JoVE Logo

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

פרוטוקול זה מתאר איך ברזולוציה גבוהה טכניקות הדמיה כגון טומוגרפיה אופטית קוהרנטית בתחום ספקטרלי, סריקת לייזר ophthalmoscopy יכול להיות מנוצל מכרסמים קטנים, באמצעות מערכת פלטפורמה אופטלמולוגיות הדמיה, כדי לקבל מידע על עובי רשתית, microglial תא הפצה, בהתאמה.

Abstract

טומוגרפיה אופטית קוהרנטית בתחום ספקטרלי (SD-אוקטובר) ו לייזר סריקה ophthalmoscopy (סלו) נמצאים בשימוש נרחב אופתלמולוגיה ניסיוני. בפרוטוקול הנוכחי, עכברים המבטאים ירוק (gfp) חלבון פלואורסצנטי תחת האמרגן של Cx3cr1 (BALB/c-Cx3cr1gfp/gfp) שימשו כדי התמונה מיקרוגלייה תאים ויוו ברשתית. מיקרוגלייה מקרופאגים תושב של הרשתית, היו מעורבים מספר מחלות רשתית1,2,3,4,5,6. פרוטוקול זה מספקת גישה מפורטת לדור של B-הרשתית, עם SD-אוקטובר, הדמיה של התפלגות התא מיקרוגלייה בעכברים Cx3cr1gfp/gfp עם סלו ויוו, באמצעות מערכת פלטפורמה אופטלמולוגיות הדמיה. הפרוטוקול יכול לשמש במספר שורות העכבר הכתב. עם זאת, ישנן כמה מגבלות בפרוטוקול המוצג כאן. ראשית, סלו וגם SD-אוקטובר, כאשר נעשה שימוש במצב ברזולוציה גבוהה, איסוף הנתונים עם מפוח ברזולוציה גבוהה אבל הרזולוציה לרוחב הוא נמוך (מיקרומטר 3.5 ו- 6 מיקרומטר, בהתאמה). יתר על כן, רמת המיקוד ורוויה סלו תלויה מאוד מבחר פרמטר, יישור נכון של העין. בנוסף, באמצעות התקנים שנועדו עבור חולים אנושיים בעכברים הוא מאתגר עקב גבוה סך כל הכוח האופטי של העין העכבר לעומת העין האנושית; זה יכול להוביל לרוחב ההגדלה אי דיוקים7, אשר תלויים גם ההגדלה שהעדשה העכבר בין היתר. עם זאת, למרות הסורק צירית במצב הזה הוא תלוי הגדלה לרוחב, המדידות SD-אוקטובר צירית מדויק8.

Introduction

עיניים ניסיוני, בחינת פתולוגיה ברשתית מחושבת בדרך כלל באמצעות טכניקות היסטולוגית. עם זאת, היסטולוגיה דורש euthanization בעלי חיים, עלול לגרום שינוי במאפיינים בפועל של הרקמה. SD-אוקטובר, סלו נעשה שימוש באופן שגרתי עיניים קליניים למטרות אבחון ועל הפיקוח על מחלות רשתית מספר כגון בצקת מקולרית סוכרתית9, קדמית נוירופתיה אופטית איסכמי10או רטיניטיס פיגמנטוזה11 . SD-אוקטובר סלו טכניקות פולשני להפיק תמונות ברזולוציה גבוהה של הרשתית, אשר הם דמיינו דרך האישון מורחבים ללא התערבות נוספת בקרב אנשי עסקים ותיירים כאחד. SD-אוקטובר מספק מידע של מבנה הרשתית ועובי הרשתית על ידי איסוף נתונים backscattering כדי ליצור תמונות חתך של הרשתית, בעוד סלו אוספת נתונים זריחה כדי להפיק תמונות חדות גבוהה סטריאוסקופי של הרשתית. כיום, בשתי הטכניקות משמשות יותר ויותר ניסיוני עיניים באמצעות מכרסמים קטנים12,13,14,15 (או אפילו דג זברה16,17) ויכול לספק גם מידע כמותיים12,17,18,19,20,21.

הצטברות של אנדוגני fluorophores כמו lipofuscins או היווצרות של drusen ברשתית, ניתן לאבחן על ידי סלו כמו האות פלורסנט אוטומטית. תכונה זו הופכת סלו טכניקה יקר עבור אבחון וניטור של מחלות רשתית כמו ניוון מקולרי הקשור לגיל או רטיניטיס פיגמנטוזה22,23. עיניים ניסיוני, זריחה אוטומטי הדמיה (AF) יכול לשמש עבור זיהוי סוגי תאים מסוים בקווים העכבר הכתב. לדוגמה, עכברים משפחתית ולא משפחתית הטרוזיגוטיים עבור הביטוי של ה-gfp תחת האמרגן של Cx3cr124 הם יתרון עבור ויזואליזציה ויוו microglial תאים ברשתית נורמלי, החקירה של מיקרוגלייה/מקרופאג הדינמיקה של מחלות רשתית21. מיקרוגלייה הן המקרופאגים תושב של הרשתית, אשר לשחק תפקיד מכריע על הומאוסטזיס רקמות ותיקון רקמות על פציעה1,25,26. מיקרוגלייה הפעלת ב הרשתית דווחה פגיעה ברשתית, איסכמיה, ניוון, רומז תפקיד של תאים אלה מחלות רשתית2,3,4,5, 6.

מטרת הפרוטוקול הנוכחי היא לתאר שיטה פשוטה יחסית עבור הדמיה ברשתית ומדידה של עובי הרשתית בעזרת SD-אוקטובר ועבור ויזואליזציה של תאים מיקרוגלייה חיובי gfp באמצעות העכבר Cx3cr1gfp/gfp רשתית סלו (היידלברג Spectralis HRA + OCT מערכת). פרוטוקול זה יכול להיות מנוצל עבור מדידות הדמיה ועובי של הרשתית בריא או חולה בקווים העכבר שונים. בנוסף, ניתן לבצע ניתוחים morphometric עבור וכימות של מספרים מיקרוגלייה והפעלה מיקרוגלייה ברשתית באמצעות סלו21. מיקרוגלייה התאים קשורים עם מחלות ניווניות של מערכת העצבים המרכזית (CNS), כולל28,27,29הרשתית. כך, על ידי שילוב של שתי השיטות בשימוש בפרוטוקול הנוכחי, המתאם של מיקרוגלייה הפצה, ניוון הרשתית יכול להתבצע, אשר יכול להקל על חומרת המחלה ניטור או יעילות טיפולית גישות vivo.

Protocol

בכל ההליכים, BALB/c למבוגרים זכר ונקבה של עכברים אקספרס gfp תחת האמרגן של Cx3cr1 היו בשימוש 24. עכברים טופלו על-פי ארוו שימוש בבעלי חיים של לרפואת עיניים ומחקר חזון ואושרו בכל ההליכים מהממשלה השוויצרי על פי הוראות השוויצרי הפדראלי על צער. עכברים היו ומורדמת באמצעות זריקה תת עורית של medetomidine הידרוכלוריד (0.75 מ ג/ק ג), קטמין (45 מ"ג/ק"ג). הרדמה. ראויה אושר ע י ניטור את קצב הנשימה ואת החיה ' s רפלקס נגד קמצוץ הזנב. בסוף הניסויים, עכברים היו מורדמים עם שאיפת 2 CO.

הערה: לבצע כל מושב הדמיה בהקדם האפשרי (מקסימום 20 דקות), מאז היווצרות קטרקט הרדמה הבאות עשויה לרסן ויזואליזציה ברשתית 30.

1. תצורת המערכת

  1. להפעיל את המחשב.
  2. הפעל את אספקת החשמל. ההודעה " מודול התחלה " יופיעו על המסך בלוח הבקרה של ההתקן.
  3. לחיצה כפולה על קיצור הדרך בשולחן העבודה כדי להפעיל את התוכנה של התוכנה-
  4. בתצוגה ' מסד נתונים ', לחץ " להוסיף החולה " סמל.
  5. בחלון מוקפץ, להוסיף כל המידע הנחוץ (שם משפחה, שם פרטי, כותרת, תאריך לידה, סקס, החולה-ID) ולחץ על " טוב ". על חלון פופ מוגדר עקמומיות הקרנית של 2 מ מ, לחץ על " טוב ".
  6. למקם עדשה מנורה רגיל חתוך ללא מגע אופטלמולוגיות 78D מול הראייה תקן 30 ° ותחברי אותו בבטחה עם קלטת.
  7. לוודא כי המנוף מסנן בצד השמאלי של המכשיר מוצב הסימן " A " כדי לאפשר IR + OCT והן AF הדמיה ( איור 1).

2. העכבר הכנה

  1. שימוש מנה הידרוכלוריד medetomidine של 0.75 mg/kg, קטמין מנה של 45 מ"ג/ק"ג ב באגירה פוספט תמיסת מלח (PBS, pH 7.4) להכין פתרון הרדמה. לכן, בשביל עכבר 20 גרם, מערבבים 15 µL של medetomidine הידרוכלוריד עם 18 µL של קטמין לאמצעי הסופי של µL 50 ב- PBS. לאחסן את הפתרון ב 4 ° C עד לשבוע אחד.
  2. לתפוס את העכבר יתלה ולהחיל טיפה אחת של tropicamide 0.5% + phenylephrine הידרוכלוריד 2.5% על כל עין כדי להשיג נורמאליות.
  3. להשאיר את העכבר מאופקת, עם מזרק אינסולין קשורה מחט 30 גרם, להזריק µL 50 של הפתרון הרדמה subcutaneously. לשים את העכבר לכלוב הממוקמים מעל כרית החימום. יש להמתין 3-5 דקות עד העכבר הוא תרופות הרגעה. כדי להעריך את עומק הרדמה, לצבוט את הזנב של העכבר. בדוק את הקרנית על ידי נגיעה בעדינות את הקרנית העכבר באמצעות מקלון צמר גפן. אם אין רפלקס חיובי נצפית, המשך עם ההדמיה.
    הערה: חשוב לעקוב אחר קצב נשימה במהלך הרדמה. אם העכבר הוא לא תחת תרופות הרגעה, קצב הנשימה יגדל על גירוי מכאיב.
  4. מימה הקרנית עכבר עם יישום של 2% hydroxypropylmethylcellulose טיפות על כל עין.

3. SD-אוקטובר

  1. במקום תיקון ההתחממות של 32 ° C על פלטפורמת בהזמנה המצורפת במנוחה הסנטר של המכשיר ( איור 1).
  2. את תמונת עין ימין, מקם את העכבר על החלק השמאלי של פלטפורמת ( איור 1). להבטיח כי המסלול הנכון של העכבר פונה העדשה, הגוף שלו טמון שכיבה על החלק השמאלי של פלטפורמת ה-
  3. למרוח טיפה של hydroxypropylmethylcellulose על עין ימין ומקם בזהירות גז נוקשה +4 כוחן חדיר עדשות מגע על זה (כדורי כוח:-25.00 כדי +25.00 diopters). אחסן את עדשת המגע של תמיסת מלח מאוזנת (BSS). כדי לתפוס את העדשה, להשתמש מלקחיים פלסטיק או סיליקון כדי למנוע נזק.
  4. הקש על התיבה הצהובה בפינה הימנית בתצוגת לוח הבקרה כדי להפעיל את המודול רכישה (הקופסה הירוקה על איור 2A). התיבה הצהובה יפנו ירוק, ' מתפריט החלונית ' בקרה ' יופיע על המסך ( איור 2 א).
  5. עבור רכישת B סריקות, בחר את האפשרות IR + OCT בחלונית ' בקרה ' ( איור 2 א). הגדרות שנבחרו מסומנות בכחול על לוח הבקרה.
  6. בחר " רשתית " תחת " יישום, מבנה " התוכנה ואת מהלך העדשה לכיוון העין העכבר באמצעות את micromanipulator על המכשיר ( איור 1). לפני התמקדות על הרשתית, בדוק את הסימן " OD " נבחרה בחלק השמאלי התחתון של המסך. התוכנה מזהה באופן אוטומטי משמאל (OS), העין הימנית (OD) בהתבסס על המיקום של המטרה.
    הערה: אם המטרה היא ממוצבת על האמצע של הפלטפורמה, הודעת שגיאה תופיע בתחתית המסך. במקרה כזה, ולמקם מחדש את העכבר מעט עד שהתוכנה מזהה את העין הנכונה.
  7. עם הידית להתמקד, להתמקד על הרשתית עד כלי גדול נראים בבירור בתמונה הפונדוס בצד השמאל של מסך המחשב. להזיז את המצלמה על-ידי הפעלת את micromanipulator שמאלה או ימינה, כדי להעביר את המצלמה בכיוון הזה, או בכיוון השעון או נגד כיוון השעון, כדי להזיז את המצלמה למעלה או למטה, בהתאמה.
    הערה: מיקום העכבר על הפלטפורמה או להזיז את העדשה כלפי מעלה או כלפי מטה כדי להשיג לוקליזציה המועדפת של ראש עצב הראייה בתמונה אינפרא-אדום.
  8. סובב את רגישות נגד כיוון השעון כדי להפחית או בכיוון השעון, כדי להגדיל את הבהירות של התמונה הפונדוס. כאשר ההתמקדות אופטימלית היא מושגת, SD-OCT B-בסריקה יופיע בצד ימין של המסך.
    הערה: אם B-הסריקה, לא ניתן לאבחן על ידי התאמת את המוקד, להקיש את הצירוף Ctrl + Alt + Shift + O במקלדת. בחלון הנפתח, התאם את הערך של הזרוע הפניה עד B-הסריקה מופיעה על המסך.
  9. על החלק התחתון של המסך, בחר את הסריקה יחיד ' מתפריט ' תבנית (קו בודד באיור 2B).
  10. להפוך את micromanipulator של המכשיר ( איור 1), שמאלה, ימינה, קדימה או לאחור (כדי להפעיל את המצלמה בכיוון הזה) על מנת להבטיח כי הסריקה B ממוקם בין החלק העליון והחלק התחתון פינות של ה-SD-OCT לסרוק חלון.
  11. להגדיר את ערך בזמן אמת אוטומטיים (אמנות) לפחות 9 כדי להשיג תמונות באיכות גבוהה-
    הערה: אמנות משפר את איכות התמונה על-ידי חישוב ממוצע מספר סריקות רציפות. גבוה יותר " אמנות ", ערך, גבוה יותר את יחס אות לרעש ולכן איכות התמונה. עם זאת, על ידי הגדלת " אמנות " ערך, השלימה את רכישת זמן הוא גם גדל.
  12. העיתונות " לרכוש " כפתור ( איור 2) על המסך בלוח הבקרה ולרכוש את התמונות.
  13. ולמקם מחדש את העכבר תמונה של עין שמאל, חזור על השלבים 3.2-3.12.
  14. להסיר את עדשות המגע עם פלסטיק/סיליקון מלקחיים ומניחים אותו לתוך BSS-
  15. מימה הקרנית עכבר עם טיפת טריים hydroxypropylmethylcellulose ולהסיר את העודפים עם נייר טישו.
  16. להסיר את הראייה תקן 30 מעלות על-ידי סיבוב נגד כיוון השעון.
  17. הר העדשה 55 ° וחזור על שלבים 3.4-3.12 עבור כל עין.

4. אוטומטי פלורסצנטיות הדמיה

  1. מבלי להזיז את העכבר על הרציף, בחר IR בלוח הבקרה.
  2. עם הידית להתמקד, להתמקד בכלי הדם ברשתית גדול.
  3. בלוח הבקרה בחר AF.
  4. סובב את רגישות נגד כיוון השעון כדי להפחית או בכיוון השעון, כדי להגדיל את הבהירות של התמונה.
  5. להקיש על כפתור רגישות ולהגדיר " אמנות " ערך לתמונות 67 או יותר כדי לקבל איכות גבוהה-
  6. כאשר ערכת " אמנות " ערך הגיעה, הקש " לרכוש " בלוח הבקרה כדי לרכוש את התמונה. להקיש על כפתור רגישות שוב להפסיק בממוצע. להתאים את המוקד, לדמיין שכבות הרשתית שונות.
  7. להסיר את העדשה 55° והר העדשה 102 מעלות שדה רחב. בצע שלבים 4.1 – 4.6 בשתי העיניים של כל עכבר ועבור כל עכבר.
  8. לחץ “ לשמור תמונות ” בגבול העליון השמאלי של החלון ולאחר מכן לחץ על “ יציאה ”. כדי לשמור את התמונות במחשב, בחר את העכבר מתוך הרשימה החלק הימני של המסך על ידי לחיצה כפולה על שם העכבר. לחץ פעמיים על כל תמונה בנפרד ולאחר מכן לחץ על סמל התקליטור תקליטונים. לשמור את התמונה כקובץ. tif,. bmp,. jpg או. png על התיקיה הרצויה. כדי לצאת העיתונות תוכנה “ קובץ ” ו “ יציאה ”.

5. היפוך הרדמה

  1. מימה עם טיפה אחת של hydroxypropylmethylcellulose העיניים העכבר ולהחזיר את העכבר על משטח חימום.
  2. פתרון atipamezole להכין מנה של 2.25 מ"ג/ק"ג להיפוך ההשפעות הרגעה של medetomidine הידרוכלוריד. עכבר 20 גרם, להוסיף µL 9 של atipamezol נפח סופי של 150 µL PBS. לאחסן את הפתרון ב 4 ° C עד לשבוע אחד.
  3. דקות לאחר ההזרקה בהרדמה (שלב 2.2), להזריק 150 µL של פתרון atipamezole subcutaneously.
  4. לפקח על העכבר עד ההתאוששות מן ההרדמה. כאשר העכבר הוא התאושש באופן מלא (5-10 דקות לאחר ההזרקה atipamezole) להחזיר אותו בכלוב. שחזור שציין את היכולת של החיה כדי להפעיל את הגוף שלו הניח בצד אחד, החזרת של הליכה פעילות, ומגיבים בתגובה לגירוי סביבתי-

6. מדידת עובי הרשתית ידנית מתמונות SD-אוקטובר

  1. לפתוח את הסריקה OCT על ידי לחיצה כפולה על השם של החיה.
  2. פתח ב'-הסריקה שהושג עם העדשה 30 מעלות או 55 °-
  3. בחר " עובי הפרופיל ".
  4. העיתונות " לערוך שכבה Segmentations " סמל ( איור 2B). התוכנה באופן אוטומטי מזהה את הגבלת הפנימי, לבסס את הממברנה.
  5. במידת הצורך, לתקן באופן ידני את המיקום של הגבלת הפנימי לבסס ממברנה. לשם כך, בחר את השכבה כדי להיות שונה מהצד השמאלי של המסך ולאחר מכן באפשרות עיגול אדום ( איור 2B). להזיז העיגול עם לחצן העכבר לחוץ כדי לשנות את הקו-
  6. לשנות את הקו כדי למקם את השכבה המתאימה בצורה נכונה. לחץ על " שמור וסגור " כדי לצאת מהחלון.
    הערה: בשל השתקפות של דמית, התוכנה עשויה לזהות את קרום הבסיס באופן שגוי. לכן, עדיף להגדיר את זה באופן ידני לפני שתמשיך עובי הרשתית למדידות.
  7. בחר " רשתית " תחת " שכבה " אפשרות. דיאגרמה של עובי הרשתית יופיע בתחתית המסך.
  8. לחץ על עמדה שונה הדיאגרמה או על B-scan כדי להציג את עובי הרשתית (מסומן במיקרומטר) עבור המיקום שנבחר.
  9. למדוד את עובי רשתית בהמרחק הרצוי בין ראש עצב הראייה, להעתיק את הערכים בגיליון.
  10. חזור על השלבים 5.1-5.9 עבור כל בעכבר על 30 מעלות והן את העדשה 55 °-
  11. לבצע ניתוח סטטיסטי בתוכנה הרצויה.

תוצאות

באמצעות פרוטוקול המובאת כאן, SD-אוקטובר ואבחון סלו תמונות התקבלו Cx3cr1gfp/gfp עכברים במהלך אותה הפעלה של הדמיה. איור 3 כולל SD נציג-סריקות יחיד שהושג עם 30 מעלות או עדשה 55 ° (איור 3 א) ותמונות סלו נציג שהושג עם 55 ° או עדשה 102 °, איפה הם דמיינ?...

Discussion

המאמר הנוכחי מדגים פרוטוקול עבור הרכישה של הרשתית B והדמיה של הפצה חיובית מיקרוגלייה gfp ברשתית העכבר במהלך אותה הפעלה של הדמיה. SD-אוקטובר, סלו משמשים יותר ויותר במודלים חייתיים של מחלות רשתית לספק מידע של שינויים ברשתית מעל הזמן10,14,17,

Disclosures

המחברים אין לחשוף.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי מענק של השוויצרי הקרן הלאומית למדע (SNSF; #320030_156019). המחברים קיבל תמיכה nonfinancial GmBH הנדסה היידלברג, גרמניה.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Spectralis Imaging system (HRA+OCT)Heidelberg Engineering, GermanyN/Aophthalmic imaging platform system
Heidelberg Eye ExplorerHeidelberg Engineering, GermanyN/AVersion 1.9.13.0
78D standard ophthalmic non-contact slit lamp lensVolk Optical Inc., Ohio, USAV78C
Spectralis wide angle 55° lensHeidelberg Engineering, Germany50897-002
ultra widefield 102° lensHeidelberg Engineering, Germany50117-001
medetomidine hydrochloride 1 mg/mL (Domitor)Provet AG, Lyssach, SwitzerlandSwissmedic Nr. 50'590 - ATCvet: QN05CM91anesthetic/analgesic
ketamine 50mg/ml (Ketalar)Parke-Davis, Zurich, Switzerland72276388anesthetic
tropicamide 0.5% + phenylephrine HCl 2.5% (Augentropfen mix)ISPI, Bern, SwitzerlandN/Apupil dilation
Omnican Insulin-50 0.5 ml G30 0.3 x 12mmB. Braun Mesungen AG, Carl-Braun-Straße, Germany9151125
hydroxypropylmethylcellulose (Methocel 2%)OmniVision, Neuhausen, SwitzerlandN/A
+4 dpt rigid gas permeable contact lensQuantum I, Bausch + Lomb Inc., Rochester, NYN/ABase Curve: 7.20 to 8.40 mm
Diameter: 9.00 / 9.60 / 10.20 mm
Power: -25.00 to +25.00 Diopters
balanced salt solution (BSS)Inselspital, Bern, SwitzerlandN/A
silicon forcepsN/AN/A
atipamezole 5 mg/mL (Antisedan)Provet AG, Lyssach, SwitzerlandN/Aα2 adrenergic receptor antagonist
GraphPad Prism 7GraphPad Software, Inc, San Diego, CA, USAN/Astatistical analysis software

References

  1. Madeira, M. H., Boia, R., Santos, P. F., Ambrosio, A. F., Santiago, A. R. Contribution of microglia-mediated neuroinflammation to retinal degenerative diseases. Mediators Inflamm. , 673090 (2015).
  2. Ng, T. F., Streilein, J. W. Light-induced migration of retinal microglia into the subretinal space. Invest Ophthalmol Vis Sci. 42 (13), 3301-3310 (2001).
  3. Langmann, T. Microglia activation in retinal degeneration. J Leukoc Biol. 81 (6), 1345-1351 (2007).
  4. Joly, S., et al. Cooperative phagocytes: resident microglia and bone marrow immigrants remove dead photoreceptors in retinal lesions. Am J Pathol. 174 (6), 2310-2323 (2009).
  5. Arroba, A. I., Alvarez-Lindo, N., van Rooijen, N., de la Rosa, E. J. Microglia-mediated IGF-I neuroprotection in the rd10 mouse model of retinitis pigmentosa. Invest Ophthalmol Vis Sci. 52 (12), 9124-9130 (2011).
  6. Zhang, C., Lam, T. T., Tso, M. O. Heterogeneous populations of microglia/macrophages in the retina and their activation after retinal ischemia and reperfusion injury. Exp Eye Res. 81 (6), 700-709 (2005).
  7. Geng, Y., et al. Optical properties of the mouse eye. Biomed Opt Express. 2 (4), 717-738 (2011).
  8. Lozano, D. C., Twa, M. D. Development of a rat schematic eye from in vivo biometry and the correction of lateral magnification in SD-OCT imaging. Invest Ophthalmol Vis Sci. 54 (9), 6446-6455 (2013).
  9. Vaz-Pereira, S., et al. Optical Coherence Tomography Features Of Active And Inactive Retinal Neovascularization In Proliferative Diabetic Retinopathy. Retina. 36 (6), 1132-1142 (2016).
  10. Kokona, D., Haner, N. U., Ebneter, A., Zinkernagel, M. S. Imaging of macrophage dynamics with optical coherence tomography in anterior ischemic optic neuropathy. Exp Eye Res. , (2016).
  11. Makiyama, Y., et al. Macular cone abnormalities in retinitis pigmentosa with preserved central vision using adaptive optics scanning laser ophthalmoscopy. PLoS One. 8 (11), e79447 (2013).
  12. Paques, M., et al. High resolution fundus imaging by confocal scanning laser ophthalmoscopy in the mouse. Vision Res. 46 (8-9), 1336-1345 (2006).
  13. Joshi, R., et al. Spontaneously occurring fundus findings observed using confocal scanning laser ophthalmoscopy in wild type Sprague Dawley rats. Regul Toxicol Pharmacol. 77, 160-166 (2016).
  14. Muraoka, Y., et al. Real-time imaging of rabbit retina with retinal degeneration by using spectral-domain optical coherence tomography. PLoS One. 7 (4), e36135 (2012).
  15. Fischer, M. D., et al. Noninvasive, in vivo assessment of mouse retinal structure using optical coherence tomography. PLoS One. 4 (10), e7507 (2009).
  16. Bell, B. A., et al. Retinal vasculature of adult zebrafish: in vivo imaging using confocal scanning laser ophthalmoscopy. Exp Eye Res. 129, 107-118 (2014).
  17. Bailey, T. J., Davis, D. H., Vance, J. E., Hyde, D. R. Spectral-domain optical coherence tomography as a noninvasive method to assess damaged and regenerating adult zebrafish retinas. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53 (6), 3126-3138 (2012).
  18. Huber, G., et al. Spectral domain optical coherence tomography in mouse models of retinal degeneration. Invest Ophthalmol Vis Sci. 50 (12), 5888-5895 (2009).
  19. Dysli, C., Enzmann, V., Sznitman, R., Zinkernagel, M. S. Quantitative Analysis of Mouse Retinal Layers Using Automated Segmentation of Spectral Domain Optical Coherence Tomography Images. Transl Vis Sci Technol. 4 (4), 9 (2015).
  20. Sim, D. A., et al. A simple method for in vivo labelling of infiltrating leukocytes in the mouse retina using indocyanine green dye. Dis Model Mech. 8 (11), 1479-1487 (2015).
  21. Bosco, A., Romero, C. O., Ambati, B. K., Vetter, M. L. In vivo dynamics of retinal microglial activation during neurodegeneration: confocal ophthalmoscopic imaging and cell morphometry in mouse glaucoma. J Vis Exp. (99), e52731 (2015).
  22. Acton, J. H., Cubbidge, R. P., King, H., Galsworthy, P., Gibson, J. M. Drusen detection in retro-mode imaging by a scanning laser ophthalmoscope. Acta Ophthalmol. 89 (5), e404-e411 (2011).
  23. Greenstein, V. C., et al. Structural and functional changes associated with normal and abnormal fundus autofluorescence in patients with retinitis pigmentosa. Retina. 32 (2), 349-357 (2012).
  24. Jung, S., et al. Analysis of fractalkine receptor CX(3)CR1 function by targeted deletion and green fluorescent protein reporter gene insertion. Mol Cell Biol. 20 (11), 4106-4114 (2000).
  25. Wang, X., et al. Requirement for Microglia for the Maintenance of Synaptic Function and Integrity in the Mature Retina. J Neurosci. 36 (9), 2827-2842 (2016).
  26. Ebneter, A., Casson, R. J., Wood, J. P., Chidlow, G. Microglial activation in the visual pathway in experimental glaucoma: spatiotemporal characterization and correlation with axonal injury. Invest Ophthalmol Vis Sci. 51 (12), 6448-6460 (2010).
  27. Ebneter, A., Kokona, D., Schneider, N., Zinkernagel, M. S. Microglia Activation and Recruitment of Circulating Macrophages During Ischemic Experimental Branch Retinal Vein Occlusion. Invest Ophthalmol Vis Sci. 58 (2), 944-953 (2017).
  28. Lin, Y. L., Potter-Baker, K. A. Using theoretical models from adult stroke recovery to improve use of non-invasive brain stimulation for children with congenital hemiparesis. J Neurophysiol. , (2017).
  29. Combadiere, C., et al. CX3CR1-dependent subretinal microglia cell accumulation is associated with cardinal features of age-related macular degeneration. J Clin Invest. 117 (10), 2920-2928 (2007).
  30. Bermudez, M. A., et al. Time course of cold cataract development in anesthetized mice. Curr Eye Res. 36 (3), 278-284 (2011).
  31. Toth, C. A., et al. A comparison of retinal morphology viewed by optical coherence tomography and by light microscopy. Arch Ophthalmol. 115 (11), 1425-1428 (1997).
  32. Ebneter, A., Kokona, D., Jovanovic, J., Zinkernagel, M. S. Dramatic Effect of Oral CSF-1R Kinase Inhibitor on Retinal Microglia Revealed by In Vivo Scanning Laser Ophthalmoscopy. Transl Vis Sci Technol. 6 (2), 10 (2017).
  33. Gabriele, M. L., et al. Reproducibility of spectral-domain optical coherence tomography total retinal thickness measurements in mice. Invest Ophthalmol Vis Sci. 51 (12), 6519-6523 (2010).
  34. Nakao, S., et al. Wide-field laser ophthalmoscopy for mice: a novel evaluation system for retinal/choroidal angiogenesis in mice. Invest Ophthalmol Vis Sci. 54 (8), 5288-5293 (2013).
  35. Wang, N. K., et al. Origin of fundus hyperautofluorescent spots and their role in retinal degeneration in a mouse model of Goldmann-Favre syndrome. Dis Model Mech. 6 (5), 1113-1122 (2013).
  36. Wang, N. K., et al. Cellular origin of fundus autofluorescence in patients and mice with a defective NR2E3 gene. Br J Ophthalmol. 93 (9), 1234-1240 (2009).
  37. Thanos, S. Sick photoreceptors attract activated microglia from the ganglion cell layer: a model to study the inflammatory cascades in rats with inherited retinal dystrophy. Brain Res. 588 (1), 21-28 (1992).
  38. Hughes, E. H., et al. Generation of activated sialoadhesin-positive microglia during retinal degeneration. Invest Ophthalmol Vis Sci. 44 (5), 2229-2234 (2003).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

129ophthalmoscopy

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved