Au cours de la dernière décennie, des modèles de lésions cérébrales traumatiques légères ont été développés chez des rongeurs ayant un traumatisme crânien fermé. Cependant, la mise en œuvre de ces modèles chez les rongeurs en développement est rare par rapport à la littérature sur les traumatismes crâniens chez les adultes. Pour répondre à la pertinence clinique, cette étude a développé un modèle de traumatisme crânien fermé avec troubles à long terme, ou CHILD TBI.
Pendant longtemps, les lésions cérébrales traumatiques se sont concentrées sur les conséquences des lésions cérébrales graves. Au cours des deux dernières décennies, de légers effets de TCC ont été signalés, mais peu d’études ont évalué les conséquences à long terme. Avec un nouveau développement en neuroimagerie, il y a un intérêt accru pour les résultats à long terme qui manquaient aux modèles pédiatriques.
CHILD a été conçu pour combler cette lacune. À l’aide du modèle CHILD, nous avons caractérisé des changements progressifs et persistants dans le cerveau tels que des morts neuronales, une IRM de diffusion altérée, une activité et une plasticité neuronales modifiées, une augmentation de la gliose, des perturbations comportementales progressives et un dysfonctionnement cardiaque avec l’âge. Notre nouveau modèle CHILD présente l’avantage d’être réalisé et reproductible dans différents laboratoires.
Avec une large adoption, nous pourrions nous attendre à une extension des connaissances sur les conséquences à long terme des commotions cérébrales pédiatriques. À l’aide du modèle CHILD, nous continuons d’étudier les effets et les conséquences du stress répétitif. Nous avons déjà commencé à étudier comment les effets combinés d’une infection précoce après la naissance et de l’CHILD peuvent contribuer aux résultats à long terme.
De plus, nous observons une protection du lit vasculaire après des stress répétés, ce qui suggère qu’un préconditionnement après une infection précoce peut se produire, mais cela attend une enquête plus approfondie. Pour commencer, réchauffez à l’avance la chambre d’induction de l’anesthésie et les cages de récupération à l’aide de coussinets chauffants pour prévenir l’hypothermie. Réglez l’appareil stéréotaxique avec l’impacteur monté à un angle de 90 degrés.
Vérifiez que toutes les pièces de l’appareil stéréotaxique sont correctement serrées et fixées. Vérifiez que le piston est bien vissé dans l’impacteur. Ensuite, coupez une feuille d’aluminium et enveloppez le cadre stéréotaxique avec du papier d’aluminium pour créer un coussin sur lequel l’animal pourra se reposer.
Fixez la position et la tension de la feuille à l’aide de ruban adhésif de laboratoire pour supporter le poids de l’animal. Ensuite, allumez le contrôleur de l’impacteur et ajustez la vitesse d’impact à deux mètres par seconde pour le grade un ou à trois mètres par seconde pour le grade deux, en fonction de la gravité de la blessure. Ensuite, pesez les animaux sur une balance.
Après avoir anesthésié la souris, positionnez la tête de la souris sous l’impacteur. Assurez-vous que le chiot est complètement étiré en longueur. Vérifiez que l’extrémité de l’impacteur de trois millimètres de diamètre est recouverte de caoutchouc pour minimiser le contact métallique avec le crâne.
Maintenant, mettez le bouton en position Extend pour abaisser l’impacteur. Abaissez grossièrement l’impacteur, de sorte qu’il soit positionné entre les oreilles de la souris. Ensuite, faites glisser la souris de manière à ce que l’extrémité du piston soit déplacée vers l’avant de l’équivalent d’une longueur d’extrémité de piston et d’une longueur d’extrémité à gauche de l’animal.
Réglez l’impacteur sur la position Rétracter. Ensuite, ajustez la position du piston pour déterminer la gravité de la blessure. Réglez le temps de séjour sur 0,1 seconde, quelle que soit la gravité de la blessure.
Appuyez sur Impact sur le bouton droit pour initier l’impact. Tournez rapidement le bouton gauche en position Off pour éviter la surchauffe du système. Ensuite, placez la souris sur son flanc droit dans une cage de récupération.
Surveillez et enregistrez le temps d’écriture lorsque la souris se cabre sur les quatre pattes. Notez l’heure à laquelle il reprend son comportement exploratoire. Une fois complètement rétablie, remettez la souris dans sa cage d’origine.
Lavez les sections de cerveau quatre fois pendant 10 minutes chacune dans PBS sous agitation. Transférez les sections de cerveau dans la solution de blocage et incubez pendant 10 minutes à température ambiante. Prenez les anticorps primaires dilués dans la solution bloquante et ajoutez les sections cérébrales.
Incuber les sections pendant la nuit à quatre degrés Celsius. Après l’incubation, laver les sections quatre fois pendant 10 minutes chacune dans du PBS sous agitation. Transvasez les sections dans une solution bloquante contenant des anticorps fluorescents secondaires dilués de 1 à 1000, et incubez pendant une heure à température ambiante.
Après avoir lavé les sections quatre fois dans du PBS, montez-les sur des lames à l’aide d’un support de montage. Ajoutez une lamelle à chaque diapositive avant de les stocker à quatre degrés Celsius jusqu’à l’acquisition de l’image. Acquérez des images d’immunofluorescence à l’aide d’un microscope à épifluorescence et du logiciel Micro-Manager.
Les souris femelles du groupe G2 ont montré un temps debout significativement plus long que les mâles du même groupe, et les deux sexes ont montré des temps prolongés par rapport aux témoins fictifs, avec des différences plus importantes entre les niveaux de gravité G1 et G2. Les souris femelles du groupe G2 ont montré beaucoup plus de temps pour explorer que les mâles et les deux sexes ont eu des temps plus longs par rapport aux témoins fictifs, avec des augmentations significatives dépendantes de la gravité entre G1 et G2. L’astrogliose, mise en évidence par une augmentation de la coloration des protéines acides fibrillaires gliales, a été observée dans le cortex somatosensoriel ipsilatéral du groupe G2 par rapport aux témoins fictifs un jour après la blessure. L’immunohistochimie de NeuN n’a montré aucune perte neuronale significative un jour après la blessure.
