وأيد هذا العمل من قبل الوزارة الاتحادية الألمانية للتعليم والبحوث (بيرنشتاين التركيز العصبية لمنح 01GQ0810، لT. موسر، وMED-EL ألمانيا)؛ المؤسسة الألمانية للبحوث من خلال مركز النانو المجهري وعلم وظائف الأعضاء الجزيئية في الدماغ (FZT 103، T. موزر) ومن خلال SFB889، لN. Strenzke وT. موزر).

أجريت جميع التجارب التي قدمت في هذا العمل مع المعايير الأخلاقية التي يحددها القانون الألماني لحماية حيوانات التجارب. وافق مجلس جامعة غوتنغن لرعاية الحيوان والرفق بالحيوان مكتب ولاية ساكسونيا السفلى التجارب. 1. إعداد μLED-مشجعا <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لμLEDs، وإعداد للمشجعا μLED أولا. استخدام المصابيح الزرقاء مع 200 من 200 ميكرون السطح النشط (μLED، انظر الجدول المواد). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أسلاك لحام إلى μLED. ثم، تغليف μLED والاتصالات باستخدام الغراء الايبوكسي. ترك بين عشية وضحاها جهاز للسماح للعلاج الايبوكسي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحقيق الاستقرار الميكانيكية والعزل الكهربائي بضخ الأسلاك من خلال الزجاج الشعرية رقيقة، استخدم 1 ملم القطر الخارجي البورسليكات الشعيرات الدموية وختم تقاطع مع الايبوكسي (الشكل 1D) بحيث الشعرية يمكن تركيبه على مناور الميكانيكية. ملاحظة: Tهنا هو مفاضلة جعل كبسولة سميكة بما فيه الكفاية للحصول على العزل الكهربائي جيدة (تجنب القطع الأثرية التحفيز)، ولكن رقيقة بما فيه الكفاية للسماح للLED التحرك بحرية داخل الفقاعة، وتحديد موقعه على فغر القوقعة. وهو ممارسة جيدة لإعداد LED أكثر من واحد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتأكيد العزل الكهربائية جيدة، وإعداد أول طبق بتري مع كلوريد الصوديوم 0.9٪ وتراجع 3 العارية الأسلاك النحاسية انتهت في السائل. هذا يعمل على محاكاة حيوان مع أقطاب ABR. ربط الأسلاك إلى ABR مكبر للصوت ومن هناك إلى الذبذبات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد ذلك، ربط LED للمشجعا وتزج به إلى الحل حتى يتم تغطيتها تماما. محرك الصمام مع البقول (راجع الخطوة 3.1.1) في الحد الأقصى المسموح به التيار لمدة أطول من 20 دقيقة والتحقق من وجود القطع الأثرية التحفيز. إذا ظهورها، تجاهل LED ومحاولة واحدة جديدة. </li></ol> 2. الإجراء الجراحي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام 4-10 أسابيع من العمر الفئران المعدلة وراثيا معربا عن ChR2 تحت المروج Thy1.2 (خط 9في وانغ وآخرون 13). لمعالجة الحيوان وإجراء الجراحة، دائما استخدام أدوات جراحية نظيفة والمحددة جيدا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الحيوانات مع حقنة الملكية الفكرية من خليط من يوريتان (1.32 ملغ / كلغ)، زيلازين (5 ملغ / كلغ)، والبوبرينورفين 0.1 ميكروغرام / غرام مخففة في 0.9٪ محلول كلوريد الصوديوم المعقم ووضع الماوس على لوحة التدفئة للحفاظ على الجسم درجة الحرارة عند 37 درجة مئوية. مع هذه الجرعة، والتخدير وعادة ما يستمر لمدة البروتوكول التجريبي كله. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تبدأ في 10 دقيقة بعد الاختيار الأولي تحريض التخدير عن علامات الإثارة التي لا ارادي مخلب الانسحاب. في حالة الحركات، وتطبيق جرعات صيانة يوريتان (0.66 ملغ / كلغ) والبوبرينورفين (0.05 ميكروغرام / غرام) المخفف في 0.9٪ محلول كلوريد الصوديوم المعقم (بدون زيلازين). التحقق مرة أخرى منعكس مخلب الانسحاب والمضي قدما إلا إذا كان رد الفعل غائب. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حلاقة بعناية المنطقة خلف الأذن في إعداد شق. استخدام خلف الأذنالاقتراب للوصول إلى الفقاعة (تجويف الأذن الوسطى التي تحتوي على الهواء). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع ملقط تشريح الصغرى بعناية و / أو إزالة جزء من عضلات الرقبة، على سبيل المثال، لل platysma، القصية الترقوية الخشائية، وscalenes. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> البحث وفضح الفقاعة (الشكل 1A). تحديد الفقاعة كهيكل عظمي مع الشكل الكروي المميز مع عصابة على سطح الفقاعة التي تشير إلى الإدراج في الغشاء الطبلي (الشكل 1A). جعل ثقب مع غيض من إبرة الأنسولين فقط دون هذه الحلبة. تبدأ هناك، وإزالة العظام التي تغطي الفقاعة مع مقراض غرامة (القضام) أو microforceps في مثل هذه الطريقة أن الطنف من القوقعة يتعرض (الشكل 1B). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لفغر القوقعة، حلاقة بلطف قبالة كبسولة عظمية لفتح نافذة صغيرة (فغر القوقعة: ~ 500-800 ميكرون)، مع الحرص على ترك سليمة والتيه الغشائي (الشكل 1B). إجراء فغر القوقعة على القوقعة الثانيةبدوره كما هو الآن ما يكفي من الشريان الركابي ومن قمة. يمكن فتح ذروة إنتاج تمزق القوقعة بما في ذلك كسر في عماد القوقعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لنافذة الإدراج جولة من الألياف البصرية أو μLED-الزرع إلى السقالة الطبلية، تكبير بعناية النافذة المستديرة المتخصصة التي كتبها خدش مكانة عظمي مع غيض من مشرط حاد (شفرة رقم 11 هو خيار جيد). دائما استخدام شفرة جديدة أو مشرط. نكون حذرين للغاية كما يعمل الشريان الركابي قريب جدا من نافذة مستديرة (الشكل 1B). </li></ol> 3. البصرية عن طريق تحفيز نهجين <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحفيز transcochlear، μLEDs أو الألياف إلى جانب استخدام الليزر. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جبل الشعرية تحمل μLED على مناور الميكانيكية وبعناية وضع μLED على فغر القوقعة. استخدام oABR، التي تسببها 3-10 التحفيز طويلة مللي ثانية من مصدر الحالي (عادة 5-40 مللي أمبير في 2.7 V) في 1-5 هرتز، كوسيلة لتحسين الموقف وأوientation من μLED. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحفيز الليزر، واستخدام 473 نانومتر المستمر موجة الليزر والألياف البصرية 250 ميكرون (انظر المواد). زوجين الألياف البصرية إلى مصدر الليزر الأزرق الذي يقدم مثالي السيطرة التناظرية سريعة من الطاقة (آخر استخدام جهاز صوتية أو بصرية أو مصراع سريع لتحديد التحفيز البصري). باستخدام مياداة مجهرية، موقع غيض من الألياف مباشرة على فغر القوقعة وإصلاحه هناك باستخدام الاسمنت الأسنان (التحفيز transcochlear). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحفيز intracochlear، إدراج الألياف من خلال النافذة المستديرة في طبلة الأذن سكالا. ثم استخدم 3-10 نبضات الليزر ميللي ثانية من 10-30 ميغاواط (قوة الانتاج الألياف) في 1-5 هرتز للحصول oABR. سعة كبيرة من oABR تمكن المجرب لمراقبة oABR التي حركها المحفزات واحدة على الذبذبات لتحسين الموقف والتوجه للباعث (μLED أو الألياف) باستخدام oABR السعة باعتبارها من القراءة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> متى تحققت oABR جيدة، وتحديد الألياف مع cyanoacrylate الغراء أو الأسمنت الأسنان والانتظار حتى الغراء الصلبة. ملاحظة: فمن الطبيعي أن نلاحظ بعض السائل الخروج من القوقعة. ومع ذلك لتجنب المشاكل مع البلمرة من الأسمنت، فإنه من المستحسن أن تجف المنطقة باستخدام الفتائل القطن غرامة. </li></ol> 4. تسجيلات oABR <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج أقطاب الإبرة تحت الصيوان، على قمة الرأس وعلى الظهر بالقرب من الساقين وربطها مكبر للصوت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تضخيم إمكانات الفرق بين قمة الرأس وإبر تحت الجلد الخشاء. عينة بمعدل 50 كيلوهرتز و فلتر (1-10،000 هرتز). تصور إمكانية الاختلاف على الذبذبات مثالي بالقرب من الإعداد الأمثل لتسجيل موقف مشجعا البصرية. استخدام إشارة المتوسط ​​(50-1،000x) وتخزين البيانات على الكمبيوتر للتحليل غير متصل. </li></ol> 5. تسجيلات من إمكانات بصريا مستدعى الميدانية المحلية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الحيوان في إطار المجسم. باستخدام ملقط المائةمسيرة سحب الجلد المغطي الجمجمة وإجراء شق متوسط ​​مع مقص تمتد تقريبا من بين العينين إلى النقطة التي نعلق عضلات الرقبة إلى الجمجمة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يعكس الجلد أفقيا. قطع السمحاق طوليا على طول الدرز السهمي وإزالته sideward عن طريق فرك بلطف عظم الجمجمة يتعرض مع مسحة القطن. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع لوحة معدنية العرف على الجمجمة يتعرض ترك حوالي 1 مم الفضاء بين نهاية الذيلية من لوحة وامدا. مع 0.7 مم حفر بعناية حفر حفرة في العظم الجداري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المسمار بلطف في 0.85 ملم قطر المسمار - لتكون بمثابة مرجعية لإمكانات المسجلة من أكيمة السفلي (IC) - عقد المسمار مع ملقط طالما لا المسمار تثبيتها بشكل آمن. ضمان اتصالات جيدة بين المسمار والجافية دون اختراق الدماغ. الغراء والمسمار لوحة معدنية على الجمجمة مع الغراء cyanoacrylate. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخفيف نإيك العضلات بلطف من الجمجمة. سحب عضلات الرقبة نحو caudally لحوالي 1-2 ملم. تحديد تقاطع الجيوب الأنفية متفوقة سهمي (SSS) والجيوب الأنفية عرضية (TS). إذا لزم الأمر، وزيادة الشفافية في الجمجمة بواسطة تبليل العظام بمحلول كلوريد الصوديوم الفسيولوجية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد IC في الفئران والكذب الذيلية مباشرة إلى نظام الضمان الاجتماعي وTS التقاطع. بعد تحديد موقع IC ببطء وبعناية إجراء حوالي نقب تمديد 0.5 ملم إلى 1.5 ملم rostrally نحو caudally إلى TS وحوالي 3 ملم أفقيا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجنب أية إصابة في نظام الضمان الاجتماعي وTS لأن هذه من شأنه أن يحول دون تجربة ناجحة. هنا، واختبار ما إذا كانت العظام trepanned أصبحت فضفاضة التي دفعت به بهدوء. باستخدام ملقط رفع ببطء قبالة العظام. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع محول مناسب إرفاق مجموعة متعددة وheadstage الصعود إلى مياداة مجهرية. لمنع تدمير مجموعة تسجيل الأقنية خلال الإدراج في IC، بعناية إزالة الجافيةمع طرف عازمة إبرة تحت الجلد صغيرة بدأت قريب من حافة العظام. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الحيوان من الإطار التجسيمي. إصلاح لوحة معدنية على شريط البقاء تثبيت التجسيمي. وضع المسبار تسجيل على IC وأدخلها تحت السيطرة المجهرية مثل أن أعلى معظم قناة مرئيا فقط على السطح. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تضخيم إمكانات الفرق بين القنوات الفردية للمجموعة تسجيل والمسمار إشارة في العظم الجداري، عينة بمعدل 32 كيلو هرتز، مرشح تمرير منخفض (300 هرتز) وتخزينها على جهاز كمبيوتر لتحليل غير متصل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كل الحيوانات يجب أن يتم التخلص إنسانية في نهاية الإجراء قبل الاستعادة مخدر وفقا للمبادئ التوجيهية ذات الصلة القتل الرحيم. قد تتضمن أساليب مناسبة من القتل الرحيم خلع عنق الرحم أو CO 2 الاستنشاق. </li></ol>

<ol>
	<li>Rubinstein, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Paediatric+cochlear+implantation:+prosthetic+hearing+and+language+development.">Paediatric cochlear implantation: prosthetic hearing and language development.</a> Lancet. 360 (9331), 483-485 (2002).</li><li>Middlebrooks, J. C., Bierer, J. A., Snyder, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cochlear+implants:+the+view+from+the+brain.">Cochlear implants: the view from the brain.</a> Current opinion in neurobiology. 15 (4), 488-493 (2005).</li><li>Clark, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+multiple-channel+cochlear+implant:+the+interface+between+sound+and+the+central+nervous+system+for+hearing,+speech,+and+language+in+deaf+people-a+personal+perspective.">The multiple-channel cochlear implant: the interface between sound and the central nervous system for hearing, speech, and language in deaf people-a personal perspective.</a> Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences. 361 (1469), 791-810 (2006).</li><li>Zeng, F. G., Rebscher, S., Harrison, W., Sun, X., Feng, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cochlear+implants:+system+design,+integration,+and+evaluation.">Cochlear implants: system design, integration, and evaluation.</a> IEEE reviews in biomedical engineering. 1, 115-142 (2008).</li><li>Wilson, B. S., Dorman, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cochlear+implants:+a+remarkable+past+and+a+brilliant+future.">Cochlear implants: a remarkable past and a brilliant future.</a> Hearing research. 242 (1-2), 3-21 (2008).</li><li>Moore, D. R., Shannon, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+cochlear+implants:+awakening+the+deafened+brain.">Beyond cochlear implants: awakening the deafened brain.</a> Nature neuroscience. 12 (6), 686-691 (2009).</li><li>Shannon, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multichannel+electrical+stimulation+of+the+auditory+nerve+in+man.+II.+Channel+interaction.">Multichannel electrical stimulation of the auditory nerve in man. II. Channel interaction.</a> Hearing research. 12 (1), 1-16 (1983).</li><li>Fishman, K. E., Shannon, R. V., Slattery, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Speech+recognition+as+a+function+of+the+number+of+electrodes+used+in+the+SPEAK+cochlear+implant+speech+processor.">Speech recognition as a function of the number of electrodes used in the SPEAK cochlear implant speech processor.</a> Journal of speech, language, and hearing research: JSLHR. 40 (5), 1201-1215 (1997).</li><li>Kral, A., Hartmann, R., Mortazavi, D., Klinke, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+resolution+of+cochlear+implants:+the+electrical+field+and+excitation+of+auditory+afferents.">Spatial resolution of cochlear implants: the electrical field and excitation of auditory afferents.</a> Hearing research. 121 (1-2), 11-28 (1998).</li><li>Izzo, A. D., Suh, E., Pathria, J., Walsh, J. T., Whitlon, D. S., Richter, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selectivity+of+neural+stimulation+in+the+auditory+system:+a+comparison+of+optic+and+electric+stimuli.">Selectivity of neural stimulation in the auditory system: a comparison of optic and electric stimuli.</a> Journal of biomedical. 12 (2), 021008 (2007).</li><li>Richter, C. P., Rajguru, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spread+of+cochlear+excitation+during+stimulation+with+pulsed+infrared+radiation:+inferior+colliculus+measurements.">Spread of cochlear excitation during stimulation with pulsed infrared radiation: inferior colliculus measurements.</a> Journal of neural engineering. 8 (5), 056006 (2011).</li><li>Teudt, I. U., Maier, H., Richter, C. P., Kral, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acoustic+events+and+&#8220;optophonic&#8221;+cochlear+responses+induced+by+pulsed+near-infrared+laser.">Acoustic events and &#8220;optophonic&#8221; cochlear responses induced by pulsed near-infrared laser.</a> IEEE transactions on bio-medical engineering. 58 (6), 1648-1655 (2011).</li><li>Wang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-speed+mapping+of+synaptic+connectivity+using+photostimulation+in+Channelrhodopsin-2+transgenic+mice.">High-speed mapping of synaptic connectivity using photostimulation in Channelrhodopsin-2 transgenic mice.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (19), 8143-8148 (2007).</li><li>Kleinlogel, S., Feldbauer, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultra+light-sensitive+and+fast+neuronal+activation+with+the+Ca2+-permeable+channelrhodopsin+CatCh.">Ultra light-sensitive and fast neuronal activation with the Ca2+-permeable channelrhodopsin CatCh.</a> Nature neuroscience. 14 (4), 513-518 (2011).</li><li>Friesen, L. M., Shannon, R. V., Baskent, D., Wang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Speech+recognition+in+noise+as+a+function+of+the+number+of+spectral+channels:+comparison+of+acoustic+hearing+and+cochlear+implants.">Speech recognition in noise as a function of the number of spectral channels: comparison of acoustic hearing and cochlear implants.</a> The Journal of the Acoustical Society of America. 110 (2), 1150-1163 (2001).</li><li>Donaldson, G. S., Kreft, H. A., Litvak, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Place-pitch+discrimination+of+single-+versus+dual-electrode+stimuli+by+cochlear+implant+users+(L).">Place-pitch discrimination of single- versus dual-electrode stimuli by cochlear implant users (L).</a> The Journal of the Acoustical Society of America. 118 (2), 623-626 (2005).</li><li>Srinivasan, A. G., Shannon, R. V., Landsberger, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+virtual+channel+discrimination+in+a+multi-channel+context.">Improving virtual channel discrimination in a multi-channel context.</a> Hearing research. 286 (1-2), 19-29 (2012).</li><li>Zeng, F. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Speech+dynamic+range+and+its+effect+on+cochlear+implant+performance.">Speech dynamic range and its effect on cochlear implant performance.</a> The Journal of the Acoustical Society of America. 111 (1 Pt 1), 377-386 (2002).</li><li>Matic, A. I., Walsh, J. T., Richter, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+extent+of+cochlear+infrared+neural+stimulation+determined+by+tone-on-light+masking.">Spatial extent of cochlear infrared neural stimulation determined by tone-on-light masking.</a> Journal of biomedical. 16 (11), 118002 (2011).</li><li>Verma, R., Guex, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Auditory+responses+to+electric+and+infrared+neural+stimulation+of+the+rat+cochlear+nucleus.">Auditory responses to electric and infrared neural stimulation of the rat cochlear nucleus.</a> Hearing research. 310, 69-75 (2014).</li><li>Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+and+application+of+optogenetics.">The development and application of optogenetics.</a> Annual review of neuroscience. 34, 389-412 (2011).</li><li>Hegemann, P., Nagel, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+channelrhodopsins+to+optogenetics.">From channelrhodopsins to optogenetics.</a> EMBO molecular medicine. 5 (2), 173-176 (2013).</li><li>Packer, A. M., Roska, B., H&#228;usser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeting+neurons+and+photons+for+optogenetics.">Targeting neurons and photons for optogenetics.</a> Nature neuroscience. 16 (7), 805-815 (2013).</li><li>Nagel, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Channelrhodopsin-2,+a+directly+light-gated+cation-selective+membrane+channel.">Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (24), 13940-13945 (2003).</li><li>Nagel, G., Szellas, T., Kateriya, S., Adeishvili, N., Hegemann, P., Bamberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Channelrhodopsins:+directly+light-gated+cation+channels.">Channelrhodopsins: directly light-gated cation channels.</a> Biochemical Society transactions. 33 (Pt 4), 863-866 (2005).</li><li>Nagel, G., Brauner, M., Liewald, J. F., Adeishvili, N., Bamberg, E., Gottschalk, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light+activation+of+channelrhodopsin-2+in+excitable+cells+of+Caenorhabditis+elegans+triggers+rapid+behavioral+responses.">Light activation of channelrhodopsin-2 in excitable cells of Caenorhabditis elegans triggers rapid behavioral responses.</a> Current biology: CB. 15 (24), 2279-2284 (2005).</li><li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale,+genetically+targeted+optical+control+of+neural+activity.">Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity.</a> Nature neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).</li><li>Bamann, C., Kirsch, T., Nagel, G., Bamberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectral+characteristics+of+the+photocycle+of+channelrhodopsin-2+and+its+implication+for+channel+function.">Spectral characteristics of the photocycle of channelrhodopsin-2 and its implication for channel function.</a> Journal of molecular biology. 375 (3), 686-694 (2008).</li><li>Ritter, E., Stehfest, K., Berndt, A., Hegemann, P., Bartl, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+light-induced+structural+changes+of+Channelrhodopsin-2+by+UV-visible+and+Fourier+transform+infrared+spectroscopy.">Monitoring light-induced structural changes of Channelrhodopsin-2 by UV-visible and Fourier transform infrared spectroscopy.</a> The Journal of biological chemistry. 283 (50), 35033-35041 (2008).</li><li>Berndt, A., Prigge, M., Gradmann, D., Hegemann, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+open+states+with+progressive+proton+selectivities+in+the+branched+channelrhodopsin-2+photocycle.">Two open states with progressive proton selectivities in the branched channelrhodopsin-2 photocycle.</a> Biophysical journal. 98 (5), 753-761 (2010).</li><li>Kato, H. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystal+structure+of+the+channelrhodopsin+light-gated+cation+channel.">Crystal structure of the channelrhodopsin light-gated cation channel.</a> Nature. 482 (7385), 369-374 (2012).</li><li>Hegemann, P., M&#246;glich, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Channelrhodopsin+engineering+and+exploration+of+new+optogenetic+tools.">Channelrhodopsin engineering and exploration of new optogenetic tools.</a> Nature methods. 8 (1), 39-42 (2011).</li><li>Mattis, J., Tye, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+for+applying+optogenetic+tools+derived+from+direct+comparative+analysis+of+microbial+opsins.">Principles for applying optogenetic tools derived from direct comparative analysis of microbial opsins.</a> Nature methods. 9 (2), 159-172 (2012).</li><li>Arenkiel, B. R., Peca, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vivo+Light-Induced+Activation+of+Neural+Circuitry+in+Transgenic+Mice+Expressing+Channelrhodopsin-2.">In Vivo Light-Induced Activation of Neural Circuitry in Transgenic Mice Expressing Channelrhodopsin-2.</a> Neuron. 54 (2), 205-218 (2007).</li><li>Tomita, H., Sugano, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+Properties+of+Transgenic+Rats+Harboring+the+Channelrhodopsin-2+Gene+Regulated+by+the+Thy-1.2+Promoter.">Visual Properties of Transgenic Rats Harboring the Channelrhodopsin-2 Gene Regulated by the Thy-1.2 Promoter.</a> PLoS ONE. 4 (11), e7679 (2009).</li><li>Hernandez, V. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+stimulation+of+the+auditory+pathway.">Optogenetic stimulation of the auditory pathway.</a> The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).</li><li>Madisen, L., Mao, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+toolbox+of+Cre-dependent+optogenetic+transgenic+mice+for+light-induced+activation+and+silencing.">A toolbox of Cre-dependent optogenetic transgenic mice for light-induced activation and silencing.</a> Nature Neuroscience. 15 (5), 793-802 (2012).</li><li>Yizhar, O., Fenno, L. E., Davidson, T. J., Mogri, M., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetics+in+neural+systems.">Optogenetics in neural systems.</a> Neuron. 71 (1), 9-34 (2011).</li><li>Hernandez, V. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+stimulation+of+the+auditory+pathway.">Optogenetic stimulation of the auditory pathway.</a> The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).</li><li>Gunaydin, L. A., Yizhar, O., Berndt, A., Sohal, V. S., Deisseroth, K., Hegemann, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrafast+optogenetic+control.">Ultrafast optogenetic control.</a> Nature neuroscience. 13 (3), 387-392 (2010).</li><li>Klapoetke, N. C., Murata, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Independent+optical+excitation+of+distinct+neural+populations.">Independent optical excitation of distinct neural populations.</a> Nature methods. 11 (3), 338-346 (2014).</li></ol>

تعلن الكتاب أنه ليس لديهم المصالح المالية المتنافسة.

وصف التجارب تثبت التحفيز optogenetic من SGNs، ويمكن، من حيث المبدأ، يمكن استخدامه أيضا لتحفيز خلايا الشعر الداخلية و / أو الخارجية، قدمت التعبير عن opsins. هذه التجارب تتطلب الكثير من الصبر والرعاية. كما ذكر من قبل، الخطوات الأكثر أهمية هي جيدة فغر القوقعة / جولة نافذة الإدراج ف...

وفقا لمنظمة الصحة العالمية، 360 مليون شخص في العالم يعانون من فقدان السمع. في موضوعات صماء، التحفيز الكهربائي المباشر للSGNs بواسطة التهيئة تمكين الفهم خطاب مفتوح في أغلبيتهم 1،2،4،5. على الرغم من التهيئة تم زرعها في أكثر من 200،000 شخص، وبالتالي كونها neuroprosthesis أنجح، ترميز الصوت مدفوعا زراعة قوقعة الحالية محدودة. تستند التهيئة على التحفيز الكهربائي من قبل عدد معين من الأقطاب الكهربائية حيث كل واحد ينشط منطقة التوضع النغمي من العصب السمعي وبالتالي تجاوز الجهاز الحسي مختلة كورتي في القوقعة. يمكن المستمعين السمع يميز أكثر من 2،000 الترددات، لكن استخدام عناصر التهيئة اليوم فقط ما يصل الى 12-22 تردد القنوات 4. هذا يرجع إلى تدفق التيار الكهربائي على نطاق واسع من كل 7،9 تحفيز وتفعيل عدد كبير من SGNs التي تمثل العديد من الترددات الصوتية المختلفة 8،15. هذايمكن تحسين الحد باستخدام التحفيز متعدد الأقطاب ولكن على حساب زيادة استهلاك الطاقة 16،17. على النطاق الديناميكي الناتج عن شدة الصوت محدودة أيضا، وعادة أقل من 4،18 ديسيبل 6-20. لهذه الأسباب، وتحسين وتيرة وشدة قرار هي أهداف هامة لزيادة أداء CI لتحسين التعرف على الكلام في البيئات الصاخبة، فهم علم العروض والموسيقى التصور. وثمة خيار آخر لتحفيز العصب السمعي هو التحفيز البصري. الضوء يمكن أن تركز بشكل ملائم لاستهداف السكان SGN صغير، واعدا الحبس المكاني أفضل، وزيادة وتيرة وأيضا قرار توسيع النطاق الديناميكي، مما أدى إلى قرار كثافة أفضل. في الواقع، أظهرت التحفيز القوقعي مع ضوء الأشعة تحت الحمراء قرار تردد ممتازة في النماذج الحيوانية 10،11،19. ومن عيوب هذا النوع من التحفيز هو أنه يتطلب طاقات أعلى من التحفيز الكهربائي <sup&gt; و10،11. وعلاوة على ذلك، أثيرت مخاوف بشأن قدرة طريقة لتحفيز الخلايا العصبية السمعية 12،20 مباشرة. كبديل لتحفيز الأشعة تحت الحمراء، ونحن توظيف optogenetics لتقديم SGNs ضوء حساسية. Optogenetics هو النهج الجديد الذي يجمع بين التقنيات الوراثية والبصرية لغير جراحية وتحديدا السيطرة على الخلايا بدقة عالية الزمنية (مراجعات 21- 23). طريقة حاليا الأكثر استخداما توظف التعبير عن الميكروبي channelrhodopsin 2 (ChR2) الجين من كلاميدوموناس reinhardtii ومتغيراتها، ترميز قناة الموجبة بوابات الخفيفة 24. ChR2 هو بروتين 7 عبر الغشاء الحلزوني أنه عندما transduced في الخلايا العصبية وتفعيلها من خلال الضوء الأزرق، تعمل قناة الموجبة وغير انتقائية، وبالتالي إزالة إستقطاب الخلايا 24- 27. تم ChR2 تتميز كذلك 24،28- 31 و وقد وضعت العديد من المتغيرات لتعديل التدبير العمومين الطيف، النابضة ونفاذية خصائص 32،33. والهدف من عملنا هو إنشاء optogenetics القوقعة لتفعيل المسار السمعي. نلاحظ أن النهج optogenetic لتحفيز العصب السمعي يتطلب التلاعب الجيني للالعقدة الحلزونية للتعبير عن channelrhodopsin. العمل مع الفئران والجرذان يسمح باستخدام حيوانات معدلة وراثيا المتاحة 13،34،35، والتي توفر التعبير عن channelrhodopsin مع تقلب قليلا على طول محور التوضع النغمي وعبر الحيوانات 36. الجمع بين الأليلات الشرطية المناسبة مع 37 لجنة المساواة العرقية خطوط يوفر للتعبير عن خلية محددة. نقل الجينات إلى العقدة دوامة من الحيوانات الأخرى يتطلب استخدام فيروس مثل فيروس الغدة المرتبطة وهذا هو نهج موحد في optogenetics 38 وأننا أظهرنا للعمل بشكل جيد في الفئران 36. التلاعب الجيني والتعبير عن الجينات المحورة ترميز البروتينات الغريبة المخاطر الدب الآثار الضارة مثل immuردود شمال شرق و / أو انتشار، حالة خطر أو حتى موت خلايا التلاعب وراثيا. لغرض هذه المظاهرة نستخدم الفئران المعدلة وراثيا معربا عن ChR2 الخلايا العصبية في العقدة الحلزونية تحت PROMOTOR خاصتك-1 13 إلى تحفيز بصريا المسار السمعي. نلاحظ أن المتغيرات channelrhodopsin أخرى يمكن استخدامها لنفس الغرض كما أثبتنا باستخدام نقل الفيروس بوساطة من الصيد البديل 14 إلى 39 SGNs. بينما optogenetics القوقعة يتطلب التلاعب الجيني، فإنه يوفر ضبط الجزيئي لتحسين SGN التحفيز والوعود تحسين تواتر وشدة قرار بالمقارنة مع التحفيز الكهربائي. التحفيز Optogenetic من المسار السمعي هو ذات الصلة للغاية لأبحاث السمع. على سبيل المثال، يعد التقدم في دراسات صقل تعتمد على النشاط tonotopy من خلال التنمية، في تحليل متطلبات الاندماج الطيفي في localizat الصوتايون ومدى التفاعل بين التوقعات تردد محدد وارد في النظام السمعي المركزي.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="769">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Urethane</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>U2500-100G</td>
			<td>Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine HCl</td>
			<td>RXV</td>
			<td></td>
			<td>Sedative and analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Reckitt Benckiser</td>
			<td></td>
			<td>Analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-10</td>
			<td>It is used to hold hard tissue, e.g. bone or materials. Never use them to hold soft delicated tissue&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 - Fine Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11254-20</td>
			<td>Only to be used to hold soft tissue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scissors - Sharp</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14060-09</td>
			<td>To open the skin and help with the muscle dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lempert Rongeurs&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>16004-16</td>
			<td>They are very useful to easily remove the bone from the bulla</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>473-nm laser&#160;</td>
			<td>Changchun New Industries</td>
			<td>MLL-III473</td>
			<td>100 mW solid state 473 nm laser</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser driver&#160;</td>
			<td>Changchun New Industries</td>
			<td>DPSSL MLL 100 mW</td>
			<td>TTL operated laser driver</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 &#181;m optical fiber</td>
			<td>Any comercial ; e.g. Thorlabs</td>
			<td>M42L05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acousto-optical modulator</td>
			<td>Crystal Technology, Inc.</td>
			<td>PCAOM VIS</td>
			<td>Control the amount of light coupled into the fiber from the laser</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Controller for Acousto-optical modulator</td>
			<td>Crystal Technology, Inc.</td>
			<td>160T1-8SAR-24-0.8</td>
			<td>Control the acousto-optic modulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solo2 laser power &#38; energy meter</td>
			<td>Gentec-EO</td>
			<td></td>
			<td>Used to measure light intensity of the LED and the fiber coupled laser</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blue &#181;LED</td>
			<td>Cree</td>
			<td>C470UT200</td>
			<td>It is necessary to build several &#956;LED devices because easily get damaged or the isolation is not good enough</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TDT System&#160;</td>
			<td>Tucker-Davis Technologies</td>
			<td>RZ6-A-P1</td>
			<td>It can be used any system for stimulus generation&#160; presentation and data acquisition</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single-shank, 16-channel silicon probe</td>
			<td>Neuronexus</td>
			<td>a1x16-5mm-100-177-CM16LP&#160;</td>
			<td>These are fragile devises, must be handled carefully and cleaned after use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Omnidrill</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>503598</td>
			<td>Perform craniotomy for IC recordings and reference screw implantation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Drill Steel Burrs</td>
			<td>any commercial; e.g. Fine Science Tools</td>
			<td>19007-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Self tapping bone screw</td>
			<td>any commercial; e.g. Fine Science Tools</td>
			<td>19010-10</td>
			<td>Reference screw</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>any commercial; e.g. Luigs+NeumannInVivo Unit Junior 4 axis</td>
			<td></td>
			<td>Positioning of recording probe</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

optogenetic stimulation of the auditory nerve

التحفيز الكهربائي المباشر من الخلايا العصبية العقدة الحلزونية (SGNs) من خلال زراعة قوقعة (CIS) يتيح الفهم خطاب مفتوح في غالبية المواضيع صماء مزروع 1- 6. ومع ذلك، ترميز الصوت مع التهيئة الحالية لديه ضعف وتيرة وشدة قرار بسبب انتشار واسع الحالي من كل اتصال القطب تفعيل عدد كبير من SGNs على طول محور التوضع النغمي من القوقعة 7- 9. ويقترح التحفيز البصري كبديل لالتحفيز الكهربائي الذي يعد أكثر مكانيا تنحصر تفعيل SGNs، وبالتالي، قرار تردد أعلى من الترميز. في السنوات الأخيرة، وقد استخدمت الإضاءة بالأشعة تحت الحمراء مباشرة من القوقعة لاستحضار الردود في العصب السمعي 10. ومع ذلك فإنه يتطلب طاقات أعلى من التحفيز الكهربائي 10،11 وعدم اليقين لا يزال لآلية الكامنة 12. نحن هنا تصف طريقة استنادا optogenetics لتحفيز SGNsمع كثافة منخفضة الضوء الأزرق، وذلك باستخدام الفئران المعدلة وراثيا مع التعبير العصبية من channelrhodopsin 2 (ChR2) 13 أو التعبير بوساطة فيروس من قبض ChR2-البديل 14. كنا ضوء الصغير الثنائيات (μLEDs) وأشعة الليزر، بالإضافة إلى تحفيز ألياف SGNs، معربا عن ChR2 من خلال فتحة صغيرة الاصطناعي (فغر القوقعة) أو إطار جولة. نحن يعاير ردود التسجيلات فروة الرأس من إمكانات أثار ضوئية (optogenetic استجابة الدماغ السمعية: oABR) أو عن طريق التسجيلات مسرى مكروي من المسار السمعي وقارنوها مع التحفيز الصوتية والكهربائية.

<html> وفغر القوقعة الأمثل أمر بالغ الأهمية ويزيد من احتمال وجود تجربة ناجحة، وهذا يعني أن الإطار النظامي، صغيرة، وليس هناك إصابة الهياكل قوقعة الأذن الداخلية. على سبيل المثال، يشير النزيف الضرر للعائي السطر. ويرد مثال جيد في الشكل 1B. <p class="jove_content" sty...

Watch this Scientific Journal Video about Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve at JoVE.com

Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

زراعة قوقعة (CIS) تمكين السمع بواسطة التنبيه الكهربائي المباشر من العصب السمعي. ومع ذلك، وضعف وتيرة وشدة قرار يحد من جودة السمع مع رابطة الدول المستقلة. نحن هنا وصف optogenetic تحفيز العصب السمعي في الفئران باعتبارها استراتيجية بديلة للبحث السمعي وتطوير التهيئة المستقبلية.

تحفيز Optogenetic من العصب السمعي

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted ...

optogenetic-stimulation-of-the-auditory-nerve

Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.5K Views.  University Medical Center Goettingen.  زراعة قوقعة (CIS) تمكين السمع بواسطة التنبيه الكهربائي المباشر من العصب السمعي. ومع ذلك، وضعف وتيرة وشدة قرار يحد من جودة السمع مع رابطة الدول المستقلة. نحن هنا وصف optogenetic تحفيز العصب السمعي في الفئران باعتبارها استراتيجية بديلة للبحث السمعي...

Video: Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

TMS: Using the Theta-Burst Protocol to Explore Mechanism of Plasticity in Individuals with Fragile X Syndrome and Autism

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS display abnormalities in the expression of FMR1 - a protein required for typical, healthy neural development.3 Recent data has suggested that the loss of this protein can cause the cortex to be hyperexcitable thereby affecting overall patterns of neural plasticity.4,5
In addition, Fragile X shows a strong comorbidity with autism: in fact, 30% of children with FXS are diagnosed with autism, and 2 - 5% of autistic children suffer from FXS.6
Transcranial Magnetic Stimulation (a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability via the application of localized magnetic field pulses 7,8) represents a unique method of exploring plasticity and the manifestations of FXS within affected individuals. More specifically, Theta-Burst Stimulation (TBS), a specific stimulatory protocol shown to modulate cortical plasticity for a duration up to 30 minutes after stimulation cessation in healthy populations, has already proven an efficacious tool in the exploration of abnormal plasticity.9,10 
Recent studies have shown the effects of TBS last considerably longer in individuals on the autistic spectrum - up to 90 minutes.11 This extended effect-duration suggests an underlying abnormality in the brain's natural plasticity state in autistic individuals - similar to the hyperexcitability induced by Fragile X Syndrome.
In this experiment, utilizing single-pulse motor-evoked potentials (MEPs) as our benchmark, we will explore the effects of both intermittent and continuous TBS on cortical plasticity in individuals suffering from FXS and individuals on the Autistic Spectrum.

In this article, we examine the effects of Theta-Burst TMS stimulation on cortical plasticity in individuals suffering from Fragile X syndrome and individuals on the autistic spectrum.

TMS : استخدام بروتوكول ثيتا المتفجر لاستكشاف Mechasnism من المرونة في الأشخاص الذين يعانون من متلازمة X الهشة والتوحد

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS ...

The NeuroStar TMS Device: Conducting the FDA Approved Protocol for Treatment of Depression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic fields. These rapidly alternating fields induce electrical currents within localized, targeted regions of the cortex which are associated with various physiological and functional brain changes.1,2,3
In 2007, O'Reardon et al., utilizing the NeuroStar device, published the results of an industry-sponsored, multisite, randomized, sham-stimulation controlled clinical trial in which 301 patients with major depression, who had previously failed to respond to at least one adequate antidepressant treatment trial, underwent either active or sham TMS over the left dorsolateral prefrontal cortex (DLPFC). The patients, who were medication-free at the time of the study, received TMS five times per week over 4-6 weeks.4
The results demonstrated that a sub-population of patients (those who were relatively less resistant to medication, having failed not more than two good pharmacologic trials) showed a statistically significant improvement on the Montgomery-Asberg Depression Scale (MADRS), the Hamilton Depression Rating Scale (HAMD), and various other outcome measures. In October 2008, supported by these and other similar results5,6,7, Neuronetics obtained the first and only Food and Drug Administration (FDA) approval for the clinical treatment of a specific form of medication-refractory depression using a TMS Therapy device (FDA approval K061053).
In this paper, we will explore the specified FDA approved NeuroStar depression treatment protocol (to be administered only under prescription and by a licensed medical profession in either an in- or outpatient setting).

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the FDA approved depression treatment protocol using the Neuronetics NeuroStar TMS device.

وافق إجراء بروتوكول ادارة الاغذية والعقاقير لعلاج الاكتئاب : جهاز TMS NeuroStar

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic ...

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells in the walls of the lateral ventricle give rise to neuroblasts that migrate for several millimeters along the rostral migratory stream (RMS) to reach and incorporate into the olfactory bulb. To study the different steps and the impact of adult-born neuron integration into preexisting olfactory circuits, it is necessary to selectively label and manipulate the activity of this specific population of neurons. The recent development of optogenetic technologies offers the opportunity to use light to precisely activate this specific cohort of neurons without affecting surrounding neurons4,5. Here, we present a series of procedures to virally express Channelrhodopsin2(ChR2)-YFP in a temporally restricted cohort of neuroblasts in the RMS before they reach the olfactory bulb and become adult-born neurons. In addition, we show how to implant and calibrate a miniature LED for chronic in vivo stimulation of ChR2-expressing neurons.

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Adult-born neurons of the olfactory bulb can be optogenetically controlled using Channelrhodopsin2-expressing lentiviral injection in the rostral migratory stream and chronic photostimulation with an implanted miniature LED.

الفيروسية تنبيغ الانتقائي للبالغين المولودين في الخلايا العصبية الشمية لالمزمنة في الجسم الحي تحفيز Optogenetic

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells ...

Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard for analyzing patterns of synaptic connectivity, but paired electrophysiological recordings can be both cumbersome and experimentally limiting. The development of optogenetics has introduced an elegant method to stimulate neurons and circuits, both in vitro1 and in vivo2,3. By exploiting cell-type specific promoter activity to drive opsin expression in discrete neuronal populations, one can precisely stimulate genetically defined neuronal subtypes in distinct circuits4-6. Well described methods to stimulate neurons, including electrical stimulation and/or pharmacological manipulations, are often cell-type indiscriminate, invasive, and can damage surrounding tissues. These limitations could alter normal synaptic function and/or circuit behavior. In addition, due to the nature of the manipulation, the current methods are often acute and terminal. Optogenetics affords the ability to stimulate neurons in a relatively innocuous manner, and in genetically targeted neurons. The majority of studies involving in vivo optogenetics currently use a optical fiber guided through an implanted cannula6,7; however, limitations of this method include damaged brain tissue with repeated insertion of an optical fiber, and potential breakage of the fiber inside the cannula. Given the burgeoning field of optogenetics, a more reliable method of chronic stimulation is necessary to facilitate long-term studies with minimal collateral tissue damage. Here we provide our modified protocol as a video article to complement the method effectively and elegantly described in Sparta et al.8 for the fabrication of a fiber optic implant and its permanent fixation onto the cranium of anesthetized mice, as well as the assembly of the fiber optic coupler connecting the implant to a light source. The implant, connected with optical fibers to a solid-state laser, allows for an efficient method to chronically photostimulate functional neuronal circuitry with less tissue damage9 using small, detachable, tethers. Permanent fixation of the fiber optic implants provides consistent, long-term in vivo optogenetic studies of neuronal circuits in awake, behaving mice10 with minimal tissue damage.

The development of optogenetics now provides the means to precisely stimulate genetically defined neurons and circuits, both in vitro and in vivo. Here we describe the assembly and implantation of a fiber optic for chronic photostimulation of brain tissue.

الألياف الضوئية للزراعة تحفيز Optogenetic المزمن من أنسجة المخ

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenetic تحفيز السلوك في الهروب<em&gt; ذبابة الفاكهة الدروسوفيلا</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Selective Tracing of Auditory Fibers in the Avian Embryonic Vestibulocochlear Nerve

The embryonic chick is a widely used model for the study of peripheral and central ganglion cell projections. In the auditory system, selective labeling of auditory axons within the VIIIth cranial nerve would enhance the study of central auditory circuit development. This approach is challenging because multiple sensory organs of the inner ear contribute to the VIIIth nerve 1. Moreover, markers that reliably distinguish auditory versus vestibular groups of axons within the avian VIIIth nerve have yet to be identified. Auditory and vestibular pathways cannot be distinguished functionally in early embryos, as sensory-evoked responses are not present before the circuits are formed. Centrally projecting VIIIth nerve axons have been traced in some studies, but auditory axon labeling was accompanied by labeling from other VIIIth nerve components 2,3. Here, we describe a method for anterograde tracing from the acoustic ganglion to selectively label auditory axons within the developing VIIIth nerve. First, after partial dissection of the anterior cephalic region of an 8-day chick embryo immersed in oxygenated artificial cerebrospinal fluid, the cochlear duct is identified by anatomical landmarks. Next, a fine pulled glass micropipette is positioned to inject a small amount of rhodamine dextran amine into the duct and adjacent deep region where the acoustic ganglion cells are located. Within thirty minutes following the injection, auditory axons are traced centrally into the hindbrain and can later be visualized following histologic preparation. This method provides a useful tool for developmental studies of peripheral to central auditory circuit formation.

Here we describe a microdissection technique followed by fluorescent dye injection into the acoustic ganglion of early chick embryos for selective tracing of auditory axon fibers in the nerve and hindbrain.

انتقائية للبحث عن المفقودين من ألياف العصب السمعي في الطيور الدهليزي القوقعي الجنينية

The embryonic chick is a widely used model for the study of peripheral and central ganglion cell projections. In the auditory system, selective labeling ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

في الجسم الحي Optogenetic تحفيز الجهاز العصبي المركزي القوارض

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Direct Visualization of the Murine Dorsal Cochlear Nucleus for Optogenetic Stimulation of the Auditory Pathway

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. Few studies have examined gene transfer to the central auditory system. The dorsal cochlear nucleus (DCN) of the brainstem, which contains second order neurons of the auditory pathway, is a potential site for gene transfer. In this protocol, a technique for direct and maximal exposure of the murine DCN via a posterior fossa approach is demonstrated. This approach allows for either acute or survival surgery. Following direct visualization of the DCN, a host of experiments are possible, including injection of opsins into the cochlear nucleus and subsequent stimulation by an optical fiber coupled to a blue light laser.&#160;Other neurophysiology experiments, such as electrical stimulation and neural injector tracings are also feasible.&#160;The level of visualization and the duration of stimulation achievable make this approach applicable to a wide range of experiments.

The goal of this protocol is to outline a surgical approach to provide direct access to the dorsal cochlear nucleus in a murine model.

التصور المباشر من الفئران الظهرية القوقعة نواة لOptogenetic تحفيز من المسار السمعي

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. ...

Assessment of Neuromuscular Function Using Percutaneous Electrical Nerve Stimulation

Percutaneous electrical nerve stimulation is a non-invasive method commonly used to evaluate neuromuscular function from brain to muscle (supra-spinal, spinal and peripheral levels). The present protocol describes how this method can be used to stimulate the posterior tibial nerve that activates plantar flexor muscles. Percutaneous electrical nerve stimulation consists of inducing an electrical stimulus to a motor nerve to evoke a muscular response. Direct (M-wave) and/or indirect (H-reflex) electrophysiological responses can be recorded at rest using surface electromyography. Mechanical (twitch torque) responses can be quantified with a force/torque ergometer. M-wave and twitch torque reflect neuromuscular transmission and excitation-contraction coupling, whereas H-reflex provides an index of spinal excitability. EMG activity and mechanical (superimposed twitch) responses can also be recorded during maximal voluntary contractions to evaluate voluntary activation level. Percutaneous nerve stimulation provides an assessment of neuromuscular function in humans, and is highly beneficial especially for studies evaluating neuromuscular plasticity following acute (fatigue) or chronic (training/detraining) exercise.

We present a protocol to assess changes in neuromuscular function. Percutaneous electrical nerve stimulation is a non-invasive method that evokes muscular responses. Electrophysiological and mechanical properties of these responses permit the evaluation of neuromuscular function from brain to muscle (supra-spinal, spinal and peripheral levels).

تقييم عصبي عضلي وظيفة عن طريق العصب عن طريق الجلد الكهربائية تحفيز

Percutaneous electrical nerve stimulation is a non-invasive method commonly used to evaluate neuromuscular function from brain to muscle (supra-spinal, ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.