Name: live imaging of drosophila larval neuroblasts
Uploaded: 2014-07-07T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 50 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts at JoVE.com

Questo lavoro è stato sostenuto dalla divisione di ricerca intramurale presso il National Institutes of Health / NHLBI (1ZIAHL006126) ed un Lenfant Biomedica Postdoctoral Fellowship attribuiti a DAL.

1. Preparazione dei materiali necessari per espianto Brains al terzo stadio larvali <ol><li> Preparare gli strumenti necessari per microdissezione. <ol><li> Forge due strumenti di dissezione (un bisturi e un gancio) in primo luogo mettendo un unico perno dissezione in ciascun supporto del perno. Assicurare le spine saldamente a mano o con pinze (Figura 1C). </li><li> Utilizzare un paio di vecchie pinze per piegare un pin dissezione ad un angolo di circa 120 °. Eseguire questa sotto un microscopio da dissezione per garantire che la metà superiore del perno sia piatto quando il supporto del perno è tenuto in mano. Questo strumento sarà utilizzato come un bisturi per tenere premuto o tagliare attraverso il tessuto. </li><li> Utilizzare un paio di vecchie pinze per piegare il secondo perno in un gancio che verrà utilizzato per contenere e raschiare via il tessuto. </li><li> Coprire ogni strumento di dissezione con un puntale per proteggere gli utensili da danneggiamenti. Con cura, strumenti ben formati possono essere utilizzati per la dissezione a tempo indeterminato. Sostituire i perni danneggiati o deformati, se necessario. </li></ol> &lt;/ Li&gt; <li> Preparare dissezione mezzo. <ol><li> In una cappa di coltura tissutale, diluire il supplemento antibiotico-antimicotico nel mezzo di coltura di Schneider. Agitare il supporto per incorporare il supplemento. </li><li> Preparare diverse aliquote di 5 ml dei media integrati. Conservare tutti i mezzi a 4 ° C fino al momento dell&#39;uso. </li><li> Scaldare una aliquota 5 ml di mezzo integrato a temperatura ambiente. Disegnare il mezzo in una sterile siringa da 5 ml e avvitare un filtro 0,2 micron siringa sterile. </li></ol></li><li> Selezionare larve per la dissezione. Utilizzare una sonda dissezione per selezionare strisciando terzo instar larve come il cervello sarà più facile da sezionare. Optional: deposito di larve su una piastra di agar uva. Nota: Non usare i flaconcini eccessivamente affollati o bottiglie con &quot;cibo umido&quot;, in quanto questi tendono a forzare seconda o prima larve instar a strisciare fuori prematuramente. Nota: alcuni background genetico richiederanno utilizzando larve più giovani. Questo non pregiudica il protocollo, ma non rendono il dissection più difficile. </li></ol> 2. Dissezione del Sistema Nervoso Centrale <ol><li> Su un singolo vetrino, creare due 50 ml piscine di media dissezione caldi separati da circa 3 cm. Una piscina sarà utilizzata per la dissezione lordo e l&#39;altro utilizzato per fini dissezione (Figura 1C). </li><li> Trasferire più larve di una delle gocce media. </li><li> Spostare il vetrino con larve di un microscopio da dissezione. Zoom della piscina contenente le larve tale che le estremità anteriori e posteriori delle larve sono riconoscibili. </li><li> Utilizzare una coppia di pinze per afferrare il mid-regione di un singolo larva. Prendere una seconda coppia di pinze nell&#39;altra mano e afferrare la larva vicino alla stessa regione. Tirare le due coppie di pinze a parte per strappare delicatamente la larva a metà. Ripetere i due passaggi precedenti per tutte le larve sul vetrino. </li><li> Smaltire le metà posteriore del corpo larvale trasferendoli ad un tessuto. </li><li> Zoom in una larva in modo che esimoe mouthhooks anteriori sono chiaramente visibili. Utilizzare entrambe le coppie di pinze per creare una piccola incisione, o tacca, su lati opposti delle mouthhooks larvali tra il terzo toracica e primi gruppi denticle anteriori. </li><li> Afferrare le mouthhooks con la pinza in mano non dominante. Utilizzare le pinze nell&#39;altra mano per staccare delicatamente la cuticola in senso antero-posteriore. Continua a sbucciare lentamente cuticola finché il sistema nervoso centrale è esposto. </li><li> Isolare il sistema nervoso centrale dal resto della larva strappando tessuti con le pinze. Fare attenzione a non disturbare il sistema nervoso centrale. Passaggio critico: Non rimorchiatore sul sistema nervoso centrale! Scartare campioni danneggiati con una corda strappata nervo ventrale (Figura 2A) o lobi distorte ottica (Figure 2B e 2B &#39;). </li><li> Ripetere i due passaggi precedenti per tutte le larve sul vetrino. Trasferire il tessuto espiantato sano allasecondo (pulito) piscina di media sul vetrino per la fase di dissezione multa. </li><li> Utilizzare gli strumenti pin dissezione per eliminare i tessuti periferici (ad esempio, degli occhi, ala, e gambe dischi) dal cervello. Far scorrere il bisturi tra il voluto (cervello) e il tessuto indesiderato, appuntare il tessuto connettivo al coprioggetti. Utilizzare il gancio a stuzzicare delicatamente il tessuto indesiderato contemporaneamente premuto il bisturi per il vetrino movimenti sega-like. </li><li> Passaggio fondamentale: Lavorare lentamente e deliberatamente per rimuovere tutti i dischi da ciascuna cervello. Fare attenzione a non disturbare la morfologia del cervello. Un cervello sano avrà un cordone intatto ventrale dei nervi e simmetrica, lobi ottici rotondi (Figura 2C). </li></ol> 3. Montaggio Brains espiantati per Live Imaging <ol><li> Invertire un piatto di cultura gas-permeabili 50 millimetri con la pellicola trasparente rivolta verso l&#39;alto (Figura 2D). Premere la siringa a depositare una piccola goccia (circa 30 ml) di media su tegli centro del piatto. </li><li> Trasferire il cervello isolato, uno alla volta, la goccia di mezzo sul piatto. Utilizzare lo strumento gancio per raccogliere un cervello sotto i lobi ottici. In alternativa, utilizzare pinze per afferrare assoni sporgenti dal cordone nervoso ventrale. </li><li> Raccogliere 5-10 cervelli nella goccia di medium. Immergere il cervello utilizzando gli strumenti pin dissezione di spingere cervelli individuali al fondo della goccia di mezzo come molti di loro saranno intrappolati al menisco (Figura 2E). </li><li> Orientare il cervello utilizzando gli strumenti pin dissezione per allineare il cervello a seconda della NBs per essere ripreso (Figura 3A). Per l&#39;immagine NBS dorsale, posizionare il cordone nervoso ventrale rivolto verso il basso (lungo la membrana). Per l&#39;immagine NBS antero-ventrale, posizionare il cervello con il cordone nervoso ventrale rivolto verso l&#39;alto (lontano dalla membrana). Allineare i cervelli tale che tutti i cordoni nervosi ventrali puntano nella stessa direzione nel piano xy. </li><li> Utilizzare una siringa o il trasferimento di plastica pipette a posto 4 halocarbon (HC) gocce di olio (circa 30 ml ciascuno) sulla membrana permeabile ai gas. Il volume di ciascuna goccia di olio deve essere equivalenti tra loro e al calo di mezzo. Spazio le gocce di olio corrispondono ai quattro angoli di un coprioggetto centrata intorno alla goccia di mezzo di coltura. Una volta completato, i cinque gocce (quattro gocce di olio e una goccia di mezzo al centro) sarà simile al cinque sfaccettature di stile occidentale dadi (Figura 3B). </li><li> Abbassare un # 1.5 22 millimetri coprioggetto sul gruppo tale che colpisce tutti 5 gocce contemporaneamente. Il mantenimento di una pressione uniforme di tutti i campioni riduce la probabilità che essi saranno interrotti. Attendere circa 3 min come l&#39;olio e mezzo disperdono sotto il peso del coprioggetto. Una forma a croce dei media formerà (Figure 3C e 3D). </li><li> Passaggio fondamentale: Abbassare il vetrino sulla superficie del cervello, eliminando l&#39;eccesso multimediale utilizzando una carta stoppino tessuto (Figuri 3C). Fate questo mentre si guarda il campione nell&#39;ambito di applicazione dissezione. Come supporto viene rimosso, il vetrino si abbasserà. Fermare una volta che il vetrino tocca il cervello. Non esagerare con stoppino in quanto questo causerà distorsioni o tessuti cerebrali esplosioni. </li><li> Se l&#39;imaging dorsale NBs (Figura 3E), passare al punto 3.9. Se immagini NBs antero-ventrale, il vetrino deve essere leggermente spostato (da spingendo delicatamente con una pinza) in direzione delle punte cordone nervoso ventrale. Questo fa sì che il cervello per ruotare, che porta i lobi cerebrali in contatto diretto con il coprioggetto per facilitare l&#39;imaging (Figura 3F). </li><li> Sigillare la camera circondando il vetrino con piccole quantità di olio Halocarbon (Figura 3D). Un eccesso di olio che trasuda dal vetrino dovrebbe essere minimizzato e cancellato via con un fazzoletto di carta. </li></ol> 4. Imaging Live del Central Brain neuroblasti Nota: Per questo lavoro, una filatura disco Nikon Eclipse Timicroscopio confocale (microscopio invertito) è stato utilizzato per l&#39;imaging in tempo reale; dettagli della nostra configurazione precedentemente sono stati pubblicati 31. In alternativa, il campione può essere ripreso con un sistema verticale. <ol><li> Aggiungere una goccia di olio di immersione al vetrino appena sopra i cervelli montati. Ciò contribuirà a centrare l&#39;obiettivo direttamente sopra il campione. </li><li> Passaggio fondamentale: mantenere il cervello ad una temperatura costante di 25 ° C con un incubatore palcoscenico. Posizionare delicatamente il campione montato nell&#39;incubatore palco e coprire la camera con il suo coperchio. </li><li> Individuare NBs cerebrali centrali a luce trasmessa, concentrandosi sui grandi cellule rotonde che si trovano nelle zone centrali e mediali dei lobi ottici, non utilizzare epi-fluorescenza. Questo diventa più facile con la pratica. È molto importante esporre il campione per la minor quantità di luce possibile. Non sprecate il cervello di imaging di tempo che sono danneggiati. </li><li> Una volta sul posto, prendere le esposizioni rapide utilizzando il confocale adeterminare la corretta posizione e la profondità. Limitare profondità al primo 10-15 micron. Regolare, se necessario, e prendere un&#39;altra immagine di prova. <ol><li> Passaggio facoltativo: Raccogliere un filmato di prova del cordone nervoso ventrale per garantire che non vi è alcuna deriva xy. Se viene rilevato deriva, attendere 15-30 minuti per il campione di stabilirsi. Se la deriva non si stabilizza in 30 min, preparare un nuovo campione. Maggiore deriva di solito può essere fatta risalire l&#39;aggiunta di olio in eccesso, o la dimensione ineguale delle gocce d&#39;olio durante il montaggio. </li></ol></li><li> Per eliminare la deriva assiale (z-drift) utilizzano un dispositivo di continua messa a fuoco automatica che utilizza un LED a infrarossi. In alternativa, correggere manualmente il piano focale. </li><li> Una volta che un NB di interesse è identificato, procedere con regime di imaging. Come con tutti cellule vive, la quantità di luce laser, tempo di esposizione, fotocamera binning, ingrandimento dell&#39;obiettivo, tempo e / o l&#39;intervallo di z-passo devono essere tutti empiricamente ottimizzato per un particolare esperimento per rispondere alla domanda in questione. L&#39;obiettivo è di ridurre al minimo diga di luceetà, mentre ancora raccogliendo dati utili. Si veda la discussione per ulteriori indicazioni. <ol><li> Immagine l&#39;intero volume del NB raccogliendo 12-14 immagini intervallate da 1 micron a l&#39;asse z. Regolare la risoluzione temporale per catturare cicli singoli o multipli di cellule della stessa NB. Come regola generale, utilizzare gli intervalli di 10-30 secondi per l&#39;imaging di un singolo ciclo cellulare e 1-3 min intervalli per più cicli cellulari. </li></ol></li><li> Passaggio fondamentale: Verificare che il campione è sano monitorando la durata della mitosi. Se mitosi richiede più di 15 minuti, passare a un altro cervello. Un cervello sano mostrerà molti NBs nello stesso campo visivo subire diversi round di mitosi. Si noti che ogni ciclo cellulare è leggermente più lungo del precedente a causa di danni luce. </li><li> Una volta che l&#39;imaging è completa, smontare la camera di incubazione, ed eliminare tutto, ma i piatti di coltura di gas-permeabili. Sciacquare la superficie cultura piatto con il 95% di etanolo e asciugare bene con un fazzoletto. Ripetere altre due volte. </li&gt; </ol> 5. Preparazione di cervelli per immunofluorescenza <ol><li> Raccogliere 20 o più espiantati cervelli in una provetta da 1,5 ml contenente circa 0,2 ml di mezzo supplementato. </li><li> Rimuovere mezzo dal tubo e risciacquare cervelli una volta con 0,5 ml PBSTx (Phosphate Buffered Saline, PBS con 0,3% Triton X-100). Let cervelli depositano sul fondo della provetta tra tutti gli scambi di liquido. Il detergente Triton X-100 è utilizzato per permeabilize tessuto. Risciacquo in genere richiede meno di 30 secondi; è sufficiente rimuovere il PBSTx volta cervelli si sono stabiliti sul fondo della provetta. </li><li> Sostituire la soluzione con 0,5 ml del 9% elettronica del grado di microscopia paraformaldeide diluito in PBSTx. Incubare con nutazione per 15 min a temperatura ambiente. </li><li> Smaltire fissativo secondo i regolamenti rifiuti pericolosi. </li><li> Lavare i campioni con 0,5 ml PBSTx per 15 min. Ripetere la fase di lavaggio con PBSTx fresco due volte. </li><li> Sostituire la soluzione con 0,5 ml PBT (PBS, 1% Di sieroalbumina bovina (BSA), e lo 0,1% Tween-20). Incubare con nutazione per 1 ora a temperatura ambiente. Questo passo blocca il legame non specifico di anticorpi al tessuto. </li><li> Sostituire la soluzione con 0,5 ml di anticorpo primario diluito in PBT integrato con il 4% siero normale di capra (NGS). Incubare con nutazione notte a 4 ° C. </li><li> Eliminare o salvare l&#39;anticorpo primario diluito. </li><li> Lavare i campioni con 0,5 ml PBT per 15 min. Ripetere la fase di lavaggio con PBT fresco due volte. </li><li> Sostituire la soluzione con 0,5 ml di modifica PBT (PBS, 2% BSA, 0,1% Tween-20, e il 4% NGS). Incubare con nutazione per 1 ora a temperatura ambiente. </li><li> Sostituire la soluzione con 0,5 ml di anticorpo secondario diluito in PBT modificati. Incubare con nutazione per 2 ore a temperatura ambiente. </li><li> Sostituire la soluzione con 0,5 ml di PBST (PBS con 0,1% di Tween-20). Incubare con nutazione per 15 min a temperatura ambiente. Ripetere la fase di lavaggio con PBST fresco due volte. </li></ol><ol><li> Trasferire accuratamente i campioni come una goccia su un vetrino, limitando la goccia verso la sinistra del centro della diapositiva. </li><li> Aggiungere una goccia (circa 2 cm di diametro) di mezzo di montaggio (per esempio, Aqua-Poly/Mount) al centro della diapositiva. Evitare il pool di PBST che è verso sinistra. </li><li> Usare pinze per trasferire i cervelli dal pool di PBST al pool di mezzo di montaggio. Aggiunta mezzo di montaggio direttamente sopra cervello può interrompere il loro orientamento e deve essere evitato. </li><li> Sotto un microscopio ottico, disporre i campioni nel liquido di montaggio con il lato che verrà ripreso rivolto verso l&#39;alto. </li><li> Con il vetrino al microscopio luce, abbassare lentamente un bicchiere coprioggetto # 1.5 sulla cima dei campioni. Passaggio facoltativo: Eliminare le bolle d&#39;aria minori esercitando una leggera pressione sul vetrino. </li><li> Lasciare che il mezzo di montaggio per polimerizzare per diverse ore, o durante la notte, mentendo scivoli piatto, light-protetto, a temperatura ambiente. </li><li> I vetrini possono essere ripreso il giorno dopo, o immagazzinato prima di imaging. </li></ol>

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Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+imaging+of+neuroblast+lineages+within+intact+larval+brains+in+Drosophila.">Live imaging of neuroblast lineages within intact larval brains in Drosophila.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2013, 970-977 (2013).</li><li>Rusan, N. M., Akong, K., Peifer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Putting+the+model+to+the+test:+are+APC+proteins+essential+for+neuronal+polarity,+axon+outgrowth,+and+axon+targeting.">Putting the model to the test: are APC proteins essential for neuronal polarity, axon outgrowth, and axon targeting.</a> J. Cell Biol. 183, 203-212 (2008).</li><li>Lerit, D. A., Rusan, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PLP+inhibits+the+activity+of+interphase+centrosomes+to+ensure+their+proper+segregation+in+stem+cells.">PLP inhibits the activity of interphase centrosomes to ensure their proper segregation in stem cells.</a> J. Cell Biol. 202, 1013-1022 (2013).</li><li>Morris, L. X., Spradling, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+live+imaging+provides+new+insight+into+stem+cell+regulation+and+germline-soma+coordination+in+the+Drosophila+ovary.">Long-term live imaging provides new insight into stem cell regulation and germline-soma coordination in the Drosophila ovary.</a> Development. 138, 2207-2215 (2011).</li><li>Prasad, M., Jang, A. C., Starz-Gaiano, M., Melani, M., Montell, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+protocol+for+culturing+Drosophila+melanogaster+stage+9+egg+chambers+for+live+imaging.">A protocol for culturing Drosophila melanogaster stage 9 egg chambers for live imaging.</a> Nat. Protoc. 2, 2467-2473 (2007).</li><li>Rusan, N. M., Peifer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+a+novel+centrosome+cycle+in+asymmetric+cell+division.">A role for a novel centrosome cycle in asymmetric cell division.</a> J. Cell Biol. 177, 13-20 (2007).</li><li>Martinez-Campos, M., Basto, R., Baker, J., Kernan, M., Raff, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+pericentrin-like+protein+is+essential+for+cilia/flagella+function,+but+appears+to+be+dispensable+for+mitosis.">The Drosophila pericentrin-like protein is essential for cilia/flagella function, but appears to be dispensable for mitosis.</a> J. Cell Biol. 165, 673-683 (2004).</li><li>Dix, C. I., Raff, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+Spd-2+recruits+PCM+to+the+sperm+centriole,+but+is+dispensable+for+centriole+duplication.">Drosophila Spd-2 recruits PCM to the sperm centriole, but is dispensable for centriole duplication.</a> Curr. Biol. 17, 1759-1764 (2007).</li><li>Moutinho-Santos, T., Sampaio, P., Amorim, I., Costa, M., Sunkel, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+localisation+of+the+mitotic+POLO+kinase+shows+a+highly+dynamic+association+with+the+mitotic+apparatus+during+early+embryogenesis+in+Drosophila.">In vivo localisation of the mitotic POLO kinase shows a highly dynamic association with the mitotic apparatus during early embryogenesis in Drosophila.</a> Biol. Cell. 91, 585-596 (1999).</li><li>Megraw, T. L., Kilaru, S., Turner, F. R., Kaufman, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+centrosome+is+a+dynamic+structure+that+ejects+PCM+flares.">The centrosome is a dynamic structure that ejects PCM flares.</a> J. Cell Sci. 115, 4707-4718 (2002).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Imaging cellulare dal vivo è un approccio prezioso utilizzato per studiare i meccanismi che regolano ACD delle cellule staminali, la differenziazione delle linee cellulari, e la morfogenesi dei tessuti complessi. Sebbene gruppi di ricercatori hanno storicamente impiegato una varietà di tecniche per visualizzare NB ACD, questi approcci possono generalmente essere raggruppate in due categorie che differiscono principalmente per quanto riguarda se il tessuto cerebrale è lasciata intatta o dissociata. <p class="jove_...

Le cellule staminali mantenere un equilibrio di differenziazione e di auto-rinnovamento per generare diversità cellulare durante lo sviluppo iniziale e sostituire le cellule danneggiate nei tessuti adulti. Regolamentazione di tale omeostasi impedisce sia la perdita e eccessiva espansione della popolazione di cellule staminali, che può provocare la degenerazione dei tessuti deleterio o tumorigenesi. Neuroblasti (NBS) sono le cellule staminali neurali ampiamente studiati del sistema Drosophila nervoso centrale (Figura 1A), che prima forma durante le fasi embrionali 1, 2. NBs sottoposti a ripetuti cicli di divisione cellulare asimmetrica (ACD) per produrre due cellule inegualmente fatidici: una cellula staminale auto-rinnovare e una cella di differenziazione. ACD è guidata dai centrosomi, gli organelli non membranose che fungono da centri di microtubuli organizzazione della maggior parte delle cellule 3. Durante la mitosi, centrosomi NB organizzano e orientano il fuso mitotico bipolare lungo la polare apicale-basaleAsse lità. Dopo la scissione della divisione NB, determinanti destino apicali che specificano il destino delle cellule staminali, e determinanti destino basali che specificano la differenziazione, sono segregati nelle cellule figlie disuguali. Nel cervello centrale larvale, due tipi di NBs si distinguono per il loro numero, posizione, espressione del fattore di trascrizione, e la linea cellulare (Figura 1A) 4-6. Tipo I NBs sono il più abbondante, e circa 90 di essi popolano i lati anteriore e posteriore di ciascun lobo ottica del cervello 7. Questi NBs esprimono il fattore di trascrizione Asense (Ase), e tipicamente dividono in una auto-rinnovo NB e un ganglio cella più piccola madre (GMC; Figura 1B). Ogni GMC subisce una sola divisione terminale per generare due neuroni o glia (Figura 1B). Al contrario, la Banca nazionale slovacca otto di tipo II che popolano il lato posteriore di ciascun lobo ottico mancano espressione Ase 5. Subiscono ACDper produrre un NB auto-rigenerante e un progenitore neuronale intermedio (INP). Il INP, a sua volta, divide asimmetricamente tre a cinque volte. Ciascuna di queste divisioni risultati nella rigenerazione del INP e la produzione di un singolo GMC 4. Collettivamente, l&#39;identità specifica NB e l&#39;ordine temporale di GMC nascita dà origine alla diversità stupefacente neuronale del sistema nervoso centrale adulto. Capire la biologia cellulare che è alla base NB ACD è stata notevolmente migliorata attraverso l&#39;uso di tecniche di imaging cellulare dal vivo. Protocolli pubblicati utilizzate dai ricercatori per l&#39;immagine NBs dal vivo variano molto. Nel complesso, tuttavia, questi metodi possono essere raggruppate in due categorie generali che si distinguono per se il cervello larvale è lasciata intatta o meccanicamente dissociato. Entrambe le tecniche presentano vantaggi e svantaggi a seconda dell&#39;applicazione del ricercatore. I primi rapporti che rivelano in tempo reale divisione cellulare NBsioni implicano un certo grado di dissociazione manuale del cervello larvale. Questi protocolli dettaglio sbavature 8 o prendere in giro a parte 9 il cervello per crescere colture primarie a breve termine della NBs su vetrini. Per migliorare l&#39;imaging, la Banca nazionale slovacca rotondo di solito sono appiattiti sulle coprioggetto sia con vetrini 8 o pad agarosio 9. Sebbene le cellule appiattite hanno migliorato ottica, queste tecniche spesso portano a difetti mitotici NB, compreso regressione del solco scissione e l&#39;incapacità di dividere più di una volta. Pertanto, i protocolli che coinvolgono sia dissociazione manuale e distorsione fisica del tessuto cerebrale larvale sono generalmente adatti solo a brevissimo termine (cioè., Un ciclo di cella o meno) applicazioni. Allo stesso modo, semi-schiacciamento o appiattire completamente il cervello intatto fra vetrini e vetrini limita il tempo si può trascorrere l&#39;imaging un dato campione, ad un periodo di circa 30 min 10. Nonostante questa limitazione, this approccio è stato utilizzato con successo 11-14. I recenti sforzi di immagine dal vivo dissociate limite NBs distorsione fisica delle cellule isolate. Queste tecniche sono particolarmente utili per applicazioni in cui è necessario sostenere colture cellulari per più cicli di divisione cellulare. Per esempio, le cellule disperse dal cervello dissociate manualmente possono essere parzialmente incorporati in un coagulo ottenuto dalla miscela di fibrinogeno e trombina 15 per l&#39;imaging a lungo termine 16. In alternativa, possono essere espiantati cervelli primo dissociato chimicamente con l&#39;enzima collagenasi, accanto interrotto manualmente ripetuto passaggio attraverso una punta di pipetta, e successivamente placcato su poli-L-lisina rivestite con vetro piatti inferiori 17, 18. Rivestimento piatti di vetro o con fibrinogeno o poli-L-lisina favorisce l&#39;attaccamento e leggero diffusione delle cellule rotonde, portando loro il più vicino al vetrino possibile senza grave distorsione fisica. In additisu, questi metodi comportano coltura NBS in mezzo che può essere facilmente scambiato per esperimenti farmacologici perturbativi 18. Nel complesso, placcatura direttamente dispersi NBs migliora l&#39;ottica delle immagini senza sacrificare la funzionalità di imaging a lungo termine. Recentemente, un protocollo che descrive la coltura a lungo termine di dissociata NBs è stato dettagliato 19. Tuttavia, questo approccio non è privo di limiti. Ci sono diversi avvertimenti all&#39;imaging NBs vivo dissociate. In un campo di cellule disperse, per esempio, è difficile identificare specifici lignaggi NB che sono spazialmente organizzati nel cervello intatto 1. Allo stesso modo, distinguendo il tipo I rispetto al tipo NBs II all&#39;interno del tessuto dissociato è anche una sfida, senza l&#39;espressione di traccianti lignaggio o transgeni specifico sottotipo, come worniu-GAL4, asense-GAL80 20. Sebbene questi transgeni sono molto utili per alcune applicazioni, che limitano ricercatori a quelli transgeni expremuto sotto il controllo dell&#39;elemento UAS enhancer 21 e richiedono regimi genetiche più complesse. Gli studi che riguardano lo sviluppo spaziale o temporale di NBs, quindi, richiedono imaging in vivo nel contesto di un tessuto intatto. Inoltre, studi di NBs embrionali dissociate indicano che il contatto fisico di celle adiacenti è critica per la localizzazione interfase di polarità chiave determinanti 22, 23. Questi studi mostrano completamente isolato NBs mantenere più l&#39;asse mitotico mandrino invariante. Invece, queste cellule mostrano un più randomizzati asse mandrino e ampi angoli di separazione tra gemme successive GMC, forse a causa della perdita di posizionamento apicale centrosome 22. Anche se il rapporto tra i NBs larvali e le loro cellule vicine non è stato ampiamente studiato, vale la pena considerare che il larvale microambiente delle cellule staminali potrebbe ricadere su polarità cellulare o altrocomportamenti. Per mantenere il contesto fisiologico di larve NBs, abbiamo un&#39;immagine ACD da cervelli interi. Dati i limiti intrinseci associati a immagini dissociato NBs, il nostro laboratorio e altri hanno stabilito protocolli per immagine cicli successivi di NB ACD da interi cervelli larvali. Tecniche all&#39;immagine cervello integro spesso sostituiscono la superficie rigida di vetro su un lato della camera di coltura con una membrana flessibile per evitare la distorsione del tessuto o danneggiamento e consentire lo scambio di gas. Alcuni metodi coinvolgono montaggio cervelli espiantati in una miscela di insetto mezzo di coltura, il siero, e acido ascorbico con i corpi grassi isolati da dieci larve 24. I corpi grassi isolati vengono aggiunti perché secernono un mitogeno nota per stimolare la divisione cellulare NB 25. Questo protocollo preserva l&#39;integrità del tessuto per oltre 3 ore ed è, quindi, suscettibili di immagini a lungo termine 24, 26-28. Recentemente, un protocollo che descrive la lonImaging g-termine intatte cervelli larvali in presenza di acido ascorbico, siero, e corpi grassi è stato dettagliato 29. Importante, perché il tessuto non è né esposto né immobilizzato, questo approccio è meno utile per applicazioni in cui viene scambiato medio di coltura (per esempio, studi di droga, immunodeplezione, ecc.). Il nostro laboratorio ha semplificato tutta la preparazione monte di cervelli larvali vivi per l&#39;imaging a lungo termine 30, 31. Il vantaggio principale per il nostro protocollo sugli altri è la sua semplicità: le nostre osservazioni indicano né sierica, acido ascorbico, l&#39;insulina, né corpi grassi sono additivi necessari a immagine cicli successivi di NB ACD. Sebbene additivi, come l&#39;insulina, sono stati utili per l&#39;imaging prolungato di divisioni cellulari staminali 32 e la migrazione delle cellule collettivo in Drosophila ovaie 33, sembrano essere indispensabili per NB ACD, come il nostro mezzo di imaging consiste in una semplice miscela di standard insetto mezzo di coltura cellulare integrato con antibiotico-antimicotico per prevenire la contaminazione. Attraverso l&#39;uso di piatti della cultura di fondo del gas-permeabili o vetro riutilizzabili, siamo stati in grado di sostenere diverse fasi di successivi NB ACD. Gli stessi campioni espiantati facilmente utilizzabile per immunofluorescenza e altre procedure con tessuto fissato. In questo protocollo, si dettaglio la dissezione di cervelli larvali intatte, così come la preparazione di cervello per l&#39;analisi sia vivo e fisso.

<table><tbody><tr><td>Lumox tissue culture dish 50 x 12 mm</td><td>Sarstedt</td><td>94.6077.410</td><td>A reusable culture dish with a gas-permeable and optically clear film base.</td></tr><tr><td>Schneider&#039;s S2 Medium</td><td>Invitrogen</td><td>21720-024</td><td></td></tr><tr><td>Gibco Antibiotic-Antimycotic (100x)</td><td>Invitrogen</td><td>15240-062</td><td>A supplement containing penicillin (10,000 U/ml), streptomycin (10,000 &amp;#956;g/ml), and amphotericin B (25 &amp;#956;g/ml) that is added to Schneider&#039;s S2 media to prevent bacterial and fungal contamination.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Glass coverslips, #1.5 22 x 22 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-541-B</td><td></td></tr><tr><td>Halocarbon oil 700</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H8898</td><td>A high viscosity inert oil that is clear and colorless.</td></tr><tr><td>Pair of nickel-plated pin holders, 17 cm long</td><td>Fine Science Tools</td><td>26018-17</td><td></td></tr><tr><td>Pair of Dumont #5 Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting needle/probe with plastic handle</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-965-A</td><td></td></tr><tr><td>Syringe filter, 0.22 &amp;#956;m pore size</td><td>Fisher Scientific</td><td>09-719A</td><td></td></tr><tr><td>Syringe, 5 ml</td><td>BD Biosciences</td><td>309646</td><td></td></tr><tr><td>Plastic transfer pipette</td><td>Fisher Scientific</td><td>S30467-1</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde, 32% EM-grade</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>15714</td><td>CAUTION: Formaldehyde is toxic; it should be handled in a fume hood. Follow MSDS guidelines for safe handling.</td></tr><tr><td>DAPI (4&#039;,6-diamidino-2-phenylindole, dihydrochloride)</td><td>Invitrogen</td><td>D1306</td><td>A dye that labels DNA and is excited by UV light.</td></tr></tbody></table>

live imaging of drosophila larval neuroblasts

Le cellule staminali si dividono asimmetricamente per generare due cellule progenie con disparità di potenziale destino: una cellula staminale auto-rigenerante e una cellula di differenziazione. Data la loro rilevanza per lo sviluppo e la malattia, la comprensione dei meccanismi che governano la divisione delle cellule staminali asimmetrica è stata una zona robusta di studio. Perché sono geneticamente trattabili e sottoposti a cicli successivi di divisione cellulare circa una volta ogni ora, le cellule staminali del sistema nervoso centrale Drosophila, o neuroblasti, sono modelli indispensabili per lo studio di divisione delle cellule staminali. Circa 100 cellule staminali neurali sono situati vicino alla superficie di ciascuno dei due lobi cerebrali larvali, rendendo questo sistema modello particolarmente utile per studi di microscopia imaging dal vivo. In questo lavoro, passiamo in rassegna diversi approcci ampiamente utilizzati per visualizzare le divisioni di cellule staminali, e ci rivolgiamo i relativi vantaggi e gli svantaggi di queste tecniche che impiegano dissociano contro i tessuti cerebrali intatti. Abbiamo anche il nostro particolare simplifprotocollo IED utilizzato per espiantare cervelli interi da larve terzo instar per l&#39;imaging cellulare dal vivo e applicazioni di analisi fisse.

Immagini dal vivo ha chiarito una serie di meccanismi che regolano NB ACD. Prima di acquisizione delle immagini, è necessario determinare le condizioni ottimali di imaging. È necessario bilanciare la velocità di acquisizione cornice con la durata di cellule vive. Per l&#39;analisi cellulare fine, per esempio, l&#39;aumento temporale e può essere richiesto risoluzione ottica. Quando visualizzare un singolo ciclo cellulare NB (Figura 4A), la velocità con cui le immagini vengono catturate può essere ...

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Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

Dettagli Questo protocollo un metodo semplificato utilizzato per condurre cellule vive nel contesto di un cervello larvale intatto. Approcci di imaging cellulare dal vivo hanno un valore inestimabile per lo studio delle divisioni asimmetriche di cellule staminali neurali così come altri processi neurogena e di sviluppo, in coerenza scoprendo i meccanismi che sono stati precedentemente trascurato.

Immagini dal vivo di<em&gt; Drosophila</em&gt; larvali neuroblasti

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given ...

live-imaging-of-drosophila-larval-neuroblasts

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

14.8K Views.  National Institutes of Health.  Dettagli Questo protocollo un metodo semplificato utilizzato per condurre cellule vive nel contesto di un cervello larvale intatto. Approcci di imaging cellulare dal vivo hanno un valore inestimabile per lo studio delle divisioni asimmetriche di cellule staminali neurali così come altri processi neurogena e di sviluppo, in coerenza scoprendo i meccanismi che sono stati precedentemente trascurato. 

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Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track during live cell imaging. These processes include: retinal rotation, cell growth and organismal movement. Additionally, irregularities in the topology of the epithelium, including subtle bumps and folds often introduced as the pupa is prepared for imaging, make it challenging to acquire in-focus images of more than a few ommatidia in a single focal plane. The workflow outlined here remedies these issues, allowing easy analysis of cellular processes during Drosophila pupal eye development. Appropriately-staged pupae are arranged in an imaging rig that can be easily assembled in most laboratories. Ubiquitin-DE-Cadherin:GFP and GMR-GAL4&#8211;driven UAS-&#945;-catenin:GFP are used to visualize cell boundaries in the eye epithelium 1-3. After deconvolution is applied to fluorescent images captured at multiple focal planes, maximum projection images are generated for each time point and enhanced using image editing software. Alignment algorithms are used to quickly stabilize superfluous motion, making individual cell behavior easier to track.

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

Live-imaging del<em&gt; Drosophila</em&gt; Pupa Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

Ricerca

Biologia dello sviluppo

In vivo Visualization of Synaptic Vesicles Within Drosophila Larval Segmental Axons

Elucidating the mechanisms of axonal transport has shown to be very important in determining how defects in long distance transport affect different neurological diseases. Defects in this essential process can have detrimental effects on neuronal functioning and development. We have developed a dissection protocol that is designed to expose the Drosophila larval segmental nerves to view axonal transport in real time. We have adapted this protocol for live imaging from the one published by Hurd and Saxton (1996) used for immunolocalizatin of larval segmental nerves. Careful dissection and proper buffer conditions are critical for maximizing the lifespan of the dissected larvae. When properly done, dissected larvae have shown robust vesicle transport for 2-3 hours under physiological conditions. We use the UAS-GAL4 method 1 to express GFP-tagged APP or synaptotagmin vesicles within a single axon or many axons in larval segmental nerves by using different neuronal GAL4 drivers. Other fluorescently tagged markers, for example mitochrondria (MitoTracker) or lysosomes (LysoTracker), can be also applied to the larvae before viewing. GFP-vesicle movement and particle movement can be viewed simultaneously using separate wavelengths.

In vivo Visualization of Synaptic Vesicles Within Drosophila Larval Segmental Axons

This protocol discusses the live dissection of Drosophila larvae for the purpose of imaging the movement of GFP tagged axonal vesicles on microtubule tracks.

Nella visualizzazione in vivo delle vescicole sinaptiche In Drosophila assoni larvali segmentale

Elucidating the mechanisms of axonal transport has shown to be very important in determining how defects in long distance transport affect different ...

Neuroscienze

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of the Drosophila larva makes it an attractive model organism for live imaging studies. However, an important challenge for live imaging techniques is to noninvasively immobilize and position an animal on the microscope. This protocol presents a simple and easy to use method for immobilizing and imaging Drosophila larvae on a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device, which we call the 'larva chip'. The larva chip is comprised of a snug-fitting PDMS microchamber that is attached to a thin glass coverslip, which, upon application of a vacuum via a syringe, immobilizes the animal and brings ventral structures such as the nerve cord, segmental nerves, and body wall muscles, within close proximity to the coverslip. This allows for high-resolution imaging, and importantly, avoids the use of anesthetics and chemicals, which facilitates the study of a broad range of physiological processes. Since larvae recover easily from the immobilization, they can be readily subjected to multiple imaging sessions. This allows for longitudinal studies over time courses ranging from hours to days. This protocol describes step-by-step how to prepare the chip and how to utilize the chip for live imaging of neuronal events in 3rd instar larvae. These events include the rapid transport of organelles in axons, calcium responses to injury, and time-lapse studies of the trafficking of photo-convertible proteins over long distances and time scales. Another application of the chip is to study regenerative and degenerative responses to axonal injury, so the second part of this protocol describes a new and simple procedure for injuring axons within peripheral nerves by a segmental nerve crush.

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are an attractive model system for live imaging due to their translucent cuticle and powerful genetics. This protocol describes how to utilize a single-layer PDMS device, called the &#39;larva chip&#39; for live imaging of cellular processes within neurons of 3rd instar Drosophila larvae.

Utilizzando Chips microfluidica per l&#39;imaging dal vivo e studio delle risposte lesioni in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larve

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

Bioingegneria

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have been used to study many biological processes, such as cell proliferation, differentiation, growth, migration, apoptosis, competition, cell-cell signaling, and compartmental boundary formation. However, methods for the long-term ex vivo culture and live imaging of the imaginal discs have not been satisfactory, despite many efforts. Recently, we developed a method for the long-term ex vivo culture and live imaging of imaginal discs for up to 18 h. In addition to using a high insulin concentration in the culture medium, a low-melting agarose was also used to embed the disc to prevent it from drifting during the imaging period. This report uses the eye-antennal discs as an example. Photoreceptor R3/4-specific m&#948;0.5-Ga4 expression was followed to demonstrate that photoreceptor differentiation and ommatidial rotation can be observed during a 10 h live imaging period. This is a detailed protocol describing this simple method.

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

This protocol describes a detailed method for the long-term ex vivo culture and live imaging of a Drosophila imaginal disc. It demonstrates photoreceptor differentiation and ommatidial rotation within the 10 h period of live imaging of the eye disc. The protocol is simple and does not require expensive setup.

A lungo termine Imaging in diretta di<em&gt; Drosophila</em&gt; Disco Eye

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have ...

Live Imaging of Glial Cell Migration in the Drosophila Eye Imaginal Disc

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons. While recent progress has been made to describe the live migration of glial cells in the developing pupal wing (1), studies of Drosophila glial cell migration have typically involved the examination of fixed tissue. Live microscopic analysis of motile cells offers the ability to examine cellular behavior throughout the migratory process, including determining the rate of and changes in direction of growth. Paired with use of genetic tools, live imaging can be used to determine more precise roles for specific genes in the process of development. Previous work by Silies et al. (2) has described the migration of glia originating from the optic stalk, a structure that connects the developing eye and brain, into the eye imaginal disc in fixed tissue. Here we outline a protocol for examining the live migration of glial cells into the Drosophila eye imaginal disc. We take advantage of a Drosophila line that expresses GFP in developing glia to follow glial cell progression in wild type and in mutant animals.

Here we describe a protocol to examine the migration of glial cells into the developing Drosophila eye using live microscopic analysis paired with GFP tagged glial cells.

Vivere Imaging della migrazione cellule gliali nella Eye Disco Drosophila immaginale

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons.  While ...

Biologia

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we present a protocol for the mounting of Drosophila melanogaster embryos and subsequent live imaging of fluorescently labeled hemocytes, the embryonic macrophages of this organism. Using the Gal4-uas system1 we drive the expression of a variety of genetically encoded, fluorescently tagged markers in hemocytes to follow their developmental dispersal throughout the embryo. Following collection of embryos at the desired stage of development, the outer chorion is removed and the embryos are then mounted in halocarbon oil between a hydrophobic, gas-permeable membrane and a glass coverslip for live imaging. In addition to gross migratory parameters such as speed and directionality, higher resolution imaging coupled with the use of fluorescent reporters of F-actin and microtubules can provide more detailed information concerning the dynamics of these cytoskeletal components.

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Drosophila hemocytes disperse over the entirety of the developing embryo. This protocol demonstrates how to mount and image these migrations using embryos with fluorescently labelled hemocytes.

Immagini dal vivo di Drosophila melanogaster Migrazioni Hemocyte embrionali

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we ...

Applications of Immobilization of Drosophila Tissues with Fibrin Clots for Live Imaging

Drosophila is an important model system to study a vast range of biological questions. Various organs and tissues from different developmental stages of the fly such as imaginal discs, the larval brain or egg chambers of adult females or the adult intestine can be extracted and kept in culture for imaging with time-lapse microscopy, providing valuable insights into cell and developmental biology. Here, we describe in detail our current protocol for the dissection of Drosophila larval brains, and then present our current approach for immobilizing and orienting larval brains and other tissues on a glass coverslip using Fibrin clots. This immobilization method only requires the addition of Fibrinogen and Thrombin to the culture medium. It is suitable for high-resolution time lapse imaging on inverted microscopes of multiple samples in the same culture dish, minimizes the lateral drifting frequently caused by movements of the microscope stage in multi-point visiting microscopy and allows for the addition and removal of reagents during the course of imaging. We also present custom-made macros that we routinely use to correct for drifting and to extract and process specific quantitative information from time-lapse analysis.

Applications of Immobilization of Drosophila Tissues with Fibrin Clots for Live Imaging

This protocol describes applications of sample immobilization using Fibrin clots, limiting drifting, and allowing the addition and washout of reagents during live imaging. Samples are transferred to a drop of Fibrinogen containing culture medium on the surface of a coverslip, after which polymerization is induced by adding thrombin.

Applicazioni di immobilizzazione dei tessuti Drosophila con coaguli di fibrina per l'imaging dal vivo

Drosophila is an important model system to study a vast range of biological questions. Various organs and tissues from different developmental stages of ...

Imaging di espianti cerebrali vivi da larve di Drosophila melanogaster terzo stadio

Live-Cell Imaging of Drosophila melanogaster Third Instar Larval Brains

Drosophila neural stem cells (neuroblasts, NBs hereafter) undergo asymmetric divisions, regenerating the self-renewing neuroblast, while also forming a differentiating ganglion mother cell (GMC), which will undergo one additional division to give rise to two neurons or glia. Studies in NBs have uncovered the molecular mechanisms underlying cell polarity, spindle orientation, neural stem cell self-renewal, and differentiation. These asymmetric cell divisions are readily observable via live-cell imaging, making larval NBs ideally suited for investigating the spatiotemporal dynamics of asymmetric cell division in living tissue. When properly dissected and imaged in nutrient-supplemented medium, NBs in explant brains robustly divide for 12-20 h. Previously described methods are technically difficult and may be challenging to those new to the field. Here, a protocol is described for the preparation, dissection, mounting, and imaging of live third-instar larval brain explants using fat body supplements. Potential problems are also discussed, and examples are provided for how this technique can be used.

Autore in primo piano: Indagine sulle dinamiche di divisione cellulare asimmetrica: un protocollo per l'imaging dal vivo di espianti di cervello larvale di Drosophila 

Here, we discuss a workflow to prepare, dissect, mount, and image live explant brains from Drosophila melanogaster third instar larvae to observe the cellular and subcellular dynamics under physiological conditions.

Imaging delle cellule vive di Drosophila melanogaster Terzo stadio Larvale Cervelli

Drosophila neural stem cells (neuroblasts, NBs hereafter) undergo asymmetric divisions, regenerating the self-renewing neuroblast, while also forming a ...

Immagini dal vivo di

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Imaging delle cellule vive di Drosophila melanogaster Terzo stadio Larvale Cervelli

Imaging delle cellule vive di Drosophila melanogaster Terzo stadio Larvale Cervelli

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