>Berdichevsky, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PI3K-Akt+signaling+activates+mTOR-mediated+epileptogenesis+in+organotypic+hippocampal+culture+model+of+post-traumatic+epilepsy.">PI3K-Akt signaling activates mTOR-mediated epileptogenesis in organotypic hippocampal culture model of post-traumatic epilepsy.</a> The Journal Of Neuroscience : The Official Journal Of The Society For Neuroscience. 33 (21), 9056-9067 (2013).</li><li>Koyama, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GABAergic+excitation+after+febrile+seizures+induces+ectopic+granule+cells+and+adult+epilepsy.">GABAergic excitation after febrile seizures induces ectopic granule cells and adult epilepsy.</a> Nature Medicine. 18 (8), 1271 (2012).</li><li>Staley, K. J., White, A., Dudek, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interictal+spikes:+harbingers+or+causes+of+epilepsy.">Interictal spikes: harbingers or causes of epilepsy.</a> Neuroscience Letters. 497 (3), 247-250 (2011).</li><li>Lee, H., Lee, D., Park, C. H., Ho, W. K., Lee, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GABA+mediates+the+network+activity-dependent+facilitation+of+axonal+outgrowth+from+the+newborn+granule+cells+in+the+early+postnatal+rat+hippocampus.">GABA mediates the network activity-dependent facilitation of axonal outgrowth from the newborn granule cells in the early postnatal rat hippocampus.</a> The European Journal Of Neuroscience. 36 (6), 2743-2752 (2012).</li><li>Raineteau, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+labeling+of+newborn+granule+cells+to+visualize+their+integration+into+established+circuits+in+hippocampal+slice+cultures.">Conditional labeling of newborn granule cells to visualize their integration into established circuits in hippocampal slice cultures.</a> Molecular and Cellular Neurosciences. 32 (4), 344-355 (2006).</li><li>Raineteau, O., Rietschin, L., Gradwohl, G., Guillemot, F., Gahwiler, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurogenesis+in+hippocampal+slice+cultures.">Neurogenesis in hippocampal slice cultures.</a> Molecular And Cellular Neurosciences. 26 (2), 241-250 (2004).</li><li>Kamada, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrinsic+and+spontaneous+neurogenesis+in+the+postnatal+slice+culture+of+rat+hippocampus.">Intrinsic and spontaneous neurogenesis in the postnatal slice culture of rat hippocampus.</a> The European Journal Of Neuroscience. 20 (10), 2499-2508 (2004).</li><li>Kim, H., Kim, E., Park, M., Lee, E., Namkoong, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organotypic+hippocampal+slice+culture+from+the+adult+mouse+brain:+a+versatile+tool+for+translational+neuropsychopharmacology.">Organotypic hippocampal slice culture from the adult mouse brain: a versatile tool for translational neuropsychopharmacology.</a> Progress in Neuro-Psychopharmacology &amp; Biological Psychiatry. 41, 36-43 (2013).</li><li>Legradi, A., Varszegi, S., Szigeti, C., Gulya, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+rat+hippocampal+slices+as+in+vitro+models+for+neurodegeneration:+Studies+on+cell+viability+and+apoptotic+processes.">Adult rat hippocampal slices as in vitro models for neurodegeneration: Studies on cell viability and apoptotic processes.</a> Brain Research Bulletin. 84 (1), 39-44 (2011).</li><li>Sadgrove, M. P., Laskowski, A., Gray, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Examination+of+granule+layer+cell+count,+cell+density,+and+single-pulse+BrdU+incorporation+in+rat+organotypic+hippocampal+slice+cultures+with+respect+to+culture+medium,+septotemporal+position,+and+time+in+vitro.">Examination of granule layer cell count, cell density, and single-pulse BrdU incorporation in rat organotypic hippocampal slice cultures with respect to culture medium, septotemporal position, and time in vitro.</a> The Journal of Comparative Neurology. 497 (3), 397-415 (2006).</li><li>Mielke, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytoskeletal,+synaptic,+and+nuclear+protein+changes+associated+with+rat+interface+organotypic+hippocampal+slice+culture+development.">Cytoskeletal, synaptic, and nuclear protein changes associated with rat interface organotypic hippocampal slice culture development.</a> Developmental Brain Research. 160 (2), 275-286 (2005).</li><li>Fabian-Fine, R., Volknandt, W., Fine, A., Stewart, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age-dependent+pre-+and+postsynaptic+distribution+of+AMPA+receptors+at+synapses+in+CA3+stratum+radiatum+of+hippocampal+slice+cultures+compared+with+intact+brain.">Age-dependent pre- and postsynaptic distribution of AMPA receptors at synapses in CA3 stratum radiatum of hippocampal slice cultures compared with intact brain.</a> European Journal of Neuroscience. 12 (10), 3687-3700 (2000).</li><li>Laplagne, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+convergence+of+neurons+generated+in+the+developing+and+adult+hippocampus.">Functional convergence of neurons generated in the developing and adult hippocampus.</a> PLoS Biology. 4 (12), e409 (2006).</li><li>McDonald, H. Y., Wojtowicz, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+neurogenesis+in+the+dentate+gyrus+of+adult+rats.">Dynamics of neurogenesis in the dentate gyrus of adult rats.</a> Neuroscience Letters. 385 (1), 70-75 (2005).</li><li>Stone, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+convergence+of+developmentally+and+adult-generated+granule+cells+in+dentate+gyrus+circuits+supporting+hippocampus-dependent+memory.">Functional convergence of developmentally and adult-generated granule cells in dentate gyrus circuits supporting hippocampus-dependent memory.</a> Hippocampus. 21 (12), 1348-1362 (2011).</li><li>Wang, S., Scott, B. W., Wojtowicz, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogenous+properties+of+dentate+granule+neurons+in+the+adult+rat.">Heterogenous properties of dentate granule neurons in the adult rat.</a> Journal of Neurobiology. 42 (2), 248-257 (2000).</li><li>Wojtowicz, J. M., Kee, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=BrdU+assay+for+neurogenesis+in+rodents.">BrdU assay for neurogenesis in rodents.</a> Nature Protocols. 1 (3), 1399-1405 (2006).</li><li>Fritsch, R. S. E. R., Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stereological+Methods,+Vol.+1:+Practical+Methods+for+Biological+Morphometry.">Stereological Methods, Vol. 1: Practical Methods for Biological Morphometry.</a> Zeitschrift f&#252;r Allgemeine Mikrobiologie. 21 (8), 630-630 (1981).</li><li>Bunk, E. C., Konig, H. G., Bonner, H. P., Kirby, B. P., Prehn, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NMDA-induced+injury+of+mouse+organotypic+hippocampal+slice+cultures+triggers+delayed+neuroblast+proliferation+in+the+dentate+gyrus:+an+in+vitro+model+for+the+study+of+neural+precursor+cell+proliferation.">NMDA-induced injury of mouse organotypic hippocampal slice cultures triggers delayed neuroblast proliferation in the dentate gyrus: an in vitro model for the study of neural precursor cell proliferation.</a> Brain Research. 1359, 22-32 (2010).</li><li>Kolb, B., Pedersen, B., Ballermann, M., Gibb, R., Whishaw, I. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Embryonic+and+postnatal+injections+of+bromodeoxyuridine+produce+age-dependent+morphological+and+behavioral+abnormalities.">Embryonic and postnatal injections of bromodeoxyuridine produce age-dependent morphological and behavioral abnormalities.</a> The Journal Of Neuroscience : The Official Journal Of The Society For Neuroscience. 19 (6), 2337-2346 (1999).</li><li>Morris, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+genetic+toxicology+of+5-bromodeoxyuridine+in+mammalian+cells.">The genetic toxicology of 5-bromodeoxyuridine in mammalian cells.</a> Mutation Research. 258 (2), 161-188 (1991).</li><li>Bannigan, J., Langman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cellular+effect+of+5-bromodeoxyuridine+on+the+mammalian+embryo.">The cellular effect of 5-bromodeoxyuridine on the mammalian embryo.</a> Journal Of Embryology And Experimental Morphology. 50, 123-135 (1979).</li><li>Breunig, J. J., Arellano, J. I., Macklis, J. D., Rakic, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Everything+that+glitters+isn't+gold:+a+critical+review+of+postnatal+neural+precursor+analyses.">Everything that glitters isn't gold: a critical review of postnatal neural precursor analyses.</a> Cell Stem Cell. 1 (6), 612-627 (2007).</li><li>Duque, A., Rakic, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Different+effects+of+bromodeoxyuridine+and+[3H]thymidine+incorporation+into+DNA+on+cell+proliferation,+position,+and+fate.">Different effects of bromodeoxyuridine and [3H]thymidine incorporation into DNA on cell proliferation, position, and fate.</a> The Journal Of Neuroscience : The Official Journal Of The Society For Neuroscience. 31 (42), 15205-15217 (2011).</li><li>Namba, T., Mochizuki, H., Onodera, M., Namiki, H., Seki, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postnatal+neurogenesis+in+hippocampal+slice+cultures:+early+in+vitro+labeling+of+neural+precursor+cells+leads+to+efficient+neuronal+production.">Postnatal neurogenesis in hippocampal slice cultures: early in vitro labeling of neural precursor cells leads to efficient neuronal production.</a> Journal of Neuroscience Research. 85 (8), 1704-1712 (2007).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Nach CldU (oder BrdU) Verabreichung kann die Zeitleiste der Anwendung von pharmakologischen Mitteln ausgewählt werden, um neugeborene DGCs während bestimmter Entwicklungs Fenster Ziel. Zum Beispiel kann eine hypothetische Mittel während der zweiten Woche nach der CldU Injektion, die vorgeschlagen wird, mit dem Alter der unreifen Neuronen, die zu einem Entwicklungsstadium sind, wo GABA depolarisierende übereinstimmen angewendet werden. Zukünftige Studien unter Verwendung dieses Protokolls kann die pharmakologische M...

Adult neurogenesis in the mammalian hippocampus represents a remarkable example of the brain&#8217;s innate capacity for adaptability and plasticity. Dentate granule cells (DGCs) are generated from a renewable pool of neural progenitor cells in the hippocampal dentate gyrus, which is one of the two presently well-characterized neurogenic regions in the mammalian brain, and is thought to be particularly important for learning and memory. The hippocampus is part of the limbic system and has a deep location within the mammalian brain, which makes it a difficult target for precise pharmacological manipulation. Additionally, aberrant neurogenesis has been implicated in conditions, such as epilepsy, schizophrenia, and Alzheimer&#8217;s disease, which has prompted interest in understanding the influence of various pharmacological agents during the maturation and survival of newborn neurons. The distinction between postnatal and adult neurogenesis is blurred and previous studies have shown that many features of in vivo neuronal development in the early postnatal period and adulthood are similar25. Here we emphasize postnatal neurogenesis and suggest possible applications to adult neurogenesis.
Organotypic slice cultures provide an efficient in vitro method for studying various physiological properties of the mammalian hippocampus. The value of slice cultures prepared from rodent brains can be summarized in three main qualities: 1) the protocol is straightforward and requires readily available materials; 2) slice cultures allow for pharmacological studies that eliminate complex variables such as the deep anatomic location of the hippocampus and circumvents the blood brain barrier1; and 3) the well characterized structure of the hippocampus and tri-synaptic circuit is preserved2. Previous investigators have used the organotypic hippocampal culture to study synaptic development and physiology3,4, gliogenesis5-7, ischemic brain damage8,9, neuroprotection and neurorepair10-12 as well as epilepsy13-15.The slice cultures could also provide a useful model system allowing for the monitoring of cell development in conjunction with labeling of cells with green fluorescent protein (GFP) or other vital markers.
Slice cultures have also been previously employed to study postnatal hippocampal neurogenesis16-19, but one important factor in the majority of these studies is the well-characterized degeneration that results from explanting tissue from adult animals after approximately 2 weeks in vitro20,21. For this reason, slice cultures are typically prepared from early post-natal (P5-P10) mice or rat pups, which utilizes the improved viability of early postnatal brain tissue for culturing22. While previous studies have shown that the early postnatal and adult hippocampus differ with regards to synaptic physiology and the expression of specific neuronal subtypes23,24, there is substantial conservation of the choreographed developmental program that newborn dentate granule cells proceed through during maturation25. Additionally, recent studies have suggested that the physiological characteristics of newborn DGCs in culture are very similar to immature neurons in the acute hippocampal slice preparation16.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="769">
	<tbody>
		<tr height="26">
			<td height="46" rowspan="2" style="height:47px;width:265px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td rowspan="2" style="width:131px;">Company</td>
			<td rowspan="2" style="width:135px;">Catalog Number</td>
			<td rowspan="2" style="width:239px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="20">
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:265px;">5-chloro-2&#39;-deoxyuridine (CldU)</td>
			<td style="width:131px;">MP Biomedicals</td>
			<td align="right" style="width:135px;">105478</td>
			<td style="width:239px;">Hazardous, Carcinogenic</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:265px;">Cell culture inserts, 30mm diameter, 0.4&#181;m pore size</td>
			<td style="width:131px;">Thermo scientific&#160;</td>
			<td align="right" style="width:135px;">140660</td>
			<td style="width:239px;">Nuclon delta coating on these inserts provides better tissue adhesion and improves slice quality.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:265px;">Conical Centrifuge tubes (sterile)</td>
			<td style="width:131px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:135px;">14-432-22</td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Dissector scissors (angled to side)</td>
			<td style="width:131px;">Fine Science Tools&#160;</td>
			<td style="width:135px;">14082-09</td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:265px;">Minimum essential medium (MEM)</td>
			<td style="width:131px;">Gibco</td>
			<td style="width:135px;">11095; liquid</td>
			<td style="width:239px;">Store at 4&#176;C</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:265px;">Eclipse Ni-U fluorescent microscope</td>
			<td style="width:131px;">Nikon</td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:265px;">Glue for tissue</td>
			<td style="width:131px;">Krazy Glue</td>
			<td style="width:135px;">KG585</td>
			<td style="width:239px;">Use minimum amount of glue to achieve adhesion as any tissue exposed to glue will be unusable for IHC.</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Hank&#8217;s Balanced Salt Solution (HBSS) (500 mL)</td>
			<td style="width:131px;">Gibco</td>
			<td style="width:135px;">14025-092</td>
			<td style="width:239px;">Store at 4&#176;C</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Horse Serum Heat Inactivated (500 mL)</td>
			<td style="width:131px;">Gibco</td>
			<td style="width:135px;">16050-122</td>
			<td style="width:239px;">Make 50 mL aliquots and store at -20&#176;C</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:265px;">Kimwipes</td>
			<td style="width:131px;">Kimberly-Clarke</td>
			<td style="width:135px;">TW 31KYPBX</td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:265px;">Modified glass pipettes (bottom of Pasteur pipette removed and edge smoothed with Bunsen flame)</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Petri Dish (100mm x 15mm) and (60mm x 15mm)</td>
			<td style="width:131px;">Fisher Brand</td>
			<td style="width:135px;">FB0875712 and FB0875713A</td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Scalpel blades #11</td>
			<td style="width:131px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:135px;">10011-00</td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Scalpel handle #3</td>
			<td style="width:131px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:135px;">10003-12</td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Serological Pipettes</td>
			<td style="width:131px;">Sorfa Medical Plastic Co.</td>
			<td style="width:135px;">P8050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Standard Pattern forceps</td>
			<td style="width:131px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:135px;">11000-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Sterile vacuum filter</td>
			<td style="width:131px;">Thermo-Scientific</td>
			<td style="width:135px;">565-0020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Surgical Scissors</td>
			<td style="width:131px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:135px;">14054-13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:265px;">Syringe driven filter unit</td>
			<td style="width:131px;">Millipore-Millex</td>
			<td style="width:135px;">SLGP033RS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:265px;">Tissue chopper with moveable stage</td>
			<td style="width:131px;">Stoelting&#160;</td>
			<td align="right" style="width:135px;">51425</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:265px;">Fine tip paintbrush</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

organotypic slice cultures for studies of postnatal neurogenesis

Hier beschreiben wir eine Technik zur Untersuchung Hippocampus postnatale Neurogenese im Gehirn von Nagetieren mit dem organotypischen Kulturtechnik. Diese Methode behält die charakteristische topografische Morphologie des Hippocampus und ermöglicht die direkte Anwendung von pharmakologischen Mitteln für die Entwicklungs Gyrus dentatus des Hippocampus. Zusätzlich können Gewebekulturen für bis zu 4 Wochen aufrechterhalten werden, und somit erlauben, die Reifung von neugeborenen Körnerzellen zu untersuchen. Schnittkulturen ermöglichen eine effiziente pharmakologische Manipulation von hippocampalen Schnitten unter Ausschluss komplexen Variablen wie Unsicherheiten in den tiefen anatomischen Lage des Hippocampus sowie der Bluthirnschranke stehen. Aus diesen Gründen haben wir versucht, organotypischen Kulturen für postnatale Neurogenese Forschung gezielt zu optimieren.

Feststellen, ob organotypischen Kulturen wäre geeignet für adulte Neurogenese Forschung erforderlich, dass sie zwei Hauptkriterien erfüllen: 1), dass Scheiben halten charakteristischen morphologischen Merkmale der Hippocampus nach 10-21 Tagen in vitro (DIV), und 2) dass neugeborene DGCs quantifiziert werden mit Standard-immunhistochemischen Techniken, die üblicherweise in der adulten Neurogenese Forschung beschäftigt. In Bezug auf das erste Kriterium, 1A und 1B markieren S...

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Organotypic Slice Cultures for Studies of Postnatal Neurogenesis

Hier beschreiben wir eine Technik zur Untersuchung Hippocampus postnatale Neurogenese mit dem organotypischen Kulturtechnik. Dieses Verfahren ermöglicht die in vitro Manipulation von Neurogenese und ermöglicht die direkte Anwendung von pharmakologischen Wirkstoffen an die kultivierten Hippocampus.

Organotypischen Kulturen für Studien der postnatale Neurogenese

Here we describe a technique for studying hippocampal postnatal neurogenesis in the rodent brain using the organotypic slice culture technique. This ...

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Research

JoVE Journal

Developmental Biology

12.2K Aufrufe.  University of Toronto.  Hier beschreiben wir eine Technik zur Untersuchung Hippocampus postnatale Neurogenese mit dem organotypischen Kulturtechnik. Dieses Verfahren ermöglicht die in vitro Manipulation von Neurogenese und ermöglicht die direkte Anwendung von pharmakologischen Wirkstoffen an die kultivierten Hippocampus. 