עבודה זו נתמכה על ידי המשרד הפדרלי הגרמני לחינוך ולמחקר (ברנשטיין הפוקוס לNeurotechnology להעניק 01GQ0810, לט מוזר, וMED-EL גרמניה); קרן המחקר הגרמנית באמצעות המרכז עבור ננו מיקרוסקופית ופיזיולוגיה המולקולרית של המוח (FZT 103, ט מוזר) ובאמצעות SFB889, לנ &#39;Strenzke וט&#39; מוזר).

כל הניסויים שהוצגו בעבודה זו נערכו עם הסטנדרטים האתיים שהוגדרו על ידי החוק הגרמני להגנה על חיות מעבדה. לוח אוניברסיטת גטינגן לרווחת בעלי החיים והמשרד לרווחת בעלי החיים של מדינת סקסוניה התחתונה אישרו את הניסויים. .1 הכנת μLED-ממריץ <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לμLEDs, להכין μLED-ממריץ ראשון. השתמש בנוריות כחולות עם 200 ידי 200 מיקרומטר משטח פעיל (μLED, לראות לוח חומרים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חוטי הלחמה לμLED. לאחר מכן, לתמצת μLED וחיבורים באמצעות דבק אפוקסי. השאר את לילה המכשיר כדי לאפשר ריפוי אפוקסי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ליציבות מכאנית ובידוד חשמלי לנתב את החוטים דרך נימי זכוכית דקות, להשתמש נימי ורוסיליקט קוטר חיצוני 1 מ&quot;מ ולאטום את הצומת עם אפוקסי (1D איור) באופן שהנימים יכולות להיות מותקנות על מניפולטור מכאני. הערה: Tכאן היא תחלופה של מה שהופך את הקפסולה עבה מספיק כדי לקבל בידוד חשמלי טוב (הימנעות חפצי גירוי), אבל דקה מספיק כדי לתת LED לנוע בחופשיות בתוך הבולה ולאתר אותו על cochleostomy. זה תרגול טוב כדי להכין LED יותר מפעם אחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לאשר את הבידוד חשמלי טוב, להכין ראשון צלחת פטרי עם 0.9% NaCl ו3 חוטי נחושת לטבול הסתיימו חשופים לתוך הנוזל. זה משמש כדי לדמות חיה עם אלקטרודות ABR. לחבר את החוטים לABR-המגבר ומשם לאוסצילוסקופ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ואז, לחבר את LED לממריץ ולטבול אותו לתוך התמיסה עד שהוא מכוסה לחלוטין. כונן LED עם קטניות (ראה שלב 3.1.1) בשעה הנוכחית המרבי המוותרות לזמן רב יותר מאשר 20 דקות ולבדוק חפצי גירוי. אם הם מופיעים, לבטל את LED ולנסות אחד חדש. </li></ol> 2 נוהל כירורגי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש 4-10 עכברי בן שבוע מהונדסים מבטא ChR2 תחת אמרגן Thy1.2 (קו 9ובואנג et al. 13). כדי לתפעל את בעלי החיים ולבצע את הניתוח, תמיד להשתמש בכלים כירורגיים נקיים ומזוהים היטב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדימי חיות עם זריקת ip של תערובת של אורתן (1.32 מ&quot;ג / קילוגרם), xylazine (5 מ&quot;ג / קילוגרם), ו0.1 מיקרוגרם / g עצירות מדוללת ב0.9% פתרון NaCl סטרילי ולמקם את העכבר על גבי צלחת חימום לשמירה על גוף טמפרטורה על 37 C °. עם מינון זה, הרדמה בדרך כלל נמשך לכל פרוטוקול הניסוי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל 10 דקות לאחר בדיקת אינדוקציה הרדמה ראשונית לסימנים של עוררות על ידי רפלקס נסיגת כפה. במקרה של תנועות, להחיל מנות אחזקה של אורתן (.66 מ&quot;ג / קילוגרם) ועצירות (0.05 מיקרוגרם / g) בדילול מלא ב0.9% פתרון NaCl סטרילי (בלי Xylazine). שוב לבדוק את רפלקס נסיגת הכפה ולהמשיך רק אם רפלקס נעדר. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח בזהירות את אזור retroauricular בהכנה של החתך. השתמש retroauricularלהתקרב כדי להגיע לבולה (חלל אוזן התיכון המכיל אוויר). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם מלקחיים מיקרו לנתח בזהירות ו / או להסיר חלק משרירי הצוואר, למשל, platysma, sternocleidomastoid, וscalenes. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מצא ולחשוף את הבולה (איור 1 א). זהה את הבולה כמבנה גרמי עם צורה כדורית אופיינית עם טבעת על פני השטח הבולה המציינת את הכניסה של עור התוף (איור 1 א). לעשות חור עם קצה מחט אינסולין ממש מתחת טבעת זו. להתחיל שם, להסיר את העצם שמכסה את הבולה עם Rongeur קנס (gnawer) או microforceps באופן כזה שpromontorium של השבלול נחשף (איור 1). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לcochleostomy, בעדינות לגלח את הכמוסה הגרמית כדי לפתוח חלון קטן (cochleostomy: ~ 500-800 מיקרומטר), מקפיד להשאיר על כנה את המבוך הקרומי (איור 1). בצע cochleostomy על השבלול השנילהפוך כפי שהוא רחוק מספיק מעורק stapedial ומהשיא. פתיחת הקודקוד יכול לייצר קרע של השבלול כולל בר של modiolus. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכניסת חלון עגולה של סיבים אופטיים או μLED-שתל להלמותו סקאלה, להגדיל את חלון הנישה העגולה בקפידה על ידי מגרד את הנישה הגרמית עם הקצה של סכין מנתחים חדים (מספר להב 11 הוא אפשרות טובה). השתמש תמיד בלהב או אזמל חדש. להיות מאוד זהיר לגבי עורק stapedial פועל קרוב מאוד לחלון העגול (איור 1). </li></ol> .3 אופטי גירוי באמצעות שתי גישות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגירוי transcochlear, μLEDs שימוש או סיב לייזר בשילוב. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הר נימי ביצוע μLED על מניפולטור מכאני ובזהירות למקם את μLED על cochleostomy. השימוש oABR, שהושרו על ידי 3-10 גירוי ארוך אלפיות שני ממקור זרם (בדרך כלל 5-40 mA ב2.7 V) בשעה 1-5 הרץ, כאמצעי כדי לייעל את המיקום ואוientation של μLED. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגירוי לייזר, להשתמש בליזר 473 ננומטר רציף גל וסיבים אופטיים 250 מיקרומטר (ראה חומרים). זוג הסיבים האופטיים למקור לייזר כחול שבאופן אידיאלי מציע שליטה אנלוגית מהירה של כוח (אחר להשתמש מכשיר acousto אופטי או תריס מהיר להגדיר הגירוי האופטי). באמצעות micromanipulator, לאתר את קצה הסיב ישירות על גבי cochleostomy ולתקן אותה לשם בעזרת מלט (גירוי transcochlear) שיניים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגירוי intracochlear, להכניס את הסיבים דרך החלון העגול לתוך הלמותו סקאלה. לאחר מכן, השתמש 3-10 פעימות לייזר אלפיות של 10-30 mW (כוחו של פלט סיבים) בשעה 1-5 הרץ לעורר oABR. משרעת הגדולה של oABR מאפשרת הנסיין להתבונן oABR עורר על ידי גירויים יחידים באוסצילוסקופ לייעול העמדה והכיוון של הפולט (μLED או סיבים) באמצעות משרעת oABR כקריאה החוצה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שoABR הטוב הושג, לתקן את הסיבים עם cyanoacrדבק ylate או מלט שיניים ולחכות עד שהדבק הוא מוצק. הערה: זה נורמלי לראות כמה נוזל שיוצא מהשבלול. עם זאת, כדי למנוע בעיות עם פילמור של המלט, מומלץ לייבש את האזור באמצעות פתילות כותנה משובחות. </li></ol> .4 הקלטות של oABR <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס אלקטרודות מחט מתחת לפינה, על הקודקוד ועל הגב ליד הרגליים ולחבר אותם למגבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להגביר את פוטנציאל ההבדל בין הקודקוד ופטם מחטי subdermal. לדוגמא בשיעור של 50 kHz ומסנן (1-10,000 Hz). דמיין את פוטנציאל ההבדל באוסצילוסקופ באופן אידיאלי ליד הגדרת ההקלטה לייעול העמדה של ממריץ האופטי. השתמש במיצוע אות (50-1,000x) ולאחסן את הנתונים במחשב לניתוח במצב לא מקוון. </li></ol> .5 הקלטות של פוטנציאלים אופטי עוררתי מקומי שדה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החיה לתוך מסגרת stereotactic. שימוש באחוזי מלקחייםהעצרת למשוך את העור שמעל הגולגולת ולבצע חתך חציון עם מספריים הארכה בערך מבין העיניים לנקודה שבה שרירי הצוואר לצרף לגולגולת. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשקף את העור רוחבי. חותך את קרום העצם לאורך לאורך תפר sagittal ולהסיר אותו צידה בעדינות על ידי שפשוף עצם הגולגולת החשוף עם מקלון צמר גפן. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם לוחית מתכת מותאמת אישית על הגולגולת החשופה משאירה כ 1 מרחב מ&quot;מ בין קצה הזנב של הצלחת ולמבדה. עם קוטר 0.7 מ&quot;מ לקדוח בזהירות לקדוח חור לתוך העצם הקודקודית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות לדפוק בבורג בקוטר 0.85 מ&quot;מ - לשמש כהתייחסות לפוטנציאלים שנרשמו מcolliculus הנחות (IC) - מחזיק את הבורג עם מלקחיים עוד הבורג לא מהודק. להבטיח קשר טוב בין הבורג ודורה בלי לחדור למוח. מדביק את הבורג ולוחית המתכת על גבי הגולגולת עם דבק cyanoacrylate. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שחרר את nשרירי Eck בעדינות מהגולגולת. משוך את שרירי צוואר caudally למ&quot;מ 1-2 בערך. זהה את הצומת של סינוס מעולה sagittal (SSS) וסינוס הרוחבי (TS). במידת צורך, להגביר את השקיפות של הגולגולת על ידי הרטבת העצם עם פתרון NaCl פיסיולוגי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את IC בעכברים כשוכבים ישירות זנב לצומת SSS וTS. לאחר זיהוי של המיקום של IC לאט ובזהירות לבצע בערך בקידוח הארכה 0.5 מ&quot;מ rostrally 1.5 מ&quot;מ caudally לTS ובערך 3 מ&quot;מ רוחבי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הימנע מכל פגיעה בSSS וTS כמו אלה ימנעו ניסוי מוצלח. כאן, לבדוק אם העצם החלול שהפך רפוי על ידי ברכות דוחפים אותו. שימוש במלקחיים לאט להרים את העצם. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם מתאם מתאים לצרף מערך רב ערוצי וheadstage על micromanipulator. כדי למנוע הרס מערך הקלטה רבת ערוצים בעת ההכנסה לתוך IC, בזהירות להסיר את הדורהעם קצה מכופף של מחט מזרק קטנה מתחיל קרוב לקצה עצם. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את החיה מהמסגרת stereotaxic. לתקן את לוחית המתכת על הבר להישאר קיבעון stereotaxic. מקם את הבדיקה ההקלטה על IC ולהכניס אותו תחת שליטה מיקרוסקופית כאלה שברוב הערוץ העליון הוא רק גלוי על פני השטח. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להגביר את פוטנציאל ההבדל בין הערוצים הבודדים של מערך ההקלטה ובורג ההתייחסות בעצמות הקודקודית, מדגם בשיעור של 32 kHz, מסנן נמוך לעבור (300 הרץ) וחנות במחשב לניתוח במצב לא מקוון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כל בעלי החיים צריכים להיות מורדמים באנושיות בסוף ההליך לפני התאוששות הרדמה בהתאם להנחיות המתת חסד רלוונטיות. שיטות מתאימות של המתת חסד עשויות לכלול נקע בצוואר הרחם או משאיפת CO 2. </li></ol>

<ol>
	<li>Rubinstein, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Paediatric+cochlear+implantation:+prosthetic+hearing+and+language+development.">Paediatric cochlear implantation: prosthetic hearing and language development.</a> Lancet. 360 (9331), 483-485 (2002).</li><li>Middlebrooks, J. C., Bierer, J. A., Snyder, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cochlear+implants:+the+view+from+the+brain.">Cochlear implants: the view from the brain.</a> Current opinion in neurobiology. 15 (4), 488-493 (2005).</li><li>Clark, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+multiple-channel+cochlear+implant:+the+interface+between+sound+and+the+central+nervous+system+for+hearing,+speech,+and+language+in+deaf+people-a+personal+perspective.">The multiple-channel cochlear implant: the interface between sound and the central nervous system for hearing, speech, and language in deaf people-a personal perspective.</a> Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences. 361 (1469), 791-810 (2006).</li><li>Zeng, F. G., Rebscher, S., Harrison, W., Sun, X., Feng, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cochlear+implants:+system+design,+integration,+and+evaluation.">Cochlear implants: system design, integration, and evaluation.</a> IEEE reviews in biomedical engineering. 1, 115-142 (2008).</li><li>Wilson, B. S., Dorman, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cochlear+implants:+a+remarkable+past+and+a+brilliant+future.">Cochlear implants: a remarkable past and a brilliant future.</a> Hearing research. 242 (1-2), 3-21 (2008).</li><li>Moore, D. R., Shannon, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+cochlear+implants:+awakening+the+deafened+brain.">Beyond cochlear implants: awakening the deafened brain.</a> Nature neuroscience. 12 (6), 686-691 (2009).</li><li>Shannon, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multichannel+electrical+stimulation+of+the+auditory+nerve+in+man.+II.+Channel+interaction.">Multichannel electrical stimulation of the auditory nerve in man. II. Channel interaction.</a> Hearing research. 12 (1), 1-16 (1983).</li><li>Fishman, K. E., Shannon, R. V., Slattery, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Speech+recognition+as+a+function+of+the+number+of+electrodes+used+in+the+SPEAK+cochlear+implant+speech+processor.">Speech recognition as a function of the number of electrodes used in the SPEAK cochlear implant speech processor.</a> Journal of speech, language, and hearing research: JSLHR. 40 (5), 1201-1215 (1997).</li><li>Kral, A., Hartmann, R., Mortazavi, D., Klinke, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+resolution+of+cochlear+implants:+the+electrical+field+and+excitation+of+auditory+afferents.">Spatial resolution of cochlear implants: the electrical field and excitation of auditory afferents.</a> Hearing research. 121 (1-2), 11-28 (1998).</li><li>Izzo, A. D., Suh, E., Pathria, J., Walsh, J. T., Whitlon, D. S., Richter, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selectivity+of+neural+stimulation+in+the+auditory+system:+a+comparison+of+optic+and+electric+stimuli.">Selectivity of neural stimulation in the auditory system: a comparison of optic and electric stimuli.</a> Journal of biomedical. 12 (2), 021008 (2007).</li><li>Richter, C. P., Rajguru, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spread+of+cochlear+excitation+during+stimulation+with+pulsed+infrared+radiation:+inferior+colliculus+measurements.">Spread of cochlear excitation during stimulation with pulsed infrared radiation: inferior colliculus measurements.</a> Journal of neural engineering. 8 (5), 056006 (2011).</li><li>Teudt, I. U., Maier, H., Richter, C. P., Kral, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acoustic+events+and+&#8220;optophonic&#8221;+cochlear+responses+induced+by+pulsed+near-infrared+laser.">Acoustic events and &#8220;optophonic&#8221; cochlear responses induced by pulsed near-infrared laser.</a> IEEE transactions on bio-medical engineering. 58 (6), 1648-1655 (2011).</li><li>Wang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-speed+mapping+of+synaptic+connectivity+using+photostimulation+in+Channelrhodopsin-2+transgenic+mice.">High-speed mapping of synaptic connectivity using photostimulation in Channelrhodopsin-2 transgenic mice.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (19), 8143-8148 (2007).</li><li>Kleinlogel, S., Feldbauer, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultra+light-sensitive+and+fast+neuronal+activation+with+the+Ca2+-permeable+channelrhodopsin+CatCh.">Ultra light-sensitive and fast neuronal activation with the Ca2+-permeable channelrhodopsin CatCh.</a> Nature neuroscience. 14 (4), 513-518 (2011).</li><li>Friesen, L. M., Shannon, R. V., Baskent, D., Wang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Speech+recognition+in+noise+as+a+function+of+the+number+of+spectral+channels:+comparison+of+acoustic+hearing+and+cochlear+implants.">Speech recognition in noise as a function of the number of spectral channels: comparison of acoustic hearing and cochlear implants.</a> The Journal of the Acoustical Society of America. 110 (2), 1150-1163 (2001).</li><li>Donaldson, G. S., Kreft, H. A., Litvak, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Place-pitch+discrimination+of+single-+versus+dual-electrode+stimuli+by+cochlear+implant+users+(L).">Place-pitch discrimination of single- versus dual-electrode stimuli by cochlear implant users (L).</a> The Journal of the Acoustical Society of America. 118 (2), 623-626 (2005).</li><li>Srinivasan, A. G., Shannon, R. V., Landsberger, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+virtual+channel+discrimination+in+a+multi-channel+context.">Improving virtual channel discrimination in a multi-channel context.</a> Hearing research. 286 (1-2), 19-29 (2012).</li><li>Zeng, F. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Speech+dynamic+range+and+its+effect+on+cochlear+implant+performance.">Speech dynamic range and its effect on cochlear implant performance.</a> The Journal of the Acoustical Society of America. 111 (1 Pt 1), 377-386 (2002).</li><li>Matic, A. I., Walsh, J. T., Richter, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+extent+of+cochlear+infrared+neural+stimulation+determined+by+tone-on-light+masking.">Spatial extent of cochlear infrared neural stimulation determined by tone-on-light masking.</a> Journal of biomedical. 16 (11), 118002 (2011).</li><li>Verma, R., Guex, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Auditory+responses+to+electric+and+infrared+neural+stimulation+of+the+rat+cochlear+nucleus.">Auditory responses to electric and infrared neural stimulation of the rat cochlear nucleus.</a> Hearing research. 310, 69-75 (2014).</li><li>Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+and+application+of+optogenetics.">The development and application of optogenetics.</a> Annual review of neuroscience. 34, 389-412 (2011).</li><li>Hegemann, P., Nagel, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+channelrhodopsins+to+optogenetics.">From channelrhodopsins to optogenetics.</a> EMBO molecular medicine. 5 (2), 173-176 (2013).</li><li>Packer, A. M., Roska, B., H&#228;usser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeting+neurons+and+photons+for+optogenetics.">Targeting neurons and photons for optogenetics.</a> Nature neuroscience. 16 (7), 805-815 (2013).</li><li>Nagel, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Channelrhodopsin-2,+a+directly+light-gated+cation-selective+membrane+channel.">Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (24), 13940-13945 (2003).</li><li>Nagel, G., Szellas, T., Kateriya, S., Adeishvili, N., Hegemann, P., Bamberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Channelrhodopsins:+directly+light-gated+cation+channels.">Channelrhodopsins: directly light-gated cation channels.</a> Biochemical Society transactions. 33 (Pt 4), 863-866 (2005).</li><li>Nagel, G., Brauner, M., Liewald, J. F., Adeishvili, N., Bamberg, E., Gottschalk, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light+activation+of+channelrhodopsin-2+in+excitable+cells+of+Caenorhabditis+elegans+triggers+rapid+behavioral+responses.">Light activation of channelrhodopsin-2 in excitable cells of Caenorhabditis elegans triggers rapid behavioral responses.</a> Current biology: CB. 15 (24), 2279-2284 (2005).</li><li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale,+genetically+targeted+optical+control+of+neural+activity.">Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity.</a> Nature neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).</li><li>Bamann, C., Kirsch, T., Nagel, G., Bamberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectral+characteristics+of+the+photocycle+of+channelrhodopsin-2+and+its+implication+for+channel+function.">Spectral characteristics of the photocycle of channelrhodopsin-2 and its implication for channel function.</a> Journal of molecular biology. 375 (3), 686-694 (2008).</li><li>Ritter, E., Stehfest, K., Berndt, A., Hegemann, P., Bartl, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+light-induced+structural+changes+of+Channelrhodopsin-2+by+UV-visible+and+Fourier+transform+infrared+spectroscopy.">Monitoring light-induced structural changes of Channelrhodopsin-2 by UV-visible and Fourier transform infrared spectroscopy.</a> The Journal of biological chemistry. 283 (50), 35033-35041 (2008).</li><li>Berndt, A., Prigge, M., Gradmann, D., Hegemann, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+open+states+with+progressive+proton+selectivities+in+the+branched+channelrhodopsin-2+photocycle.">Two open states with progressive proton selectivities in the branched channelrhodopsin-2 photocycle.</a> Biophysical journal. 98 (5), 753-761 (2010).</li><li>Kato, H. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystal+structure+of+the+channelrhodopsin+light-gated+cation+channel.">Crystal structure of the channelrhodopsin light-gated cation channel.</a> Nature. 482 (7385), 369-374 (2012).</li><li>Hegemann, P., M&#246;glich, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Channelrhodopsin+engineering+and+exploration+of+new+optogenetic+tools.">Channelrhodopsin engineering and exploration of new optogenetic tools.</a> Nature methods. 8 (1), 39-42 (2011).</li><li>Mattis, J., Tye, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+for+applying+optogenetic+tools+derived+from+direct+comparative+analysis+of+microbial+opsins.">Principles for applying optogenetic tools derived from direct comparative analysis of microbial opsins.</a> Nature methods. 9 (2), 159-172 (2012).</li><li>Arenkiel, B. R., Peca, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vivo+Light-Induced+Activation+of+Neural+Circuitry+in+Transgenic+Mice+Expressing+Channelrhodopsin-2.">In Vivo Light-Induced Activation of Neural Circuitry in Transgenic Mice Expressing Channelrhodopsin-2.</a> Neuron. 54 (2), 205-218 (2007).</li><li>Tomita, H., Sugano, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+Properties+of+Transgenic+Rats+Harboring+the+Channelrhodopsin-2+Gene+Regulated+by+the+Thy-1.2+Promoter.">Visual Properties of Transgenic Rats Harboring the Channelrhodopsin-2 Gene Regulated by the Thy-1.2 Promoter.</a> PLoS ONE. 4 (11), e7679 (2009).</li><li>Hernandez, V. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+stimulation+of+the+auditory+pathway.">Optogenetic stimulation of the auditory pathway.</a> The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).</li><li>Madisen, L., Mao, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+toolbox+of+Cre-dependent+optogenetic+transgenic+mice+for+light-induced+activation+and+silencing.">A toolbox of Cre-dependent optogenetic transgenic mice for light-induced activation and silencing.</a> Nature Neuroscience. 15 (5), 793-802 (2012).</li><li>Yizhar, O., Fenno, L. E., Davidson, T. J., Mogri, M., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetics+in+neural+systems.">Optogenetics in neural systems.</a> Neuron. 71 (1), 9-34 (2011).</li><li>Hernandez, V. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+stimulation+of+the+auditory+pathway.">Optogenetic stimulation of the auditory pathway.</a> The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).</li><li>Gunaydin, L. A., Yizhar, O., Berndt, A., Sohal, V. S., Deisseroth, K., Hegemann, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrafast+optogenetic+control.">Ultrafast optogenetic control.</a> Nature neuroscience. 13 (3), 387-392 (2010).</li><li>Klapoetke, N. C., Murata, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Independent+optical+excitation+of+distinct+neural+populations.">Independent optical excitation of distinct neural populations.</a> Nature methods. 11 (3), 338-346 (2014).</li></ol>

החוקרים מצהירים כי אין להם אינטרסים כלכליים מתחרים.

הניסויים שתוארו להפגין גירוי optogenetic של SGNs, ויכולים, בעיקרון, לשמש גם כדי לעורר תאי שיער פנימיים ו / או חיצוניים, הניתנים הביטוי לopsins. ניסויים אלה דורשים סבלנות וטיפול הרבה. כפי שהוזכר קודם, השלבים הקריטיים ביותר הם cochleostomy / הכנסה טובה עגולה חלון, כמו גם מיקום מתאים וכיוו...

על פי ארגון הבריאות העולמי, 360 מיליון אנשים ברחבי העולם סובלים מאובדן שמיעה. בנושאים חירשים, גירוי חשמלי ישיר של SGNs על ידי חבר העמים לאפשר הבנת דיבור פתוחה ברובם 1,2,4,5. למרות שחבר עמים כבר מושתלים בלמעלה מ -200,000 בני אדם, ולכן להיות neuroprosthesis המוצלח ביותר, קידוד קול מונע על ידי שתלי השבלול הנוכחיים הוא מוגבל. חבר העמים מבוססים על גירוי חשמלי על ידי מספר מסוים של אלקטרודות שבו כל אחד מפעיל אזור tonotopic של עצב השמיעה ובכך עוקף את איבר החישה מתפקד של קורטי שבשבלול האוזן. מאזיני שמיעה נורמלים יכולים להפלות יותר מ 2,000 תדרים, אך חבר העמים של היום להשתמש רק עד 12-22 ערוצי תדר 4. זאת בשל זרימה נוכחית נפוצה מכל אלקטרודה מגרה 7,9, הפעלה מספר רב של SGNs המייצגים תדרי קול שונים 8,15. זההגבלה ניתן לשפר באמצעות גירוי קוטבי אבל על חשבון צריכת חשמל גבוה יותר 16,17. הטווח הדינמי התפוקה שלהם לעוצמת קול הוא גם מוגבל, בדרך כלל מתחת ל6-20 dB 4,18. מסיבות אלה, תדירות שיפור ורזולוציה עוצמה הן מטרות חשובות להגדלת ביצועים של CI לשיפור זיהוי דיבור בסביבה רועשת, הבנת הפרוזודיה ותפיסת מוסיקה. אפשרות אחרת כדי לעורר את עצב השמיעה היא גירוי אופטי. אור יכול להיות ממוקד במקום נוח למקד אוכלוסיית SGN קטנה, מבטיח כליאת מרחבית טובה יותר, להגדיל את הרזולוציה בתדר וגם הרחבת טווח דינמי, וכתוצאה מכך רזולוציה עוצמה טובה יותר. ואכן, גירוי שבלול עם אור אינפרא אדום הראה רזולוציה תדר מצוינת במודלים של בעלי חיים 10,11,19. חסרון אחד של גירוי מסוג זה הוא שהיא דורשת אנרגיות גבוהות יותר מאשר גירוי חשמלי <sup&gt; 10,11. יתר על כן, חששות לגבי יכולתה של השיטה כדי לעורר ישירות נוירונים שמיעתיים הועלו 12,20. כחלופה לגירוי אינפרא אדום, אנחנו מעסיקים optogenetics כדי להבהיר SGNs רגיש לאור. Optogenetics היא גישה חדשנית המשלבת טכניקות גנטיות ואופטיות להלא פולשני ובמיוחד לשלוט תאים עם דיוק גבוה זמני (ביקורות 21- 23). השיטה כיום הנפוצה ביותר בשימוש מעסיקה הביטוי של גן חיידקי channelrhodopsin 2 (ChR2) של Chlamydomonas reinhardtii וגרסותיהם, קידוד ערוץ קטיון מגודרת אור 24. ChR2 הוא חלבון 7-הטרנסממברני סליל ש, כאשר transduced לתוך הנוירונים ומופעלים על ידי אור הכחול, פועל ערוץ קטיון כהלא סלקטיבי, ובכך depolarizing התאים 24- 27. ChR2 התאפיין גם ביום 31 ב24,28- וריאנטים רבים פותחו כדי לשנות actioספקטרום n, תכונות gating וחדירות 32,33. מטרת העבודה שלנו היא להקים optogenetics שבלול להפעלה של מסלול השמיעה. נציין כי גישת optogenetic כדי לעורר את עצב השמיעה דורשת מניפולציה גנטית של הגנגליון הספירלה לביטוי של channelrhodopsin. עבודה עם עכברים וחולדות מאפשרת שימוש בבעלי החיים מהונדסים זמינים 13,34,35, המספקים ביטוי של channelrhodopsin עם שונות קטנות לאורך ציר tonotopic ועל פני בעלי חיים 36. שילוב אללים מותנים 37 עם Cre-קווים מתאימים מספק לביטוי תא ספציפי. העברת גנים לתוך הגנגליון הספירלה של בעלי חיים אחרים, דורשת שימוש בוירוס כגון וירוס adeno הקשורים שהיא גישה סטנדרטית בoptogenetics 38 ושאנחנו הראו לעבוד גם בעכברים 36. מניפולציה וביטוי של גנים מושתלים של קידוד חלבונים זרים סיכוני דוב לתופעות לוואי כגון אימונוגלובולינ גנטיתגובות ne ו / או הפצה, מצב התפשר ואפילו למוות של תאי מניפולציות גנטיים. לצורך הדגמה זו אנו משתמשים בעכברים מהונדסים מבטא ChR2 בנוירונים הגנגליון ספירלה תחת promotor Thy-1 13 כדי לעורר את המסלול השמיעתי אופטי. נציין, כי גרסאות channelrhodopsin אחרות יכולות לשמש לאותה המטרה כפי שהראינו באמצעות העברת וירוס בתיווך של לתפוס גרסת 14 לSGNs 39. בעוד optogenetics שבלול דורש מניפולציה גנטית, היא מציעה כוונון מולקולרי לגירוי SGN מותאם והבטחות השתפרו תדר ורזולוציה עוצמה בהשוואה לגירוי חשמלי. גירוי optogenetic של מסלול השמיעה הוא רלוונטי ביותר לדיון מחקר. לדוגמא, היא מבטיחה התקדמות במחקרים של עידון הפעילות תלויה של tonotopy במהלך פיתוח, בניתוח של הדרישה לשילוב של רוח רפאים בlocalizat קוליון ועל מידת האינטראקציה בין תחזיות מביא תדר ספציפי במערכת השמיעה המרכזית.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="769">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Urethane</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>U2500-100G</td>
			<td>Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine HCl</td>
			<td>RXV</td>
			<td></td>
			<td>Sedative and analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Reckitt Benckiser</td>
			<td></td>
			<td>Analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-10</td>
			<td>It is used to hold hard tissue, e.g. bone or materials. Never use them to hold soft delicated tissue&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 - Fine Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11254-20</td>
			<td>Only to be used to hold soft tissue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scissors - Sharp</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14060-09</td>
			<td>To open the skin and help with the muscle dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lempert Rongeurs&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>16004-16</td>
			<td>They are very useful to easily remove the bone from the bulla</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>473-nm laser&#160;</td>
			<td>Changchun New Industries</td>
			<td>MLL-III473</td>
			<td>100 mW solid state 473 nm laser</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser driver&#160;</td>
			<td>Changchun New Industries</td>
			<td>DPSSL MLL 100 mW</td>
			<td>TTL operated laser driver</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 &#181;m optical fiber</td>
			<td>Any comercial ; e.g. Thorlabs</td>
			<td>M42L05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acousto-optical modulator</td>
			<td>Crystal Technology, Inc.</td>
			<td>PCAOM VIS</td>
			<td>Control the amount of light coupled into the fiber from the laser</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Controller for Acousto-optical modulator</td>
			<td>Crystal Technology, Inc.</td>
			<td>160T1-8SAR-24-0.8</td>
			<td>Control the acousto-optic modulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solo2 laser power &#38; energy meter</td>
			<td>Gentec-EO</td>
			<td></td>
			<td>Used to measure light intensity of the LED and the fiber coupled laser</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blue &#181;LED</td>
			<td>Cree</td>
			<td>C470UT200</td>
			<td>It is necessary to build several &#956;LED devices because easily get damaged or the isolation is not good enough</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TDT System&#160;</td>
			<td>Tucker-Davis Technologies</td>
			<td>RZ6-A-P1</td>
			<td>It can be used any system for stimulus generation&#160; presentation and data acquisition</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single-shank, 16-channel silicon probe</td>
			<td>Neuronexus</td>
			<td>a1x16-5mm-100-177-CM16LP&#160;</td>
			<td>These are fragile devises, must be handled carefully and cleaned after use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Omnidrill</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>503598</td>
			<td>Perform craniotomy for IC recordings and reference screw implantation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Drill Steel Burrs</td>
			<td>any commercial; e.g. Fine Science Tools</td>
			<td>19007-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Self tapping bone screw</td>
			<td>any commercial; e.g. Fine Science Tools</td>
			<td>19010-10</td>
			<td>Reference screw</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>any commercial; e.g. Luigs+NeumannInVivo Unit Junior 4 axis</td>
			<td></td>
			<td>Positioning of recording probe</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

optogenetic stimulation of the auditory nerve

גירוי חשמלי ישיר של תאי עצב הגנגליון ספירלה (SGNs) על ידי שתלי שבלול (CIS) מאפשר הבנת דיבור פתוחה ברוב המכריע של נושאים חירשים מושתלים 1 6. יחד עם זאת, קידוד קול עם חבר העמים הנוכחיים יש תדר עני ורזולוציה עוצמה בשל התפשטות נוכחית רחבה מכל מגע אלקטרודה הפעלת מספר רב של SGNs לאורך ציר tonotopic של השבלול 7- 9. גירוי אופטי מוצע כחלופה לגירוי חשמלי שמבטיחה מרחבית יותר מרותק הפעלה של SGNs ו, ומכאן, ברזולוציה תדר גבוהה יותר של קידוד. בשנים האחרונות, תאורת אינפרא אדום ישירה של השבלול נעשתה שימוש כדי לעורר תגובות בעצב השמיעה 10. אף על פי כן היא דורשת אנרגיות גבוהות יותר מאשר גירוי חשמלי 10,11 ועדיין אי ודאות לגבי המנגנון הבסיסי 12. כאן אנו מתארים שיטה המבוססת על optogenetics כדי לעורר SGNsעם אור כחול בעצימות נמוכות, תוך שימוש בעכברים מהונדסים עם ביטוי עצבי של channelrhodopsin 2 (ChR2) 13 או ביטוי וירוס בתיווך של לתפוס ChR2-גרסת 14. אנחנו השתמשנו מייקר דיודות פולטות אור (μLEDs) ולייזרים בשילוב סיבים כדי לעורר SGNs ChR2 להביע דרך פתח קטן מלאכותי (cochleostomy) או החלון העגול. אנו assayed התשובות על פי הקלטות קרקפת של פוטנציאלי אור עורר (תגובת optogenetic השמיעתית בגזע המוח: oABR) או על ידי הקלטות microelectrode מהמסלול השמיעתי והשוו אותם עם גירוי אקוסטי והחשמלי.

<html> Cochleostomy אופטימלי הוא קריטי ומגדיל את ההסתברות של ניסוי מוצלח. משמעות דבר היא החלון הוא רגיל, קטן, ואין שום פציעתם של מבני שבלול הפנימיים. לדוגמא, דימום מצביע על נזק של vascularis stria. דוגמא טובה מוצגת באיור 1 ב. באמצע?...

Watch this Scientific Journal Video about Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve at JoVE.com

Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

שתלי שבלול (CIS) לאפשר שמיעה על ידי גירוי חשמלי ישיר של עצב השמיעה. עם זאת, תדירות עניה ורזולוציה עוצמה מגבילה את איכות שמיעה עם מדינות חבר העמים. כאן אנו מתארים גירוי optogenetic של עצב השמיעה בעכברים כאסטרטגיה חלופית למחקר שמיעתי ופיתוח CIS עתיד.

גירוי optogenetic של עצב השמיעה

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted ...

optogenetic-stimulation-of-the-auditory-nerve

Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.5K Views.  University Medical Center Goettingen.  שתלי שבלול (CIS) לאפשר שמיעה על ידי גירוי חשמלי ישיר של עצב השמיעה. עם זאת, תדירות עניה ורזולוציה עוצמה מגבילה את איכות שמיעה עם מדינות חבר העמים. כאן אנו מתארים גירוי optogenetic של עצב השמיעה בעכברים כאסטרטגיה חלופית למחקר שמיעתי ופיתוח CIS עתיד. 

Video: Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

TMS: Using the Theta-Burst Protocol to Explore Mechanism of Plasticity in Individuals with Fragile X Syndrome and Autism

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS display abnormalities in the expression of FMR1 - a protein required for typical, healthy neural development.3 Recent data has suggested that the loss of this protein can cause the cortex to be hyperexcitable thereby affecting overall patterns of neural plasticity.4,5
In addition, Fragile X shows a strong comorbidity with autism: in fact, 30% of children with FXS are diagnosed with autism, and 2 - 5% of autistic children suffer from FXS.6
Transcranial Magnetic Stimulation (a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability via the application of localized magnetic field pulses 7,8) represents a unique method of exploring plasticity and the manifestations of FXS within affected individuals. More specifically, Theta-Burst Stimulation (TBS), a specific stimulatory protocol shown to modulate cortical plasticity for a duration up to 30 minutes after stimulation cessation in healthy populations, has already proven an efficacious tool in the exploration of abnormal plasticity.9,10 
Recent studies have shown the effects of TBS last considerably longer in individuals on the autistic spectrum - up to 90 minutes.11 This extended effect-duration suggests an underlying abnormality in the brain's natural plasticity state in autistic individuals - similar to the hyperexcitability induced by Fragile X Syndrome.
In this experiment, utilizing single-pulse motor-evoked potentials (MEPs) as our benchmark, we will explore the effects of both intermittent and continuous TBS on cortical plasticity in individuals suffering from FXS and individuals on the Autistic Spectrum.

In this article, we examine the effects of Theta-Burst TMS stimulation on cortical plasticity in individuals suffering from Fragile X syndrome and individuals on the autistic spectrum.

TMS: שימוש בפרוטוקול תטא-Burst לחקור Mechasnism של פלסטיות של אנשים עם תסמונת X שביר אוטיזם ו

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS ...

The NeuroStar TMS Device: Conducting the FDA Approved Protocol for Treatment of Depression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic fields. These rapidly alternating fields induce electrical currents within localized, targeted regions of the cortex which are associated with various physiological and functional brain changes.1,2,3
In 2007, O'Reardon et al., utilizing the NeuroStar device, published the results of an industry-sponsored, multisite, randomized, sham-stimulation controlled clinical trial in which 301 patients with major depression, who had previously failed to respond to at least one adequate antidepressant treatment trial, underwent either active or sham TMS over the left dorsolateral prefrontal cortex (DLPFC). The patients, who were medication-free at the time of the study, received TMS five times per week over 4-6 weeks.4
The results demonstrated that a sub-population of patients (those who were relatively less resistant to medication, having failed not more than two good pharmacologic trials) showed a statistically significant improvement on the Montgomery-Asberg Depression Scale (MADRS), the Hamilton Depression Rating Scale (HAMD), and various other outcome measures. In October 2008, supported by these and other similar results5,6,7, Neuronetics obtained the first and only Food and Drug Administration (FDA) approval for the clinical treatment of a specific form of medication-refractory depression using a TMS Therapy device (FDA approval K061053).
In this paper, we will explore the specified FDA approved NeuroStar depression treatment protocol (to be administered only under prescription and by a licensed medical profession in either an in- or outpatient setting).

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the FDA approved depression treatment protocol using the Neuronetics NeuroStar TMS device.

התקן TMS NeuroStar: ניהול ה-FDA פרוטוקול מאושר לטיפול דיכאון

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic ...

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells in the walls of the lateral ventricle give rise to neuroblasts that migrate for several millimeters along the rostral migratory stream (RMS) to reach and incorporate into the olfactory bulb. To study the different steps and the impact of adult-born neuron integration into preexisting olfactory circuits, it is necessary to selectively label and manipulate the activity of this specific population of neurons. The recent development of optogenetic technologies offers the opportunity to use light to precisely activate this specific cohort of neurons without affecting surrounding neurons4,5. Here, we present a series of procedures to virally express Channelrhodopsin2(ChR2)-YFP in a temporally restricted cohort of neuroblasts in the RMS before they reach the olfactory bulb and become adult-born neurons. In addition, we show how to implant and calibrate a miniature LED for chronic in vivo stimulation of ChR2-expressing neurons.

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Adult-born neurons of the olfactory bulb can be optogenetically controlled using Channelrhodopsin2-expressing lentiviral injection in the rostral migratory stream and chronic photostimulation with an implanted miniature LED.

התמרה ויראלי סלקטיבי של נוירונים בוגרים יליד חוש הריח של כרוני In vivo Optogenetic גירוי

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells ...

Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard for analyzing patterns of synaptic connectivity, but paired electrophysiological recordings can be both cumbersome and experimentally limiting. The development of optogenetics has introduced an elegant method to stimulate neurons and circuits, both in vitro1 and in vivo2,3. By exploiting cell-type specific promoter activity to drive opsin expression in discrete neuronal populations, one can precisely stimulate genetically defined neuronal subtypes in distinct circuits4-6. Well described methods to stimulate neurons, including electrical stimulation and/or pharmacological manipulations, are often cell-type indiscriminate, invasive, and can damage surrounding tissues. These limitations could alter normal synaptic function and/or circuit behavior. In addition, due to the nature of the manipulation, the current methods are often acute and terminal. Optogenetics affords the ability to stimulate neurons in a relatively innocuous manner, and in genetically targeted neurons. The majority of studies involving in vivo optogenetics currently use a optical fiber guided through an implanted cannula6,7; however, limitations of this method include damaged brain tissue with repeated insertion of an optical fiber, and potential breakage of the fiber inside the cannula. Given the burgeoning field of optogenetics, a more reliable method of chronic stimulation is necessary to facilitate long-term studies with minimal collateral tissue damage. Here we provide our modified protocol as a video article to complement the method effectively and elegantly described in Sparta et al.8 for the fabrication of a fiber optic implant and its permanent fixation onto the cranium of anesthetized mice, as well as the assembly of the fiber optic coupler connecting the implant to a light source. The implant, connected with optical fibers to a solid-state laser, allows for an efficient method to chronically photostimulate functional neuronal circuitry with less tissue damage9 using small, detachable, tethers. Permanent fixation of the fiber optic implants provides consistent, long-term in vivo optogenetic studies of neuronal circuits in awake, behaving mice10 with minimal tissue damage.

The development of optogenetics now provides the means to precisely stimulate genetically defined neurons and circuits, both in vitro and in vivo. Here we describe the assembly and implantation of a fiber optic for chronic photostimulation of brain tissue.

השרשה של סיבים אופטיות לגירוי Optogenetic כרוני של רקמת המוח

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

גירוי Optogenetic של התנהגות בריחה ב<em&gt; דרוזופילה melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Selective Tracing of Auditory Fibers in the Avian Embryonic Vestibulocochlear Nerve

The embryonic chick is a widely used model for the study of peripheral and central ganglion cell projections. In the auditory system, selective labeling of auditory axons within the VIIIth cranial nerve would enhance the study of central auditory circuit development. This approach is challenging because multiple sensory organs of the inner ear contribute to the VIIIth nerve 1. Moreover, markers that reliably distinguish auditory versus vestibular groups of axons within the avian VIIIth nerve have yet to be identified. Auditory and vestibular pathways cannot be distinguished functionally in early embryos, as sensory-evoked responses are not present before the circuits are formed. Centrally projecting VIIIth nerve axons have been traced in some studies, but auditory axon labeling was accompanied by labeling from other VIIIth nerve components 2,3. Here, we describe a method for anterograde tracing from the acoustic ganglion to selectively label auditory axons within the developing VIIIth nerve. First, after partial dissection of the anterior cephalic region of an 8-day chick embryo immersed in oxygenated artificial cerebrospinal fluid, the cochlear duct is identified by anatomical landmarks. Next, a fine pulled glass micropipette is positioned to inject a small amount of rhodamine dextran amine into the duct and adjacent deep region where the acoustic ganglion cells are located. Within thirty minutes following the injection, auditory axons are traced centrally into the hindbrain and can later be visualized following histologic preparation. This method provides a useful tool for developmental studies of peripheral to central auditory circuit formation.

Here we describe a microdissection technique followed by fluorescent dye injection into the acoustic ganglion of early chick embryos for selective tracing of auditory axon fibers in the nerve and hindbrain.

איתור סלקטיבי של סיבי עצב שמיעה בVestibulocochlear העוברי העופות

The embryonic chick is a widely used model for the study of peripheral and central ganglion cell projections. In the auditory system, selective labeling ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

בoptogenetic גירוי vivo של מערכת העצבים המרכזית מכרסם

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Direct Visualization of the Murine Dorsal Cochlear Nucleus for Optogenetic Stimulation of the Auditory Pathway

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. Few studies have examined gene transfer to the central auditory system. The dorsal cochlear nucleus (DCN) of the brainstem, which contains second order neurons of the auditory pathway, is a potential site for gene transfer. In this protocol, a technique for direct and maximal exposure of the murine DCN via a posterior fossa approach is demonstrated. This approach allows for either acute or survival surgery. Following direct visualization of the DCN, a host of experiments are possible, including injection of opsins into the cochlear nucleus and subsequent stimulation by an optical fiber coupled to a blue light laser.&#160;Other neurophysiology experiments, such as electrical stimulation and neural injector tracings are also feasible.&#160;The level of visualization and the duration of stimulation achievable make this approach applicable to a wide range of experiments.

The goal of this protocol is to outline a surgical approach to provide direct access to the dorsal cochlear nucleus in a murine model.

הדמיה ישירה של Murine הגבי שבלול Nucleus לoptogenetic גירוי של הנתיב השמיעתי

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. ...

Assessment of Neuromuscular Function Using Percutaneous Electrical Nerve Stimulation

Percutaneous electrical nerve stimulation is a non-invasive method commonly used to evaluate neuromuscular function from brain to muscle (supra-spinal, spinal and peripheral levels). The present protocol describes how this method can be used to stimulate the posterior tibial nerve that activates plantar flexor muscles. Percutaneous electrical nerve stimulation consists of inducing an electrical stimulus to a motor nerve to evoke a muscular response. Direct (M-wave) and/or indirect (H-reflex) electrophysiological responses can be recorded at rest using surface electromyography. Mechanical (twitch torque) responses can be quantified with a force/torque ergometer. M-wave and twitch torque reflect neuromuscular transmission and excitation-contraction coupling, whereas H-reflex provides an index of spinal excitability. EMG activity and mechanical (superimposed twitch) responses can also be recorded during maximal voluntary contractions to evaluate voluntary activation level. Percutaneous nerve stimulation provides an assessment of neuromuscular function in humans, and is highly beneficial especially for studies evaluating neuromuscular plasticity following acute (fatigue) or chronic (training/detraining) exercise.

We present a protocol to assess changes in neuromuscular function. Percutaneous electrical nerve stimulation is a non-invasive method that evokes muscular responses. Electrophysiological and mechanical properties of these responses permit the evaluation of neuromuscular function from brain to muscle (supra-spinal, spinal and peripheral levels).

הערכה של תפקוד העצבי באמצעות גירוי עצבי חשמלי Percutaneous

Percutaneous electrical nerve stimulation is a non-invasive method commonly used to evaluate neuromuscular function from brain to muscle (supra-spinal, ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.