Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

מפרצת תוך גולגולתית (IA) נבנתה בעכברים תוך שימוש בגורמי סיכון ליתר לחץ דם ושינויים המודינמיים. שינויים המודינמיים נגרמו על ידי קשירת ענפים של עורק הצוואר, בעוד שיתר לחץ דם הושג על ידי קשירת הענפים האחוריים של עורק הכליה. היווצרות IA זוהתה באמצעות אנגיוגרפיה של תהודה מגנטית, סטריאומיקרוסקופיה וניתוח פתולוגי.

Abstract

מפרצת תוך גולגולתית (IA) מהווה סיכון בריאותי משמעותי עקב תחלואה ותמותה הקשורות לקרע במפרצת. עם זאת, המנגנונים המולקולריים העומדים בבסיס התפתחות IA נותרו לא ברורים, ונדרש מודל עכבר מתאים. מודל עכבר של IA הוקם על ידי קשירת עורק הפטריגופלטין (PPA) כדי לגרום לשינויים המודינמיים תוספים, בשילוב עם השראת יתר לחץ דם. בעכברים זכרים C57BL/6, כלי דם, כולל ה-PPA הימני, עורק הצוואר החיצוני (ECA), העורק העורפי (OcA) ועורק הצוואר המשותף הנגדי השמאלי (CCA), נקשרו כדי לגרום לשינויים המודינמיים. שבוע לאחר מכן, הענפים האחוריים הדו-צדדיים של עורק הכליה (pRA) נקשרו והונהגה דיאטה של 8% מלח כדי לגרום ליתר לחץ דם. אנגיוגרפיה בתהודה מגנטית (MRA), סטריאומיקרוסקופיה וצביעה אימונוהיסטוכימית (IHC) בוצעו כדי להעריך את השינויים המורפולוגיים והפתולוגיים ב-IA שלושה חודשים לאחר האינדוקציה. בקבוצת הניסוי, ארבעה עכברים מתו לאחר האינדוקציה הראשונית. IA במקומות שונים זוהה בחמישה מתוך אחד עשר העכברים שנותרו. גם בדיקות מיקרוסקופיות וגם בדיקות MRA אישרו היווצרות IA. ניתוחים פתולוגיים ו-IHC חשפו שיבוש של הלמינה האלסטית הפנימית, ניתוק סיבי קולגן וחדירה של מקרופאגים M1 חיוביים ל-CD86, ממצאים העולים בקנה אחד עם אלה שנצפו ב-IA אנושי. מודל עכבר זה של IA משכפל את השינויים הפתולוגיים שנצפו בדגימות אנושיות ועשוי לשמש כלי רב ערך לחקירת המנגנונים המולקולריים של היווצרות והתקדמות IA.

Introduction

השכיחות של מפרצת תוך גולגולתית (IA) מוערכת ב-3.2% מהאוכלוסייה הכללית1. IA מהווה סיכון בריאותי משמעותי בשל התחלואה והתמותה הגבוהים הנלווים אליו. IA הוא מצב פתולוגי מורכב ורב-ממדי המושפע משינויים המודינמיים, דלקת ושיפוץ כלי דם 2,3. שינויים המודינמיים ויתר לחץ דם מעורבים בהיווצרות והתקדמות של מפרצת 4,5. IA מתרחשת לעתים קרובות בהתפצלות מוחית עם מתח גזירה המודינמי מוגבר6, והסתעפויות עם זוויות צרות מזוהות כגורמי סיכון להתפתחות IA בבני אדם7. למרות ההתקדמות בטיפולים אנדווסקולריים ואסטרטגיות כירורגיות, דימום תת-עכבישי הנגרם על ידי קרע ב-IA נותר קטסטרופלי. לכן, בחינת טיפולים תרופתיים היא גישה מבטיחה למניעת קרע במפרצת8. עם זאת, המנגנונים העומדים בבסיס היווצרות והתקדמות פתולוגית של IA נותרו לא ברורים. פיתוח מודל עכברי מתאים להיווצרות והתקדמות IA, המבוסס על גורמי סיכון אנושיים, הוא חיוני לחשיפת המנגנונים הבסיסיים וזיהוי מטרות טיפוליות פוטנציאליות. מחקר זה נועד לבנות מודל של היווצרות IA ללא קרע בעכברים המחקים מאפייני IA אנושיים.

המעגל של וויליס (CW) מחבר ומתקשר את עורק הצוואר הפנימי הימני (ICA), ה-ICA השמאלי ועורקי החוליות הדו-צדדיים. ה-CW משמש כמנגנון פיצוי במקרים של חסימה או היצרות של ה-ICA או עורק החוליה9. עורק הפטריגופלטין (PPA) הוא ענף של ה-ICA המספק דם לחלק החיצוני של המוח10. בהתבסס על הפונקציה המפצה של ה-CW, חסימת PPA מגבירה את זרימת הדם ב-ICA. שילוב של קשירה של עורק הצוואר המשותף השמאלי (CCA), עורק הצוואר החיצוני הימני (ECA) והעורק העורפי (OcA) מביא לזרימת דם מוגברת ב-CW, במיוחד בזוויות צרות, מה שמוביל לשינויים המודינמיים. במודל זה, אספקת הדם למוח נתמכת על ידי עורק החוליות וה-ICA הימני. קשירת PPA לא תרמה לתמותה בעכברים11.

כדי לגרום למודל IA המבוסס על הזרקת אלסטאז, יתר לחץ דם נגרם על ידי שחרור אנגיוטנסין-II (Ang-II) באמצעות משאבת אלזט או דאוקסיקורטיקוסטרון אצטט (DOCA)-מלח12,13. יש לקחת בחשבון את העלות הגבוהה של אלזט ו-DOCA בניסויים הכוללים מספר רב של בעלי חיים. רמות יתר לחץ הדם שהושגו לא היו שונות באופן משמעותי בין קשירה של הענפים האחוריים והתחתונים של עורקי הכליה הדו-צדדיים או רק הענפים האחוריים של עורקי הכליה הדו-צדדיים. עם זאת, הגישה הראשונה הביאה להפרעה בתפקוד הכליות14. לכן, קשירה של עורקי הכליה האחוריים הדו-צדדיים (pRA) נחשבת לשיטה רציונלית עבור רוב החוקרים.

אלסטאז הוזרק לנוזל המוח השדרתי בבור הבסיס הימני באמצעות זריקה סטריאוטקסית אחת12. מודל ה-IA המבוסס על הזרקת אלסטאז גרם לקרע של 60%-80% IA שלושה שבועות לאחר ההזרקה15,16, שזה קצר מדי לחקור את היווצרות ופיתוח IA. יתר על כן, אין ראיות המצביעות על רמות אלסטאז גבוהות בבני אדם במהלך היווצרות IA. בנוסף, הזרקה סטריאוטקסית לבור הימני קשורה לתמותה ונכות גבוהה בעכברים, מה שמציב אתגרים משמעותיים למתחילים.

במחקר זה, מודל עכברי של IA ללא קרע תוך שלושה חודשים נבנה על סמך גורמי סיכון אנושיים. מודל זה מבטל את העלות הגבוהה הקשורה ל-DOCA ו-Alzet. יתר על כן, ניתן לבצע אותו באמצעות סטריאומיקרוסקופ בלבד וניתן לשלוט בו בקלות על ידי טירונים.

Protocol

כל הנהלים התפעוליים בעכברים עמדו בקריטריונים של ועדת הביקורת האתית ואושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים של אוניברסיטת שנחאי ג'יאוטונג. עכברים זכרים C57BL/6 (בני 8 שבועות, 20-25 גרם) שוכנו בטמפרטורה של 22 מעלות צלזיוס עם מחזור אור/חושך של 12 שעות/12 שעות. התהליך המבצעי מוצג באיור 1A. בקצרה, בבעלי חיים מורדמים, עורק הצוואר המשותף השמאלי (CCA), עורק הצוואר החיצוני הימני (ECA), העורק העורפי (OcA) ועורק הפטריגופלטין (PPA) נקשרו כדי לגרום לשינויים המודינמיים. יתר לחץ דם נגרם לאחר מכן על ידי קשירת עורקי הכליה הדו-צדדיים (bRA) שבוע לאחר תחילת השינויים ההמודינמיים, ובעלי החיים הוזנו בתזונה המכילה 8% מלח. שינויים המודינמיים והיווצרות IA מתוארים באיור 1B. פרטים על הריאגנטים והציוד המשמשים במחקר זה מסופקים בטבלת החומרים.

1. הקמת UIA של עכברים על בסיס שינויים המודינמיים ויתר לחץ דם

הערה: עכברים היו בצום במשך 12 שעות לפני הניתוח. מכשירים כירורגיים עוקרו על ידי השרייתם ב-70% אלכוהול למשך 30 דקות לפחות.

  1. יש לבצע הרדמה (בהתאם לפרוטוקולים שאושרו על ידי המוסד) באמצעות מכונת הרדמה לבעלי חיים קטנים עם אינהלציה של 2% איזופלורן בתערובת של O2 (1 ליטר לדקה) על כרית מחוממת שנשמרת בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס.
  2. לקשר את ה-CCA השמאלי
    1. בצע חתך ליניארי של 1 ס"מ לאורך קו האמצע של צוואר הרחם. לנתח רקמה תת עורית ופלטיזמה כדי לחשוף את קנה הנשימה.
    2. משוך את וריד הצוואר ואתר את מעטפת הצוואר לאורך קנה הנשימה (איור 2A i,ii). הפרד את ה-CCA השמאלי מהעצב התועה. קשר את ה-CCA השמאלי עם תפר משי 6-0 (איור 2A iii,iv).
  3. לקשר את ה-ECA וה-OcA הנכונים
    1. חשוף את המבנה האנטומי של CCA, ICA, ECA, OcA, עצב הוואגוס והעצב ההיפוגלוסלי בצד ימין. קשר את ה-ECA הימני עם תפר משי 6-0 (איור 2A iii,iv).
    2. בודד את ה-OcA וקשר אותו עם 8-0 תפר משי (איור 2A v - viii). נתק את ה-OcA באמצעות שני מיקרו מלקחיים ישרים.
      הערה: ה-OcA, הנובע באופן קרוב מה-ECA, נמצא מתחת לעצב ההיפוגלוסלי (איור 2A v - viii). ניתוח ה-OcA עוזר לחשוף את האנטומיה של ה-PPA ביעילות.
  4. לקשר את ה- PPA הנכון
    1. בודד את העצב ההיפוגלוסלי מה-ICA. הנח כותנה כירורגית בין העצב ההיפוגלוסלי ל-ICA כדי להגן על העצב מפני פגיעה הקשורה להליך.
    2. נתח את הרקמה הפרי-וסקולרית סביב ה-PPA באמצעות מיקרו-מלקחיים. מהדק את ה- PPA ומשוך אותו זמנית כלפי מעלה. מקם 8-0 תפר משי בין ה-PPA ל-ICA כדי לקשור את ה-PPA (איור 2A ix,x).
    3. קשר את ה-PPA ושמור על מרחק מספיק בין אתר הקשירה למקור ה-PPA כדי להבטיח זרימת דם במעגל וויליס (איור 2A x).
      הערה: האתגר העיקרי בשלב זה הוא קשירת ה-PPA בתוך מרחב פעולה צר במיוחד מבלי לפגוע בעצבים ההיקפיים ובמבני כלי הדם. הימנע מדחיסת קנה הנשימה במהלך חשיפה ל-PPA.
  5. סיים את הפעולה
    1. לעקר את השדה המבצעי עם פובידון-יוד ולתפור את הפצע. עקוב אחר עכברים עד שהם מתאוששים מההרדמה.
  6. לגרום ליתר לחץ דם
    1. בצע חתך בקו האמצע באורך 2 ס"מ בגובה החוליה ה- 12 בגב. חותכים את שרירי הגב כדי לחשוף את הכליה. מהדקים את רקמת השומן סביב הכליה באמצעות מלקחיים ומקבעים את הכליה בתוך חתך השריר (איור 2B i,ii).
    2. בודד את רקמת השומן סביב פדיקול הכליה. זהה את ה-pRA במגע הדוק עם וריד הכליה (איור 2B iii,iv). מהדק את ה-pRA ומשוך אותו כלפי מעלה באמצעות מיקרו מלקחיים ישרים. נתחו את הפאשיה בין ה-pRA לווריד הכליה באמצעות מיקרו-מלקחיים אחרים (איור 2B v,vi).
      הערה: היזהר כדי למנוע נזק לווריד הכליה, שעלול להוביל לדימום קטסטרופלי.
    3. קשרו את ה-pRA עם תפר משי 6-0 (איור 2B vii,viii). מיד לאחר הקשירה, התבונן במוקדים איסכמיים הנוצרים בחלק העליון של הכליה (איור 2B ix,x). לתפור את חתכי השריר והעור.

2. בדיקת IA באמצעות MRA וסטריאומיקרוסקופ

  1. בצע אנגיוגרפיה של תהודה מגנטית 7.0 T (MRA) בזמן טיסה (TOF) שלושה חודשים לאחר השראת מפרצת כדי להעריך את היווצרות IA.
    1. המתת חסד של העכברים באמצעות הוצאה ופריקת צוואר הרחם לאחר הרדמה איזופלורן (בהתאם לפרוטוקולים שאושרו על ידי המוסד). זיהוי IA תחת סטריאומיקרוסקופ כפי שדווח בעבר17.
    2. להחדיר לדגימות PBS מקורר, ואחריו 4% פרפורמלדהיד, ולאחר מכן מיקרופיל כדי לדמיין כלי דם ומפרצות.
    3. הגדר מפרצת כבולטת כלפי חוץ פי 1.5 מעורק האב, כפי שנצפה על ידי שני נוירוכירורגים עצמאיים 8,18.

3. אנליזות היסטולוגיות ואימונוהיסטוכימיות

  1. בודדו את המעגלים של וויליס תחת מיקרוסקופ. תקן את הדגימות עם 4% פרפורמלדהיד ב-4 מעלות צלזיוס למשך 24 שעות19.
  2. עבד את הדגימות לפרפין וחלקים קפואים לצביעה היסטולוגית ואימונופלואורסצנטית. הכתמת קטעי פרפין בכתמי EVG ו-Masson לפי הוראות היצרן19.
  3. דגרו על קטעי הפרפין בתמיסת חסימה כדי למזער כריכה לא ספציפית.
  4. דגרו על חלקים עם נוגדנים ראשוניים נגד CD86 למשך הלילה ב-4 מעלות צלזיוס. לאחר הדגירה עם נוגדן משני, פתח צבע חום על ידי תגובת החלקים עם DAB20.
  5. בצע צביעה נגדית עם המטוקסילין והרכיב את החלקים בתמיסת הרכבה מימית20.

תוצאות

קצב היווצרות IA
בקבוצת הניסוי (n = 15), 2 עכברים מתו בשבוע הראשון לאחר ההליך הראשוני מסיבות לא ידועות. עכבר אחד מת מזיהום בפצע הגב ביום השלישי לאחר ההליך השני, ועכבר אחר מת ביום ה-38 מסיבות לא ידועות, ללא מפרצת. בקבוצת הביקורת (n = 5), כל 5 העכברים שרדו עד להקרבה. בקרב העכב?...

Discussion

מחקר זה מציג גישה שונה לבניית מודל עכבר של IA באמצעות קשירה של ה-PPA כדי לגרום לשינויים המודינמיים תוספים בשילוב עם יתר לחץ דם. הדמיית MRA וניתוח מיקרוסקופי הדגימו שינויים מפרצתיים משמעותיים במעגל וויליס. השינויים הפתולוגיים שנצפו במודל זה עולים בקנה אחד עם אלה שנמצאו בדגימ...

Disclosures

כתב היד נקרא ואושר על ידי כל המחברים הנקובים, ואין אנשים אחרים שעמדו בקריטריונים למחבר אך אינם רשומים. למחברים אין ניגודי אינטרסים הקשורים לכתב היד, ולא הייתה תמיכה כספית משמעותית לעבודה זו שהייתה יכולה להשפיע על תוצאותיה. המממנים לא היו מעורבים באיסוף הנתונים, ניתוח הנתונים או כתיבת המאמר. כתב היד לא פורסם בעבר באינטרנט או בדפוס, כולל כתבי עת, אתרי אינטרנט או בלוגים.

Acknowledgements

מחקר זה נתמך על ידי המתקן הלאומי לרפואה תרגומית (Shanghai TMSK-2021-147), פרויקט המחקר של בית החולים רנג'י בשנחאי (RJTJ-QT-007) והקרן הסינית למדע פוסט-דוקטורט (מספר תעודה: 2024M760658).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
7.0 T magnetic resonance angiographyBrukerBioSpec 70/20 
C57BL/6 miceCharles River Laboratoriessex: male
CD86 antibodyCST91882
Elastic Van Gieson (EVG)stainSolarbioG1597
MassonSolarbioG1340
Micro forcepShanghai Jinzhong Instrument Company
MicrofilFlow Tech Inc.MV-120
Small animal anesthesia machine RWDR500
Stereo microscopeShanghai Optical Instrument CompanyXYH-6B
SutureShanghai Jinhuan Medical Company6-0, 8-0

References

  1. Vlak, M. H., Algra, A., Brandenburg, R., Rinkel, G. J. Prevalence of unruptured intracranial aneurysms, with emphasis on sex, age, comorbidity, country, and time period: A systematic review and meta-analysis. Lancet Neurol. 10 (7), 626-636 (2011).
  2. Turjman, A. S., Turjman, F., Edelman, E. R. Role of fluid dynamics and inflammation in intracranial aneurysm formation. Circulation. 129 (3), 373-382 (2014).
  3. Shikata, F., et al. Potential influences of gut microbiota on the formation of intracranial aneurysm. Hypertension. 73 (2), 491-496 (2019).
  4. Penn, D. L., Komotar, R. J., Sander Connolly, E. Hemodynamic mechanisms underlying cerebral aneurysm pathogenesis. J Clin Neurosci. 18 (11), 1435-1438 (2011).
  5. Vlak, M. H., Rinkel, G. J., Greebe, P., Algra, A. Independent risk factors for intracranial aneurysms and their joint effect: A case-control study. Stroke. 44 (4), 984-987 (2013).
  6. Alfano, J., et al. Intracranial aneurysms occur more frequently at bifurcation sites that typically experience higher hemodynamic stresses. Neurosurgery. 73 (3), 497-505 (2013).
  7. Idil Soylu, A., Ozturk, M., Akan, H. Can vessel diameters, diameter ratios, and vessel angles predict the development of anterior communicating artery aneurysms: A morphological analysis. J Clin Neurosci. 68, 250-255 (2019).
  8. Starke, R. M., et al. Critical role of TNF-alpha in cerebral aneurysm formation and progression to rupture. J Neuroinflammation. 11, 77 (2014).
  9. Vrselja, Z., Brkic, H., Mrdenovic, S., Radic, R., Curic, G. Function of circle of Willis. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (4), 578-584 (2014).
  10. Azedi, F., et al. Intra-arterial drug delivery to the ischemic brain in rat middle cerebral artery occlusion model. Bio Protoc. 9 (23), e3438 (2019).
  11. Yoshimura, S., et al. Reliable infarction of the middle cerebral artery territory in C57BL/6 mice using pterygopalatine artery ligation and filament optimization - The PURE-MCAo model. J Cereb Blood Flow Metab. , (2024).
  12. Nuki, Y., et al. Elastase-induced intracranial aneurysms in hypertensive mice. Hypertension. 54 (6), 1337-1344 (2009).
  13. Tada, Y., et al. Roles of hypertension in the rupture of intracranial aneurysms. Stroke. 45 (2), 579-586 (2014).
  14. Eldawoody, H., et al. Simplified experimental cerebral aneurysm model in rats: Comprehensive evaluation of induced aneurysms and arterial changes in the circle of Willis. Brain Res. 1300, 159-168 (2009).
  15. Hosaka, K., Downes, D. P., Nowicki, K. W., Hoh, B. L. Modified murine intracranial aneurysm model: aneurysm formation and rupture by elastase and hypertension. J Neurointerv Surg. 6 (6), 474-479 (2014).
  16. Furukawa, H., et al. Mast cell promotes the development of intracranial aneurysm rupture. Stroke. 51 (11), 3332-3339 (2020).
  17. Dungan, C. M., et al. Deletion of SA beta-Gal+ cells using senolytics improves muscle regeneration in old mice. Aging Cell. 21 (1), e13528 (2022).
  18. Miyamoto, T., et al. Site-specific elevation of interleukin-1beta and matrix metalloproteinase-9 in the Willis circle by hemodynamic changes is associated with rupture in a novel rat cerebral aneurysm model. J Cereb Blood Flow Metab. 37 (8), 2795-2805 (2017).
  19. Xu, C., et al. CD147 monoclonal antibody attenuates abdominal aortic aneurysm formation in angiotensin II-Infused apoE(-/-) mice. Int Immunopharmacol. 122, 110526 (2023).
  20. Taube, J. M., et al. Multi-institutional TSA-amplified multiplexed immunofluorescence reproducibility evaluation (MITRE) study. J Immunother Cancer. 9 (7), e002197 (2021).
  21. Frosen, J., et al. Saccular intracranial aneurysm: Pathology and mechanisms. Acta Neuropathol. 123 (6), 773-786 (2012).
  22. Cai, J., He, C., Yuan, F., Chen, L., Ling, F. A novel haemodynamic cerebral aneurysm model of rats with normal blood pressure. J Clin Neurosci. 19 (1), 135-138 (2012).
  23. Arnaout, O. M., et al. De novo large fusiform posterior circulation intracranial aneurysm presenting with subarachnoid hemorrhage 7 years after therapeutic internal carotid artery occlusion: case report and review of the literature. Neurosurgery. 71 (3), E764-E771 (2012).
  24. Nagata, I., Handa, H., Hashimoto, N., Hazama, F. Experimentally induced cerebral aneurysms in rats: Part VI. Hypertension. Surg Neurol. 14 (6), 477-479 (1980).
  25. Aoki, T., Kataoka, H., Morimoto, M., Nozaki, K., Hashimoto, N. Macrophage-derived matrix metalloproteinase-2 and -9 promote the progression of cerebral aneurysms in rats. Stroke. 38 (1), 162-169 (2007).
  26. Grunwald, I. Q., et al. An experimental aneurysm model: a training model for neurointerventionalists. Interv Neuroradiol. 12 (1), 17-24 (2006).
  27. Brinjikji, W., Ding, Y. H., Kallmes, D. F., Kadirvel, R. From bench to bedside: Utility of the rabbit elastase aneurysm model in preclinical studies of intracranial aneurysm treatment. J Neurointerv Surg. 8 (5), 521-525 (2016).
  28. Adibi, A., Eesa, M., Wong, J. H., Sen, A., Mitha, A. P. Combined endovascular coiling and intra-aneurysmal allogeneic mesenchymal stromal cell therapy for intracranial aneurysms in a rabbit model: A proof-of-concept study. J Neurointerv Surg. 9 (7), 707-712 (2017).
  29. Liao, B. Y., Zhang, J. Evolutionary conservation of expression profiles between human and mouse orthologous genes. Mol Biol Evol. 23 (3), 530-540 (2006).
  30. Han, Y., et al. Axl promotes intracranial aneurysm rupture by regulating macrophage polarization toward M1 via STAT1/HIF-1alpha. Front Immunol. 14, 1158758 (2023).
  31. Wang, S., et al. Rabbit aneurysm models mimic histologic wall types identified in human intracranial aneurysms. J Neurointerv Surg. 10 (4), 411-415 (2018).
  32. Nowicki, K. W., Hosaka, K., Walch, F. J., Scott, E. W., Hoh, B. L. M1 macrophages are required for murine cerebral aneurysm formation. J Neurointerv Surg. 10 (1), 93-97 (2018).
  33. Shi, Y., et al. Nrf-2 signaling inhibits intracranial aneurysm formation and progression by modulating vascular smooth muscle cell phenotype and function. J Neuroinflammation. 16 (1), 185 (2019).
  34. Morimoto, M., et al. Mouse model of cerebral aneurysm: experimental induction by renal hypertension and local hemodynamic changes. Stroke. 33 (7), 1911-1915 (2002).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

M1 CD86

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved