Ce protocole permet de répliquer des expériences sur les microalgues avec peu d’intervention de l’utilisateur. Il est conçu pour les chercheurs qui cherchent à passer de flacons surveillés manuellement à des flacons de paillasse sans acheter de photobioréacteurs commerciaux techniques et coûteux. Ce photobioréacteur permet un rapport de luminosité et une flexibilité, une surveillance continue de la croissance et une triple réplication.
Pour commencer, ouvrez le logiciel d’acquisition de données. Remplissez la page de configuration et attribuez des fichiers d’étalonnage à leurs capteurs respectifs. Sous le nom du fichier d’annuaire, sélectionnez le dossier correspondant au numéro de port du module d’entrée numérique.
Cliquez sur le dossier actif et répétez l’opération pour tous les ports. Cliquez ensuite sur OK pour passer à la page de journalisation. Ensuite, remplissez les bouteilles en verre au volume souhaité avec le milieu de culture et centrifugez la culture mère dans trois tubes équilibrés de 50 millilitres pour obtenir trois granulés.
Ajouter une pastille à chaque bouteille à l’aide d’une pipette sérologique et d’un milieu frais. Déposez ensuite un agitateur magnétique de 25 millimètres sur huit dans chaque bouteille avant de sceller l’ouverture de la bouteille avec un bouchon en caoutchouc et un bouchon à vis fileté. Si des orifices de prélèvement facultatifs sont installés, fermez les vannes.
Après avoir placé l’extrémité de chaque conduite de gaz à l’intérieur du tuyau en PVC, fixez une aiguille à l’orifice du leurre postal de la vanne. Connectez chaque bouteille à son capteur de gaz en perçant chaque bouchon en caoutchouc avec l’aiguille correspondante. Ensuite, lancez chaque capteur de gaz individuellement en cochant la case sur le côté gauche de l’écran, en cliquant sur Démarrer et en entrant un nom de fichier.
Cliquez sur OK et répétez l’opération pour tous les capteurs. Ensuite, allumez le photobioréacteur et assurez-vous que le contrôleur d’éclairage multiplex numérique est branché sur une alimentation. À l’aide du bouton du contrôleur multiplex numérique, basculez entre la scène d’assistance et la scène lumineuse personnalisée pour vous assurer que l’appareil fonctionne correctement.
Pour l’échantillonnage des bouteilles, préparez 500 millilitres supplémentaires du milieu frais avant de commencer l’expérience. Pour prélever l’échantillon, fermez la vanne sur la conduite de gaz et connectez une seringue de 10 millilitres à la vanne de l’orifice de prélèvement. Après avoir connecté la seringue, ouvrez la valve de l’orifice de prélèvement et retirez huit millilitres de culture.
Fermez ensuite la vanne de l’orifice de prélèvement et débranchez la seringue. Ensuite, connectez la seringue contenant huit millilitres de fluide frais à la valve de l’orifice de prélèvement. Ouvrez ensuite la valve et injectez le milieu frais.
Enfin, fermez la valve de l’orifice de prélèvement et débranchez la seringue. Pour exporter les données, sélectionnez Fichier et données hors connexion. Après avoir sélectionné tous les fichiers journaux pertinents, exportez les données vers un tableur et enregistrez-les.
Une expérience réussie est caractérisée par un schéma diurne étroitement reproduit de production d’oxygène. Le débit d’oxygène agit comme un indicateur du taux de croissance d’une culture. Pendant les heures éclairées, la production de gaz augmente régulièrement et pendant les heures non éclairées, la production de gaz s’arrête.
Le volume total d’oxygène produit sur quatre jours variait de 316 millilitres dans le traitement A à 902 millilitres dans le traitement C.In le régime lumineux de 300 micro moles par mètre carré par seconde, la température a augmenté d’un maximum de 1,4 degré Celsius pendant la journée. Les températures de culture sont revenues à leur niveau de référence pendant la nuit. Malgré des concentrations initiales de biomasse différentes, les traitements B et C ont généré la même quantité de biomasse totale, ce qui a entraîné des changements identiques du pH moyen.
Les données en ligne sur le débit d’oxygène ont révélé que chaque traitement avait des taux de croissance quotidiens variables, ce qui se reflétait également dans les mesures de pH deux fois par jour. Le premier jour, le taux de croissance du traitement B était inférieur à celui du traitement C.Alors qu’au troisième jour, les taux de croissance du traitement B dépassaient ceux du traitement C.Les données sur le débit d’oxygène indiquaient que la croissance la plus élevée s’était produite le troisième jour du traitement B.Les estimations de croissance basées sur l’oxygène total mesuré devaient légèrement sous-estimer la croissance de la biomasse, ce qui était valable pour cinq exemples sur sept. Deux exemples ont surestimé la croissance.
Cela peut avoir été influencé par des expériences déterminées à la fin de la nuit. Une respiration nocturne substantielle améliore la consommation d’oxygène, génère un vide dans l’espace de la tête de bouteille, aspirant le paquet avec le liquide des capteurs de gaz. Si la respiration peut être élevée, nous ouvrons l’espace de la tête pendant la nuit.
