Il est donc difficile de séparer le rôle des influences hormonales utérines et ovariennes sur l’établissement de la grossesse, car les deux sont intimement liés. Ce protocole nous permet donc d’examiner directement les apports utérins. Bien que certaines de ces techniques comme l’ovariectomie soient assez invasives, elles sont relativement simples à exécuter après la pratique et la formation, ce qui les rend appropriées pour les chercheurs qui découvrent les modèles murins.
Cette méthode peut donc être utilisée pour comprendre la régulation plus large de l’axe HPG, car les ovaires et l’utérus jouent un rôle important dans la régulation de cet axe. Si vous n’avez jamais pratiqué ces techniques auparavant, consultez l’équipe vétérinaire de votre institut pour obtenir de la formation et du soutien. Pour commencer, appliquez généreusement du lubrifiant pour les yeux sur une souris anesthésiée en le tamponnant doucement sur l’œil après avoir rasé une petite zone à la bosse sous l’intuition de la colonne vertébrale.
Injectez 0,1 millilitre de carprofène par voie sous-cutanée dans la peau du cou. Testez si l’animal est anesthésié en lui pinçant l’orteil arrière et en vérifiant s’il a un réflexe. Ensuite, appliquez Betadine sur le site chirurgical.
Ensuite, couvrez-le avec un champ chirurgical. À l’aide d’une pince à dents de rat, retirez la peau au niveau de l’intuition vers le haut et faites une incision longitudinale de cinq millimètres. Ensuite, à l’aide d’une pince émoussée, disséquez la peau loin de la couche musculaire sous-jacente d’un côté vers le rein.
Identifiez le coussinet graisseux rénal, ovaire et ovarien à travers la paroi musculaire. Saisissez et soulevez la couche musculaire avec la pince. Ensuite, à l’aide de ciseaux, faites une incision de 0,5 à un centimètre de long et tirez le coussinet ovarien à travers l’incision avec une paire de pinces émoussées.
Ensuite, à l’aide d’un porte-aiguille incurvé, serrez sous l’ovaire et l’oviducte à l’extrémité distale de la corne utérine et excisez l’ovaire avec des ciseaux. Après 30 secondes, retirez la pince et tamponnez avec de la gaze stérile. Pour fermer l’incision de la paroi musculaire, soulevez le haut de l’incision à l’aide d’une pince.
Ensuite, attachez l’incision avec un nœud de chirurgien à l’aide de sutures en soie. Appliquez localement quelques gouttes de bupivacaïne à l’aide d’une seringue d’un millilitre sans fixation d’aiguille et tamponnez l’excès avec de la gaze stérile. Après avoir effectué de la même manière l’ovariectomie de l’autre côté, fermez l’incision cutanée en pressant les deux côtés de la peau ensemble et en appliquant quelques clips chirurgicaux de sept millimètres, laissant place à un gonflement de la plaie.
Placez tout l’équipement nécessaire sur une feuille à l’intérieur d’une hotte à flux laminaire ou de biosécurité de classe II et stérilisez aux UV pendant 20 minutes. Lavez le tube silastique à 100% de désinol et laissez-le sécher à l’air libre à l’intérieur de la hotte. Une fois sec, coupez le tube en segments d’un centimètre de long à l’aide d’un scalpel.
Ensuite, pressez environ 200 microlitres de mastic dans une seringue sans piston. Replacez le piston et retirez une petite quantité de scellant. Appliquez le scellant à une extrémité du tube, en le lissant avec un doigt ganté.
Et laissez le scellant sécher pendant la nuit ou sous la lumière UV pendant 30 minutes dans la hotte. Ensuite, versez la poudre de progestérone dans une boîte de Petri stérilisée. Versez la poudre en pastilles à l’aide d’une pince.
Tapotez l’extrémité scellée de la pastille sur la surface de la hotte pour condenser la poudre. Scellez ensuite l’extrémité ouverte avec le scellant. Enveloppez la boîte de Petri contenant les granulés dans du papier d’aluminium pour les protéger de la lumière.
Environ 72 heures avant l’insertion sous-cutanée, activez les pastilles en les incubant dans du FCS dénudé au charbon de bois. La Dre Fiona Cousins, chercheuse scientifique en début de carrière à l’Institut Hudson de recherches médicales, fera la démonstration de cette procédure. Après l’amorçage hormonal des animaux avec des injections sous-cutanées d’œstradiol, amorcer les animaux avec des granulés de progestérone sous-cutanée deux jours avant la décidualisation artificielle.
Avant la chirurgie, anesthésiez la souris et testez la profondeur de l’anesthésie en vérifiant le réflexe de pincement des orteils. Ensuite, placez la souris en position couchée, soulevez sa queue et insérez lentement un spéculum de six millimètres dans son vagin. Placez le bas du corps de la souris entre les deux premiers doigts de la main non dominante.
Ensuite, à l’aide de l’index, poussez doucement la queue vers le haut pour permettre une meilleure accessibilité vaginale. Transférez 20 microlitres d’huile de sésame dans une pointe de transfert d’embryon non chirurgicale et insérez l’embout à travers le vagin et le col de l’utérus dans la corne utérine. Expulsez lentement l’huile.
Une fois cela fait, retirez le spéculum du vagin. Dans cette étude, 80% des souris ont subi une décidualisation réussie, tandis que 20% ne l’ont pas fait. Il est donc important de garder tout votre équipement chirurgical et vos zones de travail stériles et d’avoir des patients lors de l’insertion du dispositif AINS à travers le col de l’utérus dans la corne utérine de la souris.
Après avoir induit une décidualisation artificielle, le palais de progestérone peut être retiré pour imiter la menstruation et étudier la dégradation de l’endomètre. En utilisant cette méthode, nous pouvons étudier la biologie utérine et la régulation indépendamment de l’influence des ovaires. C’est vraiment passionnant dans le domaine de la fertilité et de la santé des femmes en général.
