Le phloème a été recueilli directement sur les plantes pour observer la translocation des composés organiques sur de longues distances, alors qu’il est difficile d’acquérir du phloème à partir de semis de plantes. Une méthode simple et efficace, la technique des racines fendues, a été introduite pour étudier la translocation des APFA dans les plantes, lors d’une exposition à relativement court terme. Cette méthode peut également révéler le transport sur de longues distances de différents composés dans les plantes.
La concentration donnée des APFA cibles doit être relativement plus élevée que leur concentration dans l’environnement réel, ce qui permet de surveiller les APFA cibles dans le blé en solution non enrichie. Commencez par sélectionner les graines de Triticum aestivum de taille similaire et désinfectez-les pendant 15 minutes avec une solution de peroxyde d’hydrogène à 8%. Rincez soigneusement les graines désinfectées avec de l’eau désionisée.
Placez les graines sur le papier filtre humide dans l’obscurité à température ambiante pendant 5 jours pour la germination. Sélectionnez environ 9 plants germés, de taille uniforme, et transférez-les dans des béchers en plastique avec 250 millilitres de 1/4 de force de la solution de Hoagland. Avant le traitement, cultivez les plants dans des chambres de croissance pendant 7 jours avec un cycle de 14 heures à 22 degrés Celsius et 10 heures à 27 degrés Celsius.
Pour la culture des semis, préparez 2 tubes à centrifuger, A et B, contenant chacun 50 millilitres de 1/4 de force de la solution de Hoagland. Dissoudre l’acide perfluorooctane commercial, ou APFO, et l’acide perfluorooctanesulfonique, ou SPFO, dans du méthanol, et le diluer avec la solution nutritive stérile comme solution mère, puis ajouter la solution mère dans le tube B à 100 microgrammes par litre d’APFO et de SPFO. Ensuite, séparez les racines entières d’un plant de blé en 2 parties égales à l’aide d’une pince à épiler avec les racines reliées à la même pousse, puis insérez-les respectivement dans les tubes A et B.
Scellez les 2 tubes avec du papier d’aluminium avant de les cultiver dans un incubateur pendant 7 jours avec un cycle de 14 heures à 22 degrés Celsius et de 10 heures à 27 degrés Celsius. Après 7 jours, récoltez les plants de blé et séparez-les en 3 parties à l’aide de ciseaux, telles que des pousses et des racines cultivées dans la solution enrichie d’acides perfluoroakyliques, ou PFAA, en solution non enrichie. Lyophiliser les échantillons de plantes dans un lyophilisateur à moins 55 degrés Celsius pendant 48 heures.
Après 2 jours, homogénéiser. Peser les échantillons de racine et de pousses. Recueillir les échantillons de solution enrichie et non enrichie.
Dans un tube en polypropylène de 15 millilitres, ajoutez 2 millilitres de tampon de carbonate de sodium, 1 millilitre d’hydrogénosulfate de tétrabutylammonium, 5 millilitres d’éther méthyl tert-butylique et la racine ou la pousse homogénéisée. Une fois terminé, agiter le tube à 250 RPM pendant 20 minutes, avant centrifugation à 2000 g pendant 10 minutes à température ambiante pour obtenir la phase organique surnageante. Après la deuxième extraction, mettez en commun les extraits de traitement similaires et vaporisez-les à sec dans un léger flux d’azote, puis reconstituez-les avec 5 millilitres de méthanol et tourbillonnez-les, en maintenant la même vitesse pendant environ 30 secondes.
Conditionnez la cartouche PestiCarb avec 5 millilitres d’hydroxyde d’ammonium à 0,1% dans du méthanol, 5 millilitres d’eau et 5 millilitres de méthanol. Ajouter 5 millilitres de solution d’extraction de méthanol à travers la cartouche PestiCarb pour éliminer le pigment. Éluez la cartouche avec 5 millilitres de méthanol et recueillez-la dans les tubes à échantillon.
Évaporer les 10 millilitres de solution de méthanol collectés jusqu’à sécheresse et reconstituer avec 200 microlitres de méthanol avant de les vorter, puis centrifuger l’échantillon à 10 000 g pendant 20 minutes à température ambiante. Conditionnez la cartouche d’extraction de polymère améliorée aux rayons polaires avec 5 millilitres de méthanol et 5 millilitres d’eau pour l’activer. Ajouter 1 millilitre de la solution enrichie ou 50 millilitres des échantillons de solution non enrichie à travers la cartouche.
Échapper aux PFAA cibles avec 10 millilitres de méthanol. Évaporer l’extrait avec un léger flux d’azote puis reconstituer l’extrait évaporé avec 200 microlitres de méthanol pour analyse. L’expérience à racines fendues a étudié le transport sur de longues distances des APFA dans le blé.
Il a été observé que l’APFO et le SPFO étaient absorbés par la racine de blé avec une concentration de 11,94 nanogrammes par gramme et de 30,67 nanogrammes par gramme de poids sec dans une solution enrichie respectivement, et ont été transférés aux pousses avec une concentration de 5,01 nanogrammes par gramme et 4,17 nanogrammes par gramme de poids sec. Il a été constaté que l’APFO et le SPFO ont été détectés dans des racines de blé cultivées dans la solution non enrichie avec une concentration de 0,26 nanogramme par gramme et 0,64 nanogramme par gramme de poids sec respectivement. Il a suggéré que l’APFO et le SPFO pourraient être transportés sur de longues distances à travers le phloème de la pousse à la racine.
Il a été noté que l’APFO et le SPFO ont également été trouvés dans la solution nutritive non enrichie avec une concentration de 17,8 nanogrammes par litre et 28,5 nanogrammes par litre respectivement, ce qui donne à penser que l’APFO et le SPFO pouvaient traverser la bande de casparian racinaire. Des précautions doivent être prises pour s’assurer que la solution enrichie dans le tube B ne contamine pas la solution non enrichie dans le tube A.La démonstration visuelle de cette méthode peut fournir une opération simple pour divulguer le transport sur de longues distances des APFA dans le blé.
