Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

שיטה זו מדגימה ניתוח קטרקט in vivo על ידי הסרת תאי סיבי עדשה מעכברים בוגרים והשארת שקית הקופסית עם תאי אפיתל מחוברים לעדשה (LECs). תגובת הפציעה מוערכת בזמנים שונים לאחר הניתוח באמצעות קריטריונים מולקולריים ומורפולוגיים.

Abstract

ניתוח קטרקט (CS) הוא טיפול יעיל לקטרקט, גורם עיקרי לנכות ראייה ברחבי העולם. עם זאת, ניתוח קיסרי מוביל לדלקת עיניים, ובטווח הארוך, הוא עלול לגרום לפסיפיקציה של הקופסיפיקציה האחורית (PCO) ו / או פריקת עדשה המונעת על ידי צמיחת יתר לאחר ניתוח של תאי אפיתל עדשה (LEC) והפיכתם למיופיברובלסטים ו / או תאי סיבים חריגים. עם זאת, המנגנונים המולקולריים שבאמצעותם CS גורם לדלקת ול- PCO עדיין מעורפלים מכיוון שרוב המודלים במבחנה אינם משחזרים את תגובת ריפוי הפצע של LECs הנראים in vivo, בעוד שמודלים מסורתיים של בעלי חיים של ניתוחי קטרקט, כגון ארנבות, אינם מאפשרים מניפולציה גנטית של ביטוי גנים כדי לבדוק מנגנונים. לאחרונה, המעבדה שלנו ואחרים השתמשו בהצלחה בעכברים מהונדסים גנטית כדי לחקור את המנגנונים המולקולריים המניעים את השראת האיתות הפרו-דלקתי ואפיתל LEC למעבר מזנכימלי, מה שמוביל לתובנה חדשה לגבי פתוגנזה של PCO. כאן, אנו מדווחים על הפרוטוקול שנקבע למידול ניתוחי קטרקט בעכברים, המאפשר פרופיל שעתוק חזק של תגובת LECs להסרת תאי סיבי עדשה באמצעות RNAseq, הערכת ביטוי חלבונים על ידי אימונופלואורסנציה כמותית למחצה, ושימוש בכלים גנטיים מודרניים של עכברים כדי לבחון את תפקודם של גנים המשערים להשתתף בפתוגנזה של דלקת חריפה כמו sequelae, כמו גם המרה מאוחרת יותר של LECs למיופיברובלסטים ו/או תאי סיבי עדשה חריגים.

Introduction

העדשה היא רקמה מאורגנת ושקופה מאוד השוברת אור כדי לייצר תמונה ממוקדת בבירור על הרשתית 1,2,3. איבר מיוחד זה מוקף בקרום מרתף רצוף (הקפסולה), המבודד את העדשה מחלקים אחרים של העין. המשטח הקדמי הפנימי של הקפסולה מעגן שכבה אחת של תאי אפיתל עדשה (LECs), אשר לאחר מכן מתמיינים בקו המשווה של העדשה לתאי סיבי עדשה, המהווים את הרוב המכריע של עדשה3. קטרקט מתרחש כאשר העדשה מאבדת את שקיפותה עקב גורמים כמו הזדקנות, מוטציה גנטית, קרינת UV, לחץ חמצוני וטראומה עינית4. קטרקט הוא גורם מוביל לעיוורון ברחבי העולם, במיוחד במדינות עם טיפול רפואי לקוי5. עם זאת, מצב זה מטופל כעת בקלות על ידי הסרה כירורגית של תאי עדשה אטומים על ידי phacoemulsification שבו קפסולת העדשה המרכזית ואפיתל העדשה מחובר מוסרים, ואחריו שימוש בבדיקה רוטטת כדי לשבור את המסה התאית של העדשה למקטעים קטנים יותר שניתן לשאוב החוצה; משאיר אחריו שקית קפסולרית עם כמה LECs משווניים מחוברים1. הראייה משוחזרת לרוב על ידי השתלה לאחר ניתוח של עדשה תוך עינית מלאכותית (IOL).

בעוד ניתוח קטרקט (CS) הוא טיפול יעיל ביותר וזעיר פולשני עבור קטרקט, התאוששות לאחר הניתוח של המטופל יכול להיות מעוכב בחריפות על ידי התפתחות של דלקת עיניים 5,6,8. דלקת זו עלולה לגרום לכאבים לאחר הניתוח, בצקת ברשתית המובילה להיפרדות רשתית, כמו גם להחמרה של מצבים דלקתיים ופיברוטיים אחרים כמו אובאיטיס וגלאוקומה 4,7,8,9. דלקת עיניים לאחר CS (PCS) מטופלת בדרך כלל עם טיפות עיניים אנטי דלקתיות אשר סובלות מהיענות לקויה של המטופל או ניתוח קטרקט ללא טיפות שיכול להוביל לשכיחות מוגברת של צפים 8,10,11. בטווח הארוך, התוצאות של ניתוח קיסרי יכולות להיפגע על ידי התפתחות של opacification הקופסי האחורי (PCO)12. PCO מתרחשת כאשר LECs שיורית שנותרה מאחור לאחר הניתוח לעבור תגובה ריפוי פצע, להתרבות ולנדוד על קפסולת העדשה האחורית בחודשים עד שנים PCS תורם חסימת ראייה משנית13,14.

הבנת המנגנונים המולקולריים שבאמצעותם ניתוח קיסרי גורם לתגובות חריפות וכרוניות כאלה מהווה אתגר גדול בתחום, שכן רוב הספרות החוקרת PCO מסתמכת על השראת המרת LEC למיופיברובלסטים בתרבית באמצעות טיפול בגורם גדילה פעיל טרנספורמטיבי בטא (TGFβ)12,15. מודלים של שקיות קפסולריות אנושיות שנוצרו מעדשות גופה שגודלו במבחנה משקפים טוב יותר את הביולוגיה של PCS העדשה מכיוון שעדשות LEC מתורבתות על קרום המרתף הטבעי שלהן אך קשה לתפעל אותן באופן מכניסטי, אינן משחזרות את הסביבה התוך עינית, והן משתנות מטבען עקב שונות עדשה לעדשה (או תורם לתורם)16,17. ארנב 1,18 ופרימט לא אנושי19,20 in vivo מודלים של ניתוח קטרקט להתגבר על כמה בעיות אלה, אבל עדיין לא קל לתפעל עבור מחקרים מכניסטיים. יש לציין כי מחקר קודם על התחדשות עדשות יונקים מצא התחדשות עדשה משמעותית בתוך ארבעה שבועות לאחר שתאי סיבי העדשה הוסרו מעכברים, והותירו את תאי האפיתל והקפסולה של העדשה מאחור, בעוד שלא התרחשה צמיחה מחודשת של העדשה כאשר העדשה כולה הוסרה21,22. לאחר מכן ייעלנו הליך זה וביצענו אופטימיזציה לחקר התגובה החריפה של LECs להסרת תאי סיבי עדשה והפיכתם לאחר מכן לאוכלוסייה מעורבת של תאים עם תכונות תאי מיופיברובלסט וסיבים. 

באמצעות מודל עכבר זה של ניתוח קטרקט, הראינו כי תאי אפיתל עדשה לעצב מחדש באופן דרסטי את התעתיק שלהם על ידי 6 שעות PCS לייצר ציטוקינים פרו דלקתיים רבים23, בעוד שהם מתחילים לבטא סמנים פיברוטיים כבר 24 שעות PCS12,23, לפני תחילת איתות TGFβ קנוני. ניסויים מכניסטיים בעכברי נוקאאוט באמצעות מודל זה גילו כי ביטוי פיברונקטין תאי על ידי LECs נדרש עבור PCS תגובה פיברוטית מתמשכת, ככל הנראה הן בשל תפקידו בהרכבת ECM פיברוטי והן באיתות תאי12. מחקרים אחרים הראו כי αVβ8-integrin נדרש למעבר של LECs למיופיברובלסטים בשל תפקודו בהפעלת TGFβ, והפוטנציאל של גישה זו לזהות מוליכים טיפוליים נגד PCO אושר כאנטגוניסט αVβ8-integrin חסם גם LEC EMT15.

כאן, אנו מספקים פרוטוקול מפורט המתאר כיצד להסיר את תאי סיבי העדשה מעכברים חיים (איור 1 ואיור 4) תוך השארת קפסולת העדשה ו-LECs מאחור כדי למדל את תגובת LEC לניתוח קטרקט.

Protocol

הפרוטוקול הבא אושר על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים באוניברסיטת דלאוור תחת פרוטוקול #1039-2021-1. בהתאם לאגודה לחקר הראייה והעיניים (ARVO) לשימוש בבעלי חיים בחקר העיניים והראייה24, כל ניתוחי הישרדות העין יכולים להתבצע רק בעין אחת. ראה טבלת חומרים לקבלת פרטים על ריאגנטים ומכשירים המשמשים בפרוטוקול זה. גישות חלופיות לחילוץ סיבי העדשה ולתפירה מוצגות באיור 2 ובאיור 3.

1. בעלי חיים

  1. השתמש בכל זן עכבר מעבדה מסוג פרא או מהונדס גנטית שיש לו עיניים עם עדשות שלמות עבור הליך זה.
    1. השתמש בעכברי C57BL/6 כנקודת התחלה, מכיוון שתגובותיהם ניתנות לשחזור ברמה המורפולוגית והמולקולרית 25,26.
      הערה: ניתן להשתמש ב-C57BL/6 או בכל זן עכבר. בפרוטוקול הווידאו, עכבר FVB משמש להדגמה חזותית טובה יותר.
    2. בצע מחקרים על התגובה של מוטנטים על זני עכברים אחרים עם בקרות תואמות זן.
      הערה: בפועל, ניתן לבצע הליך זה על עכברים שבעדשות שלהם יש קטרקט כל עוד קפסולת העדשה שלמה והעדשה לא עברה הנזלה משמעותית. ראה מחקר של עכברים עם מחיקה מותנית עדשה של גורם השעתוק Sip127.
  2. בצע ניתוח זה בעכברים משני המינים החל מגיל 8 שבועות ועד גיל 24 חודשים25,26.
    1. בצע ניתוח זה בעכברים צעירים עוד יותר (לאחר פתיחת עפעפיים) עם תרגול, אם כי זה יהיה קשה יותר כמו עיניים אלה יהיו קטנים משמעותית.
    2. היזהר במיוחד בניתוחים בעכברים קשישים בשל סבילות נמוכה יותר שלהם להרדמה25,26.
      הערה: הבדלים בין המינים בתגובות לניתוח שכיחים יותר בקרב עכברים קשישים26.

2. הכנת פתרונות וכלי ניתוח

  1. להשיג חומרי הרדמה ומשככי כאבים, טיפות הרחבה, אזמל חד פעמי סטרילי, #5 מלקחיים Dumont, 2-110 מלקחיים תפרים, מחטים (26 G 1/2 ו 27 G 45° כפוף ניפוק קצה 1"), מזרקים, ותמיסת מלח מאוזנת (BSS).
  2. לעקר כלי ניתוח באוטוקלאב.

3. לפני הרדמה

  1. לפני ההרדמה, תנו לעכבר טיפה אחת של 1% אטרופין ו-2.5% פנילפרין כדי להרחיב את האישון (ראו איור 1A) של העין שעוברת ניתוח. יש למרוח משחה אופתלמית על העין שאינה מנותחת כדי למנוע התייבשות פני השטח.
    הערה: הצהרת ARVO על השימוש בבעלי חיים במחקר עיניים24 מאפשרת רק לעין אחת לעבור ניתוח הישרדות, ומשאירה את העין השנייה ללא נגיעה, כך שהחיה שומרת על הראייה. לכן, ניתוחי הישרדות הם תמיד חד צדדיים; עם זאת, ניתן לנתח את העין הנגדית, שאינה מופעלת, ממש לפני ההקרבה, כדי ליצור בקרות 'זמן אפס' תואמות בעלי חיים.
  2. ודא שטיפות העיניים אינן זולגות במורד פניו של העכבר ונכנסות לאף, מכיוון שהדבר עלול להפריע לנשימתו.
  3. הכינו מזרק עם BSS סטרילי באמצעות מחט סטרילית 26 גרם 1/2. התאימו את המזרק לקצה חלוקה קהה סטרילי של 27 G 45° בקוהה של 1 אינץ' (המכונה קצה חלוקה להלן).

4. הרדמה

  1. לאחר טיפות עיניים, הרדימו את העכבר באמצעות הזרקה תוך-צפקית של תמיסת קסילזין/קטמין/אצפרומזין (35 מ"ג/ק"ג, 80 מ"ג/ק"ג ו-0.5 מ"ג/ק"ג) (איור 1B).
    הערה: ייתכן שהרדמה בשאיפה לא תהיה אפשרית אלא אם כן ניתן להשתמש בקונוס אף מיוחד כדי לאפשר גישה לעין הדרושה לניתוח.

5. ביצוע החתך

  1. ברגע שהעכבר נמצא תחת הרדמה מלאה, כפי שנמדד על-ידי היעדר רפלקס צביטת הבוהן, והאישון שלו התרחב לחלוטין (2 מ"מ) (איור 4A), העכבר מוכן לניתוח.
    1. העבר את העכבר המרדים לשלב של מיקרוסקופ אור מנתח תרכובת. השתמש בכרית חימום כדי להבטיח שלעכבר יש ויסות תרמי הולם והשתמש בווילונות סטריליים.
    2. הצג את העין תחת הגדלה של 10x-20x באמצעות מיקרוסקופ מנתח (ראה טבלת חומרים לקבלת פרטים).
  2. בצע חתך 1-1.5 מ"מ במרכז הקרנית באמצעות אזמל כירורגי סטרילי. ודאו שהחתך נמשך דרך הקרנית וחותך את קפסולת העדשה הקדמית (איור 1C ואיור 4B).

6. הפרדת סיבי העדשה משקית הקופסית

  1. אחזו במזרק עם קצה ניפוק המכיל BSS סטרילי והוצאו בעדינות טיפה אחת של BSS מעל הקרנית כדי להרטיב את פני השטח למניפולציה נוספת.
  2. יש להפריד את מסת סיבי העדשה מקפסולת העדשה.
    1. הכנס את קצה הניפוק דרך חתך הקרנית המרכזי לתוך חתך קפסולת העדשה, ולאחר מכן הזז בעדינות את המחט בתנועה סיבובית תוך שחרור איטי של BSS כדי להפריד קשרים אפיקליים-אפיקליים בין תאי אפיתל עדשה לתאי סיבים (דיסקציה הידרו), ובסופו של דבר לסלק את מסת סיבי העדשה (איור 1D).
    2. ברוב המקרים, מסת הסיבים בסופו של דבר תיצמד לקצה הניפוק במהלך התהליך הזה (איור 2A). אם זה קורה, בעדינות להסיר את קצה ניפוק מן העין הפנימית; ולנקות עם מגבת סטרילית כדי להסיר את הרקמה הזו. חזור על הפעולה עד שכל תאי סיבי העדשה יוסרו.
    3. לחלופין, השתמשו במלקחיים זעירים (מספר 5 Dumont) כדי לחלץ את גרעין העדשה (איור 2B). אם משתמשים בשיטה זו, יש להקפיד כי חתך הקרנית המקורי עולה על קוטר הגרעין כדי להבטיח הסרה קלה.
  3. שטוף את כמוסת העדשה עם BSS סטרילי כדי להסיר את כל הסיבים שנותרו.
  4. אשרו שקפסולת העדשה נשארת בתוך העין (איור 1E ואיור 4C) על-ידי צפייה במראה השקוף/זכוכית שלה דרך המיקרוסקופ.

7. ניפוח החדר הקדמי ותפירת חתך הקרנית

  1. לנפח את החדר הקדמי לעומקו הרגיל על ידי הזרקת BSS דרך החתך לחדר הקדמי.
    1. הוסף מעכבים או מפעילים של מסלולי איתות מעניינים ל- BSS כדי לבדוק את תפקידם בתגובת הפגיעה בעדשה12,15.
      הערה: בעלי חיים יכולים גם להיות מטופלים באופן סיסטמי עם מעכבי מסלול, אשר עשוי להיות נחוץ בהתאם לפרמקוקינטיקה של מחזור התרופות כמו איזון הומור מימי נוצר מחדש לאחר ניתוח15.
  2. תפרו את חתך הקרנית בקשרים מרובעים באמצעות חוט ניילון 10-0 עם מחט מחודדת ומעוקלת בגודל 5.3 מ"מ 1/2c (איור 1F ואיור 4D-F).
    1. הניחו תפר מרובע אחד בחלק המרכזי של החתך או שני תפרים מרובעים בחצי העליון והתחתון של החתך המקורי (ראו איור 3). מספר התפרים תלוי באורך החתך בקרנית.
    2. אין לנקב את שני דשי הקרנית בו זמנית. במקום זאת, החזיקו דש קרנית אחד באמצעות מלקחיים ביד הלא דומיננטית ודחפו את המחט/ניילון דרכה. לאחר שצד אחד של הקרנית נוקב, דחפו את המחט/ניילון דרך דש הקרנית הבא. סגרו את דשי הקרנית באמצעות תפרים מרובעים.

8. טיפול לאחר ניתוח

הערה: משחה אנטיביוטית מקומית מוחלת על העין, וחומרים משככי כאבים מנוהלים. עכברים בדרך כלל אינם מראים סימני מצוקה לאחר הניתוח הראשוני. במידת הצורך, גרסה שחרור איטי של buprenorphine ניתן להשתמש.

  1. מיד לאחר ניתוח זה, בצע את שלבי המשנה הבאים.
    1. יש למרוח טיפה אחת של משחה אופתלמית אריתרומיצין 0.5% ישירות מעל התפר. יש לוודא שכל החתך מכוסה במשחה.
    2. מתן זריקה intraperitoneal של buprenorphine (0.1 מ"ג / ק"ג).
  2. אפשר לעכבר להתאושש מהרדמה בכלוב הממוקם על כרית חימום כדי למטב את התמיכה התרמית.
    הערה: עקוב אחר בעל החיים לאיתור סימני טראומה, מצוקה או אי נוחות. חלק מהסימנים כוללים זיהום/גירוד באתר הניתוח, תפר שנעקר, אובדן פרווה וכו'.

9. מעקב אחר התאוששות בעלי חיים

  1. עקוב אחר התאוששות בעל החיים לאחר הניתוח עד שהוא מתעורר מההרדמה.
  2. בדוק עכברים כל יום במשך 3 הימים הראשונים לאחר הניתוח.
    הערה: בדרך כלל אין צורך להסיר תפרים מכיוון שעכברים מוקרבים לפני ריפוי מלא (שבועיים PCS) או תפרים נושרים באופן ספונטני.
  3. יש לתת בופרנורפין דרך הפה, לפי הצורך לטיפול בכאב לאחר 4-8 שעות לאחר הניתוח, במינון של 0.5 מ"ג/ק"ג (בג'לו) או במינון של 0.1 מ"ג/ק"ג למי שלא אוכל. לחלופין, יש לתת בופרנורפין שחרור מורחב ממש לפני הניתוח.
    הערה: במידת האפשר, יש להשתמש במשככי כאבים מקדימים, אך הדבר עשוי לדרוש התאמות לפרוטוקול משככי הכאבים הדורשות בדיקה ואישור מהוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים.

10. המתת חסד

  1. הרדימו את העכבר בזמן הרצוי לאחר הניתוח
    1. הסרת העין המנותחת באמצעות העין הלא מנותחת כרקמת בקרה; או להרדים מחדש את החיה, לבצע ניתוח להסרת תאי סיבי עדשה בעין הנגדית שלא נותחה קודם לכן, ואז להקריב מיד את בעל החיים (מבלי לאפשר לו להתעורר מההרדמה) כדי לספק שליטה המופעלת בזמן אפס.
    2. הקפידו על דיסקציה מהירה וקצירת רקמות.
      הערה: LECs עוברים שינויים שעתוק בתוך דקות מהניתוח ולכן קצירת רקמות מהירה וקיבוע / הקפאה נחוצים כאשר לומדים תגובות LEC מוקדמות לניתוח.

11. ביצוע ניתוח נוסף על רקמות עדשה שנקטפו

  1. השתמש ברקמה המתקבלת עבור immunostaining, ריצוף RNA, תרבית תאים, או ניתוח מערבי 12,15,23,25,26,28. ציטומטריית זרימה אפשרית תיאורטית גם12, אם כי המספר הקטן של LECs בעדשת העכבר (~ 40,000)29 והנוכחות של פסולת תאים הקשורים לקפסולה לאחר ניתוח הופכים את זה למאתגר.
  2. אימונוסטיין
    1. יש להרדים את העכבר בתא באמצעות שאיפת CO2 (4 ליטר/דקה) מבלון גז. יש להגביר את קצב הזרימה ל-8-10 ליטר/דקה ברגע שהעכבר מאבד את הכרתו ולהמשיך בחשיפה זו עד להפסקה מוחלטת של הנשימה בתוספת דקה.
      הערה: ניתן להרדים את העכבר בשיטה מתאימה בהתאם להנחיות AVMA להמתת חסד של בעלי חיים או בהתאם להנחיות או למדיניות שאושרה על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים.
    2. להבטיח הקרבה נאותה על ידי שימוש בשיטה משנית של המתת חסד, למשל, פריקת צוואר הרחם.
      הערה: מעבדת דאנקן חקרה נקודות זמן החל מדקות ועד חודשים PCS 12,15,23.
    3. לאחר שהעכבר הוקרב באופן הומני, בודדו את העין המנותחת לניתוח.
      1. החזיקו מיקרו מלקחיים ביד הלא דומיננטית כדי לתפוס את העין המנותחת תוך החזקת מיקרו מספריים ביד הדומיננטית.
      2. חותכים בעדינות את עצב הראייה והשרירים המעגנים את העין.
        הערה: היזהר במיוחד בטיפול בעיניים שנותחו לאחרונה לעומת עיניים שעברו זמן רב יותר לריפוי PCS. העיניים שנותחו לאחרונה שבריריות יותר מבחינה מבנית.
    4. הטמע את העין המנותחת במדיה OCT עבור חתך קריו, immunostaining, ומיקרוסקופ קונפוקלי כמותי למחצה28,30.
  3. בידוד של שקית הקופסית עם תאים קשורים לריצוף RNA, תרבית תאים, או ניתוח כתמים מערביים
    1. יש להרדים את העכבר בתא באמצעות שאיפת CO2 (4 ליטר/דקה) מבלון גז. יש להגביר את קצב הזרימה ל-8-10 ליטר/דקה ברגע שהעכבר מאבד את הכרתו ולהמשיך בחשיפה זו עד להפסקה מוחלטת של הנשימה בתוספת דקה.
    2. להבטיח הקרבה נאותה על ידי שימוש בשיטה משנית של המתת חסד, למשל, פריקת צוואר הרחם.
    3. אם נדרש PCS בנקודת זמן מוקדמת (תוך 1-2 ימים), יש להסיר תפרים לפני מיצוי הרקמה או לבצע חתך נוסף בקרנית דרכו ניתן לחלץ את קפסולת העדשה.
      הערה: בנקודות זמן מאוחרות יותר, סביר להניח שהתפרים נשרו, ולכן יהיה צורך בחתך חדש.
  4. אתר את קפסולת העדשה השקופה.
    1. הכניסו בעדינות את המלקחיים הזעירים דרך פתח הקרנית, אחזו בקפסולה והוציאו אותה מהחדר הקדמי.
    2. הניחו את הקפסולה בצינור מיקרוצנטריפוגה בנפח 1.5 מ"ל או בצלחת תרבית לניתוח נוסף.

תוצאות

בהתבסס על התוצאות מהשיטה הכירורגית הזו, מעבדת דאנקן השתמשה במודל העכבר הזה של ניתוח קטרקט כדי לבנות מסלול זמן תגובה לפציעה של תאי אפיתל בעדשה לאחר ניתוח (איור 5). עד 6 שעות לאחר הניתוח, 5% מתעתוק אפיתל העדשה מתבטא באופן דיפרנציאלי (איור 6A), כו?...

Discussion

טכניקה כירורגית זו דורשת טיפול מתקדם בעכבר ומיומנויות מיקרו-כירורגיות הדורשות תרגול כדי לפתח. הקשה ביותר לשלוט הוא המיקום של תפרים עדינים בקרנית כדי לסגור את הפצע. נניח שהנסיין הוא טירון מוחלט לתפירה. במקרה זה, מומלץ לתרגל תחילה שימוש בחוט ובד, ולאחר מכן לעבור לתרגל באמצ...

Disclosures

מעבדת דאנקן קיבלה תמיכה כספית מפליאנטקס כדי לבחון טיפולים נגד PCO באמצעות מודל ניתוח זה.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי המכון הלאומי לעיניים (EY015279 ו-EY028597) ו-Delaware INBRE (P20 GM103446).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.5% Erythryomycin opthalmic ointment USPBaush Lomb24208-910-55
1% Atropine sulfate ophthalmic solutionAmneal60219-1748-2
1% Tropicamide opthalmic solution USPAkorn17478-102-12
10-0 Nylon sutureEthicon7707G
2.5% Phenylephrine hydrochloride ophtahlmic solution USPAkorn17478-200-12
26 G 1/2 Needles - straightBD PrecisionGlide5111
27 G 45° bent dispensing tip 1"Harfington
Balanced saline solutionPhoenix57319-555-06
Bupranorphine (0.1 mg/kg)APP Pharmaceticals401730D
Chlorhexidine solution
Needle holder 2-110Duckworth & Kent2-110-3E
Noyes scissors, straightFine Science Tools12060-02
SMZ800 Nikon model microscopeNikon
Sterile disposable scalpel No.11Feather2975#11
Tweezers #5 DumontElectron Microscopy Sciences72700-D
Xylazine/Ketamine/Acepromazine (35 mg/kg, 80 mg/kg, 0.5 mg/kg) solutionAPP Pharmaceticals401730D

References

  1. Wormstone, I. M., Wormstone, Y. M., Smith, A. J. O., Eldred, J. A. Posterior capsule opacification: What's in the bag. Prog Retin Eye Res. 82, 100905 (2021).
  2. Bassnett, S., Shi, Y., Vrensen, G. F. Biological glass: structural determinants of eye lens transparency. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 366 (1568), 1250-1264 (2011).
  3. Danysh, B. P., Duncan, M. K. The lens capsule. Exp Eye Res. 88 (2), 151-164 (2009).
  4. Liu, Y. C., Wilkins, M., Kim, T., Malyugin, B., Mehta, J. S. Cataracts. Lancet. 390 (10094), 600-612 (2017).
  5. Khairallah, M., et al. Number of people blind or visually impaired by cataract worldwide and in world regions, 1990 to 2010. Invest Ophthalmol Vis Sci. 56 (11), 6762-6769 (2015).
  6. Chan, E., Mahroo, O. A., Spalton, D. J. Complications of cataract surgery. Clin Exp Optom. 93 (6), 379-389 (2010).
  7. Taravati, P., Lam, D. L., Leveque, T., Van Gelder, R. N. Postcataract surgical inflammation. Curr Opin Ophthalmol. 23 (1), 12-18 (2012).
  8. Shihan, M. H., Novo, S. G., Duncan, M. K. Cataract surgeon viewpoints on the need for novel preventative anti-inflammatory and anti-posterior capsular opacification therapies. Curr Med Res Opin. 35 (11), 1971-1981 (2019).
  9. El-Harazi, S. M., Feldman, R. M. Control of intra-ocular inflammation associated with cataract surgery. Curr Opin Ophthalmol. 12 (1), 4-8 (2001).
  10. Lindstrom, R. L., Galloway, M. S., Grzybowski, A., Liegner, J. T. Dropless Cataract Surgery: An Overview. Curr Pharm Des. 23 (4), 558-564 (2017).
  11. Assil, K. K., et al. Dropless cataract surgery: modernizing perioperative medical therapy to improve outcomes and patient satisfaction. Curr Opin Ophthalmol. 32 (Suppl 1), S1-S12 (2021).
  12. Shihan, M. H., et al. Fibronectin has multifunctional roles in posterior capsular opacification (PCO). Matrix Biol. 90, 79-108 (2020).
  13. Wormstone, I. M., Wang, L., Liu, C. S. Posterior capsule opacification. Exp Eye Res. 88 (2), 257-269 (2009).
  14. Awasthi, N., Guo, S., Wagner, B. J. Posterior capsular opacification: a problem reduced but not yet eradicated. Arch Ophthalmol. 127 (4), 555-562 (2009).
  15. Shihan, M. H., et al. αVβ8 integrin targeting to prevent posterior capsular opacification. JCI Insight. 6 (21), e145715 (2021).
  16. Wormstone, I. M. The human capsular bag model of posterior capsule opacification. Eye (Lond). 34 (2), 225-231 (2020).
  17. Wormstone, I. M., Collison, D. J., Hansom, S. P., Duncan, G. A focus on the human lens in vitro. Environ Toxicol Pharmacol. 21 (2), 215-221 (2006).
  18. Konopińska, J., Młynarczyk, M., Dmuchowska, D. A., Obuchowska, I. Posterior capsule opacification: A review of experimental studies. J Clin Med. 10 (13), 2847 (2021).
  19. Koopmans, S. A., et al. Prevention of capsule opacification after accommodating lens refilling: pilot study of strategies evaluated in a monkey model. J Cataract Refract Surg. 40 (9), 1521-1535 (2014).
  20. Koopmans, S. A., et al. Accommodative lens refilling in rhesus monkeys. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47 (7), 2976-2984 (2006).
  21. Call, M. K., Grogg, M. W., Tsonis, P. A. Eye on regeneration. Anat Rec B New Anat. 287 (1), 42-48 (2005).
  22. Call, M. K., Grogg, M. W., Del Rio-Tsonis, K., Tsonis, P. A. Lens regeneration in mice: implications in cataracts. Exp Eye Res. 78 (2), 297-299 (2004).
  23. Novo, S. G., et al. The immediate early response of lens epithelial cells to lens injury. Cells. 11 (21), 3456 (2022).
  24. . ARVO Statement for the Use of Animals in Ophthalmic and Vision Research Available from: https://www.arvo.org/About/policies/arvo-statement-for-the-use-of-animals-in-ophthalmic-and-vision-research/ (2021)
  25. Faranda, A. P., Shihan, M. H., Wang, Y., Duncan, M. K. The aging mouse lens transcriptome. Exp Eye Res. 209, 108663 (2021).
  26. Faranda, A. P., Shihan, M. H., Wang, Y., Duncan, M. K. The effect of sex on the mouse lens transcriptome. Exp Eye Res. 209, 108676 (2021).
  27. Grabitz, A. L., Duncan, M. K. Focus on molecules: Smad Interacting Protein 1 (Sip1, ZEB2, ZFHX1B). Exp Eye Res. 101, 105-106 (2012).
  28. Shihan, M. H., Novo, S. G., Le Marchand, S. J., Wang, Y., Duncan, M. K. A simple method for quantitating confocal fluorescent images. Biochem Biophys Rep. 25, 100916 (2021).
  29. Shi, Y., De Maria, A., Lubura, S., Sikic, H., Bassnett, S. The penny pusher: a cellular model of lens growth. Invest Ophthalmol Vis Sci. 56 (2), 799-809 (2014).
  30. Reed, N. A., Oh, D. J., Czymmek, K. J., Duncan, M. K. An immunohistochemical method for the detection of proteins in the vertebrate lens. J Immunol Methods. 253 (1-2), 243-252 (2001).
  31. Jiang, J., Shihan, M. H., Wang, Y., Duncan, M. K. Lens epithelial cells initiate an inflammatory response following cataract surgery. Invest Ophthalmol Vis Sci. 59 (12), 4986-4997 (2018).
  32. Mamuya, F. A., et al. The roles of αV integrins in lens EMT and posterior capsular opacification. J Cell Mol Med. 18 (4), 656-670 (2014).
  33. Manthey, A. L., et al. The Zeb proteins δEF1 and Sip1 may have distinct functions in lens cells following cataract surgery. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (8), 5445-5455 (2014).
  34. Hupy, M. L., et al. Suppression of epithelial to mesenchymal transition markers in mouse lens by a Smad7-based recombinant protein. Chem Biol Interact. 344, 109495 (2021).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved