עבודה זו נתמכה על ידי המכון הלאומי הדמיה ביו מענק Bioengineering # EB003307 ועל ידי פרס קרן המדע הלאומית קריירה AF

למכשיר עיצוב Microfluidic CorelDraw או באמצעות תוכנת AutoCAD עקרון PDMS microvalves מכשירים מבוססי: מכשירים מורכבים משלוש שכבות: שכבה המכילה fluidic microchambers בגדלים שונים, מעין &quot;שכבת שליטה&quot; המכיל את microchannels צורך להפעיל את נתיב fluidic עם microvalves, וכן קרום דק באמצע PDMS כי הוא מחויב את שכבת שליטה. במנוחה, עקב התאימות ואת hydrophobicity של PDMS, את החותמות קרום (הפיך) כנגד המושב שלו, ולפיכך לתאי להישאר מבודדים אחד מהשני ללא השקעת אנרגיה. שסתומים ניתן לפתוח על ידי הפעלת לחץ שלילי (למשל, אבק הבית), כך הממברנה PDMS מסיט את ומפריד מפני השטח שתומך הקיר בין שני חדרי fluidic, ובכך לחבר את נתיב fluidic. סגירת Valve יכולה להיות מושגת על ידי החלפת ההגדרה הלחץ ואקום בלחץ אטמוספרי. שכבת Fluidic שכבת דפוסי השליטה נועדו CorelDraw או באמצעות תוכנת AutoCAD. מסכות המכיל עיצובים אלה הודפסו ברזולוציה גבוהה (8,000 עד 20,000 dpi) על סרטים שקיפות באמצעות שירותים מסחריים (CAD / אמנות שירותים, Bandon, OR) (מסכות לא מוצג). המצאה של אדונים סיליקון באמצעות photolithography סטנדרטי SU-8 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תקן SU-8 שיטות photolithography שימשו כדי ליצור SU-8 &quot;אדונים&quot; (SU-8 2050, MicroChem, ניוטון, MA) עבור שכבת microfluidic והשליטה שסתום שכבה cleanroom (לא רואים בסרט הזה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להקל על שחרורו, לפני שכפול PDMS SU-8, אדונים היו silanized ידי חשיפה לאדים של fluorosilane ((tridecafluoro-1, 1,2,2,-tetrahydrooctyl)-1-trichlorosilane (TFOCS)), תוך צנצנת ייבוש (ללא ייבוש כדורי) המחובר למקור ואקום. החדר ייבוש חייב להיות ממוקם בתוך מכסה המנוע עקב עשן כימי אופי מאכל של אדים TFOCS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המקום חלק קטן מגבת נייר סופג בתוך החדר ייבוש. הוסף ירידה של TFOCS אל מגבת נייר ולפנות את האוויר מן החדר. החל ואקום 1 דקות ומכבים. סגירת ואקום לאפשר 30 דקות להפקדה. שמור את המאסטרים במיכלים סגורים לשימוש עתידי. </li></ol> Replica דפוס של PDMS מן המאסטרים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השכבה fluidic ואת השכבה מלאה מיוצרים על ידי דפוס העתק של PDMS מ SU-8 אדונים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> PDMS ערבוב ביסודיות מראש פולימר צולבות מקשר (10:01 wt. Ratio), דה בועה ייבוש למשך 10-15 דקות עד בועות ברור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים צינורות סיליקון לתוך 1-2 חתיכות ס&quot;מ. בחרו את הגודל המתאים של צינורות לפי בקשה. אנו משתמשים tubings 1.14 מ&quot;מ מזהה כאן חיבור קל צינורות OD 1 / 16 אינץ מאוחר יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש מלט דוקו ® כדי צינורות דבק על האזורים מפרצון של המאסטר SU-8 של שכבת שליטה. היזהר שלא להשתמש בדבק יותר מדי, כמו צינורות סיליקון עשוי מרכיבים כמו PDMS, ואת צינורות יהיה מוטבע לתוך המכשיר PDMS microfluidic, יצירת האוויר פתחי הכניסה הדוק fluidic / שקעים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במכשיר שלנו, אזורים כניסת נועדו על המסכות של fluidic והן שכבות שליטה, אבל צינורות פתחי הכניסה סיליקון הם רק יצוק לתוך שכבה אחת (לדוגמה, שכבת שליטה) של המכשיר. כדי ליצור פתחי הכניסה לשכבה fluidic, אנו להסיר באופן ידני או לנקב את סעיפים אחדים של קרום זה מכסה את האזורים מפרצון. לכן, לאחר יישור והרכבה, כל microchannels (אלה שנושאים לזרום כמו גם אלה השולטים שסתומים) נגישים מהחלק העליון של המכשיר, כך את פני השטח התחתונה היא מישוריים, המאפשר הדמיה של המכשיר על הבמה מיקרוסקופ רגיל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקים בזהירות דה מבעבע PDMS על שני אדונים, סביב צינור יחידת שליטה ב-השכבה. De-הבועה שוב ייבוש. אחרי דה מבעבע תושלם, להכניס לתנור 65 ° C למשך שעה 1&gt; בריפוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר נרפא PDMS מכוסה אדונים מהתנור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גזור מכשירים בודדים המאסטרים (אב אחד מכיל שלושה מכשירים זהים) לסירוגין לקלף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסרת דבק מאזורי מפרצון באמצעות מחט או זוג מלקחיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח את השליטה שכבת PDMS לתוך חדר נקי. </li></ol> ייצור רזה PDMS ממברנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כפי עקרונית את המכשיר, את השכבה האמצעית מורכבת קרום PDMS ~ 12 מיקרומטר עבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים 10:01 wt. יחס של PDMS prepolymer / תערובת סוכן ריפוי עם הקסאן (03:01 wt. היחס) על ידי vortexing. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעבר לחדר נקי. (סביבה ללא אבק הוא קריטי על מנת להבטיח כי ממברנות PDMS נקייה מפגמים; חלקיקי אבק עלול לגרום ממברנות המכיל חורים ו / או פגום מחויב לעצב את העתק). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים silanized 3 אינץ בקוטר רקיק עללזרוק את הוואקום של הצנטריפוגה Solitec. רקיק צריך להיות silanized (derivatized עם fluorosilane) לפני PDMS ספינינג כדי להקל על שחרורו של PDMS ממשטחי הסיליקון. קערת טפלון מחוץ צ&#39;אק היה עטוף בסרט פלסטיק לניקוי קל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לוותר על 2-3 מ&quot;ל של תערובת PDMS / הקסאן על גבי פרוסות סיליקון באמצעות מחט מזרק 18-מד (למזעור בועות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדרת פרמטרים ספין. ספין בסל&quot;ד 7000 למשך 30 שניות, והתוצאה היא סרט PDMS בעובי 12 מיקרומטר ~. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחממים את פרוסות סיליקון ב 85 מעלות צלזיוס למשך 4 דקות על פלטה חשמלית כדי לרפא את הסרט PDMS. </li></ol> מליטה Multilayer PDMS מכשיר והרכבה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים את השכבה מלאה של קרום PDMS לתוך תא פלזמה חמצן. הפעל פלזמה במשך 30 שניות (30 psi לחץ חמצן, קצב הזרימה 3-5 SCFH, 550W). תביאו את השכבה לשלוט במגע עם קרום PDMS מיד (תוך 5 דקות) לאחר הפעלת חמצן. הפרמטרים של המערכת, כגון לחץ חמצן, קצב הזרימה, כוח פלזמה זמן הטיפול, מוגדרים באופן אמפירי לפי יישומים שונים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המתן 5 דקות, ולהסיר את השכבה מלאה של פרוסות סיליקון יחד עם הממברנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר ממברנות על שטחי פתחי הכניסה כך ששני מלאה שכבות fluidic נגישים מלמעלה באמצעות צינורות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יישר את השכבה מלאה (עם tubings כמו פתחי הכניסה) עם שכבת fluidic (מישורי) תחת stereoscope. מכיוון PDMS חותמות על PDMS, מליטה לא קבע נדרשת. </li></ol> המחשב שבשליטת פתיחה וסגירה של microvalves PDMS ידי ואקום או לחץ <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר יישור מכשיר והרכבה, להוסיף 1 / 16 אינץ OD (1 / 32 מזהה אינץ&#39;) צינורות Tygon לתוך פתחי הכניסה מזהה 1.14 מ&quot;מ סיליקון ולחבר את פתחי הכניסה למקורות הלחץ או מאגרי fluidic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור פתיחת וסגירת השסתומים, לחצים נשלטים על ידי קו ואקום קו לחץ האוויר מחובר דרך שני הרגולטורים לחץ מערך של שלוש דרך שסתומים מיניאטוריים סולנואיד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שסתומים סולנואיד מחוברים חומרה הלאומי נתונים רכישת מכשירים נשלט באמצעות תוכנת LabVIEW. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מבצע ההתקנים סטיה הממברנה הם דמיינו עם צבע מצלמת CCD (SPOT RT, כלי אבחון, סטרלינג הייטס, MI). </li></ol> במקביל ערבוב של שני צבעים צבע שונה שונה כרכים nanoliter מוגדר אנו מדגימים את פעולת המיקסר מקביל המאפשר אחסון ערבוב מדויק משנה nanoliter כרכים של תמיסות מימיות על יחסי ערבוב שונים: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שכבת fluidic מכיל שני מערכים של microchambers: לאורך מערך, גודל microchambers פוחתת, החל השמאלי, מתוך 200 מיקרומטר x 400 מיקרומטר עד 200 מיקרומטר x 40 מיקרומטר; 10 הוא 500 x 40 מיקרומטר קאמרית מיקרומטר והוא השתמשו רק עבור החיבור fluidic במערך; בצד ימין של תא 10 היא קבוצה של תאים סימטרי הגדלת בגדלים. בתאי B של מערך נועדו כזה נפח נוסף של כל שני חדרים סמוכים בשורות שונות שווה תמיד. 0, 10r 0r 10 ו-B, B נועדו כפקדי בהתאמה פתרונות A ו-B ללא ערבוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השכבה מלאה יש שתי עצמאי שבשליטת סטים של שסתומים. סט של ברזים V {1} משמש לחיבור שני מערכים קאמרית עם פתחי הכניסה שלהם, ואילו קבוצה שנייה של שסתומים {2} V משמש לחיבור כל זוג חדרים בשני מערכים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלאו את microchambers ידי פתיחת שסתום להגדיר V {1} כדי לאפשר זרימה של שני פתרונות כדי לצבוע מערכים A ו-B, בהתאמה. זרימה של פתרונות ניתן להשיג גם על ידי היד או על ידי משיכת ואקום מבוקר עם שסתומי סולנואיד. אם בועות אוויר הטופס microchambers, הפתרון יכול להיות יותר דחף להוציא את בועות, או את המכשיר אפשר להשאיר למשך דקות ספורות ובועות ייעלמו בשל חדירות האוויר של PDMS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את שסתום להגדיר V {1} לבודד כל תא במערכים שניהם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שסתום להגדיר פתח V {2} כדי לאפשר נוזל ערבוב בין החדרים הסמוכים מערכים שונים. ערבוב לוקח רק ~ 1-2 דקות כדי להשלים את הכרכים האלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור V {2} כדי לדחוף את הנוזלים חזרה אל החדר כל fluidic ותאי לעוות חזרה לצורה המקורית שלהם. מאז שני מערכים fluidic נועדו עם לשכות 11 בגדלים שונים, 11 יחסי ערבוב שונים מיוצרים בשלב ערבוב אחד. </li></ol> מערכת microfluidic משולב זלוף מבוקרת מחשב של תרביות תאים microfluidic אנו מדגימים מערכת microfluidic כי הוא מסוגל זלוף האוטומטי של פתרונות מרובים תא תא בודד תרבות.פתחי הכניסה נשלטים על ידי microvalves, אשר יכול להיות מופעל בכל רצף של פתחי הכניסה יחידה, שילובים שונים, או בבת אחת. המכשיר מסוגל לייצר הדרגתיים או תערובות של פתרונות שונים. גם מכשיר זה מורכב משלוש שכבות: שכבת fluidic, שכבת שליטה, קרום דק באמצע PDMS. ייצור שלבים חלופיים עבור התקן זה: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כניסה ויציאות של ערוצי fluidic ערוצי שליטה הם &quot;אגרוף&quot; באמצעות 1.2 מ&quot;מ בקוטר האריס Micro-Punch (טד פלה, Inc). Tubing מחובר פתחי הכניסה באמצעות הקהה 18 מחטים מד אשר מוכנסים אל PDMS דרך שכבת שליטה. זה מאפשר אריזה צפופה של פתחי הכניסה מאשר צינורות הסיליקון. הציות של PDMS מספק חותמת הדוק סביב המחטים ביעילות לספק נוזלים או לחץ פנאומטי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כפי שתואר קודם לכן, מליטה של ​​קרום דק PDMS לשכבה השליטה מושגת באמצעות חשיפה פלזמה חמצן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השכבה fluidic הוא הוכן על ידי דפוס עם העתק PDMS מראש פולימר צולבות מקשר ביחס של 5:01 ו חלקית ריפוי במשך 25 דקות ב 60 ° C בתנור הסעה. בשלב זה, את השכבה fluidic נרפא חלקית עדיין דביק, אך ניתן להסיר מן האדון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השכבה fluidic מיושר באופן ידני כדי לשלוט מראש כינס את שכבות קרום באמצעות stereoscope. המכשיר התאספו מושם אז במשך 5 דקות על פלטה חמה ב 80 º C. בשלב הבא, לשלוט על קווי שסתום מחוברים בקר אוטומטיות השסתומים הם actuated עד הממברנה מתנתק מן השכבה fluidic בכלל המושבים שסתום על ידי יישום ואקום. אחרי &quot;ניתוק&quot; השסתומים, בקר את המחשב מוגדר מחזור השסתומים תוך המכשיר לרפא עוד לפחות שעה 1 על פלטה חשמלית ב 80 מעלות צלזיוס. </li></ol> התכונות של מערכת משולבת microfluidic שלנו: המכשיר מסוגל זלוף אוטומטי של 16 פתרונות שונים לחדר תא התרבות באמצעות תוכנית valving multiplexed. העיצוב ערוץ מבטיחה עמידות של כל פתחי הכניסה היא מאוזנת. עיצוב microvalve שלנו מבודד פתרונות בקרות שטיפה בערוצים משולבת להסרת מהירה של נוזל, אשר מגביל צולבות זיהום. מיקסר אדרה משולב יכול להיות מופעל כדי לייצר תערובות של פתחי הכניסה שונה. בנוסף, ישנם ארבעה ערוצי התנגדות משתנה כי יכול להיות מופעל כדי לשנות את קצב הזרימה.

<ol>
	<li>Li, N., Hsu, C. H., Folch, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parallel+mixing+of+photolithographically-defined+nanoliter+volumes+using+elastomeric+microvalve+arrays.">Parallel mixing of photolithographically-defined nanoliter volumes using elastomeric microvalve arrays.</a> Electrophoresis. 26 (19), 3858-3864 (2005).</li><li>Thorsen, T., Maerkl, S. J., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+large-scale+integration.">Microfluidic large-scale integration.</a> Science. 298 (5593), 580-584 (2002).</li></ol>

היתרונות העיקריים של תכנון microvalve שלנו: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אין מקור אנרגיה נוסף נדרש כדי לסגור את נתיב fluidic, ומכאן את המכשיר טעון הוא נייד מאוד, ו </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המכשיר יכול להיות בנוי על ידי העתקים מן PDMS photolithographically בדוגמת SU-8 תבניות, המאפשר microfabricating עמוק (עד 1 מ&quot;מ) עם הערוצים הצדדיים אנכי (כלומר את גובה התכונות ניתן לציין בנפרד רוחב שלהם) וכתוצאה מכך מאוד תכונות מדויק. </li></ol> היתרונות של מערבל מקבילים: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קל לפברק ופשוטה לשליטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כרכים מוגדרים photolithographically, ולכן, מאוד מדויק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נוזלים ריאגנטים ניתן לאחסן microdevice במשך כמה ימים, המאפשר מבחני ניידים מאוד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יש לציין, PDMS היא ביולוגית, ולכן המכשיר יש תחולה רחבה מבחני אבחון מיניאטורי, כמו גם בתא מבוססי מבחני כגון הקרנת סמים אנזים מבוססי זיהוי biomolecule. </li></ol> יתרונות תא זלוף משולבת microfluidic: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוא מסוגל זלוף האוטומטי של פתרונות כימיקלים מרובים תא תא בודד תרבות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתחי הכניסה נשלטים על ידי microvalves, אשר יכול להיות מופעל בכל רצף של פתחי הכניסה יחידה, שילובים שונים, או בבת אחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המכשיר מסוגל לייצר הדרגתיים או תערובות של פתרונות שונים. </li></ol> ראשי מזהיר עבור תהליכי ייצור: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סביבה ללא אבק הוא קריטי במהלך ייצור קרום PDMS, אשר מבטיח כי הקרומים נקייה מפגמים. </li></ol>

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Clean silicon wafers</td>
<td>Supplies</td>
<td>Silicon Sense Inc.</td>
<td>3P0110TEST</td>
<td>3-inch diameter, P/Boron</td>
</tr>
<tr>
<td>"Master" wafers containing SU-8 patterns</td>
<td>Supplies</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fabricated in house using standard photolithography procedures </td>
</tr>
<tr>
<td>Desiccators (2)</td>
<td>Equipment</td>
<td>VWR</td>
<td>24987-048</td>
<td>One for silanization, one for PDMS de-bubbling.</td>
</tr>
<tr>
<td>Balance</td>
<td>Equipment</td>
<td>OHAUS Corp.</td>
<td>SC6010</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Oven</td>
<td>Equipment</td>
<td>Sheldon Mfg. Inc.</td>
<td>1330GM</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>MiniVortexer</td>
<td>Equipment</td>
<td>VWR</td>
<td>58816-121</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Spinner</td>
<td>Equipment</td>
<td>Headway Research Inc.</td>
<td>PWM32</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Plasma etcher</td>
<td>Equipment</td>
<td>Plasmatic Systems Inc. </td>
<td>Plasma Preen II-973</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Hot Plate</td>
<td>Equipment</td>
<td>Torre Pines Scientific</td>
<td>HP30A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Stereoscope</td>
<td>Microscope</td>
<td>Nikon</td>
<td>TMZ1500</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>CCD camera</td>
<td>Equipment</td>
<td>Diagnostic Instruments</td>
<td>SPOT RT</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Solenoid valves</td>
<td>Equipment</td>
<td>Lee Company</td>
<td>LHDA0511111H</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Data acquisition board</td>
<td>Hardware</td>
<td>National Instruments</td>
<td>PCI 6025E, CB-50LP</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>LabView</td>
<td>Software</td>
<td>National Instruments</td>
<td>Version 8.0</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tridecafluoro-1,1,2,2,-tetrahydrooctyl)-1-trichlorosilane</td>
<td>Reagent</td>
<td>United Chemical Technologies</td>
<td>T2492</td>
<td>Silanization must be done in a chemical fume hood.</td>
</tr>
<tr>
<td>PDMS prepolymer and crosslinker</td>
<td>Reagent</td>
<td>Dow-Corning</td>
<td>Sylgard 184</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Hexane</td>
<td>Reagent</td>
<td>EMD	</td>
<td>HX0295-6	</td>
<td>

</td>
</tr>
<tr>
<td>Color Dyes</td>
<td>Reagent</td>
<td>Spectrum Chemical Mfg. Corp.</td>
<td>FD&C 110, 135, 150</td>
<td>Blue #1, Yellow #5, Red #3. 
</td>
</tr>
<tr>
<td>3 ml disposable transfer pipets</td>
<td>Supplies</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>13-711-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Kimwipes</td>
<td>Supplies</td>
<td>Kimberly-Clark</td>
<td>34155</td>
<td>



</td>
</tr>
<tr>
<td>Weighing boats</td>
<td>Supplies</td>
<td>VWR </td>
<td>12577-027</td>
<td>




</td>
</tr>
<tr>
<td>Tongue depressor</td>
<td>Supplies	</td>
<td>Fisher Scientific	</td>
<td>11-700-555	</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>P100 dishes</td>
<td>Supplies</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>08-772E</td>
<td>		</td>
</tr>
<tr>
<td>Silicone tubing (1.14 mm inner diameter (I.D.))</td>
<td>Supplies	</td>
<td>Cole-Palmer Instrument Co.</td>
<td>07625-30</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tygon tubing (O.D. 1/16 in; I.D. 1/32 in)</td>
<td>Supplies	</td>
<td>Cole-Palmer Instrument Co.	</td>
<td>06418-02</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Duco Cement</td>
<td>Supplies</td>
<td>Devcon</td>
<td>6245</td>
<td>



</td>
</tr>
<tr>
<td>Razor blade</td>
<td>Tools</td>
<td>VWR</td>
<td>55411-050</td>
<td>



</td>
</tr>
<tr>
<td>Needles</td>
<td>Tools</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>0053482 (25 Gauge)</td>
<td>




</td>
</tr>
<tr>
<td>#5 Forceps</td>
<td>Tools</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>11251-20</td>
<td>



</td>
</tr>
<tr>
<td>50 ml centrifuge tube</td>
<td>Supplies</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>05-526B</td>
<td>




</td>
</tr>
<tr>
<td>Seal wrap film</td>
<td>Supplies	</td>
<td>AEP Industries Inc.	</td>
<td>0153877</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1.5 ml microcentrifuge tubes</td>
<td>Supplies</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>05-406-16</td>
<td>




</td>
</tr>
<tr>
<td>15 ml centrifuge tubes	</td>
<td>Supplies	</td>
<td>BD Falcon	</td>
<td>352097</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Purple nitrile power-free gloves</td>
<td>Supplies 	</td>
<td>VWR 	</td>
<td>40101-348</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1.2 mm Harris biopsy punch	</td>
<td>Tools</td>
<td>Ted Pella, Inc.</td>
<td>15074	</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

microfluidic chips controlled with elastomeric microvalve arrays

מערכות microfluidic מיניאטורי לספק פתרונות פשוטים ויעילים עבור עלות נמוכה נקודה של טיפול אבחון תפוקה גבוהה מבחני ביו. בקרת זרימה יציבה ואמצעי אחסון fluidic מדויק שתי דרישות קריטיות עבור יישומים אלה. פיתחנו שבבי microfluidic שמציעות אלסטומרי polydimethylsiloxane (PDMS) מערכים microvalve כי: 1) אין צורך במקור אנרגיה נוספת כדי לסגור את נתיב fluidic, ומכאן את המכשיר טעון הוא נייד מאוד, ו 2) לאפשר microfabricating עמוק (עד 1 מ&quot;מ) ערוצים עם הצדדיים אנכי וכתוצאה מכך תכונות מאוד מדויק. Microvalves מכשירים מבוססי PDMS מורכב משלוש שכבות: שכבה המכילה fluidic נתיבים fluidic ו microchambers בגדלים שונים, שכבה מלאה המכילה את microchannels צורך להפעיל את נתיב fluidic עם microvalves, וכן קרום דק באמצע PDMS כי הוא חייב לשלוט השכבה. שכבת Fluidic שכבות לשלוט מבוצעים על ידי דפוס העתק של PDMS מ SU-8 אדונים photoresist, ואת קרום דק PDMS נעשית על ידי ספינינג PDMS בגבהים שצוינו. שכבת השליטה הוא קשור קרום דק PDMS לאחר הפעלת חמצן של שניהם, אז התאספו עם שכבת fluidic. Microvalves סגורים במנוחה ניתן לפתוח על ידי הפעלת לחץ שלילי (למשל, אבק בית). סגירת ופתיחת Microvalve הם אוטומטיים דרך שסתומים סולנואיד נשלט על ידי תוכנת מחשב. כאן, אנו ממחיש שני microvalve מבוססי שבבי microfluidic עבור שני יישומים שונים. השבב הראשון מאפשר לאחסון ערבוב מדויק משנה nanoliter כרכים של תמיסות מימיות על יחסי ערבוב שונים. השבב מאפשר second זלוף מבוקרת מחשב של תרביות תאים microfluidic. המכשירים קל לפברק ופשוטה לשליטה. בשל biocompatibility של PDMS, שבבים אלה יכול להיות יישומים רחב מבחני אבחון מיניאטורי, כמו גם מחקרים בסיסיים בביולוגיה התא.

Watch this Scientific Journal Video about Microfluidic Chips Controlled with Elastomeric Microvalve Arrays at JoVE.com

Microfluidic Chips Controlled with Elastomeric Microvalve Arrays

אנו מדגימים פרוטוקולים לייצור מיכון אלסטומרי polydimethylsiloxane (PDMS) מבוססי מערכים microvalve כי אין צורך אנרגיה נוספת כדי לסגור תכונה כרכים מדויק מוגדר photolithographically. מיקסר במקביל subnanoliter נפח ומערכת משולבת זלוף microfluidic מוצגים.

שבבי microfluidic מבוקרת עם מערכים Microvalve אלסטומרי

Miniaturized microfluidic systems provide simple and effective solutions for low-cost point-of-care diagnostics and high-throughput biomedical assays.  ...

microfluidic-chips-controlled-with-elastomeric-microvalve-arrays

Google

Research

JoVE Journal

Biology

20.9K Views.  University of Washington. אנו מדגימים פרוטוקולים לייצור מיכון אלסטומרי polydimethylsiloxane (PDMS) מבוססי מערכים microvalve כי אין צורך אנרגיה נוספת כדי לסגור תכונה כרכים מדויק מוגדר photolithographically. מיקסר במקביל subnanoliter נפח ומערכת משולבת זלוף microfluidic מוצגים.

Video: Microfluidic Chips Controlled with Elastomeric Microvalve Arrays

A Microfluidic Device with Groove Patterns for Studying Cellular Behavior

We describe a microfluidic device with microgrooved patterns for studying cellular behavior. This microfluidic platform consists of a top fluidic channel and a bottom microgrooved substrate. To fabricate the microgrooved channels, a top poly(dimethylsiloxane) (PDMS) mold containing the impression of the microfluidic channels was aligned and bonded to a microgrooved substrate. Using this device, mouse fibroblast cells were immobilized and patterned within microgrooved substrates (25, 50, 75, and 100 &mu;m wide). To study apoptosis in a microfluidic device, media containing hydrogen peroxide, Annexin V, and propidium iodide was perfused into the fluidic channel for 2 hours. We found that cells exposed to the oxidative stress became apoptotic. These apoptotic cells were confirmed by Annexin V that bound to phosphatidylserine at the outer leaflet of the plasma membrane during the apoptosis process. Using this microfluidic device with microgrooved patterns, the apoptosis process was observed in real-time and analyzed by using an inverted microscope containing an incubation chamber (37&deg;C, 5% CO2). Therefore, this microfluidic device incorporated with microgrooved substrates could be useful for studying the cellular behavior and performing high-throughput drug screening.

We describe a protocol for the fabrication of microfluidic devices that can enable cell capture and culture. In this approach patterned microstructures such as grooves within microfluidic channels are used to create low shear stress regions within which cell can dock.

מכשיר microfluidic עם דפוסי Groove לחקר התנהגות נייד

We describe a microfluidic device with microgrooved patterns for studying cellular behavior.  This microfluidic platform consists of a top fluidic channel ...

A Gradient-generating Microfluidic Device for Cell Biology

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an enabling experimental tool, because it can precisely manipulate fluid flows, enable high-throughput experiments, and generate stable soluble concentration gradients.  Compared to conventional gradient generators, poly(dimethylsiloxane) (PDMS)-based  microfluidic devices can generate stable concentration gradients of growth factors with well-defined profiles.  Here, we developed simple gradient-generating microfluidic devices with three separate inlets.  Three microchannels combined into one microchannel to generate concentration gradients.  The stability and shape of growth factor gradients were confirmed by fluorescein isothyiocyanate (FITC)-dextran with a molecular weight similar to epidermal growth factor (EGF).  Using this microfluidic device, we demonstrated that fibroblasts exposed to concentration gradients of EGF migrated toward higher concentrations.  The directional orientation of cell migration and motility of migrating cells were quantitatively assessed by cell tracking analysis.  Thus, this gradient-generating microfluidic device might be useful for studying and analyzing the behavior of migrating cells.

We describe a protocol for the microfabrication of the gradient-generating microfluidic device that can generate spatial and temporal gradients in well-defined microenvironment. In this approach, the gradient-generating microfluidic device can be used to study directed cell migration, embryogenesis, wound healing, and cancer metastasis.

התקן Gradient מניבות Microfluidic עבור ביולוגיה של התא

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an ...

Cell Capture Using a Microfluidic Device

תא לכידת באמצעות מכשיר microfluidic

Fabrication of the Thermoplastic Microfluidic Channels

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using polymer/nanoparticle composite microscale lysis and solid phase extraction columns. The recovered samples are concentrated, small volume samples that are PCRable, without any additional cleanup. Here, we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then, we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns. We demonstrate grafting and polymerization of a carbon nanotube/polymer composite column for bacterial cell lysis. We then show the lysis process followed by solid phase extraction of nucleic acids from the sample on chip using a silica/polymer composite column. The attached protocols contain detailed instructions on how to make both lysis and solid phase extraction columns.

Here we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns.

ייצור של ערוצים Microfluidic תרמופלסטיים

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using ...

Microfluidic Applications for Disposable Diagnostics

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

יישומים Microfluidic עבור אבחון פנויה

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new ...

Mapping Bacterial Functional Networks and Pathways in Escherichia Coli using Synthetic Genetic Arrays

Phenotypes are determined by a complex series of physical (e.g. protein-protein) and functional (e.g. gene-gene or genetic) interactions (GI)1. While physical interactions can indicate which bacterial proteins are associated as complexes, they do not necessarily reveal pathway-level functional relationships1. GI screens, in which the growth of double mutants bearing two deleted or inactivated genes is measured and compared to the corresponding single mutants, can illuminate epistatic dependencies between loci and hence provide a means to query and discover novel functional relationships2. Large-scale GI maps have been reported for eukaryotic organisms like yeast3-7, but GI information remains sparse for prokaryotes8, which hinders the functional annotation of bacterial genomes. To this end, we and others have developed high-throughput quantitative bacterial GI screening methods9, 10.
Here, we present the key steps required to perform quantitative E. coli Synthetic Genetic Array (eSGA) screening procedure on a genome-scale9, using natural bacterial conjugation and homologous recombination to systemically generate and measure the fitness of large numbers of double mutants in a colony array format. Briefly, a robot is used to transfer, through conjugation, chloramphenicol (Cm) - marked mutant alleles from engineered Hfr (High frequency of recombination) 'donor strains' into an ordered array of kanamycin (Kan) - marked F- recipient strains. Typically, we use loss-of-function single mutants bearing non-essential gene deletions (e.g. the 'Keio' collection11) and essential gene hypomorphic mutations (i.e. alleles conferring reduced protein expression, stability, or activity9, 12, 13) to query the functional associations of non-essential and essential genes, respectively. After conjugation and ensuing genetic exchange mediated by homologous recombination, the resulting double mutants are selected on solid medium containing both antibiotics. After outgrowth, the plates are digitally imaged and colony sizes are quantitatively scored using an in-house automated image processing system14. GIs are revealed when the growth rate of a double mutant is either significantly better or worse than expected9. Aggravating (or negative) GIs often result between loss-of-function mutations in pairs of genes from compensatory pathways that impinge on the same essential process2. Here, the loss of a single gene is buffered, such that either single mutant is viable. However, the loss of both pathways is deleterious and results in synthetic lethality or sickness (i.e. slow growth). Conversely, alleviating (or positive) interactions can occur between genes in the same pathway or protein complex2 as the deletion of either gene alone is often sufficient to perturb the normal function of the pathway or complex such that additional perturbations do not reduce activity, and hence growth, further. Overall, systematically identifying and analyzing GI networks can provide unbiased, global maps of the functional relationships between large numbers of genes, from which pathway-level information missed by other approaches can be inferred9.

Mapping Bacterial Functional Networks and Pathways in Escherichia Coli using Synthetic Genetic Arrays

Systematic, large-scale synthetic genetic (gene-gene or epistasis) interaction screens can be used to explore genetic redundancy and pathway cross-talk. Here, we describe a high-throughput quantitative synthetic genetic array screening technology, termed eSGA that we developed for elucidating epistatic relationships and exploring genetic interaction networks in Escherichia coli.

מיפוי רשתות פונקציונליות חיידקיים ומסלולים ב<em&gt; חיידקי Escherichia</em&gt; באמצעות מערכים גנטיים סינטטיים

Phenotypes  are determined by a complex series of physical (e.g. protein-protein) and  functional (e.g. gene-gene or genetic) interactions (GI)1. While ...

Design and Use of Multiplexed Chemostat Arrays

Chemostats are continuous culture systems in which cells are grown in a tightly controlled, chemically constant environment where culture density is constrained by limiting specific nutrients.1,2 Data from chemostats are highly reproducible for the measurement of quantitative phenotypes as they provide a constant growth rate and environment at steady state. For these reasons, chemostats have become useful tools for fine-scale characterization of physiology through analysis of gene expression3-6 and other characteristics of cultures at steady-state equilibrium.7 Long-term experiments in chemostats can highlight specific trajectories that microbial populations adopt during adaptive evolution in a controlled environment. In fact, chemostats have been used for experimental evolution since their invention.8 A common result in evolution experiments is for each biological replicate to acquire a unique repertoire of mutations.9-13 This diversity suggests that there is much left to be discovered by performing evolution experiments with far greater throughput. 
We present here the design and operation of a relatively simple, low cost array of miniature chemostats&mdash;or ministats&mdash;and validate their use in determination of physiology and in evolution experiments with yeast. This approach entails growth of tens of chemostats run off a single multiplexed peristaltic pump. The cultures are maintained at a 20 ml working volume, which is practical for a variety of applications. It is our hope that increasing throughput, decreasing expense, and providing detailed building and operation instructions may also motivate research and industrial application of this design as a general platform for functionally characterizing large numbers of strains, species, and growth parameters, as well as genetic or drug libraries.

We developed and validated a small-footprint array of miniature chemostats built from readily available parts for low cost. Physiological and experimental evolution results were similar to larger volume chemostats. The ministat array provides a compact, inexpensive, and accessible platform for traditional chemostat experiments, functional genomics, and chemical screening applications.

עיצוב ושימוש במערכי Chemostat Multiplexed

Chemostats are continuous culture systems in which cells are grown in a tightly controlled, chemically constant environment where culture density is ...

Assembly of Nucleosomal Arrays from Recombinant Core Histones and Nucleosome Positioning DNA

Core histone octamers that are repetitively spaced along a DNA molecule are called nucleosomal arrays. Nucleosomal arrays are obtained in one of two ways: purification from in vivo sources, or reconstitution in vitro from recombinant core histones and tandemly repeated nucleosome positioning DNA. The latter method has the benefit of allowing for the assembly of a more compositionally uniform and precisely positioned nucleosomal array. Sedimentation velocity experiments in the analytical ultracentrifuge yield information about the size and shape of macromolecules by analyzing the rate at which they migrate through solution under centrifugal force. This technique, along with atomic force microscopy, can be used for quality control, ensuring that the majority of DNA templates are saturated with nucleosomes after reconstitution. Here we describe the protocols necessary to reconstitute milligram quantities of length and compositionally defined nucleosomal arrays suitable for biochemical and biophysical studies of chromatin structure and function.

A method is presented for the reconstitution of model nucleosomal arrays from recombinant core histones and tandemly repeated nucleosome positioning DNA. We also describe how sedimentation velocity experiments in the analytical ultracentrifuge, and atomic force microscopy (AFM) are used to monitor the extent of nucleosomal array saturation after reconstitution.

הרכבה של nucleosomal מערכים מההיסטונים ליבת רקומביננטי והנוקלאוזום המיקום DNA

Core histone octamers that are repetitively spaced along a DNA molecule  are called nucleosomal arrays. Nucleosomal arrays are obtained in one of two  ...

A Rapid Protocol for Integrating Extrachromosomal Arrays With High Transmission Rate into the C. elegans Genome

Microinjecting DNA into the cytoplasm of the syncytial gonad of Caenorhabditis elegans is the main technique used to establish transgenic lines that exhibit partial and variable transmission rates of extrachromosomal arrays to the next generation. In addition, transgenic animals are mosaic and express the transgene in a variable number of cells. Extrachromosomal arrays can be integrated into the C. elegans genome using UV irradiation to establish nonmosaic transgenic strains with 100% transmission rate of the transgene. To that extent, F1 progenies of UV irradiated transgenic animals are screened for animals carrying a heterozygous integration of the transgene, which leads to a 75% Mendelian transmission rate to the F2 progeny. One of the challenges of this method is to distinguish between the percentage of transgene transmission in a population before (X% transgenic animals) and after integration (&#8805;75% transgenic F2 animals). Thus, this method requires choosing a nonintegrated transgenic line with a percentage of transgenic animals that is significantly lower than the Mendelian segregation of 75%. Consequently, nonintegrated transgenic lines with an extrachromosomal array transmission rate to the next generation &#8804;60% are usually preferred for integration, and transgene integration in highly transmitting strains is difficult. Here we show that the efficiency of extrachromosomal arrays integration into the genome is increased when using highly transmitting transgenic lines (&#8805;80%). The described protocol allows for easy selection of several independent lines with homozygous transgene integration into the genome after UV irradiation of transgenic worms exhibiting a high rate of extrachromosomal array transmission. Furthermore, this method is quite fast and low material consuming. The possibility of rapidly generating different lines that express a particular integrated transgene is of great interest for studies focusing on gene expression pattern and regulation, protein localization, and overexpression, as well as for the development of subcellular markers.

A Rapid Protocol for Integrating Extrachromosomal Arrays With High Transmission Rate into the C. elegans Genome

This protocol describes a rapid and low material consuming procedure for the integration of transgenic extrachromosomal arrays into the Caenorhabditis elegans genome using ultra violet (UV) irradiation. Furthermore, this protocol is particularly well suited for transgenic lines that transmit extrachromosomal arrays at a high rate.

Microinjecting DNA into the cytoplasm of the syncytial gonad of Caenorhabditis elegans is the main technique used to establish transgenic lines that ...

Identifying Protein-protein Interaction Sites Using Peptide Arrays

Protein-protein interactions mediate most of the processes in the living cell and control homeostasis of the organism. Impaired protein interactions may result in disease, making protein interactions important drug targets. It is thus highly important to understand these interactions at the molecular level. Protein interactions are studied using a variety of techniques ranging from cellular and biochemical assays to quantitative biophysical assays, and these may be performed either with full-length proteins, with protein domains or with peptides. Peptides serve as excellent tools to study protein interactions since peptides can be easily synthesized and allow the focusing on specific interaction sites. Peptide arrays enable the identification of the interaction sites between two proteins as well as screening for peptides that bind the target protein for therapeutic purposes. They also allow high throughput SAR studies. For identification of binding sites, a typical peptide array usually contains partly overlapping 10-20 residues peptides derived from the full sequences of one or more partner proteins of the desired target protein. Screening the array for binding the target protein reveals the binding peptides, corresponding to the binding sites in the partner proteins, in an easy and fast method using only small amount of protein.
In this article we describe a protocol for screening peptide arrays for mapping the interaction sites between a target protein and its partners. The peptide array is designed based on the sequences of the partner proteins taking into account their secondary structures. The arrays used in this protocol were Celluspots arrays prepared by INTAVIS Bioanalytical Instruments. The array is blocked to prevent unspecific binding and then incubated with the studied protein. Detection using an antibody reveals the binding peptides corresponding to the specific interaction sites between the proteins.

Peptide array screening is a high throughput assay for identifying protein-protein interaction sites. This allows mapping multiple interactions of a target protein and can serve as a method for identifying sites for inhibitors that target a protein. Here we describe a protocol for screening and analyzing peptide arrays.

זיהוי אתרי אינטראקציה בין חלבונים באמצעות פפטיד מערכים

Protein-protein interactions mediate most of the processes in the living cell and control homeostasis of the organism. Impaired protein interactions may ...