Cette méthode représente une partie d’un protocole de conservation ex situ plus vaste utilisé pour la production de masse en laboratoire de papillons à risque. Il illustre comment les méthodes d’élevage de base peuvent être adaptées à la recherche scientifique pour aider à combler les principales lacunes en matière de comportement, d’histoire de la vie ou de données écologiques. Les méthodes spécifiques présentées pour évaluer le temps de développement larvaire et le nombre de stades larvaire ont une grande applicabilité à d’autres programmes de conservation des papillons ou de recherche.
Cette technique est une approche efficace pour documenter les paramètres de l’histoire de la vie d’un papillon en voie de disparition tels que le nombre de stades larvaires, la durée des stades de développement et la taille de toutes les étapes de la vie. Nous avons rationalisé notre protocole afin d’accroître la productivité et l’efficacité en laboratoire, ce qui est particulièrement important lors de la collecte de données dans un court laps de temps. Cette méthode exige de la dextérité et une attention aux détails pour éviter les dommages causés par l’organisme, car les larves de papillons sont très petites, surtout en ce qui concerne les nouveau-nés.
Jacob Hornfeldt, étudiant de premier cycle de notre laboratoire, démontrera la procédure. Pour commencer, utilisez un petit pinceau à aquarelle à poils de chameau pour déplacer et isoler soigneusement une seule larve et la placer sous un microscope disséquant dans une boîte de Pétri. Trempez un seul cheveu de l’insecte stylo dans la peinture lumineuse non toxique de couleur contrastante à celle de la larve, et mettez soigneusement une petite goutte de peinture sur le dos de la larve.
Après 30 secondes, la peinture sèche. À l’aide d’un petit pinceau à aquarelle à poils de chameau, placez chaque larve individuelle dans sa propre tasse en plastique transparent de deux onces contenant environ une à trois petites feuilles de matériel d’accueil terminal frais, et écrivez un identificateur unique sur la tasse et le couvercle. Fixez fermement le couvercle.
Vérifiez soigneusement chaque larve tous les jours. Avec des forceps, retirer les feuilles et les mettre sur une surface blanche. Inspecter la tasse et le couvercle transparent.
Examinez les feuilles sous un microscope disséquant pour la présence d’exuviae larvaire et de capsules de tête. Lorsqu’une exuvia larvaire est observée, retirez-la de la tasse et placez-la dans un flacon rempli de 0,2 microlitres de glycérine. Étiquetez le haut du couvercle et le côté avec le numéro de larve, la date de mue et la capsule de tête.
Placez l’exuvia larvaire et la capsule de tête associée dans un couvercle de tasse en plastique transparent, et mettez quelques gouttes d’éthanol dedans. Observez l’exuvia larvaire sous un microscope disséquant. Si la capsule larvaire de la tête est déjà séparée de l’exuvia, placez une goutte de glycérine sur la pointe des forceps entymologiques pointus et touchez doucement la capsule de tête à la glycérine.
Placez la capsule de tête dans le tube de microcentrifugeuse associé. Si la capsule de tête est toujours attachée à l’exuvia larvaire, utilisez des forceps pointus et une goupille d’insecte pour séparer la capsule de tête de l’exuvia larvaire. Une fois séparé, utilisez la technique de la glycérine pour ramasser la capsule de tête.
Après chaque mue, repeindre les larves et enregistrer les dattes de mue. Chaque jour, utilisez des étriers numériques pour mesurer la longueur totale du corps de la tête au dernier segment abdominal de chaque larve. Prenez trois mesures et enregistrez la moyenne des trois avec la date et l’heure.
Vérifiez la tasse en plastique correspondante pour vous assurer qu’aucun moule n’est dedans. Enlevez tous les frass et les vieux débris d’hôte et ajoutez le matériel frais d’hôte au besoin. Remettre la larve dans la tasse.
Maintenir les tasses à une température de laboratoire comprise entre 27 et 32 degrés Celsius pour une activité et un développement larvaire optimaux. Maintenir la condition jusqu’à ce que toutes les larves atteignent leur stade final et commencent le stade prépupal. Lorsque les larves cessent de se nourrir, tournez une couleur uniforme brun verdâtre terne, perdez leurs chevrons et errez souvent hors de l’hôte, placez un petit morceau de papier ondulé dans la tasse.
Une fois que chaque larve a entièrement pupé mesurer sa longueur totale et enregistrer la date de la pupaison. C’est la dernière mue de chaque individu. Vérifiez sur les pupes tous les jours.
Lorsqu’ils ont grandi en papillons, utilisez des forceps pour tenir le papillon adulte et soufflez doucement sur les ailes pour révéler la couleur supérieure de la surface de l’aile. Les mâles semblent avoir du bleu sur toutes les ailes et les femelles ont réduit le bleu et une tache orange sur l’aile arrière. Enregistrez la date d’éclosion et le sexe de chaque papillon adulte qui en résulte.
Pour mesurer la longueur des accords d’aile de chaque papillon, tenez doucement le papillon avec des forceps et utilisez des étriers numériques. Dans le cas où le papillon est trop actif pour être mesuré le placer dans un réfrigérateur pendant 30 secondes ou moins et essayer à nouveau. Ce protocole a permis des recherches dirigées et une collecte approfondie de données sur de nombreuses lacunes clés en matière de données importantes pour améliorer les meilleures pratiques d’élevage et d’élevage en laboratoire.
Voici les quatre capsules de tête recueillies pour un individu. La majorité des larves avaient quatre mues à chaque stade de vie immature de moins de cinq jours. Les femelles se développaient généralement plus rapidement à tous les stades immatures que chez les mâles.
Bien qu’il ne s’agissait pas d’un effet significatif avec une valeur p à 0,625. Cette étape est très méticuleuse surtout lorsque les larves sont des nouveau-nés fraîchement éclos. Il est important de se rappeler d’utiliser un microscope pendant cette étape pour s’assurer que la peinture est appliquée à l’endroit approprié sur le dos de la chenille.
Ces méthodes peuvent être élargies pour aider à évaluer les taux de survie au stade du développement, la performance différentielle sur plusieurs hôtes larvaux, ainsi que pour aider les chercheurs à mieux interpréter les données sur le terrain. Cette méthode simple illustre comment, avec un peu de planification, les pratiques d’élevage des organismes de base peuvent être facilement adaptées à la recherche scientifique. Les résultats peuvent ensuite être utilisés pour aider à informer, et potentiellement adapter, les méthodes ex situ pour améliorer le succès.
