JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

הפרוטוקול הנוכחי מתאר מודל מכרסמים של פגיעה היפוקסית-איסכמית ביילוד לזיהוי שינויים מוקדמים ברקמת המוח על ידי מורפולוגיה גסה והדמיית תהודה מגנטית. יש לכך יתרונות על פני מודלים קיימים, שניתן להשתמש בהם כדי לחקור פציעה מאוחרת אך אינם מאפשרים הערכה של שינויים מוקדמים הניתנים לשחזור.

Abstract

אנצפלופתיה היפוקסית-איסכמית סביב הלידה (HIE) היא מחלה חריפה שעלולה לפגוע בילודים, וכתוצאה מכך תוצאות נוירו-התפתחותיות משתנות לטווח ארוך וקצר. אבחון מוקדם הוא קריטי לזיהוי תינוקות שעשויים להפיק תועלת מהתערבות; עם זאת, אבחון מוקדם מסתמך במידה רבה על קריטריונים קליניים. אף בדיקה מולקולרית או רדיולוגית לא הראתה הבטחה באיתור פגיעה מוחית מוקדמת. מחקרים הראו כי הדמיית תהודה מגנטית (MRI) יכולה להראות שינויים הן בזרימת הדם/איסכמיה והן בהפרעה מטבולית. עם זאת, כולם שימשו להערכת השלב המשני של המחלה (>12 שעות) לאחר הופעת הפציעה. אבחון מוקדם הוא קריטי להתחלה מהירה של היפותרמיה טיפולית בתינוקות מתאימים, שכרגע מומלץ להתחיל תוך 6 שעות מהלידה. מודל החולדות של פגיעה היפוקסית-איסכמית פותח בשנת 1981 ותוקף ונעשה בו שימוש נרחב לחקר שינויים בזלוף המוח, סמני פגיעה מוחית ומורפולוגיה. עם זאת, הוא שימש בעיקר כ"מודל מאוחר", להערכת פציעה מספר ימים לאחר העלבון האיסכמי הראשוני. המודל ידוע כבעל רגישות ירודה בהערכת שינויים מוחיים מוקדמים אמינים וניתנים לשחזור. מטרת מחקר זה הייתה לפתח מודל אמין לחקר סמנים מורפולוגיים ורדיולוגיים מוקדמים של HIE באמצעות צביעה פתולוגית והדמיית תהודה מגנטית מוחית/ספקטרוסקופיה של תהודה מגנטית.

Introduction

אנצפלופתיה איסכמית היפוקסית (HIE) היא מצב הרסני הנובע מגורמים שונים בתינוקות שזה עתה נולדו1. חנק סביב הלידה ו/או הפרעה בזרימת הדם במוח עלולים לגרום לשינויים איסכמיים מוקדיים או גלובליים במוח2. שיעור ההיארעות הוא כ-1.6 ל-1,000 לידות חי, אך עשוי להגיע ל-12.1 ל-1,000 לידות חי במדינות מתפתחות3. מצב זה מביא לתמותה גבוהה (20%-50%), בעוד ש-25% מהשורדים צפויים לסבול ממוגבלות עצבית ארוכת טווח כגון פיגור שכלי, אפילפסיה או שיתוק מוחין4. ההתערבות הטיפולית היחידה שהוכחה כיעילה בפציעה קלה עד בינונית היא היפותרמיה טיפולית, אותה יש להתחיל תוך 6 שעות מהלידה 5,6,7,8,9. אמנם זה עשוי לסייע במניעת השינויים המטבוליים המובילים לפציעה משנית, אך ייתכנו גם פוטנציאל לתופעות לוואי כגון יתר לחץ דם, טרומבוציטופניה, זמן קרישה ממושך, דימום תוך גולגולתי, הפרעות קצב, נמק שומן וחוסר איזון אלקטרוליטיםבסרום 4,5. אבחון מוקדם של HIE בתינוקות הוא לעתים קרובות קשה מכיוון שהקריטריונים הם סובייקטיביים ומסתמכים במידה רבה על ממצאי הבדיקה הגופנית, המתפתחים עם הזמן. הדמיית תהודה מגנטית עשויה להראות שינויים המשקפים את הפציעה מספר ימים עד שבועות לאחר הפציעה. עם זאת, שינויים מורפולוגיים ב-T1/T2 MRI יכולים להיות נורמליים בעד שני שליש מאנצפלופתיה בינונית, קטגוריית התינוקות שסביר ביותר להפיק תועלת מהיפותרמיה טיפולית10. על פי דיווחים אחרונים, ספקטרוסקופיה של תהודה מגנטית (MRS) עשויה להראות שינויים מוקדמים בקורלציה עם HIE11 בילודים. עם זאת, עד כה לא בוצעו סטנדרטיזציה או אימות.

חוקרים רבים מסתמכים על מודלים של בעלי חיים כדי להעריך התערבויות אבחנתיות או טיפוליות פוטנציאליות לפגיעה בכלי הדם במוח. השיטה הנפוצה ביותר ליצירת אוטם היא קשירת עורק המוח האמצעי של מכרסמים 12,13. בעוד שלעתים קרובות משתמשים בו לחקר שבץ איסכמי במבוגרים, זה מאתגר מבחינה טכנית במכרסמים יילודים בשל גודלם הקטן ושבריריותם של הגורים בגיל המקביל למחלת יילוד אנושית. יתר על כן, הוא אינו מייצג את השינויים האיסכמיים המוחיים הגלובליים שסביר להניח שייראו ב-HIE. מודל רייס-ואנוצ'י14 של קשירת עורק הצוואר חד צדדית בחולדות שימש מאז שנות ה-80 כמודל מכרסמים חסכוני לחקר פגיעה מוחית היפוקסית-איסכמית. עם זאת, יש שונות גדולה בשינויים מוקדמים בכלי הדם במוח ותמותה גבוהה בניסויים קודמים. רוב המחקרים מדווחים על הפגיעה המוחית בשינויים ארוכי טווח (כלומר, לאחר 24 שעות של פציעה), שהם עקביים יותר. מחקר זה נועד לפתח גישה להערכת שינויים מולקולריים ורדיולוגיים מוקדמים (תוך 6 שעות) במודל חולדה של HIE. הפרוטוקול תוכנן להבטיח איסכמיה בגיל מוקדם (שווה ערך ליילוד) ולהגביר את הישרדות הגורים, במיוחד במהלך חשיפה להיפוקסיה. MRI / MRS שימשו להערכת עדויות רדיולוגיות לזרימה משתנה, שינויים ברקמת המוח ושינויים מטבוליים תוך 6 שעות מהפציעה. כמו כן בוצעה הערכה מורפולוגית גסה של אזורי האוטם. אימות נוסף של יכולת השחזור נערך על ידי חזרה על הניסויים בהמלטות מרובות.

Protocol

כל הליכי הניסוי אושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים של קרן המחקר הרפואי של אוקלהומה (OMRF) (פרוטוקול IACUC #17-17). נקבות ההריון של גורי חולדות Sprague-Dawley ב-E14 שימשו למחקר הנוכחי. בעלי החיים הושגו ממקור מסחרי (ראו טבלת חומרים).

1. הכנת בעלי חיים

  1. אקלום את בעלי החיים במתקן בעלי החיים לפני מסירת ההמלטה.
  2. שמור על כל החולדות במחזור אור / חושך של 12 שעות והאכיל ראצ'ו סטנדרטי.
  3. לאחר מסירת ההמלטה, שמור את הגורים עם הסכרים שלהם. השתמש בשני המינים לניסויים.
  4. בגיל 10 לאחר הלידה (P10), חלקו את הגורים באופן אקראי לקבוצות דמה או HIE.
    הערה: ציר הזמן של הניסוי מתואר באיור 1. כל הניסויים בוצעו באותו יום ב-P10.

2. קשירת עורק הצוואר (CAL) לקבוצת הניסוי HIE

  1. הניחו את גורי החולדות על כרית חימום.
  2. התחל הרדמה עם 4% איזופלורן בחמצן (0.6 LPM) באמצעות חרוט אף עד שרפלקס הצביטה נעלם. הורד את זרימת הגז ל-0.5%-2% לשמירה על ההרדמה. ודא שהגורים מחוסרי הכרה מבלי לדכא את דחף הנשימה.
  3. סמנו את הגורים על הזנב לזיהוי ורסנו אותם בעדינות עם סרט על כל ארבעת הגפיים.
  4. לגלח את אזור הצוואר ולעקר עם 70% תמיסת יוד-פובידון (ראה טבלת חומרים).
  5. בעזרת להב #11, בצע חתך בקו האמצע של 1 ס"מ דרך העור. נתח בזהירות את בלוטת הפרוטיד השמאלית ואת הפאשיה עד לחשיפת עורק הצוואר השמאלי. נייד בעדינות את הכלי באמצעות המוסטטים כדי לשחרר אותו מהפאשיה.
  6. בעזרת המוסטט קטן, העבירו בזהירות שני תפרים 5-0 (ראו טבלת חומרים) סביב הכלי, במרחק של 0.5 ס"מ זה מזה, וקשרו אותם בחוזקה.
  7. בעזרת מספריים קטנים, חותכים את העורק בין שני התפרים כדי להבטיח הפסקת זרימת הדם. סגור את העור והפאשיה עם 5-0 תפרי משי (ראה טבלת חומרים).
  8. יש להזריק בופרנורפין (10 יחידות ב-800 מיקרוליטר של מי מלח סטריליים רגילים) תוך צפקית ועוד 800 מיקרוליטר של מי מלח רגילים תת עורית בחלק האחורי של הצוואר כדי למנוע התייבשות.
    הערה: יש להשלים את ההליך תוך 10-12 דקות.
  9. החזירו את הגורים לכלובים עם הסכרים שלהם ואפשרו לגורים להתעורר ולהתאושש למשך 1-2 שעות.

3. הליך כירורגי מזויף לקבוצת הביקורת

  1. הניחו את גורי החולדות על כרית חימום.
  2. התחל הרדמה עם 4% איזופלורן בחמצן (0.6 LPM) באמצעות חרוט אף עד שרפלקס הצביטה נעלם. הורד את זרימת הגז ל-0.5%-2% לשמירה על ההרדמה. ודא שהגורים מחוסרי הכרה מבלי לדכא את דחף הנשימה.
  3. סמנו את הגורים על הזנב לזיהוי ורסנו אותם בעדינות עם סרט על כל ארבעת הגפיים.
  4. לגלח את אזור הצוואר ולעקר עם 70% תמיסת יוד-פובידון.
  5. בעזרת להב #11, בצע חתך בקו האמצע של 1 ס"מ בצוואר דרך העור ולאחר מכן סגור אותו עם 5-0 תפרי משי.
  6. עקוב אחר אותו הידרציה, שיכוך כאבים וטיפול לאחר הניתוח כמו בקבוצת HI (שלבים 2.8-2.9).

4. חשיפה להיפוקסיה הן לקבוצות CAL והן לקבוצות דמה

  1. הכן את תא ההיפוקסיה השקוף של פרספקס (ראה טבלת חומרים) על ידי הצמדת צינורות למכסה התא כדי לספק זרימת אוויר רציפה של 6 LPM של תערובת גז ההיפוקסיה (8% חמצן, 92% חנקן).
  2. הניחו כרית סופגת כחולה בתא והניחו מיד את גורי החולדות משתי הקבוצות בתא. אפשר לגורים להישאר בתא ההיפוקסיה למשך 45 דקות.
  3. טבלו את החדר באמבט מים עם מים חמים זורמים ברציפות כדי לשמור על הטמפרטורה שנקבעה על 37 מעלות צלזיוס בתוך החדר.
  4. הרטיבו את הגורים בתמיסת מלח דרך הפה באמצעות גבאז' של 600 מיקרוליטר לפני הכנסתם לתא ההיפוקסיה ו-600 מיקרוליטר בתום 45 הדקות.
  5. הוציאו את כל הגורים לכלובים עם הסכרים שלהם (ניסיוניים ודמה) ואפשרו להם להתאושש במשך שעתיים בחדר ליד מתקן הדמיית בעלי חיים קטנים.

5. הדמיית תהודה מגנטית וספקטרוסקופיה

  1. בצע MRI ו-MRS כדי לזהות ולהעריך את הסמנים הרדיולוגיים והמטבוליים 4 שעות לאחר סיום קשירת עורק הצוואר. בצע את ההליך בהרדמה עם ניטור לב וכלי דם רציף במתקן הדמיה של בעלי חיים קטנים.
  2. להרדים כל בעל חיים (עם 1.5% איזופלורן ו-0.7 ליטר לדקה חמצן) ולהניח אותו בבדיקת MR (ראה טבלת חומרים) במצב שכיבה על כרית סופגת כחולה המכסה כרית חימום. עקוב אחר קצב הנשימה של בעלי החיים באופן רציף באמצעות כרית פנאומטית בטנית (ראה טבלת חומרים).
  3. השתמש בסליל משטח ראש כמקלט אותות ושדר פולסים בתדר רדיו לדגימה דרך סליל נפח ריבועי (קוטר פנימי של 72 מ"מ, ראה טבלת חומרים).
  4. בצע MRI כדי להעריך הן את השינויים בזרימת הדם במוח (CBF) והן את השינויים בקבועי דיפוזיה של מים (ADC) בהתאם לשיטות שפורסמו בעבר 15,16,17. בצע מורפולוגיה של MRI (T1 ו-T2), דיפוזיה וזלוף כדי לקבוע את האזורים המושפעים ביותר והכי פחות מפוצצים במוח.
    הערה: הערכים הממוצעים עבור זלוף ודיפוזיה (ADC) בכל קבוצה מושווים בין הצד הקשור לצד הבקרה (צד עורק הצוואר השלם).
  5. בצע MRS בהתאם לשיטות שפורסמו בעבר15,17 ונתח באמצעות תוכנית מקודדת פנימית באמצעות תוכנת Mathematica (ראה טבלת חומרים).
  6. קנה מידה של ספקטרום MR בחלקים למיליון (ppm) על ידי כיול כנגד שיא המים (4.78 ppm). זהה את השיאים המטבוליים העיקריים במוח כ-N-אצטילספרטט (NAA) ב-2.02 חלקים למיליון, כולין (Cho) ב-3.22 חלקים למיליון, קריאטין (Cr) ב-3.02 חלקים למיליון ומיו-אינוזיטול ב-3.53 חלקים למיליון.
    הערה: מדידות שטח השיא של המטבוליטים משמשות לחישוב היחסים הבאים: NAA ל-Cho (NAA/Cho), Cr ל-Cho (Cr/Cho) ו-Myo-Ins ל-Cho (Myo-Ins/Cho)15.

6. ניתוח סרום ורקמות מוח

  1. בצע דגימת דם לאחר 5.5 שעות לאחר קשירת עורק הצוואר או הליך דמה על פי שיטות שפורסמו בעבר18.
  2. הרדמו את הגורים שוב עם 4% איזופלורן.
  3. בעזרת להב חד #11, בצע חתך בבטן, ואחריו חתך סרעפתי כדי לחשוף את הלב.
  4. בצע דגימת דם באמצעות ניקור לב כמתואר קודם לכן18. בקצרה, הכנס מחט 32 גרם על מזרק של 1 מ"ל לחדר הלב הימני ושאף בעדינות 1 מ"ל דם.
  5. אפשר לכל הדם להיקרש, ולאחר מכן צנטריפוגה ב-1,000 x גרם למשך 15 דקות ב-4 מעלות צלזיוס. הסרום מופרד לצינורות מיקרו-צנטריפוגות נקיים.
  6. ערפו את ראשו של ראש הגור כולו לצורך הערכה גסה של פתולוגיה מוחית ולאחר מכן טבלו אותו בקרח למשך 2 דקות.
  7. בצע חתך בקרקפת הגב מבסיס הגולגולת ועד קצה האף וקילף את עצמות הגולגולת מסביב למוח. הוציאו את כל המוח השלם לצלחת פטרי נקייה.
  8. סמן את הצד הימני של המוח עם סמן לא רעיל. מקם את המוח עם משטח הצפלד כלפי מעלה כך ששתי ההמיספרות יהיו גלויות. בעזרת סכין גילוח קר כקרח, חתכו את המוח לארבעה חלקים שווים במקביל למישור העטרה.
  9. טבלו את חלקי המוח בתמיסת 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride (TTC, ראו טבלת חומרים) בצלחת פטרי מכוסה בנייר כסף למניעת רגישות לאור ודגרו במשך 15 דקות בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס.
    הערה: אזורים עם אוטם מסומנים כאזורים לבנים ללא כתם TTC אדום.
  10. אם האוטמים עדינים או קשים לזיהוי, יש להזריק 0.5-1 מ"ל TTC (1%) במי מלח עם פוספט ישירות ללב הימני לאחר חתך בטן וכריתת בית החזה, ולאפשר לחלחל במשך 2 דקות לפני עריפת ראשו של הגור.
  11. אחסן את רקמת המוח והסרום בטמפרטורה של -80 מעלות צלזיוס אם נדרש ניתוח נוסף.

תוצאות

הפרוטוקול הנוכחי לייצור והערכה של שינויים מוחיים מוקדמים לאחר HIE היה קל ליישום ואיפשר הדמיה פתולוגית ורדיולוגית גסה של פגיעה מוחית תוך 6 שעות מהעלבון בגורי חולדות ב-P10. תוכנית הניסוי מתוארת באיור 1. שני המינים נותחו יחד, ובכל קבוצה נבדקו 24 בעלי חיים מחמישה ...

Discussion

פרוטוקול מחקר בגורי חולדות שזה עתה נולדו תוכנן בהצלחה כדי לדמיין ולנתח סמנים מוקדמים של פגיעה מוחית ב-HIE. נכון להיום, חסרים כלי הערכה אובייקטיביים לאיתור פגיעה מוחית מוקדמת באוכלוסיית היילודים. לאחר פגיעה ב- HI, קיים שלב (1-6 שעות) בו לפגיעה בחילוף החומרים החמצוני במוח יש פו?...

Disclosures

אין ניגודי אינטרסים לאף אחד מהכותבים.

Acknowledgements

אנו מודים לצוות הווטרינרי של קרן המחקר הרפואי של אוקלהומה על המומחיות והסיוע בשינוי פרוטוקולי הטיפול בבעלי חיים.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.9% Normal salineFisher ScientificZ1376
2,3,5-triphenyltetrazolium chloride (TTC)Millipore SigmaT8877
Abdominal pneumatic pillowSA Instruments, Inc., Stony Brook, NY
Absorbent Underpads with Waterproof Moisture Barrier, 58.4 x 91.4 cm, 680 mLFisher Scientific501060566
BD 30 G Needle and syringeFisher ScientificCatalog No.14-826-10
Biospec 7.0 Tesla/30 cm horizontal-bore magnet small animal imaging systemBruker Biospin, Ettlingen, Germany
BuprenorphineProvided by veterenary medicine
Compact Thermometer with ProbeFisher ScientificS01549
Gas mixture 92% nitrogen 8% oxygenAirgas
Head surface coilBruker BioSpin MRI Gmbh, Ettlingen, Germany
Isoflurane gasProvided by veterenary medicine
Isotemp Immersion Circulator 2100Fisher ScientificDiscontinuedImmersed in water bath chamber with continous flowing water via tubing
Lead Ring Flask WeightsVWR29700-060Water bath weights to ensure rodent chamber stays submerged in water bath
Mathematica SoftwareWolfram Research, Champaign, IL, USAversion 6.0
Pedialyte Electrolyte Solution, Hydration Drink, 1 Liter, UnflavoredPedialyteObtained from CVS
Phosphate-buffered saline (DPBS, 1X), Dulbecco's formulaMillipore SigmaJ67670.AP
Plastic clear bucketWe used an old rodent housing cage- this is a good alternative: Cambro 182615CW135 Camwear Food Storage Box, 18" X 26" X 15", Model #:182615CW135
Plexiglass Rodent Restraint ChamberPedialyte/CVSVetinary medicine provided a small chamber used to restrain rodents. Approximately 6x4x4 inches
Pregnant Sprague Dawley rats at E14Charles RiverStrain Code 400
Purdue Products Betadine SwabsticksFisher Scientific19-061617
Quadrature volume coil (72-mm inner diameter)Bruker BioSpin MRI Gmbh, Ettlingen, Germany
Stoelting Silk SutureFisher ScientificCatalog No.10-000-656
Vicryl 5-0 sutureFisher Scientific NC1985424

References

  1. Douglas-Escobar, M., Weiss, M. D. Hypoxic-ischemic encephalopathy: A review for the clinician. JAMA Pediatrics. 169 (4), 397-403 (2015).
  2. Bano, S., Chaudhary, V., Garga, U. C. Neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy: A radiological review. Journal of Pediatric Neurosciences. 12 (1), 1-6 (2017).
  3. Lee, A. C., et al. Intrapartum-related neonatal encephalopathy incidence and impairment at regional and global levels for 2010 with trends from. Pediatric Research. 74, 50-72 (2013).
  4. American College of Obstetricians and Gynecologists Task Force on Neonatal Encephalopathy. Executive summary: Neonatal encephalopathy and neurologic outcome, second edition. Report of the American College of Obstetricians and Gynecologists Task Force on Neonatal Encephalopathy. Obstetrics & Gynecology. 123 (4), 896-901 (2014).
  5. Jacobs, S. E., et al. Whole-body hypothermia for term and near-term newborns with hypoxic-ischemic encephalopathy: A randomized controlled trial. Archives of Pediatrics and Adolescent. 165 (8), 692-700 (2011).
  6. Drury, P. P., Gunn, E. R., Bennet, L., Gunn, A. J. Mechanisms of hypothermic neuroprotection. Clinics in Perinatology. 41 (1), 161-175 (2014).
  7. Higgins, R. D., et al. Hypothermia and other treatment options for neonatal encephalopathy: An executive summary of the Eunice Kennedy Shriver NICHD workshop. The Journal of Pediatrics. 159 (5), 851-858 (2011).
  8. Patel, S. D., et al. Therapeutic hypothermia and hypoxia-ischemia in the term-equivalent neonatal rat: characterization of a translational preclinical model. Pediatric Research. 78 (3), 264-271 (2015).
  9. Park, W. S., et al. Hypothermia augments neuroprotective activity of mesenchymal stem cells for neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. PLoS One. 10 (3), 0120893 (2015).
  10. Agut, T., et al. Early identification of brain injury in infants with hypoxic ischemic encephalopathy at high risk for severe impairments: Accuracy of MRI performed in the first days of life. BMC Pediatrics. 14, 177 (2014).
  11. Guo, L., et al. Early identification of hypoxic-ischemic encephalopathy by combination of magnetic resonance (MR) imaging and proton MR spectroscopy. Experimental and Therapeutic Medicine. 12 (5), 2835-2842 (2016).
  12. Ashwal, S., Cole, D. J., Osborne, S., Osborne, T. N., Pearce, W. J. A new model of neonatal stroke: reversible middle cerebral artery occlusion in the rat pup. Pediatric neurology. 12 (3), 191-196 (1995).
  13. Larpthaveesarp, A., Gonzalez, F. F. Transient middle cerebral artery occlusion model of neonatal stroke in P10 rats. Journal of Visualized Experiments. (122), e54830 (2017).
  14. Rice, J. E., Vannucci, R. C., Brierley, J. B. The influence of immaturity on hypoxic-ischemic brain damage in the rat. Annals of Neurology. 9 (2), 131-141 (1981).
  15. Bozza, F. A., et al. Sepsis-associated encephalopathy: A magnetic resonance imaging and spectroscopy study. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 30 (2), 440-448 (2010).
  16. Garteiser, P., et al. Multiparametric assessment of the anti-glioma properties of OKN007 by magnetic resonance imaging. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 31 (4), 796-806 (2010).
  17. Towner, R. A., et al. Anti-inflammatory agent, OKN-007, reverses long-term neuroinflammatory responses in a rat encephalopathy model as assessed by multi-parametric MRI: implications for aging-associated neuroinflammation. Geroscience. 41 (4), 483-494 (2019).
  18. Adeghe, A. J., Cohen, J. A better method for terminal bleeding of mice. Lab Animal. 20 (1), 70-72 (1986).
  19. Rodriguez, M., Valez, V., Cimarra, C., Blasina, F., Radi, R. Hypoxic-ischemic encephalopathy and mitochondrial dysfunction: Facts, unknowns, and challenges. Antioxiddants & Redox Signaling. 33 (4), 247-262 (2020).
  20. Vannucci, R. C., Towfighi, J. Experimental models of hypothermic circulatory arrest. Seminars in Pediatric Neurology. 6 (1), 48-54 (1999).
  21. Sarkar, S., Barks, J. D. Systemic complications and hypothermia. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 15 (5), 270-275 (2010).
  22. Chiamulera, C., Terron, A., Reggiani, A., Cristofori, P. Qualitative and quantitative analysis of the progressive cerebral damage after middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Research. 606 (2), 251-258 (1993).
  23. Hatfield, R. H., Mendelow, A. D., Perry, R. H., Alvarez, L. M., Modha, P. Triphenyltetrazolium chloride (TTC) as a marker for ischaemic changes in rat brain following permanent middle cerebral artery occlusion. Neuropathology and Applied Neurobiology. 17 (1), 61-67 (1991).
  24. Goldlust, E. J., Paczynski, R. P., He, Y. Y., Hsu, C. Y., Goldberg, M. P. Automated measurement of infarct size with scanned images of triphenyltetrazolium chloride-stained rat brains. Stroke. 27 (9), 1657-1662 (1996).
  25. Robertson, N. J., Thayyil, S., Cady, E. B., Raivich, G. Magnetic resonance spectroscopy biomarkers in term perinatal asphyxial encephalopathy: From neuropathological correlates to future clinical applications. Current Pediatric Reviews. 10 (1), 37-47 (2014).
  26. Gano, D., et al. Evolution of pattern of injury and quantitative MRI on days 1 and 3 in term newborns with hypoxic-ischemic encephalopathy. Pediatric Research. 74 (1), 82-87 (2013).
  27. da Silva, L. F., Hoefel Filho, J. R., Anes, M., Nunes, M. L. Prognostic value of 1H-MRS in neonatal encephalopathy. Pediatric Neurology. 34 (5), 360-366 (2006).
  28. van de Looij, Y., Chatagner, A., Huppi, P. S., Gruetter, R., Sizonenko, S. V. Longitudinal MR assessment of hypoxic ischemic injury in the immature rat brain. Magnetic Resonance in Medicine. 65 (2), 305-312 (2011).
  29. Shibasaki, J., et al. Changes in brain metabolite concentrations after neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. Radiology. 288 (3), 840-848 (2018).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

HIEMRI

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved