Les auteurs remercient la Dirección General de Asuntos del Personal Académico de l’Universidad Nacional Autónoma de México d’avoir fourni les ressources financières par le biais de la subvention PAPIIT IN218720 et le Dr Claudia Mendoza d’avoir accordé la prolongation demandée. Cette œuvre est dédiée à ma charmante Nicole, décédée en 2019. Tu vivras toujours dans mon cœur.

L’utilisation et les soins des chiens ont été approuvés par l’Université nationale et autonome du Mexique.
1. Prélèvement d’échantillons fécaux
REMARQUE : Manipulez le chien avec l’aide d’un vétérinaire ou du propriétaire de l’animal.
<ol><li>Dans le cas de chiens sauvages (figure 1A) ou d’animaux nerveux, prélevez des échantillons au sol juste après la défécation ou pas plus de 10 minutes plus tard.</li>
	<li>Lubrifiez les gants chirurgicaux ou les sacs en polyéthylène à paroi mince avec de l’eau ou de la vaseline. Pour prélever des échantillons fécaux dans le rectum, portez des gants chirurgicaux ou des sacs en polyéthylène à paroi mince.</li>
	<li>Prélevez au moins 2 g d’excréments de chaque chien (figure 1B).</li>
	<li>Identifiez les échantillons fécaux individuels comme suit : date, emplacement (coordonnées GPS à l’aide de Google Maps), attribution d’un numéro d’identification pour chaque animal, âge approximatif du chien, sexe du chien, race, chien d’intérieur ou d’extérieur (sauvage).</li>
	<li>Fermez les sacs contenant l’échantillon fécal avec un nœud serré. Conserver les sacs au réfrigérateur (4-8 °C) si les échantillons de selles ne sont pas analysés dans les 3-4 heures suivant le prélèvement.</li>
</ol>2. Préparation d’une solution saline saturée pour le diagnostic sur le terrain
REMARQUE : Si l’accès à une balance, à du matériel de mesure, à des cuisinières ou à du gaz pour faire bouillir de l’eau est absent ou limité, la solution saline saturée peut être facilement préparée avec de l’eau, du sel de table ordinaire, une tasse en plastique de 12 oz (355 ml) et une bouteille vide en plastique de soda de 1 L.
<ol><li>Lavez soigneusement une bouteille de soda vide de 1 L. Remplissez la bouteille avec 1 L d’eau.</li>
	<li>Remplissez un gobelet en plastique de 12 oz avec du sel de table ordinaire.</li>
	<li>Transférez le sel dans la bouteille de soda.</li>
	<li>Fermez hermétiquement la bouteille de soda avec le bouchon à vis. Agitez vigoureusement la solution jusqu’à ce que le sel ne se dissolve plus. REMARQUE : Agiter la solution dans la bouteille de soda jusqu’à dissolution complète du sel peut prendre jusqu’à 90 minutes.</li>
</ol>3. Préparation d’une solution saline saturée pour le diagnostic en laboratoire
<ol><li>Pesez 420 g de sel de table ordinaire.</li>
	<li>Dissoudre 420 g de sel dans 1 L d’eau.</li>
	<li>Faire bouillir la solution jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de sel.</li>
	<li>Filtrer la solution pour jeter le sel non dissous.</li>
	<li>Vérifier la concentration de la solution à l’aide d’un densitomètre ou d’un densitomètre à fluide lourd. REMARQUE : La concentration idéale a un SpG de 1,20 pour obtenir de meilleurs résultats (Figure 2A). La capacité de flottaison d’un œuf est influencée par son interaction avec la solution, ce qui contribue à la capacité variable des œufs à flotter dans des solutions ayant la même densité spécifique. Par conséquent, pour obtenir une récupération optimale des œufs, il est essentiel de prendre en compte la plage supérieure de densité dans la solution de flottation, en veillant à ce qu’elle dépasse celle des éléments parasitaires ciblés6.</li>
</ol>4. Méthode de flottation
REMARQUE : Si les échantillons fécaux sont trop secs ou durs, faites-les macérer dans un mortier.
<ol><li>À l’aide d’une cuillère, placez environ 3 g d’excréments dans un gobelet en plastique (~8,5 cm de hauteur et ~5,5 cm de diamètre).</li>
	<li>Ajouter 1 mL de solution saline saturée jusqu’à l’obtention d’une pâte.</li>
	<li>Remuer pendant 1 min et ajouter 100 mL de solution saline saturée.</li>
	<li>Passez cette suspension dans une passoire en plastique dans un deuxième gobelet en plastique pour éviter les grosses particules (Figure 2B).</li>
	<li>Laissez la suspension reposer pendant 15-20 min.</li>
	<li>Placez une anse d’inoculation dans une flamme pendant 1 s pour vous assurer qu’elle est exempte d’œufs, de kystes ou d’oocystes (figure 2C).</li>
	<li>Attendez 5 s pour que la boucle d’inoculation refroidisse (figure 2D).</li>
	<li>Prélevez trois gouttes de la surface de la suspension avec la boucle d’inoculation. Placez chacune des trois gouttes séparément sur une lame de verre (figure 2E-G) REMARQUE : assurez-vous que les gouttes ne sont pas en contact les unes avec les autres (Figure 2H).</li>
	<li>Observez au microscope avec un objectif 10x (Figure 2I). Placez une lamelle si le grossissement est augmenté à 40x.</li>
	<li>Lorsqu’un résultat positif est observé dans la gouttelette, attribuez une croix (+) dans le journal de laboratoire pour enregistrer la présence de parasites pendant la période de brevet dans des sites aléatoires de la surface de suspension fécale.</li>
</ol>5. Interprétation de la méthode de flottation
REMARQUE : Les résultats négatifs ne sont pas concluants.
<ol><li>Effectuez une série de trois tests avec des échantillons de 3 jours consécutifs pour augmenter la sensibilité du test. REMARQUE : Des résultats positifs indiquent la présence de parasites pendant la période du brevet.</li>
</ol>

Reconnaissance des vers ronds zoonotiques par une technique de flottation fécale

<ol>
	<li>Duncan, K. T., Koons, N. R., Litherland, M. A., Little, S. E., Nagamori, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+of+intestinal+parasites+in+fecal+samples+and+estimation+of+parasite+contamination+from+dog+parks+in+central+Oklahoma.">Prevalence of intestinal parasites in fecal samples and estimation of parasite contamination from dog parks in central Oklahoma.</a> Veterinary Parasitology Regional Studies and Reports. 19, 100362 (2020).</li><li>Kisiel, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Owned+dog+ecology+and+demography+in+Villa+de+Tezontepec,+Hidalgo,+Mexico.">Owned dog ecology and demography in Villa de Tezontepec, Hidalgo, Mexico.</a> Preventive Veterinary Medicine. 135, 37-46 (2016).</li><li>Lyons, M. A., Malhotra, R., Thompson, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Investigating+the+free-roaming+dog+population+and+gastrointestinal+parasite+diversity+in+Tul&#250;m,+M&#233;xico.">Investigating the free-roaming dog population and gastrointestinal parasite diversity in Tul&#250;m, M&#233;xico.</a> PLoS One. 17 (10), e0276880 (2022).</li><li>Dantas-Torres, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TROCCAP+recommendations+for+the+diagnosis,+prevention+and+treatment+of+parasitic+infections+in+dogs+and+cats+in+the+tropics.">TROCCAP recommendations for the diagnosis, prevention and treatment of parasitic infections in dogs and cats in the tropics.</a> Veterinary Parasitology. 283, (2020).</li><li>Cant&#243;, G. J., Garc&#237;a, M. P., Garc&#237;a, A., Guerrero, M. J., Mosqueda, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+prevalence+and+abundance+of+helminth+parasites+in+stray+dogs+from+the+city+of+Quer&#233;taro+in+central+Mexico.">The prevalence and abundance of helminth parasites in stray dogs from the city of Quer&#233;taro in central Mexico.</a> Journal Of Helminthology. 85 (3), 263-269 (2011).</li><li>Torres-Chabl&#233;, O. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+of+gastrointestinal+parasites+in+domestic+dogs+in+Tabasco,+Southeastern+Mexico.">Prevalence of gastrointestinal parasites in domestic dogs in Tabasco, Southeastern Mexico.</a> Revista Brasileira de Parasitologia Veterin&#225;ria. 24 (4), 432-437 (2015).</li><li>Cortez-Aguirre, G. R., Jim&#233;nez-Coello, M., Guti&#233;rrez-Blanco, E., Ortega-Pacheco, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stray+dog+population+in+a+city+of+Southern+Mexico+and+its+impact+on+the+contamination+of+public+areas.">Stray dog population in a city of Southern Mexico and its impact on the contamination of public areas.</a> Veterinary Medicine International. 2018, 1-6 (2018).</li><li>Rodr&#237;guez-Vivas, R. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+epidemiological+study+of+intestinal+parasites+of+dogs+from+Yucat&#225;n,+Mexico,+and+their+risk+to+public+health.">An epidemiological study of intestinal parasites of dogs from Yucat&#225;n, Mexico, and their risk to public health.</a> Vector Borne Zoonotic Diseases. 11 (8), 1141-1144 (2011).</li><li>Maggi, R. G., Kr&#228;mer, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+on+the+occurrence+of+companion+vector-borne+diseases+in+pet+animals+in+Latin+America.">A review on the occurrence of companion vector-borne diseases in pet animals in Latin America.</a> Parasites &amp; Vectors. 12 (1), 145 (2019).</li><li>Cruz-Vazquez, C., Castro, G., Parada, F., Ramos, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seasonal+occurrence+of+Ctenocephalides+felis+and+Ctenocephalides+canis+(siphonaptera:Pulicidae)+infesting+dogs+and+cats+in+an+urban+area+in+Cuernavaca,+Mexico.">Seasonal occurrence of Ctenocephalides felis and Ctenocephalides canis (siphonaptera:Pulicidae) infesting dogs and cats in an urban area in Cuernavaca, Mexico.</a> Entomological Society of America. 38 (1), 111-113 (2001).</li><li>Bolio-Gonzalez, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+of+the+Dirofilaria+immitis+infection+in+dogs+from+M&#233;rida,+Yucat&#225;n,+Mexico.">Prevalence of the Dirofilaria immitis infection in dogs from M&#233;rida, Yucat&#225;n, Mexico.</a> Veterinary Parasitology. 148 (2), 166-169 (2007).</li><li>Pastor-Santiago, J. A., Flisser, A., Ch&#225;vez-L&#243;pez, S., Guzm&#225;n-Bracho, C., Olivo-D&#237;az, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=American+visceral+leishmaniasis+in+Chiapas,+Mexico.">American visceral leishmaniasis in Chiapas, Mexico.</a> The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 86 (1), 108-114 (2012).</li><li>Trasvi&#241;a-Mu&#241;oz, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+intestinal+parasites+in+stray+dogs+from+a+farming+and+cattle+region+of+Northwestern+Wexico.">Detection of intestinal parasites in stray dogs from a farming and cattle region of Northwestern Wexico.</a> Pathogens. 9 (7), (2020).</li><li>Ballweber, L. R., Beugnet, F., Marchiondo, A. A., Payne, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=American+Association+of+Veterinary+Parasitologists'+review+of+veterinary+fecal+flotation+methods+and+factors+influencing+their+accuracy+and+use--is+there+really+one+best+technique.">American Association of Veterinary Parasitologists' review of veterinary fecal flotation methods and factors influencing their accuracy and use--is there really one best technique.</a> Veterinary Parasitology. 204 (1-2), 73-80 (2014).</li><li>Nielsen, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+makes+a+good+fecal+egg+count+technique.">What makes a good fecal egg count technique.</a> Veterinary Parasitology. 296, 109509 (2021).</li><li>Gordon, H. M., Whitlock, H. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+technique+for+counting+nematode+eggs+in+sheep+faeces.">A new technique for counting nematode eggs in sheep faeces.</a> Journal of the Council for Scientific and Industrial Research. 12 (1), 50-52 (1939).</li><li>O'grady, M. R., Slocombe, J. O. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+investigation+of+variables+in+a+fecal+flotation+technique.">An investigation of variables in a fecal flotation technique.</a> Canadian Journal of Comparative Medicine. 44 (2), 148 (1980).</li><li>ESCCAP. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Worm+control+in+dogs+and+cats.+Guideline+01.">Worm control in dogs and cats. Guideline 01.</a> European Scientific Counsel Companion Animal Parasites. , (2017).</li><li>Cringoli, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ancylostoma+caninum:+Calibration+and+comparison+of+diagnostic+accuracy+of+flotation+in+tube,+McMaster+and+FLOTAC+in+faecal+samples+of+dogs.">Ancylostoma caninum: Calibration and comparison of diagnostic accuracy of flotation in tube, McMaster and FLOTAC in faecal samples of dogs.</a> Experimental Parasitology. 128 (1), 32-37 (2011).</li><li>Figueroa, C. J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Examen+coproparasitosc&#243;pico.+In:+T&#233;cnicas+para+el+diagn&#243;stico+de+par&#225;sitos+con+importancia+en+salud+p&#250;blica+y+veterinaria,+Consejo+T&#233;cnico+Consultivo+Nacional+de+Sanidad+Animal.">Examen coproparasitosc&#243;pico. In: T&#233;cnicas para el diagn&#243;stico de par&#225;sitos con importancia en salud p&#250;blica y veterinaria, Consejo T&#233;cnico Consultivo Nacional de Sanidad Animal.</a> AMPAVE-CONASA. , 83-105 (2015).</li><li>Dryden, M. W., Payne, P. A., Ridley, R., Smith, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+common+fecal+flotation+techniques+for+the+recovery+of+parasite+eggs+and+oocysts.">Comparison of common fecal flotation techniques for the recovery of parasite eggs and oocysts.</a> Veterinary Therapeutics. 6 (1), 15-28 (2005).</li><li>Adolph, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diagnostic+strategies+to+reveal+covert+infections+with+intestinal+helminths+in+dogs.">Diagnostic strategies to reveal covert infections with intestinal helminths in dogs.</a> Veterinary Parasitology. 247, 108-112 (2017).</li><li>Cringoli, G., Rinaldi, L., Maurelli, M. P., Utzinger, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FLOTAC:+New+multivalent+techniques+for+qualitative+and+quantitative+copromicroscopic+diagnosis+of+parasites+in+animals+and+humans.">FLOTAC: New multivalent techniques for qualitative and quantitative copromicroscopic diagnosis of parasites in animals and humans.</a> Nature Protocols. 5 (3), 503-515 (2010).</li><li>Katagiri, S., Oliveira-Sequeira, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+three+concentration+methods+for+the+recovery+of+canine+intestinal+parasites+from+stool+samples.">Comparison of three concentration methods for the recovery of canine intestinal parasites from stool samples.</a> Experimental Parasitology. 126 (2), 214-216 (2010).</li><li>Rehbein, S., Lindner, T., Visser, M., Winter, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+a+double+centrifugation+technique+for+the+detection+of+Anoplocephala+eggs+in+horse+faeces.">Evaluation of a double centrifugation technique for the detection of Anoplocephala eggs in horse faeces.</a> Journal of Helminthology. 85 (4), 409-414 (2011).</li><li>Liccioli, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensitivity+of+double+centrifugation+sugar+fecal+flotation+for+detecting+intestinal+helminths+in+coyotes+(Canis+latrans).">Sensitivity of double centrifugation sugar fecal flotation for detecting intestinal helminths in coyotes (Canis latrans).</a> Journal of Wildlife Diseases. 48 (3), 717-723 (2012).</li><li>Rishniw, M., Liotta, J., Bellosa, M., Bowman, D., Simpson, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+4+Giardia+diagnostic+tests+in+diagnosis+of+naturally+acquired+canine+chronic+subclinical+giardiasis.">Comparison of 4 Giardia diagnostic tests in diagnosis of naturally acquired canine chronic subclinical giardiasis.</a> Journal of Veterinary Internal Medicine. 24 (2), 293-297 (2010).</li><li>Barutzki, D., Schaper, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endoparasites+in+dogs+and+cats+in+Germany+1999-2002.">Endoparasites in dogs and cats in Germany 1999-2002.</a> Parasitology Research. 90, S148-S150 (2003).</li><li>Carlin, E. P., Tyungu, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toxocara:+Protecting+pets+and+improving+the+lives+of+people.">Toxocara: Protecting pets and improving the lives of people.</a> Advances in Parasitology. 109, 3-16 (2020).</li><li>Saari, S., NaReaho, A., Nikander, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Canine parasites and parasitic diseases. , (2019).</li><li>Bowman, D. D., Montgomery, S. P., Zajac, A. M., Eberhard, M. L., Kazacos, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hookworms+of+dogs+and+cats+as+agents+of+cutaneous+larva+migrans.">Hookworms of dogs and cats as agents of cutaneous larva migrans.</a> Trends in Parasitology. 26 (4), 162-167 (2010).</li><li>Dryden, M. W., Payne, P. A., Ridley, R., Smith, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+common+fecal+flotation+techniques+for+the+recovery+of+parasite+eggs+and+oocysts.">Comparison of common fecal flotation techniques for the recovery of parasite eggs and oocysts.</a> Veterinary Therapeutics. 6 (1), 15-28 (2005).</li><li>Barutzki, D., Schaper, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Results+of+parasitological+examinations+of+faecal+samples+from+cats+and+dogs+in+Germany+between+2003+and+2010.">Results of parasitological examinations of faecal samples from cats and dogs in Germany between 2003 and 2010.</a> Parasitology Research. 109, S45-S60 (2011).</li><li>Novobilsk&#253;, A., Nov&#225;k, J., Bj&#246;rkman, C., H&#246;glund, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+meteorological+and+environmental+factors+on+the+spatial+distribution+of+Fasciola+hepatica+in+beef+cattle+herds+in+Sweden.">Impact of meteorological and environmental factors on the spatial distribution of Fasciola hepatica in beef cattle herds in Sweden.</a> BMC Veterinary Research. 11, 128 (2015).</li><li>Pickles, R. S., Thornton, D., Feldman, R., Marques, A., Murray, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Predicting+shifts+in+parasite+distribution+with+climate+change:+A+multitrophic+level+approach.">Predicting shifts in parasite distribution with climate change: A multitrophic level approach.</a> Global Change Biology. 19 (9), 2645-2654 (2013).</li><li>P&#233;rez-Rodr&#237;guez, A., De La Hera, I., Fern&#225;ndez-Gonz&#225;lez, S., P&#233;rez-Tris, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global+warming+will+reshuffle+the+areas+of+high+prevalence+and+richness+of+three+genera+of+avian+blood+parasites.">Global warming will reshuffle the areas of high prevalence and richness of three genera of avian blood parasites.</a> Global Chaneg Biology. 20 (8), 2406-2416 (2014).</li><li>Nava-Castro, K., Hern&#225;ndez-Bello, R., Mu&#241;iz-Hern&#225;ndez, S., Camacho-Arroyo, I., Morales-Montor, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sex+steroids,+immune+system,+and+parasitic+infections:+Facts+and+hypotheses.">Sex steroids, immune system, and parasitic infections: Facts and hypotheses.</a> Annals Of The New York Academy Of Sciences. 1262, 16-26 (2012).</li><li>Morales-Montor, J., Escobedo, G., Vargas-Villavicencio, J. A., Larralde, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neuroimmunoendocrine+network+in+the+complex+host-parasite+relationship+during+murine+cysticercosis.">The neuroimmunoendocrine network in the complex host-parasite relationship during murine cysticercosis.</a> Current Topics in Medicinal Chemistry. 8 (5), 400-407 (2008).</li><li>Olave-Leyva, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalencia+de+helmintos+gastrointestinales+en+perros+procedentes+del+servicio+de+salud+de+Tulancingo,+Hidalgo.">Prevalencia de helmintos gastrointestinales en perros procedentes del servicio de salud de Tulancingo, Hidalgo.</a> Abanico Veterinario. 9 (1), 1-10 (2019).</li></ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Les nématodes tels que T. canis et Ancylostoma spp. peuvent habiter l’intestin grêle des chiens et peuvent être transmis aux humains. Les signes cliniques causés par T. canis sont graves chez les jeunes chiens, se manifestant par une mauvaise croissance, des problèmes respiratoires ou des lésions du tube digestif28. Chez les chiens adultes, l’infection a généralement tendance à être bénigne. Le diagnostic repose sur l’identification d’œufs caractéris...

Les parasites gastro-intestinaux sont l’un des problèmes de santé les plus courants qui affectent les chiens1. Les estimations suggèrent qu’il y a ~700 millions de chiens domestiques dans le monde, et environ 175 millions peuvent être classés comme en liberté2. Plus de 60 espèces de parasites sont partagées entre les chiens et les humains, ce qui suggère que les chiens pourraient être une source d’infection pour les humains par ces parasites3. Toxocara canis et Ancylostoma caninum sont deux espèces parasites qui infectent les chiens et, accidentellement, les hôtes humains. Actuellement, il existe plusieurs études sur les endroits où ces helminthes sont capables de survivre et de se reproduire au Mexique. La prévalence de Toxocara chez les chiens varie de 0 % à plus de 87 % aux États-Unis, au Mexique, en Amérique centrale et dans les Caraïbes4. Toxocara canis et Ancylostoma spp., ainsi que d’autres espèces parasites chez les chiens, ont déjà été signalés au Mexique 5,6,7,8,9,10,11,12,13 (tableau 1).
<table border="1" fo:font-size="8px" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Espèces parasites</td>
			<td>Région</td>
			<td>Prévalence (%)</td>
			<td>Référence</td>
		</tr><tr><td rowspan="4">Ancylostoma caninum</td>
			<td>Querétaro</td>
			<td>42.90</td>
			<td>5</td>
		</tr><tr><td>Tabasco</td>
			<td>15.90</td>
			<td>6</td>
		</tr><tr><td>Campeche</td>
			<td>35.7 – 42.9</td>
			<td>7</td>
		</tr><tr><td>Le Yucatán</td>
			<td>73.8</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td rowspan="2">Babesia</td>
			<td>Morelos</td>
			<td>13.60</td>
			<td rowspan="2">9</td>
		</tr><tr><td>Veracruz</td>
			<td>10.00</td>
		</tr><tr><td>Oocystes coccidiens</td>
			<td>Le Yucatán</td>
			<td>2.30</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td>Ctenocephalides</td>
			<td>Morelos</td>
			<td>30.3</td>
			<td>10</td>
		</tr><tr><td>Dipylidium caninum</td>
			<td>Le Yucatán</td>
			<td>2.30</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td>Dirofilaria</td>
			<td>Le Yucatán</td>
			<td>7.0 – 8.3</td>
			<td>11</td>
		</tr><tr><td rowspan="2">Giardia</td>
			<td>Tabasco</td>
			<td>3.00</td>
			<td>6</td>
		</tr><tr><td>Le Yucatán</td>
			<td>18.8</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td>Leishmania</td>
			<td>Chiapas</td>
			<td>19.00</td>
			<td>12</td>
		</tr><tr><td>Ténias</td>
			<td>Basse-Californie</td>
			<td>6.79</td>
			<td>13</td>
		</tr><tr><td rowspan="2">Toxocara canis</td>
			<td>Querétaro</td>
			<td>22.10</td>
			<td>5</td>
		</tr><tr><td>Le Yucatán</td>
			<td>6.20</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td>Trichuris vulpis</td>
			<td>Le Yucatán</td>
			<td>25.40</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td rowspan="6">Trypanosoma</td>
			<td>Jalisco</td>
			<td>8.10</td>
			<td rowspan="6">9</td>
		</tr><tr><td>Campeche</td>
			<td>7.60</td>
		</tr><tr><td>Chiapas</td>
			<td>4.5 – 42.8</td>
		</tr><tr><td>Quintana Roo</td>
			<td>20.1 – 21.3</td>
		</tr><tr><td>Toluca</td>
			<td>17.50</td>
		</tr><tr><td>Le Yucatán</td>
			<td>9.8 – 34</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 1 : Prévalence régionale (%) des parasites canins au Mexique de 2001 à 2020. Les résultats d’enquêtes antérieures menées de 2001 à 2020 ont permis d’identifier la distribution des parasites canins dans plusieurs milieux urbains et ruraux au Mexique. Ces études permettent de comprendre en profondeur les éléments épidémiologiques propices à la persistance des parasites canins dans différents écosystèmes, contribuant ainsi à une évaluation complète de l’impact zoonotique de certaines espèces parasitaires.
Les stades du cycle de vie des parasites intestinaux, tels que les œufs, les kystes, les oocystes ou les larves, peuvent être trouvés dans les échantillons de selles. Ainsi, l’examen des matières fécales fournit des informations précieuses sur les parasites d’un animal. Le besoin d’une méthode pour détecter les œufs d’Ancylostomidae dans les excréments humains a conduit à l’utilisation du simple frottis fécal en 1878, qui a été utilisé pendant de nombreuses années pour détecter les parasites gastro-intestinaux mais était considéré comme peu sensible. Ainsi, le besoin s’est fait sentir de développer de meilleures méthodes copromicroscopiques14. Plus de 100 ans se sont écoulés depuis que la technique de flottation pour récupérer et compter les œufs de parasites dans les échantillons fécaux a été décrite pour la première fois15. Depuis lors, plusieurs méthodes et variantes de la technique de flottation ont été considérées comme un standard pour la détection de certains parasites chez leurs hôtes.
Par exemple, Lane a décrit en 1924 une méthode impliquant la technique de flottation centrifuge directe, qui intègre la centrifugation suivie de la flottaison du sédiment dans une solution saturée de chlorure de sodium avec SpG 1,2 dans 1 g (Lane) ou 10 g (modification de Stoll). La technique de flottation a ensuite été modifiée en utilisant des solutions avec différents SpG14. En 1939, Gordon et Whitlock ont signalé les inconvénients de la technique de Stoll en raison de l’interférence des détritus dans la visualisation des œufs de parasites et ont développé la méthode quantitative connue sous le nom de McMaster16. En 1979, O’Grady et Slocombe ont démontré que la densité de la solution, le moment et la taille des mailles des crépines affectent la précision de la détection des œufs à l’aide de la technique de flottation17. Au cours des dernières décennies, plusieurs modifications ayant été apportées à la technique de flottation, il est urgent de normaliser les méthodes de flottation. Actuellement, la détection des helminthes canins dans le cadre de la prévention des parasites zoonotiques est nécessaire pour appliquer des traitements anthelminthiques appropriés afin de limiter la contamination de l’environnement par les stades infectieux des nématodes zoonotiques18.
Parmi les méthodes qualitatives, la technique de flottation fécale est largement utilisée et acceptée car elle ne nécessite pas beaucoup d’équipement, est simple, peu coûteuse et reproductible ; Pourtant, il présente un inconvénient majeur en ce sens qu’il manque de sensibilité lorsque l’intensité de l’infection est faible19. La capacité à révéler la présence d’un plus grand nombre d’éléments parasites tels que des œufs, des oocystes, des kystes ou des larves de nématodes est généralement déterminée par la densité de la solution20.
Des rapports antérieurs ont comparé les techniques coproparasitologiques pour la détection des œufs de nématodes canins. En ce qui concerne la détection des protozoaires mobiles, des frottis fécaux directs sont utilisés ; tandis que les méthodes de sédimentation sont utiles pour diagnostiquer les œufs lourds de parasites tels que les trématodes21. L’un des tests de diagnostic sur le terrain les plus utilisés est la méthode du frottis fécal. Cependant, le faible niveau de sensibilité de cette technique peut être attribué au fait qu’elle contient des débris qui interfèrent avec la détection des œufs de parasites. En incorporant une étape de tamisage avec des solutions qui fournissent la bonne SpG, la méthode de flottation offre une observation plus claire et moins encombrée des œufs d’ascarides et d’ankylostomes. Cela conduit à un processus plus précis et plus efficace pour le criblage microscopique22. De même, les techniques simples de flottation et de flottation centrifuge directe sont très couramment utilisées pour récupérer les œufs et les oocystes de parasites14. Les méthodes de flottation classiques peuvent être considérées comme qualitatives ou quantitatives selon l’utilisation d’une chambre de comptage telle que la méthode McMaster15. Néanmoins, comme la technique de flottation a une faible sensibilité et se concentre sur la détection des parasites pendant la période du brevet, les résultats négatifs ne doivent pas être considérés comme concluants. Cependant, la précision ne dépend pas seulement de la procédure de conservation des échantillons fécaux ou de la SpG des solutions de flottation, mais aussi de la compétence technique et de l’expérience de l’utilisateur dans la réalisation d’examens fécaux.
Par conséquent, d’autres méthodes ont été explorées pour la détection des parasites canins dans les matières fécales. Il est généralement reconnu que l’une des approches les plus utilisées pour le diagnostic des helminthes intestinaux chez le chien est la technique FLOTAC, une méthode polyvalente, sensible et précise qui donne des résultats précis et fiables pour le diagnostic d’A. caninum chez le chien par rapport à un protocole de flottaison en tube et à la technique McMaster19, 23. Les méthodes de sédimentation sont utiles pour récupérer les œufs de douve, les œufs de nématodes embryonnés et la plupart des œufs de ténia, qui ne peuvent pas être récupérés à la surface d’une solution de flottation car ces structures ne flottent pas24. Une méthode qui s’est avérée supérieure aux techniques de flottation/sédimentation est la méthode de flottation double centrifuge modifiée, car elle permet de détecter les œufs de cestodes dans les matières fécales, prend moins de temps, sépare les œufs d’Anoplocephala des débris fécaux et diminue la cristallisation25. De plus, cette technique a été utilisée avec succès pour détecter les œufs d’ascarides avec une grande sensibilité26. Pourtant, certaines de ces techniques et méthodes centrifuges telles que l’Ovassay, par opposition au protocole de flottation que nous proposons dans cette étude, nécessitent la conservation des échantillons dans des réactifs tels que le formol, des kits commerciaux, le traitement des échantillons dans des conditions de laboratoire et l’utilisation de réactifs tels que le sulfate de zinc27 qui sont coûteux et nécessitent des procédures d’élimination spéciales pour éviter la toxicité environnementale.
L’utilisation de techniques qui augmentent la sensibilité de la méthode de flottation en ajoutant des solutions à forte SpG a été favorisée récemment. Cependant, il faut considérer que l’inconvénient de ces solutions est l’augmentation des débris dans la préparation finale et donc la détection imprécise des œufs de parasites. De plus, la disponibilité commerciale des matériaux, des réactifs, le coût, les problèmes d’impact environnemental et la difficulté d’utilisation des méthodes centrifuges affectent le choix d’une technique de flottation14, qui peut être difficile dans des conditions de terrain contrairement au protocole que nous présentons dans ce travail. La préparation des solutions de flottation avec du sel de table est avantageuse par rapport à l’utilisation du sucre car, dans des conditions de terrain, le sucre attire les insectes tels que les guêpes et les abeilles et les préparations deviennent collantes. De plus, des solutions telles que le phénol, qui est ajouté aux solutions sucrées pour éviter l’adhérence, ou le ZnSO4sont complexes à éliminer correctement conformément aux directives de protection de l’environnement et ne peuvent pas être éliminées sur le terrain ; contrairement à une solution de sel de table.
L’objectif de ce manuscrit est de démontrer les étapes de détection des œufs de T. canis et d’Ancylostoma spp. dans des échantillons fécaux en utilisant une adaptation de la technique de flottation simple dans des conditions de terrain et de laboratoire. En suivant le protocole décrit ci-dessous et en utilisant un microscope avec une batterie de secours, le diagnostic de ces parasites zoonotiques canins dans les zones rurales et périurbaines est possible lorsqu’aucun équipement et infrastructure de laboratoire n’est disponible. La méthode de flottation simple décrite dans ce travail peut fournir des résultats rapides et constitue une technique non invasive et rentable pour le dépistage de routine.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>3 x 1.2 V AA rechargeable batteries</td>
			<td>Energizer</td>
			<td></td>
			<td>Sold in retail stores</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bunsen burner</td>
			<td>Viresa</td>
			<td>FER-M224</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable 12-oz glass cup</td>
			<td>Uline Mexico</td>
			<td>S-22275</td>
			<td>Sold in retail stores</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass slides</td>
			<td>Velab, Mexico</td>
			<td>VEP-P20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inoculating loop</td>
			<td>VelaQuin, Mexico</td>
			<td>CRM-5010PH&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light Microscope</td>
			<td>VelaQuin, Mexico</td>
			<td>VE-B2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lighter</td>
			<td>Bic</td>
			<td>J25</td>
			<td>Sold in retail stores</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>One plastic cup (12 oz)</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>ASIN B08C2CRHSH</td>
			<td>Can be any kitchen plastic reuseable cup</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic cups&#160; (size of a dice or urine sample cup) diameter 5.5 cm and height 8.5 cm, two cups</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>Layhit-Containers-ZYHD192919</td>
			<td>Can be any kitchen plastic reuseable cup</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic strainer 10 cm</td>
			<td>Ecko</td>
			<td>ASIN B00TUAAVWI</td>
			<td>Can be any kitchen plastic strainer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soda bottle</td>
			<td>Coca-Cola</td>
			<td>1-liter</td>
			<td>Sold in retail stores</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spoon</td>
			<td>Amazon Basics</td>
			<td>ASIN B00TUAAVWI</td>
			<td>Can be any kitchen spoon</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Table salt</td>
			<td>La Fina</td>
			<td></td>
			<td>Sold in retail stores</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a simple fecal flotation method for diagnosing zoonotic nematodes under field and laboratory conditions

Le diagnostic des parasites canins à potentiel zoonotique tels que Toxocara canis et Ancylostoma caninum sur le terrain est généralement difficile en raison de l’accès limité à un laboratoire dans les zones rurales et suburbaines du Mexique. Cette étude visait à détecter T. canis et Ancylostoma spp. dans des échantillons fécaux prélevés sur des chiens au Mexique de 2017 à 2021 dans des conditions de terrain. Le calcul de la taille de l’échantillon a abouti à un recrutement cible de 534 chiens à travers le pays.
Les échantillons ont été prélevés directement dans le rectum ou le sol après la défécation. Les échantillons ont été stockés dans des sacs en plastique individuels hermétiquement fermés à 4 °C. Une solution saturée de chlorure de sodium (densité [SpG] 1,20) a été préparée sur le terrain et en laboratoire. Dans les 3 jours suivant la collecte, 2 à 4 g de matières fécales ont été testés pour détecter les parasites à l’aide d’une méthode de flottation en suspendant chaque échantillon fécal dans une solution saline. Les matières fécales ont été mélangées à la solution de flottation et écrasées à l’aide d’une cuillère en métal.
Une fois la consistance uniforme obtenue, l’échantillon fécal a été versé dans un nouveau gobelet en plastique à l’aide d’un tamis et laissé reposer pendant 10 à 15 minutes. Trois gouttes du haut du mélange ont été prélevées à l’aide d’une boucle d’inoculation stérilisée. Les lames ont été placées sur le microscope et les parasites ont été identifiés par des parasitologues qualifiés. Des échantillons fécaux de 1 055 chiens ont été examinés au microscope. Le nombre d’échantillons positifs pour Ancylostoma spp. était de 833 (fréquence de 78,95 %) et de 222 (21,04 %) pour T. canis. Ces résultats illustrent l’importance d’identifier les géohelminthes zoonotiques chez les chiens vivant dans les zones urbaines et rurales du Mexique en utilisant une technique coproparasitoscopique en laboratoire et sur le terrain.

Gastrointestinal parasites are one of the most common health problems that affect dogs1. Estimates suggest that there are ~700 million domestic dogs worldwide, and approximately 175 million may be categorized as free-roaming2. More than 60 parasite species are shared between dogs and humans, suggesting that dogs could be a source of infection for humans with these parasites3. Toxocara canis and Ancylostoma caninum are two parasitic species that infect dogs and, accidentally, human hosts. Currently, there are several studies about the locations where these helminths are able to survive and reproduce in Mexico. The prevalence of Toxocara in dogs varies from 0% to over 87% across the United States, Mexico, Central America, and the Caribbean4. Toxocara canis and Ancylostoma spp., as well as other parasitic species in dogs, have been previously reported in Mexico5,6,7,8,9,10,11,12,13&#160;(Table 1).
<table border="1" fo:font-size="8px" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Parasitic species</td>
			<td>Region</td>
			<td>Prevalence (%)</td>
			<td>Reference</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="4">Ancylostoma caninum</td>
			<td>Quer&#233;taro</td>
			<td>42.90</td>
			<td>5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tabasco</td>
			<td>15.90</td>
			<td>6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Campeche</td>
			<td>35.7 &#8211; 42.9&#160;</td>
			<td>7</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yucat&#225;n</td>
			<td>73.8</td>
			<td>8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Babesia</td>
			<td>Morelos</td>
			<td>13.60</td>
			<td rowspan="2">9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Veracruz</td>
			<td>10.00</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coccidial oocysts</td>
			<td>Yucat&#225;n</td>
			<td>2.30</td>
			<td>8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ctenocephalides</td>
			<td>Morelos</td>
			<td>30.3</td>
			<td>10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dipylidium caninum</td>
			<td>Yucat&#225;n</td>
			<td>2.30</td>
			<td>8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dirofilaria&#160;</td>
			<td>Yucat&#225;n</td>
			<td>7.0 &#8211; 8.3</td>
			<td>11</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Giardia</td>
			<td>Tabasco</td>
			<td>3.00</td>
			<td>6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yucat&#225;n</td>
			<td>18.8</td>
			<td>8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leishmania</td>
			<td>Chiapas</td>
			<td>19.00</td>
			<td>12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tapeworms</td>
			<td>Baja California</td>
			<td>6.79</td>
			<td>13</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Toxocara canis</td>
			<td>Quer&#233;taro</td>
			<td>22.10</td>
			<td>5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yucat&#225;n</td>
			<td>6.20</td>
			<td>8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trichuris vulpis</td>
			<td>Yucat&#225;n</td>
			<td>25.40</td>
			<td>8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="6">Trypanosoma</td>
			<td>Jalisco</td>
			<td>8.10</td>
			<td rowspan="6">9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Campeche</td>
			<td>7.60</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chiapas</td>
			<td>4.5 &#8211; 42.8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quintana Roo</td>
			<td>20.1 &#8211; 21.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toluca</td>
			<td>17.50</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yucat&#225;n</td>
			<td>9.8 &#8211; 34</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Table 1: Regional prevalence (%) of dog parasites in Mexico from 2001 to 2020. Findings from previous investigations conducted from 2001 to 2020 have enabled the identification of canine parasite distribution across several urban and rural settings in Mexico. These studies provide a deep understanding of epidemiological elements conducive to the persistence of canine parasites in different ecosystems, contributing to a comprehensive assessment of the zoonotic impact of some parasite species.
Life cycle stages of intestinal parasites, such as eggs, cysts, oocysts, or larvae can be found in stool samples. Thus, examination of fecal material provides valuable information about the parasites of an animal. The need for a method to detect Ancylostomidae eggs in human feces led to the use of the simple fecal smear in 1878, which was used for many years to detect gastrointestinal parasites but was considered not very sensitive. Thus, the need arose to develop better copromicroscopic methods14. More than 100 years have passed since the flotation technique for recovering and counting parasite eggs in fecal samples was first described15. Since then, several methods and variants of the flotation technique have been considered a standard for the detection of some parasites in their hosts.
For example, Lane described a method in 1924 involving the direct centrifugal flotation technique, which integrates centrifugation followed by floating the sediment in a saturated sodium chloride solution with SpG 1.2 in 1 g (Lane) or 10 g (Stoll&#39;s modification). The flotation technique was subsequently modified by using solutions with different SpG14. In 1939, Gordon and Whitlock reported the disadvantages of Stoll&#39;s technique due to interference from detritus in visualizing parasite eggs and developed the quantitative method known as McMaster16. In 1979, O&#39;Grady and Slocombe demonstrated that the specific gravity of the solution, timing, and mesh sizes of strainers affect the accuracy of egg detection using the flotation technique17. During the last decades, because several modifications have been made to the flotation technique, there is an urgent need for standardization of flotation methods. Currently, detection of canine helminth infections in the context of prevention of zoonotic parasites is required to apply appropriate anthelmintic treatments to limit environmental contamination with infectious stages of zoonotic nematodes18.
Among qualitative methods, the fecal flotation technique is widely used and accepted because it does not require much equipment, is simple, inexpensive, and reproducible; yet it has a major drawback in that it lacks sensitivity when the intensity of the infection is low19. The ability to reveal the presence of a greater number of parasitic elements such as eggs, oocysts, cysts, or nematode larvae is usually determined by the density of the solution20.
Previous reports have compared coproparasitological techniques for the detection of canine nematode eggs. With regard to the detection of motile protozoa, direct fecal smears are used; whereas sedimentation methods are useful for diagnosing heavy eggs of parasites such as trematodes21. One of the most widely used field-based diagnostic tests is the fecal smear method. However, the low level of sensitivity of this technique may be attributed to the fact that it does contain debris that interferes with the detection of parasite eggs. By incorporating a sieving step along with solutions that provide the proper SpG, the flotation method offers a clearer and less cluttered observation of ascarid and hookworm eggs. This leads to a more precise and efficient process for microscopic screening22. Likewise, simple flotation and direct centrifugal flotation techniques are very commonly utilized to recover parasite eggs and oocysts14. The classic flotation methods can be considered qualitative or quantitative depending on the use of a counting chamber such as the McMaster method15. Nonetheless, as the flotation technique has low sensitivity and focuses on the detection of parasites in the patent period, negative results should not be considered conclusive. However, the accuracy not only depends on the preservation procedure of fecal samples or the SpG of flotation solutions but also depends on the technical proficiency and experience in conducting fecal examinations of the user.
Consequently, other methods have been explored for the detection of canine parasites in feces. It has been generally recognized that one of the most widely used approaches for the diagnosis of intestinal helminth infections in dogs is the FLOTAC technique, a multivalent, sensitive, and accurate method that yields accurate and reliable results for the diagnosis of A. caninum in dogs when compared to a flotation protocol in a tube and the McMaster technique19,23. Sedimentation methods are useful for recovering fluke eggs, embryonated nematode eggs, and most tapeworm eggs, which cannot be recovered on the surface of a flotation solution because these structures do not float24. One method that has been proven to be superior to flotation/sedimentation techniques is the Modified Double Centrifugal Flotation method, as it enables the detection of cestode eggs in feces, is less time-consuming, separates Anoplocephala eggs from fecal debris, and decreases crystallization25. Moreover, this technique has been successfully used to detect ascarid eggs with high sensitivity26. Yet, some of these aforementioned techniques and centrifugal methods such as as the Ovassay, as opposed to the flotation protocol we propose in this study, require sample preservation in reagents such as formalin, commercial kits, sample processing under laboratory conditions, and the use of reagents such as zinc sulfate27&#160;which are expensive and require special disposal procedures to avoid environmental toxicity.
The use of techniques that increase the sensitivity of the flotation method by adding solutions with high SpG has been favored recently. However, it must be considered that the disadvantage of these solutions is the increase in debris in the final preparation and hence, the inaccurate detection of parasite eggs. In addition, the commercial availability of materials, reagents, cost, environmental impact issues, and difficulty of use of centrifugal methods affect the selection of a flotation technique14, which can be challenging in field conditions in contrast to the protocol that we present in this work. The preparation of the flotation solutions with table salt is advantageous over the utilization of sugar because under field conditions, sugar attracts insects such as wasps and bees and preparations become sticky. Further, solutions such as phenol, which is added to sugar solutions to avoid stickiness, or ZnSO4are complex to properly discard according to environmental protection guidelines and cannot be disposed of in the field; unlike a table salt solution.
The goal of this manuscript is to demonstrate the steps to detect T. canis and Ancylostoma spp. eggs in fecal samples using an adaptation of the simple flotation technique under field and laboratory conditions. Following the protocol herewith described and using a microscope with a backup battery, the diagnosis of these canine zoonotic parasites in rural and suburban areas is possible when no laboratory equipment and infrastructure are available. The simple flotation method described in this work can provide quick results and is a non-invasive and cost-effective technique for routine screening.

Pleins feux sur l’auteur : Examen coproparasitoscopique des selles de chien pour le contrôle et la prévention des maladies parasitaires zoonotiques

Méthode simple de flottation fécale pour diagnostiquer les nématodes zoonotiques sur le terrain et en laboratoire

Currently, a countrywide geolocation study of the zoonotic parasites of dogs is being carried out to put further control and prevention strategies for these diseases. The existence of a wide variety of ecosystems in Mexico influences the frequency of parasite infections in dogs. Therefore, it is necessary to carry out field work and identify these parasites to be able to propose region-specific deworming guidelines according to the epidemiology of each parasite.The simple flotation technique is not sensitive enough to detect Cryptosporidium oocytes, Giardia cysts, or trichuriasis. We propose a concentration procedure for better coproparasitoscopic detection of these parasites. This technique can speed up and facilitate diagnosis of helminth infection in dogs in areas where no laboratory infrastructure or equipment are available.Findings and deworming recommendations can be prescribed immediately after each microscopic examination. This protocol can be helpful in conducting routine fecal examinations under field or laboratory conditions to estimate the frequencies of Toxocara canis and Ancylostoma infections in dogs.

Dans ce travail, les procédures de collecte et de coproparasitoscopique pour l’identification de T. canis et d’Ancylostoma spp. sont décrites. La raison de l’adaptation de la méthode simple de flottation fécale pour détecter les œufs d’helminthes canins est que cette technique est rentable car les solutions, l’équipement et les matériaux sont peu coûteux. Par conséquent, la méthode a une grande capacité de manipulation des échantillons car plusieurs échantillons peuvent être tra...

Watch this Scientific Journal Video about A Simple Fecal Flotation Method for Diagnosing Zoonotic Nematodes Under Field and Laboratory Conditions at JoVE.com

Ce travail décrit l’utilisation d’une méthode de flottation pour identifier Toxocara canis et Ancylostoma spp. détectés dans des échantillons fécaux prélevés sur des chiens au Mexique de 2017 à 2021 dans des conditions de terrain.

Diagnosis of canine parasites with zoonotic potential such as Toxocara canis and Ancylostoma caninum under field conditions is usually difficult due to ...

Actuellement, une étude de géolocalisation nationale des parasites zoonotiques des chiens est en cours pour mettre en place de nouvelles stratégies de contrôle et de prévention de ces maladies. L’existence d’une grande variété d’écosystèmes au Mexique influence la fréquence des infections parasitaires chez les chiens. Il est donc nécessaire de réaliser un travail de terrain et d’identifier ces parasites pour pouvoir proposer des directives de déparasitage spécifiques à la région en fonction de l’épidémiologie de chaque parasite.La technique de flottaison simple n’est pas assez sensible pour détecter les ovocytes de Cryptosporidium, les kystes de Giardia ou la trichuriase. Nous proposons une procédure de concentration pour une meilleure détection coproparasitoscopique de ces parasites. Cette technique peut accélérer et faciliter le diagnostic de l’infection par les helminthes chez les chiens dans les zones où aucune infrastructure ou équipement de laboratoire n’est disponible.Les résultats et les recommandations de vermifuge peuvent être prescrits immédiatement après chaque examen microscopique. Ce protocole peut être utile pour effectuer des examens fécaux de routine sur le terrain ou en laboratoire afin d’estimer la fréquence des infections à Toxocara canis et à Ancylostoma chez les chiens.

a-simple-fecal-flotation-method-for-diagnosing-zoonotic-nematodes

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

A Simple Fecal Flotation Method for Diagnosing Zoonotic Nematodes Under Field and Laboratory Conditions

1.6K vues.  Universidad Nacional Autonoma de Mexico. Actuellement, une étude de géolocalisation nationale des parasites zoonotiques des chiens est en cours pour mettre en place de nouvelles stratégies de contrôle et de prévention de ces maladies. L’existence d’une grande variété d’écosystèmes au Mexique influence la fréquence des infections parasitaires chez les chiens. Il est donc nécessaire de réaliser un travail de terrain et d’identifier ces parasites pour pouvoir proposer des directives de déparasitage spécifiques à ...

Vidéo: Pleins feux sur l’auteur : Examen coproparasitoscopique des selles de chien pour le contrôle et la prévention des maladies parasitaires zoonotiques

Diagnosis of canine parasites with zoonotic potential such as Toxocara canis and Ancylostoma caninum under field conditions is usually difficult due to limited access to a laboratory in rural and suburban areas in Mexico. This study aimed to detect T. canis and Ancylostoma spp. in fecal samples collected from dogs in Mexico from 2017 to 2021 under field conditions. Sample size calculation resulted in a target enrollment of 534 dogs across the country.
Samples were collected directly from the rectum or the ground after defecation. Samples were stored in individual, tightly sealed, plastic bags at 4 &#176;C. A saturated solution of sodium chloride (specific gravity [SpG] 1.20) was prepared both under field and laboratory conditions. Within 3 days of collection, 2-4 g of feces were tested for parasites using a flotation method by suspending each fecal sample in a saline solution. Feces were mixed with the flotation solution and crushed using a metal spoon.
Once a uniform consistency was achieved, the fecal sample was poured into a new plastic cup using a sieve and allowed to sit for 10-15 min. Three drops from the top of the mixture were collected using a sterilized inoculating loop. The slides were placed on the microscope and parasites were identified by trained parasitologists. Fecal samples from 1,055 dogs were screened microscopically. The number of positive samples for Ancylostoma spp.&#160;was 833 (78.95% frequency) and 222 (21.04%) for T. canis. These findings illustrate the importance of identifying zoonotic helminths in dogs living in urban and rural areas in Mexico using a coproparasitoscopic technique in the laboratory and under field conditions.

This work describes the use of a flotation method to identify Toxocara canis and Ancylostoma spp. detected in fecal samples collected from dogs in Mexico from 2017 to 2021 under field conditions.

Recherche

Immunologie et infection

Collecting Fecal Samples of Dogs for Nematode Detection

To begin, collect at least two grams of the fecal sample from the ground immediately, or within 10 minutes of defecation. Seal the bags containing the fecal sample thoroughly. Refrigerate the bags at four degrees Celsius.To prepare the saturated salt solution, wash and empty one liter soda bottle thoroughly with water. Measure 420 grams of salt in a 12 to 14 ounce plastic cup and add it to the one liter bottle. Fill the bottle with water.Tighten the screw cap, and shake the bottle vigorously until the solution is saturated.

Prélèvement d’échantillons fécaux de chiens pour la détection des nématodes 

Flotation Technique for Detecting Nematodes in the Stool of Dogs

To begin, collect the fecal samples from the dogs and prepare the saturated salt solution in a one-liter bottle. Place approximately three grams of feces in a plastic cup. Add one milliliter of the saturated salt solution to the cup and stir for one minute to obtain a paste.Add 100 milliliters of saturated salt solution to the cup. Pass the suspension through a plastic strainer into a fresh plastic cup to remove coarse particles. Allow the suspension to stand for 15 to 20 minutes.Heat an inoculation loop for one second to ensure it is free of eggs, cysts or oocysts, and let it cool for five seconds. Take around three drops of the fecal suspension from the surface with the inoculation loop. Place three separate drops on a glass slide.Observe each drop under the microscope with a 10x objective. Place a cover slip on the sample to visualize the sample at 40x magnification. The light microscopy images at 40x magnification showed the presence of Toxocara canis and an Ancylostoma species eggs.