La méthode de normalisation du cytomètre en flux fournit une approche réalisable pour l’accréditation mutuelle des résultats de laboratoire et assure la cohérence des résultats avec les projets de recherche de plusieurs centres. La méthode de minimisation de la consommation de temps est facile à exécuter, est équipée pour automatiser, analyse le modèle et peut réduire considérablement les besoins en analyse de données. Commencez à créer une nouvelle configuration dans le logiciel du cytomètre A, à partir du laboratoire de transfert, en cliquant sur le bouton du cytomètre et en choisissant Afficher les configurations.
Cliquez avec le bouton droit sur le dossier des configurations de base dans la liste de configuration, choisissez Nouveau dossier et renommez-le. Ensuite, créez une nouvelle configuration en cliquant avec le bouton droit sur la configuration de base et en la copiant. Cliquez avec le bouton droit sur le nouveau dossier et collez la configuration de base avant de renommer la nouvelle configuration, Transfert de méthode standardisée"Faites glisser le nom du paramètre, tel que, FETC de la liste des paramètres, sur le détecteur approprié 530/30, modifiez également des paramètres supplémentaires dans la nouvelle configuration.
Pour normaliser l’expérience dans le laboratoire de transfert, exécutez un contrôle des performances à l’aide de cette configuration de cytomètre A et suivez les billes pour vérifier que le cytomètre A fonctionne correctement. Cliquez avec le bouton droit de la souris sur les paramètres du cytomètre A dans la fenêtre du navigateur du logiciel et créez une feuille de calcul en sélectionnant les paramètres de l’application. Utilisez ensuite un échantillon non coloré pour ajuster le tube photomultiplicateur, ou tensions PMT, de la zone de diffusion directe, ou FSC, et de la zone de diffusion latérale, ou SSC, et tous les paramètres de fluorescence.
Enregistrez les paramètres de l’application en cliquant avec le bouton droit sur les paramètres du cytomètre expérimental et en sélectionnant Paramètres de l’application. Pour ajouter automatiquement des contrôles de compensation, cliquez sur le bouton Expérimenter et sélectionnez le menu de configuration de la compensation, avant de sélectionner Créer des contrôles de compensation. Consigner les données de toutes les perles de contrôle de la rémunération.
Une fois cela fait, cliquez sur l’expérience et sélectionnez la configuration de compensation, calculez la compensation automatiquement, avant d’enregistrer les données pour les contrôles colorés à cellule unique. utiliser CD45 RAA APC pour modifier la valeur de compensation de R7-18 à 15 % APC, utiliser CD19 BB700 pour modifier la valeur de compensation de l’APC H7 à 14 % BB700 et utiliser CD8 R7-18 pour modifier la valeur de compensation de l’APC H7 à 60 % R7-18. Après avoir enregistré les données pour les billes CST, créez une feuille de calcul globale du modèle de valeur cible pour les perles brillantes CST, une fois terminé, exécutez les échantillons sur le réseau de cytomètres en flux et collectez 25 000 lymphocytes.
Créez une feuille de calcul globale du modèle d’analyse pour les échantillons et enregistrez le modèle expérimental sur le cytomètre A.Exportez le modèle expérimental à l’aide du CD-ROM. Pour transférer le gabarit expérimental vers le cytomètre B dans le laboratoire d’essai, effectuez un contrôle de performance à l’aide de billes CST pour vérifier que le cytomètre B fonctionne bien. Importez le modèle expérimental à partir du cytomètre A et créez une expérience pour le cytomètre B à l’aide du modèle.
En utilisant le même lot de billes CST, ajustez les tensions des paramètres fluorescents pour chaque canal de fluorescence afin qu’elles correspondent à l’instrument MFI précédent. Si nécessaire, ajustez la tension FSC à l’aide de l’échantillon non coloré. Faites un clic droit sur les paramètres du cytomètre expérimental et sélectionnez les paramètres de l’application pour enregistrer les paramètres de l’application.
Ensuite, modifiez la valeur de compensation de R7-18 à 15% APC en utilisant CD45 RA APC. Utilisez CD19 BB700 pour modifier la valeur de compensation de l’APC H7 à 24 % BB700. Et utilisez CD8 R7-18 pour modifier la valeur de compensation de l’APC H7 à 60% R7-18.
Après modification de la valeur de compensation, exécutez les échantillons sur le cytomètre en flux B et prélevez 25 000 lymphocytes. Dans une feuille de calcul globale du modèle de valeur cible pour la configuration et le suivi du cytomètre, ou perles brillantes CST, les diagrammes d’histogramme de 10 canaux de fluorescence ont été obtenus, la valeur cible pour chaque paramètre a été affichée en montrant la médiane dans les portes de l’histogramme. les diagrammes à points de l’échantillon obtenus à l’aide du cytomètre A et B après normalisation de l’instrument ont démontré la cohérence des données entre les différents instruments à l’aide d’un gabarit d’analyse automatique.
Aucune différence significative n’a été observée lorsque les résultats de six échantillons ont été comparés à deux modèles d’instruments différents. Les résultats de 15 sous-ensembles lymphoïdes obtenus à partir de différents instruments utilisant la méthode standardisée ont permis d’obtenir des données hautement comparables. Le même nom de configuration, la création du modèle et la création des valeurs ecotech des cordons de sécurité dans différents instruments sont des étapes critiques de ce protocole.
