Farelerde Katarakt Cerrahisinin Modellenmesi

Özet

Bu yöntem, katarakt ameliyatını modeller: in vivo yetişkin farelerden lens lifi hücrelerini çıkararak ve bağlı lens epitel hücreleri (LEC'ler) ile kapsül torbasını geride bırakarak. Yaralanma yanıtı daha sonra cerrahi sonrası moleküler ve morfolojik kriterler kullanılarak çeşitli zamanlarda değerlendirilir.

Özet

Katarakt cerrahisi (CS), dünya çapında görme bozukluğunun önemli bir nedeni olan katarakt için etkili bir tedavi yöntemidir. Bununla birlikte, CS oküler inflamasyona yol açar ve uzun vadede, lens epitel hücrelerinin (LEC'ler) cerrahi sonrası aşırı büyümesi ve bunların miyofibroblastlara ve/veya anormal lif hücrelerine dönüşümü nedeniyle posterior kapsüler opaklaşma (PCO) ve/veya lens çıkığı ile sonuçlanabilir. Bununla birlikte, CS'nin inflamasyon ve PCO ile sonuçlandığı moleküler mekanizmalar hala belirsizdir, çünkü çoğu in vitro model, in vivo olarak görülen LEC'lerin yara iyileşme tepkisini özetlemezken, tavşanlar gibi geleneksel katarakt cerrahisi hayvan modelleri, gen ekspresyonunun genetik manipülasyonuna izin vermez. Son zamanlarda, laboratuvarımız ve diğerleri, proinflamatuar sinyalleme ve LEC epitelinden mezenkimal geçişe indüksiyonu yönlendiren moleküler mekanizmaları incelemek için genetik olarak değiştirilmiş fareleri başarıyla kullandı ve bu da PCO patogenezine yeni bir bakış açısı getirdi. Burada, farelerde katarakt cerrahisinin modellenmesi için yerleşik protokolü rapor ediyoruz, bu da LEC'lerin RNAseq yoluyla lens lifi hücresinin çıkarılmasına verdiği yanıtın sağlam transkripsiyonel profillenmesine, yarı kantitatif immünofloresan ile protein ekspresyonunun değerlendirilmesine ve inflamasyon gibi akut sekellerin patogenezine katıldığı varsayılan genlerin işlevini test etmek için modern fare genetiği araçlarının kullanılmasına ve ayrıca LEC'lerin daha sonra miyofibroblastlara dönüştürülmesine izin veriyor ve/veya anormal lens fiber hücreleri.

Giriş

Lens, retina ^1,2,3 üzerine net bir şekilde odaklanmış bir görüntü üretmek için ışığı kıran oldukça organize, şeffaf bir dokudur. Bu özel organ, lensi gözün diğer kısımlarından izole eden kesintisiz bir bazal membran (kapsül) ile çevrilidir. Kapsülün iç ön yüzeyi, daha sonra lens ekvatorunda lens^3'ün büyük çoğunluğunu oluşturan lens fiber hücrelerine farklılaşan tek katmanlı bir lens epitel hücresi (LEC'ler) oluşturur. Yaşlanma, genetik mutasyon, UV radyasyonu, oksidatif stres ve oküler travma gibi faktörler nedeniyle lens şeffaflığını kaybettiğinde katarakt oluşur⁴. Katarakt, dünya çapında, özellikle de tıbbi bakımın yetersiz olduğu ülkelerde körlüğün önde gelen bir nedenidir⁵. Bununla birlikte, bu durum artık opak lens hücrelerinin, merkezi lens kapsülünün ve bağlı lens epitelinin çıkarıldığı fakoemülsifikasyon yoluyla cerrahi olarak çıkarılması ve ardından lensin hücresel kütlesini emilebilen daha küçük parçalara ayırmak için titreşimli bir probun kullanılmasıyla kolayca tedavi edilmektedir; bazı ekli ekvator LEC'leri ile kapsüler bir çanta bırakarak¹. Görme daha sonra en yaygın olarak yapay bir göz içi lensin (GİL) cerrahi sonrası implantasyonu ile geri yüklenir.

Katarakt cerrahisi (CS) katarakt için oldukça etkili ve minimal invaziv bir tedavi olsa da, bir hastanın cerrahi sonrası iyileşmesi, oküler inflamasyonun gelişmesiyle akut olarak engellenebilir ^5,6,8. Bu iltihaplanma ameliyat sonrası ağrıya, retina dekolmanına yol açan retina ödemine ve ayrıca üveit ve glokom gibi diğer enflamatuar ve fibrotik durumların alevlenmesine neden olabilir 4,7,8,9. KS sonrası oküler inflamasyon (PKS) genellikle kötü hasta uyumu veya damlasız katarakt cerrahisi ile boğuşan ve uçuşan cisimlerin prevalansının artmasına yol açabilen anti-inflamatuar göz damlaları ile tedavi edilir ^8,10,11. Uzun vadede, CS'nin sonuçları posterior kapsüler opaklaşmanın (PCO) gelişmesiyle tehlikeye ^girebilir12. PCO, ameliyattan sonra geride kalan rezidüel LEC'ler yara iyileşme tepkisi verdiğinde, çoğaldığında ve aylar ila yıllar sonra arka lens kapsülüne göç ettiğinde ortaya çıkar ve PCS ikincil görme tıkanıklığına katkıda bulunur^13,14.

PCO'yu araştıran literatürün çoğu, aktif dönüştürücü büyüme faktörü beta (TGFβ) ile tedavi yoluyla kültürde miyofibroblastlara LEC dönüşümünün indüksiyonuna dayandığından, CS'nin bu tür akut ve kronik yanıtlara yol açtığı moleküler mekanizmaları anlamak, bu alanda büyük bir zorluk teşkil ^{etmektedir12,15}. İn vitro kültürlenmiş kadavra lenslerinden oluşturulan insan kapsüler torba modelleri, LEC'ler doğal bazal membranları üzerinde kültürlendiğinden, ancak mekanik olarak manipüle edilmesi zor olduğundan, göz içi ortamı özetlemediğinden ve lensten lense (veya donörden donöre) değişkenlik nedeniyle doğal olarak değişken olduğundan, lens PCS'nin biyolojisini daha iyi yansıtır^16,17. Tavşan ^1,18 ve insan olmayan primat^19,20 in vivo katarakt cerrahisi modelleri bu sorunların bazılarının üstesinden gelir, ancak yine de mekanik çalışmalar için manipüle edilmesi kolay değildir. Özellikle, memeli lens rejenerasyonu ile ilgili önceki bir çalışma, lens lifi hücrelerinin farelerden çıkarılmasından sonraki dört hafta içinde önemli lens rejenerasyonu buldu, lens epitel hücrelerini ve kapsülü geride bırakırken, tüm lens çıkarıldığında lens büyümesi meydana gelmedi^21,22. Daha sonra bu prosedürü kolaylaştırdık ve LEC'lerin lens fiber hücresinin çıkarılmasına akut tepkisinin incelenmesi ve daha sonra bunların miyofibroblast ve fiber hücre özelliklerine sahip karışık bir hücre popülasyonuna dönüştürülmesi için optimize ettik. 

Katarakt cerrahisinin bu fare modelini kullanarak, lens epitel hücrelerinin, kanonik TGFβ sinyallemesinin başlamasından önce 24 saat PCS^12,23 gibi erken bir sürede fibrotik belirteçleri eksprese etmeye başlarken, çok sayıda proinflamatuar sitokin²³ üretmek için transkriptomlarını 6 saatlik PCS ile büyük ölçüde yeniden şekillendirdiğini gösterdik. Bu modeli kullanan nakavt farelerde yapılan mekanik deneyler, LEC'ler tarafından hücresel fibronektin ekspresyonunun, muhtemelen hem fibrotik ECM'nin montajındaki rolü hem de hücre sinyalizasyonu¹² nedeniyle, sürekli bir fibrotik yanıt PCS için gerekli olduğunu ortaya koymuştur. Diğer çalışmalar, TGFβ aktivasyonundaki işlevi nedeniyle LEC'lerin miyofibroblastlara geçişi için αVβ8-integrinin gerekli olduğunu gösterdi ve bu yaklaşımın anti-PCO terapötik lead'leri tanımlama potansiyeli, bir αVβ8-integrin antagonisti de LEC EMT^15'i bloke etti.

Burada, katarakt cerrahisine LEC yanıtını modellemek için lens kapsülünü ve LEC'leri geride bırakırken canlı farelerden (Şekil 1ve Şekil 4) lens lifi hücrelerinin nasıl çıkarılacağını açıklayan ayrıntılı bir protokol sunuyoruz.

Protokol

Aşağıdaki protokol, Delaware Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından #1039-2021-1 protokolü kapsamında onaylanmıştır. Görme ve Görme Araştırmaları Derneği (ARVO) Oftalmik ve Görme Araştırmalarında Hayvanların Kullanımı^{için 24} uyarınca, tüm oküler sağkalım ameliyatları sadece bir gözde yapılabilir. Bu protokolde kullanılan reaktifler ve aletler hakkında ayrıntılar için Malzeme Tablosuna bakın. Lens liflerinin çıkarılması ve dikilmesi için alternatif yaklaşımlar Şekil 2 ve Şekil 3'te gösterilmiştir.

1. Hayvanlar

1. Bu prosedür için sağlam lensli gözleri olan herhangi bir vahşi tip veya genetik olarak değiştirilmiş laboratuvar faresi türü kullanın.
   1. C57BL/6 farelerini başlangıç noktası olarak kullanın, çünkü yanıtları hem morfolojik hem de moleküler seviyelerde yüksek oranda tekrarlanabilir^25,26.
      NOT: C57BL/6 veya herhangi bir fare türü kullanılabilir. Video protokolünde, daha iyi görsel gösterim için FVB fare kullanılır.
   2. Suş uyumlu kontrollerle mutantların diğer fare suşları üzerindeki tepkisi üzerine çalışmalar yapın.
      NOT: Uygulamada, bu prosedür, lens kapsülü sağlam olduğu ve lens önemli bir sıvılaşma geçirmediği sürece lenslerinde katarakt olan farelerde gerçekleştirilebilir. Transkripsiyon faktörü Sip1^27'nin lens koşullu silinmesi ile farelerin çalışmasına bakın.
2. Bu ameliyatı 8 haftadan 24 aya kadar her iki cinsiyetten farelerde gerçekleştirin^25,26.
   1. Bu ameliyatı daha genç farelerde (göz kapağı açıldıktan sonra) pratikle gerçekleştirin, ancak bu gözler önemli ölçüde daha küçük olacağından daha zor olacaktır.
   2. Anestezi toleranslarının düşük olması nedeniyle yaşlı farelerde yapılan ameliyatlara özellikle dikkat edin^25,26.
      NOT: Ameliyat yanıtlarındaki cinsiyet farklılıkları yaşlı farelerde daha yaygındır²⁶.

2. Solüsyonların ve cerrahi aletlerin hazırlanması

1. Anestezik ve analjezik ajanlar, dilatasyon damlaları, steril tek kullanımlık neşter, # 5 Dumont forseps, 2-110 sütür forseps, iğneler (26 G 1/2 ve 27 G 45 ° bükülmüş dağıtım ucu 1 "), şırıngalar ve dengeli salin solüsyonu (BSS) edinin.
2. Cerrahi aletleri otoklavda sterilize edin.

3. Anesteziden önce

1. Anesteziden önce, ameliyat geçiren gözün göz bebeğini genişletmek için fareye %1 atropin ve %2.5 fenilefrin birer damla verin (bkz. Şekil 1A). Yüzeyin kurumasını önlemek için ameliyat edilmeyen göze oftalmik merhem sürün.
   NOT: Göz araştırmalarında hayvanların kullanımına ilişkin ARVO beyanı²⁴ , yalnızca tek bir gözün hayatta kalma ameliyatı geçirmesine izin verir, diğer göze dokunulmaz, böylece hayvanın görüşünü korur. Bu nedenle, hayatta kalma ameliyatları her zaman tek taraflıdır; Bununla birlikte, kontralateral, ameliyat edilmemiş göz, hayvanlarla eşleşen 'Sıfır Zamanı' kontrolleri oluşturmak için kurban edilmeden hemen önce ameliyat edilebilir.
2. Göz damlalarının farenin yüzünden aşağı akmadığından ve buruna girmediğinden emin olun, çünkü bu nefes almasını engelleyebilir.
3. Steril 26 G 1/2 iğne kullanarak steril BSS ile bir şırınga hazırlayın. Şırıngayı, 1 inçlik steril 27 G 45° bükülmüş künt dağıtım ucu ile takın (aşağıda dağıtım ucu olarak anılır).

4. Anestezi

1. Göz damlalarını takiben, fareyi intraperitoneal ksilazin / ketamin / asepromazin (35 mg / kg, 80 mg / kg ve 0.5 mg / kg) çözeltisi enjeksiyonu ile uyuşturun (Şekil 1B).
   NOT: Ameliyat için gerekli olan göze erişim sağlamak için özel bir burun konisi kullanılmadıkça inhalasyon anestezisi mümkün olmayabilir.

5. Kesi yapılması

1. Fare tamamen anestezi altına alındığında, ayak parmağını sıkıştırma refleksinin olmaması ile ölçüldüğünde ve göz bebeği tamamen genişlediğinde (Şekil 4A), fare ameliyata hazırdır.
   1. Anestezi uygulanmış fareyi bileşik diseksiyon ışık mikroskobu aşamasına getirin. Farenin yeterli termal düzenlemeye sahip olduğundan emin olmak için bir ısıtıcı ped kullanın ve steril perdeler kullanın.
   2. Diseksiyon mikroskobu kullanarak gözü 10x-20x büyütme altında görüntüleyin (ayrıntılar için Malzeme Tablosuna bakın).
2. Steril bir cerrahi neşter kullanarak korneanın merkezinde 1-1,5 mm'lik bir kesi yapın. Kesinin kornea boyunca uzandığından ve ön lens kapsülünü kestiğinden emin olun (Şekil 1C ve Şekil 4B).

6. Lens liflerinin kapsül torbasından ayrılması

1. Şırıngayı steril BSS içeren bir dağıtım ucuyla kavrayın ve daha fazla manipülasyon için yüzeyi ıslatmak için korneanın üzerine 1 damla BSS'yi nazikçe boşaltın.
2. Lens lifi kütlesini lens kapsülünden ayırın.
   1. Dağıtım ucunu merkezi kornea insizyonundan lens kapsülü insizyonuna sokun, ardından lens epiteli ve fiber hücreleri arasındaki apikal-apikal bağlantıları ayırmak için BSS'yi yavaşça serbest bırakırken iğneyi dairesel bir hareketle nazikçe hareket ettirin (hidro diseksiyon) ve sonuçta lens lifi kütlesini dışarı atın (Şekil 1D).
   2. Çoğu durumda, lif kütlesi bu prosedür sırasında sonunda dağıtım ucuna yapışacaktır (Şekil 2A). Böyle bir durumda, dağıtım ucunu gözün iç kısmından nazikçe çıkarın; ve bu dokuyu çıkarmak için steril bir havluyla temizleyin. Tüm lens fiber hücreleri çıkarılana kadar tekrarlayın.
   3. Alternatif olarak, lens çekirdeğini çıkarmak için mikro forseps (5 numara Dumont) kullanın (Şekil 2B). Bu yöntemi kullanıyorsanız, kolay çıkarılmasını sağlamak için orijinal kornea kesisinin çekirdeğin çapını aşmasına dikkat edin.
3. Kalan lifleri çıkarmak için lens kapsülünü steril BSS ile durulayın.
4. Mikroskopta yarı saydam/camsı görünümünü görüntüleyerek lens kapsülünün gözün içinde kaldığını doğrulayın (Şekil 1E ve Şekil 4C).

7. Ön kamaranın şişirilmesi ve kornea kesisinin dikilmesi

1. BSS'yi insizyondan ön odaya enjekte ederek ön kamarayı normal derinliğine kadar şişirin.
   1. Lens yaralanması yanıtındaki^rollerini test etmek için BSS'ye ilgilenilen sinyal yollarının inhibitörlerini veya aktivatörlerini ekleyin ^12,15.
      NOT: Hayvanlar ayrıca, cerrahi sonrası sulu mizah dengesi yeniden kurulduğundan, ilaç döngüsünün farmakokinetiğine bağlı olarak ihtiyaç duyulabilecek yol inhibitörleri ile sistemik olarak tedavi edilebilir¹⁵.
2. Konik, kavisli 5,3 mm 1/2c iğne ile 10-0 naylon iplik kullanarak kornea kesisini kare düğümlerle dikin (Şekil 1F ve Şekil 4D-F).
   1. Kesiğin orta kısmına bir kare düğüm dikişi veya orijinal kesiğin hem üst hem de alt yarısına iki kare düğüm dikişi yerleştirin (bkz. Şekil 3). Dikiş sayısı kornea kesisinin uzunluğuna bağlıdır.
   2. Her iki kornea flebini aynı anda delmeyin. Bunun yerine, baskın olmayan elinizde forseps kullanarak bir kornea flebi tutun ve iğneyi/naylonu itin. Korneanın bir tarafı delindiğinde, iğneyi/naylonu bir sonraki kornea flebinden itin. Kare düğüm dikişleri kullanarak kornea fleplerini kapatın.

8. Ameliyat sonrası bakım

NOT: Göze topikal antibiyotikli merhem sürülür ve analjezik ajanlar uygulanır. Fareler genellikle ilk ameliyattan sonra sıkıntı belirtileri göstermezler. Gerekirse, buprenorfinin yavaş salınımlı versiyonu kullanılabilir.

1. Bu ameliyatın hemen ardından aşağıdaki alt adımları uygulayın.
   1. Bir damla% 0.5 eritromisin oftalmik merhem doğrudan sütürün üzerine uygulayın. Tüm insizyonun merhemle kaplı olduğundan emin olun.
   2. İntraperitoneal buprenorfin (0.1 mg / kg) enjeksiyonu uygulayın.
2. Termal desteği optimize etmek için farenin bir ısıtma yastığı üzerine yerleştirilmiş bir kafeste anesteziden kurtulmasına izin verin.
   NOT: Hayvanı travma, sıkıntı veya rahatsızlık belirtileri açısından izleyin. Bazı belirtiler arasında ameliyat bölgesinde enfeksiyon/çizilme, yer değiştirmiş dikiş, kürk kaybı vb. yer alır.

9. Hayvan iyileşmesinin izlenmesi

1. Anesteziden uyanana kadar ameliyattan sonra hayvanın iyileşmesini izleyin.
2. Ameliyattan sonraki ilk 3 gün boyunca fareleri her gün kontrol edin.
   NOT: Dikişlerin çıkarılmasına genellikle gerek yoktur, çünkü fareler ya tam iyileşmeden önce feda edilir (2 hafta PCS) ya da dikişler kendiliğinden dökülür.
3. Ameliyattan 4-8 saat sonra ağrı yönetimi için gerektiği gibi, 0.5 mg / kg'lık bir dozda (Jello'da) veya yemek yemeyenler için 0.1 mg / kg'lık bir dozda buprenorfini oral yoldan uygulayın. Alternatif olarak, ameliyattan hemen önce buprenorfin uzatılmış salımını uygulayın.
   NOT: Mümkün olduğunda, önleyici analjezikler kullanılmalıdır, ancak bu, kurumsal hayvan bakımı ve kullanımı komitesinin gözden geçirmesini ve onayını gerektiren analjezik protokolünde ayarlamalar gerektirebilir.

10. Ötenazi

1. Ameliyat sonrası fareyi istediğiniz bir zamanda ötenazi yapın
   1. Ameliyat edilmemiş gözü kontrol dokusu olarak kullanarak ameliyat edilen gözü çıkardı; veya hayvanı yeniden uyuşturun, daha önce ameliyat edilmemiş kontralateral göze lens lifi hücresi çıkarma ameliyatı yapın, ardından sıfır zamanlı bir kontrol sağlamak için hayvanı hemen (anesteziden uyanmasına izin vermeden) kurban edin.
   2. Hızlı diseksiyon ve doku hasadı sağlayın.
      NOT: LEC'ler ameliyattan birkaç dakika sonra transkriptomik değişikliklere uğrar, bu nedenle cerrahiye erken LEC yanıtlarını incelerken hızlı doku hasadı ve fiksasyon/dondurma gereklidir.

11. Toplanan lens dokuları üzerinde daha fazla analiz yapılması

1. Elde edilen dokuyu immün boyama, RNA dizilimi, hücre kültürü veya batı analizi için kullanın 12,15,23,25,26,28. Akış sitometrisi teorik olarak da mümkündür¹², ancak fare merceğindeki az sayıda LEC (~ 40.000)²⁹ ve ameliyatı takiben kapsülle ilişkili hücre kalıntılarının varlığı bunu zorlaştırır.
2. İmmün boyama
   1. Fareyi bir gaz silindirinden CO₂ soluma (4 L / dak) yoluyla bir odada ötenazi yapın. Fare bilinçsiz hale geldiğinde akış hızını 8-10 L/dk'ya yükseltin ve bu maruziyete solunum tamamen durana kadar artı 1 dakika devam edin.
      NOT: Fare, Hayvanların Ötenazisi için AVMA Yönergelerine veya Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından onaylanan yönergelere veya politikalara göre uygun bir yöntem kullanılarak ötenazi yapılabilir.
   2. İkincil bir ötenazi yöntemi, örneğin servikal çıkık kullanarak uygun fedakarlığı sağlayın.
      NOT: Duncan laboratuvarı, PCS ^12,15,23 dakikalardan aylara kadar değişen zaman noktalarını araştırdı.
   3. Fare insancıl bir şekilde kurban edildikten sonra, analiz için ameliyat edilen gözü izole edin.
      1. Baskın elinde mikro makas tutarken ameliyat edilen gözü kavramak için baskın olmayan elinde mikro forseps tutun.
      2. Gözü sabitleyen optik siniri ve kasları nazikçe klipsleyin.
         NOT: PCS'yi iyileştirmek için daha uzun süre geçirenlere karşı yakın zamanda ameliyat edilmiş gözleri kullanırken özellikle dikkatli olun. Son zamanlarda ameliyat edilen gözler yapısal olarak daha kırılgandır.
   4. Diseke edilen gözü daha sonra kriyo-kesit, immün boyama ve yarı kantitatif konfokal mikroskopi için OCT ortamına yerleştirin^28,30.
3. RNA dizilimi, hücre kültürü veya western blot analizi için kapsül torbasının ilişkili hücrelerle izolasyonu
   1. Fareyi bir gaz silindirinden CO₂ soluma (4 L / dak) yoluyla bir odada ötenazi yapın. Fare bilinçsiz hale geldiğinde akış hızını 8-10 L/dk'ya yükseltin ve bu maruziyete solunum tamamen durana kadar artı 1 dakika devam edin.
   2. İkincil bir ötenazi yöntemi, örneğin servikal çıkık kullanarak uygun fedakarlığı sağlayın.
   3. Erken bir zaman noktası PCS (1-2 gün içinde) gerekiyorsa, doku ekstraksiyonundan önce dikişleri çıkarın veya lens kapsülünü çıkarmak için korneada başka bir kesi yapın.
      NOT: Daha sonraki zaman noktalarında PCS, dikişler muhtemelen düşmüş olacaktır, bu nedenle yeni bir kesi gerekecektir.
4. Yarı saydam lens kapsülünü bulun.
   1. Mikro forsepsleri kornea açıklığından nazikçe sokun, kapsülü kavrayın ve ön kamaradan çıkarın.
   2. Daha fazla analiz için kapsülü 1.5 mL'lik bir mikrosantrifüj tüpüne veya kültür kabına yerleştirin.

Sonuçlar

Bu cerrahi yöntemden elde edilen sonuçlara dayanarak, Duncan Laboratuvarı, ameliyat sonrası lens epitel hücrelerinin yaralanma tepki süresi seyrini oluşturmak için katarakt cerrahisinin bu fare modelini kullanmıştır (Şekil 5). Ameliyattan 6 saat sonra, lens epitelyal transkriptomunun %5'i, çok sayıda acil erken yanıt geninin ve proinflamatuar sitokinlerin²³ yukarı regülasyonu dahil olmak üzere diferansiyel olarak eks...

Tartışmalar

Bu cerrahi teknik, geliştirmek için pratik gerektiren gelişmiş fare kullanımı ve mikro cerrahi beceriler gerektirir. Ustalaşması en zor olanı, yarayı kapatmak için korneaya ince dikişlerin yerleştirilmesidir. Deneycinin dikiş atma konusunda tamamen acemi olduğunu varsayalım. Bu durumda, önce ip ve bez kullanarak pratik yapmanız, ardından cerrahi kare düğümler yapmak için gerekli el hareketlerinde ustalaşmak için küçük meyveler üzerinde büyük çaplı dikişl...

Malzemeler

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.5% Erythryomycin opthalmic ointment USP	Baush Lomb	24208-910-55
1% Atropine sulfate ophthalmic solution	Amneal	60219-1748-2
1% Tropicamide opthalmic solution USP	Akorn	17478-102-12
10-0 Nylon suture	Ethicon	7707G
2.5% Phenylephrine hydrochloride ophtahlmic solution USP	Akorn	17478-200-12
26 G 1/2 Needles - straight	BD PrecisionGlide	5111
27 G 45° bent dispensing tip 1"	Harfington
Balanced saline solution	Phoenix	57319-555-06
Bupranorphine (0.1 mg/kg)	APP Pharmaceticals	401730D
Chlorhexidine solution
Needle holder 2-110	Duckworth & Kent	2-110-3E
Noyes scissors, straight	Fine Science Tools	12060-02
SMZ800 Nikon model microscope	Nikon
Sterile disposable scalpel No.11	Feather	2975#11
Tweezers #5 Dumont	Electron Microscopy Sciences	72700-D
Xylazine/Ketamine/Acepromazine (35 mg/kg, 80 mg/kg, 0.5 mg/kg) solution	APP Pharmaceticals	401730D