Name: live imaging of drosophila larval neuroblasts
Uploaded: 2014-07-07T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 50 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts at JoVE.com

עבודה זו נתמכה על ידי חטיבת מחקר של שבירת קירות במכונים הלאומיים לבריאות / NHLBI (1ZIAHL006126) וLenfant ביו פוסט דוקטורט מלגה הוענקו לDAL.

<ol>
	<li>Truman, J. W., Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+and+temporal+patterns+of+neurogenesis+in+the+central+nervous+system+of+Drosophila+melanogaster.">Spatial and temporal patterns of neurogenesis in the central nervous system of Drosophila melanogaster.</a> Developmental Biology. 125, 145-157 (1988).</li><li>Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+markers+for+identified+neuroblasts+and+ganglion+mother+cells+in+the+Drosophila+central+nervous+system.">Molecular markers for identified neuroblasts and ganglion mother cells in the Drosophila central nervous system.</a> Development. 116, 855-863 (1992).</li><li>Lerit, D. A., Smyth, J. T., Rusan, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organelle+asymmetry+for+proper+fitness,+function,+and+fate.">Organelle asymmetry for proper fitness, function, and fate.</a> Chromosome research. 21, 271-286 (2013).</li><li>Bello, B. C., Izergina, N., Caussinus, E., Reichert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amplification+of+neural+stem+cell+proliferation+by+intermediate+progenitor+cells+in+Drosophila+brain+development.">Amplification of neural stem cell proliferation by intermediate progenitor cells in Drosophila brain development.</a> Neural development. 3, 5 (2008).</li><li>Bowman, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+tumor+suppressors+Brat+and+Numb+regulate+transit-amplifying+neuroblast+lineages+in+Drosophila.">The tumor suppressors Brat and Numb regulate transit-amplifying neuroblast lineages in Drosophila.</a> Developmental Cell. 14, 535-546 (2008).</li><li>Boone, J. Q., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+Drosophila+type+II+neuroblast+lineages+containing+transit+amplifying+ganglion+mother+cells.">Identification of Drosophila type II neuroblast lineages containing transit amplifying ganglion mother cells.</a> Dev Neurobiol. 68, 1185-1195 (2008).</li><li>Homem, C. C., Knoblich, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+neuroblasts:+a+model+for+stem+cell+biology.">Drosophila neuroblasts: a model for stem cell biology.</a> Development. 139, 4297-4310 (2012).</li><li>Savoian, M. S., Rieder, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitosis+in+primary+cultures+of+Drosophila+melanogaster+larval+neuroblasts.">Mitosis in primary cultures of Drosophila melanogaster larval neuroblasts.</a> Journal of Cell Science. 115, 3061-3072 (2002).</li><li>Fleming, S. L., Rieder, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flattening+Drosophila+cells+for+high-resolution+light+microscopic+studies+of+mitosis+in+vitro.">Flattening Drosophila cells for high-resolution light microscopic studies of mitosis in vitro.</a> Cell Motil Cytoskeleton. 56, 141-146 (2003).</li><li>Buffin, E., Lefebvre, C., Huang, J., Gagou, M. E., Karess, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recruitment+of+Mad2+to+the+kinetochore+requires+the+Rod/Zw10+complex.">Recruitment of Mad2 to the kinetochore requires the Rod/Zw10 complex.</a> Current biology. 15, 856-861 (2005).</li><li>Basto, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flies+without+centrioles.">Flies without centrioles.</a> Cell. 125, 1375-1386 (2006).</li><li>Lucas, E. P., Raff, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maintaining+the+proper+connection+between+the+centrioles+and+the+pericentriolar+matrix+requires+Drosophila+centrosomin.">Maintaining the proper connection between the centrioles and the pericentriolar matrix requires Drosophila centrosomin.</a> J. Cell Biol. 178, 725-732 (2007).</li><li>Basto, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Centrosome+amplification+can+initiate+tumorigenesis+in+flies.">Centrosome amplification can initiate tumorigenesis in flies.</a> Cell. 133, 1032-1042 (2008).</li><li>Conduit, P. T., Raff, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cnn+dynamics+drive+centrosome+size+asymmetry+to+ensure+daughter+centriole+retention+in+Drosophila+neuroblasts.">Cnn dynamics drive centrosome size asymmetry to ensure daughter centriole retention in Drosophila neuroblasts.</a> Curr. Biol. 20, 2187-2192 (2010).</li><li>Forer, A., Pickett-Heaps, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytochalasin+D+and+latrunculin+affect+chromosome+behaviour+during+meiosis+in+crane-fly+spermatocytes.">Cytochalasin D and latrunculin affect chromosome behaviour during meiosis in crane-fly spermatocytes.</a> Chromosome research. 6, 533-549 (1998).</li><li>Rebollo, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functionally+unequal+centrosomes+drive+spindle+orientation+in+asymmetrically+dividing+Drosophila+neural+stem+cells.">Functionally unequal centrosomes drive spindle orientation in asymmetrically dividing Drosophila neural stem cells.</a> Dev. Cell. 12, 467-474 (2007).</li><li>Januschke, J., Llamazares, S., Reina, J., Gonzalez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+neuroblasts+retain+the+daughter+centrosome.">Drosophila neuroblasts retain the daughter centrosome.</a> Nat. Commun. 2, 243 (2011).</li><li>Januschke, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Centrobin+controls+mother-daughter+centriole+asymmetry+in+Drosophila+neuroblasts.">Centrobin controls mother-daughter centriole asymmetry in Drosophila neuroblasts.</a> Nat Cell Biol. 15, 241-248 (2013).</li><li>Homem, C. C., Reichardt, I., Berger, C., Lendl, T., Knoblich, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-Term+Live+Cell+Imaging+and+Automated+4D+Analysis+of+Drosophila+Neuroblast+Lineages.">Long-Term Live Cell Imaging and Automated 4D Analysis of Drosophila Neuroblast Lineages.</a> PLoS One. 8, (2013).</li><li>Neumuller, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome-wide+analysis+of+self-renewal+in+Drosophila+neural+stem+cells+by+transgenic+RNAi.">Genome-wide analysis of self-renewal in Drosophila neural stem cells by transgenic RNAi.</a> Cell Stem Cell. 8, 580-593 (2011).</li><li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes.">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118, 401-415 (1993).</li><li>Siegrist, S. E., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extrinsic+cues+orient+the+cell+division+axis+in+Drosophila+embryonic+neuroblasts.">Extrinsic cues orient the cell division axis in Drosophila embryonic neuroblasts.</a> Development. 133, 529-536 (2006).</li><li>Broadus, J., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extrinsic+cues,+intrinsic+cues+and+microfilaments+regulate+asymmetric+protein+localization+in+Drosophila+neuroblasts.">Extrinsic cues, intrinsic cues and microfilaments regulate asymmetric protein localization in Drosophila neuroblasts.</a> Curr. Biol. 7, 827-835 (1997).</li><li>Siller, K. H., Serr, M., Steward, R., Hays, T. S., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+imaging+of+Drosophila+brain+neuroblasts+reveals+a+role+for+Lis1/dynactin+in+spindle+assembly+and+mitotic+checkpoint+control.">Live imaging of Drosophila brain neuroblasts reveals a role for Lis1/dynactin in spindle assembly and mitotic checkpoint control.</a> Molecular biology of the cell. 16, 5127-5140 (2005).</li><li>Britton, J. S., Edgar, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Environmental+control+of+the+cell+cycle+in+Drosophila:+nutrition+activates+mitotic+and+endoreplicative+cells+by+distinct+mechanisms.">Environmental control of the cell cycle in Drosophila: nutrition activates mitotic and endoreplicative cells by distinct mechanisms.</a> Development. 125, 2149-2158 (1998).</li><li>Siller, K. H., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lis1/dynactin+regulates+metaphase+spindle+orientation+in+Drosophila+neuroblasts.">Lis1/dynactin regulates metaphase spindle orientation in Drosophila neuroblasts.</a> Developmental Biology. 319, 1-9 (2008).</li><li>Cabernard, C., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Apical/basal+spindle+orientation+is+required+for+neuroblast+homeostasis+and+neuronal+differentiation+in+Drosophila.">Apical/basal spindle orientation is required for neuroblast homeostasis and neuronal differentiation in Drosophila.</a> Dev. Cell. 17, 134-141 (2009).</li><li>Januschke, J., Gonzalez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+interphase+microtubule+aster+is+a+determinant+of+asymmetric+division+orientation+in+Drosophila+neuroblasts.">The interphase microtubule aster is a determinant of asymmetric division orientation in Drosophila neuroblasts.</a> J. Cell Biol. 188, 693-706 (2010).</li><li>Cabernard, C., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+imaging+of+neuroblast+lineages+within+intact+larval+brains+in+Drosophila.">Live imaging of neuroblast lineages within intact larval brains in Drosophila.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2013, 970-977 (2013).</li><li>Rusan, N. M., Akong, K., Peifer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Putting+the+model+to+the+test:+are+APC+proteins+essential+for+neuronal+polarity,+axon+outgrowth,+and+axon+targeting.">Putting the model to the test: are APC proteins essential for neuronal polarity, axon outgrowth, and axon targeting.</a> J. Cell Biol. 183, 203-212 (2008).</li><li>Lerit, D. A., Rusan, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PLP+inhibits+the+activity+of+interphase+centrosomes+to+ensure+their+proper+segregation+in+stem+cells.">PLP inhibits the activity of interphase centrosomes to ensure their proper segregation in stem cells.</a> J. Cell Biol. 202, 1013-1022 (2013).</li><li>Morris, L. X., Spradling, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+live+imaging+provides+new+insight+into+stem+cell+regulation+and+germline-soma+coordination+in+the+Drosophila+ovary.">Long-term live imaging provides new insight into stem cell regulation and germline-soma coordination in the Drosophila ovary.</a> Development. 138, 2207-2215 (2011).</li><li>Prasad, M., Jang, A. C., Starz-Gaiano, M., Melani, M., Montell, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+protocol+for+culturing+Drosophila+melanogaster+stage+9+egg+chambers+for+live+imaging.">A protocol for culturing Drosophila melanogaster stage 9 egg chambers for live imaging.</a> Nat. Protoc. 2, 2467-2473 (2007).</li><li>Rusan, N. M., Peifer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+a+novel+centrosome+cycle+in+asymmetric+cell+division.">A role for a novel centrosome cycle in asymmetric cell division.</a> J. Cell Biol. 177, 13-20 (2007).</li><li>Martinez-Campos, M., Basto, R., Baker, J., Kernan, M., Raff, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+pericentrin-like+protein+is+essential+for+cilia/flagella+function,+but+appears+to+be+dispensable+for+mitosis.">The Drosophila pericentrin-like protein is essential for cilia/flagella function, but appears to be dispensable for mitosis.</a> J. Cell Biol. 165, 673-683 (2004).</li><li>Dix, C. I., Raff, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+Spd-2+recruits+PCM+to+the+sperm+centriole,+but+is+dispensable+for+centriole+duplication.">Drosophila Spd-2 recruits PCM to the sperm centriole, but is dispensable for centriole duplication.</a> Curr. Biol. 17, 1759-1764 (2007).</li><li>Moutinho-Santos, T., Sampaio, P., Amorim, I., Costa, M., Sunkel, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+localisation+of+the+mitotic+POLO+kinase+shows+a+highly+dynamic+association+with+the+mitotic+apparatus+during+early+embryogenesis+in+Drosophila.">In vivo localisation of the mitotic POLO kinase shows a highly dynamic association with the mitotic apparatus during early embryogenesis in Drosophila.</a> Biol. Cell. 91, 585-596 (1999).</li><li>Megraw, T. L., Kilaru, S., Turner, F. R., Kaufman, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+centrosome+is+a+dynamic+structure+that+ejects+PCM+flares.">The centrosome is a dynamic structure that ejects PCM flares.</a> J. Cell Sci. 115, 4707-4718 (2002).</li></ol>

יש המחברים אין לחשוף.

הדמיה תא חי היא גישה לא יסולא בפז לשמש כדי לחקור את המנגנונים המווסתים ACD של תאי גזע, ההתמיינות של שושלות תאים, והמורפוגנזה של רקמות מורכבות. למרות שקבוצות המחקר היסטורית השתמשו במגוון של טכניקות כדי להמחיש NB ACD, הגישות הללו ניתן לקבץ בדרך כלל לשתי קטגוריות שבעיקר שונה...

תאי גזע לשמור על איזון של בידול והתחדשות עצמית כדי ליצור גיוון סלולארי במהלך התפתחות מוקדמת והחלפת תאים פגועים ברקמות בוגרות. רגולציה של הומאוסטזיס זה מונעת גם האובדן והתרחבות יתר של אוכלוסיית תאי גזע, אשר יכול לגרום לניוון רקמה מזיק או היווצרות גידול. Neuroblasts (NBS) הם תאי הגזע העצביים למדו נרחב של מערכת דרוזופילה עצבים המרכזית (איור 1 א), כי הטופס הראשון בשלבים עובריים 1, 2. NBS לעבור סיבובים חוזרים ונשנים של חלוקת תא לא סימטרית (ACD) כדי לייצר שני תאים נגזר על איפה ואיפה: בתאי גזע עצמי חידוש ותא מבדל. ACD מונחה על ידי centrosomes, האברונים שאינם קרומיים המשמשים כמרכזי microtubule-המארגן של רוב התאים 3. במהלך מיטוזה, centrosomes NB לארגן ולכוון את ציר mitotic דו קוטבי יחד קוטב apical-הבזלייםציר ity. על המחשוף של NB החלוקה, גורמי פסגת גורל המציינים את גורל תאי גזע, וגורמי גורל בסיסיים המציינים בידול, הם הפרדה לתאי בת לא שווים. במוח המרכזי הזחל, שני סוגים של NBS עשויים להיות מכובדים על ידי מספרם, מיקום, ביטוי גורם שעתוק, ושושלת תא (איור 1 א) 4-6. הקלד אני NBS הם הנפוץ ביותר, ועל 90 שלהם לאכלס את הצדדים הקדמי והאחוריים של כל אונה אופטית של המוח 7. NBS אלה מבטאים גורם שעתוק Asense (ASE), והם מחלקים את אופייני לNB עצמי חידוש אחד ותא אחד קטן יותר גנגליון אמא (GMC; איור 1). כל GMC עובר חטיבת מסוף יחידה ליצירת שני תאי עצב או גליה (איור 1). לעומת זאת, NBS שמונה סוג II המאכלסים את הצד האחורי של כל אונה אופטית חסר הבעת ASE 5. הם עוברים ACDכדי לייצר NB עצמי חידוש אחד ואב אחד ביניים עצביים (INP). INP, בתורו, מחלק סימטרי שלושה עד חמש פעמים. כל אחת מתוצאות הענפים אלה בהתחדשות של INP והייצור של GMC אחת 4. באופן קולקטיבי, זהות NB הספציפית והצו הזמני של לידת GMC מולידים את הגיוון העצבי המדהים של מערכת העצבים המרכזית למבוגר. הבנת הביולוגיה של התא שבבסיס NB ACD שופרה בהרבה באמצעות השימוש בטכניקות הדמיה תא חיות. פרוטוקולים שפורסמו בשימוש על ידי חוקרים לNBS חי התמונה משתנים במידה רבה. בסך הכל, עם זאת, שיטות אלו עשויות להיות מקובצים לשתי קטגוריות כלליות מאופיינות האם מוח הזחל נותר בשלמותה או באופן מכאני ניתק. לשניהם יש טכניקות יתרונות ברורים וחסרונות בהתאם ליישום של החוקר. דיווחים מוקדמים חושפים divi תא NB החיהוא קונה כרוך במידה מסוימת של ניתוק הידני של מוח הזחל. פירוט פרוטוקולים אלה מריחת 8 או 9 מתגרה מלבד המוח כדי לגדול תרבויות עיקריות לטווח הקצר של NBS על coverslips זכוכית. כדי לשפר את ההדמיה, NBS העגול בדרך כלל שטוח על coverslips עם שתי שקופיות זכוכית 8 או רפידות agarose 9. למרות שתאים שטוחים השתפרו אופטיקה, טכניקות אלה לעתים קרובות להוביל לפגמים המיטוטי NB, כוללים רגרסיה של תלם המחשוף וחוסר היכולת לחלק יותר מפעם אחת. לכן, פרוטוקולים שכוללים גם ניתוק ידני ועיוות פיזית של רקמת מוח הזחל בדרך כלל מתאימים רק לטווח קצר מאוד (כלומר., מחזור תא אחד או פחות) יישומים. כמו כן, חצי מעיכה או השטחת מוח שלם בין שקופיות זכוכית coverslips לחלוטין מגבילה את הזמן אפשר לבלות הדמיה דגימה שניתנה לכ 30 דקות תקופת 10. למרות ההגבלה, thi זההגישה של נוצלה בהצלחת 11-14. מאמצים אחרונים לחית תמונה ניתקו מגבלת NBS עיוות פיזית של התאים המבודדים. טכניקות אלה הן שימושיות במיוחד עבור יישומים בהם יש צורך לקיים בתרביות תאים למחזורי חלוקת תא מרובים. לדוגמא, תאים מפוזרים ממוחם ניתק באופן ידני עשויים להיות מוטבעים באופן חלקי בקריש עשוי מהתערובת של פיברינוגן וטרומבין 15 להדמיה לטווח ארוך 16. לחלופין, מוח explanted עשוי להיות ראשון מבחינה כימית ניתק עם collagenase האנזים, ליד שיבש באופן ידני על ידי מעבר חוזר ונשנה באמצעות pipet קצה, ומצופה לאחר מכן במנות-ליזין המצופה פולי-L זכוכית תחתונה 17, 18. ציפוי כלים מזכוכית עם או פיברינוגן או פולי-L-ליזין מקדם את הקובץ המצורף וקל התפשטות של תאים עגולים, להביא אותם קרוב לcoverslip אפשרי ללא עיוות פיזית גדולה. בadditiב, שיטות אלה כרוכים culturing NBS במדיום שניתן להחליף בקלות לניסויי הפרעות תרופתיים 18. בסך הכל, באופן ישיר ציפוי התפזר NBS משפר אופטיקה הדמיה מבלי להקריב את יכולות הדמיה לטווח ארוך. לאחרונה, פרוטוקול המתאר את culturing לטווח הארוך של NBS ניתק כבר פורט 19. עם זאת, גישה זו אינה נטולת מגבלות. יש כמה אזהרות להדמית NBS ניתק בשידור חי. בתחום של תאים מפוזרים, למשל, קשה לזהות שושלות NB ספציפיות שמאורגנות במרחב במוח שלם 1. כמו כן, הבחנה סוג I לעומת סוג השני NBS בתוך רקמה ניתקת היא גם מאתגרת ללא הביטוי של קליעים נותבים שושלת או transgenes תת סוג ספציפי, כגון worniu-GAL4, asense-GAL80 20. למרות transgenes אלה הם די שימושיים עבור יישומים מסוימים, הם מגבילים את החוקרים ללשעבר transgenes אלהלחץ תחת שליטתו של האלמנט משפר כטב&quot;מ 21 ודורשים תוכניות גנטיות מורכבות יותר. מחקרים הנוגעים לפיתוח המרחבי או זמני של NBS, אם כן, דורשים בתחום ההדמיה vivo בהקשר של רקמה שלמה. יתר על כן, מחקרים של NBS העוברי ניתק מצביעים על כך שהמגע הפיזי של תאים סמוכים הוא קריטי עבור לוקליזציה ביניים של קוטביות מפתח גורמי 22, 23. מחקרים אלה מראים NBS המבודד לחלוטין כבר לא לשמור על ציר ציר mitotic בלתי משתנה. במקום זאת, תאים אלה להציג ציר ציר אקראי יותר וזוויות רחבים של הפרדה בין ניצני GMC הרצופים, אולי בשל אובדן מיצוב centrosome פסגת 22. למרות שהקשר בין NBS הזחל ותאי השכנים שלהם לא נחקר בהרחבה, זה שווה בהתחשב בכך שmicroenvironment תאי גזע הזחל עשוי פוגע בקוטביות תא או אחרתהתנהגויות. כדי לשמור על ההקשר הפיזיולוגי של NBS זחל, אנו התמונה ACD מהמוח כולו. בהתחשב במגבלות המבניות הקשורים NBS הדמיה ניתקה, המעבדה ועוד הקימו פרוטוקולים לסיבובים רצופים תמונה של NB ACD מהמוח של זחל כולו. טכניקות למוח בשלמות תמונה לעתים קרובות להחליף את המשטח הנוקשה של זכוכית בצד אחד של חדר התרבות עם קרום גמיש כדי למנוע עיוות רקמה או נזק ולאפשר חילוף גזים. חלק מהשיטות כרוכות בהרכבת מוח explanted בתערובת של מדיום חרקים culturing, סרום, וחומצה אסקורבית עם גופי השומן מבודדים מעשרה זחלים 24. גופי השומן המבודדים מתווספים בגלל שהם מפרישים mitogen ידוע לעורר חלוקת תא NB 25. פרוטוקול זה שומר על שלמות הרקמה במשך 3 שעות, והוא, אם כן, ניתן להדמיה לטווח ארוך 24, 26-28. לאחרונה, פרוטוקול המתאר את לוןהדמיה גרם לטווח של מוח של זחל בשלמותה בנוכחות חומצה אסקורבית, סרום, וגופי שומן שפורטה 29. חשוב לציין, כי הרקמה לא נחשפה ולא משותק, גישה זו היא פחות שימושית עבור יישומים בהם בינוני culturing הוא החליף (למשל, מחקרים בסמים, immunodepletion, וכו &#39;.). המעבדה שלנו יש לפשט את כל הכנת הר מוחות זחל חיים להדמיה לטווח ארוך 30, ביום 31. היתרון העיקרי לפרוטוקול שלנו על פני אחרים הוא בפשטותו: התצפיות שלנו מצביעות גם בסרום, חומצה אסקורבית, אינסולין, ולא גופי שומן הם תוספים נחוצים כדי סיבובים רצופים תמונה של NB ACD. למרות שתוספים, כגון אינסולין, היו שימושיים עבור ההדמיה הממושכת של חלוקות תא גזע 32 ונדידת תאים קולקטיבית בשחלות דרוזופילה 33, הם נראים מיותרים לNB ACD, כמדיום ההדמיה שלנו מורכב מתערובת פשוטה של STAndard הבינוני culturing תא חרקים בתוספת האנטיביוטיקה antimycotic על מנת למנוע זיהום. באמצעות השימוש בכלי תרבות שימוש חוזרים גז חדיר או זכוכית תחתונה, היינו מסוגל לקיים כמה סבבים של ACDs NB רצוף. דגימות explanted אותו יכול בקלות לשמש לimmunofluorescence והליכים אחרים עם רקמה קבועה. בפרוטוקול זה, אנו מפרטים את הנתיחה של מוח של זחל בשלמותה, כמו גם ההכנה של מוח לניתוח גם בשידור חי וקבוע.

<table><tbody><tr><td>Lumox tissue culture dish 50 x 12 mm</td><td>Sarstedt</td><td>94.6077.410</td><td>A reusable culture dish with a gas-permeable and optically clear film base.</td></tr><tr><td>Schneider&#039;s S2 Medium</td><td>Invitrogen</td><td>21720-024</td><td></td></tr><tr><td>Gibco Antibiotic-Antimycotic (100x)</td><td>Invitrogen</td><td>15240-062</td><td>A supplement containing penicillin (10,000 U/ml), streptomycin (10,000 &amp;#956;g/ml), and amphotericin B (25 &amp;#956;g/ml) that is added to Schneider&#039;s S2 media to prevent bacterial and fungal contamination.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Glass coverslips, #1.5 22 x 22 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-541-B</td><td></td></tr><tr><td>Halocarbon oil 700</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H8898</td><td>A high viscosity inert oil that is clear and colorless.</td></tr><tr><td>Pair of nickel-plated pin holders, 17 cm long</td><td>Fine Science Tools</td><td>26018-17</td><td></td></tr><tr><td>Pair of Dumont #5 Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting needle/probe with plastic handle</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-965-A</td><td></td></tr><tr><td>Syringe filter, 0.22 &amp;#956;m pore size</td><td>Fisher Scientific</td><td>09-719A</td><td></td></tr><tr><td>Syringe, 5 ml</td><td>BD Biosciences</td><td>309646</td><td></td></tr><tr><td>Plastic transfer pipette</td><td>Fisher Scientific</td><td>S30467-1</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde, 32% EM-grade</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>15714</td><td>CAUTION: Formaldehyde is toxic; it should be handled in a fume hood. Follow MSDS guidelines for safe handling.</td></tr><tr><td>DAPI (4&#039;,6-diamidino-2-phenylindole, dihydrochloride)</td><td>Invitrogen</td><td>D1306</td><td>A dye that labels DNA and is excited by UV light.</td></tr></tbody></table>

live imaging of drosophila larval neuroblasts

תאי גזע מתחלקים סימטרי כדי ליצור שני תאי צאצאים עם פוטנציאל לא שוויוני גורל: תאי גזע עצמי חידוש ותא מבדל. בהתחשב את הרלוונטיות שלהם לפיתוח ומחלה, הבנת המנגנונים השולטים בחלוקת תא גזע סימטרי הייתה אזור חזק של מחקר. כי הם גנטי צייתנים ולעבור סיבובים רצופים של חלוקת תא בערך פעם בכל שעה, בתאי הגזע של מערכת העצבים המרכזית דרוזופילה, או neuroblasts, הם מודלים חיוניים לחקר חלוקת תא גזע. אודות 100 תאי גזע עצביים נמצאים סמוך לפני השטח של כל אחת משתי אונות מוח הזחל, מה שהופך את מערכת מודל זה שימושי במיוחד עבור מחקרי מיקרוסקופיה ההדמיה לחיות. בעבודה זו, נסקור מספר גישות בשימוש נרחב כדי להמחיש חלוקות תא גזע, ואנו פונים את היתרונות וחסרונות של אלה טכניקות שמעסיקות ניתקו לעומת רקמות מוח שלמות יחסית. אנחנו גם פירוט simplifפרוטוקול מטען המשמש לexplant מוח כולו מזחלים שלישיים instar הדמיה תא חי ויישומי ניתוח קבועים.

הדמיה חיה כבר הובהרה מספר המנגנונים המווסתים NB ACD. לפני רכישת תמונה, יש צורך לקבוע את תנאי הדמיה אופטימליים. זה הכרחי כדי לאזן את שיעור לכידת המסגרת עם משך ההדמיה תא חי. לניתוח הסלולר בסדר, למשל, הגדיל את זמן וייתכן שתהיה הצורך ברזולוציה אופטית. כאשר חזותי מחזור אחד NB תא...

Watch this Scientific Journal Video about Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts at JoVE.com

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

פרוטוקול זה מפרט שיטה יעילה המשמשת לביצוע הדמיה תא חי בהקשר של מוח זחל בשלמותה. גישות הדמיה תא חי הן לא יסולא בפז לחקר חלוקות תא גזע עצביים סימטריות כמו גם תהליכים עצביים והתפתחותיות אחרים, לחשוף באופן עקבי מנגנונים שהתעלמו בעבר.

הדמיה חיה של<em&gt; דרוזופילה</em&gt; הזחל Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given ...

live-imaging-of-drosophila-larval-neuroblasts

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

14.8K Views.  National Institutes of Health.  פרוטוקול זה מפרט שיטה יעילה המשמשת לביצוע הדמיה תא חי בהקשר של מוח זחל בשלמותה. גישות הדמיה תא חי הן לא יסולא בפז לחקר חלוקות תא גזע עצביים סימטריות כמו גם תהליכים עצביים והתפתחותיות אחרים, לחשוף באופן עקבי מנגנונים שהתעלמו בעבר. 

Video: Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track during live cell imaging. These processes include: retinal rotation, cell growth and organismal movement. Additionally, irregularities in the topology of the epithelium, including subtle bumps and folds often introduced as the pupa is prepared for imaging, make it challenging to acquire in-focus images of more than a few ommatidia in a single focal plane. The workflow outlined here remedies these issues, allowing easy analysis of cellular processes during Drosophila pupal eye development. Appropriately-staged pupae are arranged in an imaging rig that can be easily assembled in most laboratories. Ubiquitin-DE-Cadherin:GFP and GMR-GAL4&#8211;driven UAS-&#945;-catenin:GFP are used to visualize cell boundaries in the eye epithelium 1-3. After deconvolution is applied to fluorescent images captured at multiple focal planes, maximum projection images are generated for each time point and enhanced using image editing software. Alignment algorithms are used to quickly stabilize superfluous motion, making individual cell behavior easier to track.

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

Live-הדמיה של<em&gt; דרוזופילה</em&gt; גלמי עין

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

Developmental Biology

In vivo Visualization of Synaptic Vesicles Within Drosophila Larval Segmental Axons

Elucidating the mechanisms of axonal transport has shown to be very important in determining how defects in long distance transport affect different neurological diseases. Defects in this essential process can have detrimental effects on neuronal functioning and development. We have developed a dissection protocol that is designed to expose the Drosophila larval segmental nerves to view axonal transport in real time. We have adapted this protocol for live imaging from the one published by Hurd and Saxton (1996) used for immunolocalizatin of larval segmental nerves. Careful dissection and proper buffer conditions are critical for maximizing the lifespan of the dissected larvae. When properly done, dissected larvae have shown robust vesicle transport for 2-3 hours under physiological conditions. We use the UAS-GAL4 method 1 to express GFP-tagged APP or synaptotagmin vesicles within a single axon or many axons in larval segmental nerves by using different neuronal GAL4 drivers. Other fluorescently tagged markers, for example mitochrondria (MitoTracker) or lysosomes (LysoTracker), can be also applied to the larvae before viewing. GFP-vesicle movement and particle movement can be viewed simultaneously using separate wavelengths.

In vivo Visualization of Synaptic Vesicles Within Drosophila Larval Segmental Axons

This protocol discusses the live dissection of Drosophila larvae for the purpose of imaging the movement of GFP tagged axonal vesicles on microtubule tracks.

בשנת vivo ויזואליזציה של שלפוחית ​​Synaptic בתוך האקסונים תסיסנית המגזרי הזחל

Elucidating the mechanisms of axonal transport has shown to be very important in determining how defects in long distance transport affect different ...

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of the Drosophila larva makes it an attractive model organism for live imaging studies. However, an important challenge for live imaging techniques is to noninvasively immobilize and position an animal on the microscope. This protocol presents a simple and easy to use method for immobilizing and imaging Drosophila larvae on a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device, which we call the 'larva chip'. The larva chip is comprised of a snug-fitting PDMS microchamber that is attached to a thin glass coverslip, which, upon application of a vacuum via a syringe, immobilizes the animal and brings ventral structures such as the nerve cord, segmental nerves, and body wall muscles, within close proximity to the coverslip. This allows for high-resolution imaging, and importantly, avoids the use of anesthetics and chemicals, which facilitates the study of a broad range of physiological processes. Since larvae recover easily from the immobilization, they can be readily subjected to multiple imaging sessions. This allows for longitudinal studies over time courses ranging from hours to days. This protocol describes step-by-step how to prepare the chip and how to utilize the chip for live imaging of neuronal events in 3rd instar larvae. These events include the rapid transport of organelles in axons, calcium responses to injury, and time-lapse studies of the trafficking of photo-convertible proteins over long distances and time scales. Another application of the chip is to study regenerative and degenerative responses to axonal injury, so the second part of this protocol describes a new and simple procedure for injuring axons within peripheral nerves by a segmental nerve crush.

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are an attractive model system for live imaging due to their translucent cuticle and powerful genetics. This protocol describes how to utilize a single-layer PDMS device, called the &#39;larva chip&#39; for live imaging of cellular processes within neurons of 3rd instar Drosophila larvae.

באמצעות שבבי מיקרופלואידיקה עבור הדמית חיה וחקר תגובות פגיעה ב<em&gt; דרוזופילה</em&gt; זחלים

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

Bioengineering

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have been used to study many biological processes, such as cell proliferation, differentiation, growth, migration, apoptosis, competition, cell-cell signaling, and compartmental boundary formation. However, methods for the long-term ex vivo culture and live imaging of the imaginal discs have not been satisfactory, despite many efforts. Recently, we developed a method for the long-term ex vivo culture and live imaging of imaginal discs for up to 18 h. In addition to using a high insulin concentration in the culture medium, a low-melting agarose was also used to embed the disc to prevent it from drifting during the imaging period. This report uses the eye-antennal discs as an example. Photoreceptor R3/4-specific m&#948;0.5-Ga4 expression was followed to demonstrate that photoreceptor differentiation and ommatidial rotation can be observed during a 10 h live imaging period. This is a detailed protocol describing this simple method.

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

This protocol describes a detailed method for the long-term ex vivo culture and live imaging of a Drosophila imaginal disc. It demonstrates photoreceptor differentiation and ommatidial rotation within the 10 h period of live imaging of the eye disc. The protocol is simple and does not require expensive setup.

הדמיה לטווח ארוך בשידור חי של<em&gt; דרוזופילה</em&gt; דיסק העין

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have ...

Live Imaging of Glial Cell Migration in the Drosophila Eye Imaginal Disc

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons. While recent progress has been made to describe the live migration of glial cells in the developing pupal wing (1), studies of Drosophila glial cell migration have typically involved the examination of fixed tissue. Live microscopic analysis of motile cells offers the ability to examine cellular behavior throughout the migratory process, including determining the rate of and changes in direction of growth. Paired with use of genetic tools, live imaging can be used to determine more precise roles for specific genes in the process of development. Previous work by Silies et al. (2) has described the migration of glia originating from the optic stalk, a structure that connects the developing eye and brain, into the eye imaginal disc in fixed tissue. Here we outline a protocol for examining the live migration of glial cells into the Drosophila eye imaginal disc. We take advantage of a Drosophila line that expresses GFP in developing glia to follow glial cell progression in wild type and in mutant animals.

Here we describe a protocol to examine the migration of glial cells into the developing Drosophila eye using live microscopic analysis paired with GFP tagged glial cells.

הדמיה חיה של נדידת תאים גליה את הדיסק העין דמותי תסיסנית

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons.  While ...

Biology

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we present a protocol for the mounting of Drosophila melanogaster embryos and subsequent live imaging of fluorescently labeled hemocytes, the embryonic macrophages of this organism. Using the Gal4-uas system1 we drive the expression of a variety of genetically encoded, fluorescently tagged markers in hemocytes to follow their developmental dispersal throughout the embryo. Following collection of embryos at the desired stage of development, the outer chorion is removed and the embryos are then mounted in halocarbon oil between a hydrophobic, gas-permeable membrane and a glass coverslip for live imaging. In addition to gross migratory parameters such as speed and directionality, higher resolution imaging coupled with the use of fluorescent reporters of F-actin and microtubules can provide more detailed information concerning the dynamics of these cytoskeletal components.

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Drosophila hemocytes disperse over the entirety of the developing embryo. This protocol demonstrates how to mount and image these migrations using embryos with fluorescently labelled hemocytes.

הדמיה חיה של תסיסנית melanogaster Hemocyte נדידות עובריים

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we ...

Applications of Immobilization of Drosophila Tissues with Fibrin Clots for Live Imaging

Drosophila is an important model system to study a vast range of biological questions. Various organs and tissues from different developmental stages of the fly such as imaginal discs, the larval brain or egg chambers of adult females or the adult intestine can be extracted and kept in culture for imaging with time-lapse microscopy, providing valuable insights into cell and developmental biology. Here, we describe in detail our current protocol for the dissection of Drosophila larval brains, and then present our current approach for immobilizing and orienting larval brains and other tissues on a glass coverslip using Fibrin clots. This immobilization method only requires the addition of Fibrinogen and Thrombin to the culture medium. It is suitable for high-resolution time lapse imaging on inverted microscopes of multiple samples in the same culture dish, minimizes the lateral drifting frequently caused by movements of the microscope stage in multi-point visiting microscopy and allows for the addition and removal of reagents during the course of imaging. We also present custom-made macros that we routinely use to correct for drifting and to extract and process specific quantitative information from time-lapse analysis.

Applications of Immobilization of Drosophila Tissues with Fibrin Clots for Live Imaging

This protocol describes applications of sample immobilization using Fibrin clots, limiting drifting, and allowing the addition and washout of reagents during live imaging. Samples are transferred to a drop of Fibrinogen containing culture medium on the surface of a coverslip, after which polymerization is induced by adding thrombin.

יישומים של קיבוע של רקמות Drosophila עם קרישי פיברין להדמיה חיה

Drosophila is an important model system to study a vast range of biological questions. Various organs and tissues from different developmental stages of ...

הדמיה צמחי מוח חיים מזחלי Drosophila melanogaster זחלי Instar שלישי

Live-Cell Imaging of Drosophila melanogaster Third Instar Larval Brains

Drosophila neural stem cells (neuroblasts, NBs hereafter) undergo asymmetric divisions, regenerating the self-renewing neuroblast, while also forming a differentiating ganglion mother cell (GMC), which will undergo one additional division to give rise to two neurons or glia. Studies in NBs have uncovered the molecular mechanisms underlying cell polarity, spindle orientation, neural stem cell self-renewal, and differentiation. These asymmetric cell divisions are readily observable via live-cell imaging, making larval NBs ideally suited for investigating the spatiotemporal dynamics of asymmetric cell division in living tissue. When properly dissected and imaged in nutrient-supplemented medium, NBs in explant brains robustly divide for 12-20 h. Previously described methods are technically difficult and may be challenging to those new to the field. Here, a protocol is described for the preparation, dissection, mounting, and imaging of live third-instar larval brain explants using fat body supplements. Potential problems are also discussed, and examples are provided for how this technique can be used.

מחבר Spotlight: Investigating Asymmetric Cell Division Dynamics: A Protocol for Live-Imaging of Drosophila larval brain explants 

Here, we discuss a workflow to prepare, dissect, mount, and image live explant brains from Drosophila melanogaster third instar larvae to observe the cellular and subcellular dynamics under physiological conditions.

הדמיה של תאים חיים של Drosophila melanogaster מוח זחל כוכב שלישי

Drosophila neural stem cells (neuroblasts, NBs hereafter) undergo asymmetric divisions, regenerating the self-renewing neuroblast, while also forming a ...

הדמיה חיה של

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Live-הדמיה של

בשנת vivo ויזואליזציה של שלפוחית Synaptic בתוך האקסונים תסיסנית המגזרי הזחל

באמצעות שבבי מיקרופלואידיקה עבור הדמית חיה וחקר תגובות פגיעה ב

הדמיה לטווח ארוך בשידור חי של

הדמיה חיה של נדידת תאים גליה את הדיסק העין דמותי תסיסנית

הדמיה חיה של תסיסנית melanogaster Hemocyte נדידות עובריים

יישומים של קיבוע של רקמות Drosophila עם קרישי פיברין להדמיה חיה

הדמיה של תאים חיים של Drosophila melanogaster מוח זחל כוכב שלישי

הדמיה של תאים חיים של Drosophila melanogaster מוח זחל כוכב שלישי

הדמיה של תאים חיים של Drosophila melanogaster מוח זחל כוכב שלישי

הדמיה חיה של

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Live-הדמיה של

בשנת vivo ויזואליזציה של שלפוחית ​​Synaptic בתוך האקסונים תסיסנית המגזרי הזחל

באמצעות שבבי מיקרופלואידיקה עבור הדמית חיה וחקר תגובות פגיעה ב

הדמיה לטווח ארוך בשידור חי של

הדמיה חיה של נדידת תאים גליה את הדיסק העין דמותי תסיסנית

הדמיה חיה של תסיסנית melanogaster Hemocyte נדידות עובריים

יישומים של קיבוע של רקמות Drosophila עם קרישי פיברין להדמיה חיה

הדמיה של תאים חיים של Drosophila melanogaster מוח זחל כוכב שלישי

הדמיה של תאים חיים של Drosophila melanogaster מוח זחל כוכב שלישי

הדמיה של תאים חיים של Drosophila melanogaster מוח זחל כוכב שלישי

בשנת vivo ויזואליזציה של שלפוחית Synaptic בתוך האקסונים תסיסנית המגזרי הזחל