Bu çalışma Eğitim ve Araştırma (Neurotechnology Bernstein Odak T. Moser, 01GQ0810 hibe ve MED-EL Almanya) Alman Federal Bakanlığı tarafından desteklenen; N. Strenzke ve T. Moser Alman Araştırma Nanoseviyede Mikroskopi ve Beyin Moleküler Fizyoloji Merkezi aracılığıyla Vakfı (FZT 103, T. Moser) ve SFB889 yoluyla).

Bu çalışmada sunulan tüm deneyler deney hayvanlarının korunması için Alman yasalarına göre belirlenen etik standartlara yapılmıştır. Hayvan refahı için Üniversitenin Göttingen&#39;de kurulu ve Aşağı Saksonya devletin hayvan refahı ofis deneyleri onaylamıştır. ΜLED-güdüleyici hazırlanması 1. <ol><li> ΜLEDs için ilk olarak μLED-stimülatör hazırlar. 200 mikron aktif yüzeyi ile 200 ile mavi LED&#39;ler kullanın (μLED, Malzeme Tablo). </li><li> ΜLED için lehim teli. Ardından, μLED ve epoksi yapıştırıcı kullanarak bağlantıları çevreliyor. Epoksi kürü izin cihaz gecede bırakın. </li><li> Mekanik stabilite ve elektrik yalıtım ince bir cam kılcal borular vasıtasıyla huni teller için, 1 mm dış çapı borosilikat kılcal kullanmak ve kılcal mekanik bir manipülatöre de monte edilebilir (Şekil 1D), böylece epoksi ile bir bağlantı mühür. NOT: TBurada yeterince kalın bir (stimülasyon eserler kaçınarak) iyi elektriksel yalıtım almak için kapsülü yapma trade-off, ancak LED bül içinde serbestçe hareket izin ve cochleostomy üzerine bulmak için yeterince ince. Birden fazla LED hazırlamak için iyi bir uygulamadır. </li><li> Iyi elektrik izolasyonu onaylamak için, önce sıvı içine% 0.9 NaCl ve daldırma 3 çıplak erdi bakır teller ile Petri hazırlamak. Bu ABR elektrotlar ile bir hayvanı taklit etmek hizmet vermektedir. ABR-amplifikatör ve oradan bir osiloskop teller bağlayın. </li><li> Daha sonra, stimülatörü LED bağlanmak ve tamamen üzerine kadar solüsyon içine daldırın. Daha uzun, 20 dakika boyunca maksimum izin akımında bakliyat (adım 3.1.1) ile LED ve stimülasyon eserler için kontrol Sürücü. Göründükleri takdirde, LED atmak ve yeni bir deneyin. </li></ol> 2. Cerrahi Prosedür <ol><li> Thy1.2 promotörün kontrolü altında eksprese ChR2 4-10 haftalık transjenik fareler (hat 9 kullanarakWang ve ark. 13). Ameliyat hayvanı işlemek ve gerçekleştirmek için, her zaman temiz ve iyi tanımlanmış cerrahi araçlarını kullanın. </li><li> Üretan (1.32 mg / kg), ksilazin (5 mg / kg) karışımı bir IP enjeksiyonu ile hayvanlar anestezi ve buprenorfin 0.1 ug / gr% 0.9 steril sodyum klorür çözeltisi içinde seyreltilmiş ve vücut bakımı için bir ısıtma plakası üzerine yerleştirin fare 37 ° C sıcaklığında karıştırılır. Bu doz ile, tipik olarak anestezi Tüm deney protokolü sürer. <ol><li> Pençe geri çekme refleksi ile uyarılma belirtileri ilk anestezi indüksiyon kontrolünden sonra 10 dk başlayan. Hareketleri durumunda, (Xylazine olmadan),% 0.9 steril NaCI çözeltisi içinde seyreltilmiş üretan (0,66 mg / kg) ve buprenorfinin (0.05 mg / g) bakım dozu uygulanır. Yine pençe çekme refleksini kontrol ve refleks yoktur sadece devam edin. </li></ol></li><li> Dikkatle kesi hazırlanmasında retroauriküler alan tıraş. Bir retroauriküler kullanınbülü (hava içeren orta kulak boşluğu) ulaşmak için yaklaşım. <ol><li> Bir mikro forseps dikkatle incelemek ve / veya örneğin boyun kaslarının bir bölümünü, platysma, sternocleidomastoid ve scalenes kaldırmak ile. </li><li> Bul ve bül (Şekil 1A) maruz kalmaktadır. Timpanik membrana (Şekil 1A) sokulmasını gösterir bül yüzeyi üzerinde bir halka ile karakterize edilen bir küresel bir şekle sahip olan kemik yapısının olarak bül belirlenmesi. Sadece bu halkanın altındaki bir insülin iğne ucu ile bir delik açın. Koklea promontoryumdan (Şekil 1B) maruz kalmasını sağlayacak şekilde iyi bir Rongeur (kemirgen) veya mikroforcepslerle bül kapsayan kemiği kaldırmak, başla. </li></ol></li><li> Bozulmadan membranöz labirent (Şekil 1B) bırakmak için özen: cochleostomy için, yavaşça küçük bir pencere açmak için (~ 500-800 mikron cochleostomy) kemik kapsül traş. İkinci koklear üzerine uygulayın cochleostomyBu stapedial arter ve apeks yeterince uzak olduğu gibi açın. Apeks Açılış modiolus bir kırığı dahil kokleanın rüptürü üretmek olabilir. </li><li> Scala timpani için bir optik fiber veya μLED-implant yuvarlak pencere yerleştirilmesi için, dikkatli bir keskin neşter ucu ile kemik niş çizilerek yuvarlak pencere niş Ayrıntı (bir bıçak sayı 11 iyi bir seçenektir). Her zaman yeni bir bıçak ya da neşter kullanabilirsiniz. Stapedial arter yuvarlak pencere (Şekil 1B) çok yakın çalışır gibi çok dikkatli olun. </li></ol> İki Yaklaşımlar Kullanılması 3. Optik Uyarım <ol><li> Transcochlear stimülasyon, kullanım μLEDs veya fiber birleştiğinde lazer için. <ol><li> Cochleostomy üzerine dikkatli bir şekilde yerleştirin μLED mekanik bir manipülatörde μLED taşıyan kılcal montaj. Konumu ve ya da optimize etmek için bir araç olarak, 1-5 Hz&#39;lik bir akım kaynağı (2,7 V, tipik olarak 5-40 mA) 3-10 ms uzun uyarısıyla gösterilen kullanımlar oABR,μLED bir ientation. </li><li> Lazer uyarılması için, bir 473 nm sürekli dalga lazer ve 250 mikron fiber optik (Malzeme) kullanın. Çift ideal güç hızlı analog kontrolü (başka optik uyarıcı tanımlamak için bir akustik-optik cihaz veya hızlı çekim kullanın) sunan bir mavi lazer kaynağına optik fiber. Bir mikromanipülatör kullanarak, doğrudan cochleostomy üzerine fiberin ucunu bulmak ve diş çimentosu (transcochlear stimülasyonu) ile düzeltme var. </li></ol></li><li> Intrakoklear uyarılması için, skala timpani&#39;ye içine yuvarlak pencereden lif yerleştirin. Sonra oABR ortaya çıkarmak için 1-5 Hz 10-30 mW (lif çıkış gücü) 3-10 msn lazer darbeleri kullanın. OABR büyük genlik, bir okuma olarak oABR genliği kullanarak damlatıcının konumunu ve yönünü (μLED veya fiber) optimize etmek için osiloskop tek bir uyarıya cevabın oABR gözlemlemek için deneyci sağlar. </li><li> İyi oABR ulaşıldığı zaman, elyaf cyanoacr ile tamirtutkal katı kadar diizopropilazadikarboksilat tutkal veya diş çimento ve bekleyin. NOT: Bu kokleadan çıkan bazı sıvı gözlemlemek için normaldir. Ancak çimento polimerizasyonu ile sorunları önlemek için, ince pamuk fitilleri kullanarak bölgeyi kurutmak için önerilir. </li></ol> OABR 4. Kayıtlar <ol><li> Tepe üzerinde ve bacaklar yanında arkasında, kulak kepçesi altından iğne elektrotları yerleştirin ve amplifikatör bağlayın. </li><li> Tepe arasındaki fark potansiyelini yükseltmek ve cilt altı iğneler mastoidin. 50 kHz ve filtre (1-10,000&#39;dir Hz) oranında örnek. Optik uyancısının pozisyonunu optimize etmek için kayıt kurulumu yakınında ideal bir osiloskopta fark potansiyeli canlandırın. Sinyal ortalamasını (50-1,000x) kullanın ve çevrimdışı analiz için bir bilgisayarda veri depolamak. </li></ol> Optik Uyarılmış Yerel Alanı Potansiyellerin 5. Kayıtlar <ol><li> Stereotaktik çerçeve içine hayvan yerleştirin. Forseps cent kullanmaralli kafatası örten deri çekin ve makas kabaca boyun kasları kafatası eklemek noktaya gözleri arasında uzanan bir medyan kesi gerçekleştirmek. <ol><li> Yanal cildi Reflect. Sagital sütür boyunca uzunlamasına periosteum kesin ve hafifçe bir pamuklu çubukla maruz kraniyal kemik ovularak o yanlamasına kaldırın. </li></ol></li><li> Plaka ve lambda kaudal sonu arasında yaklaşık 1 mm boşluk bırakarak maruz kafatası üzerine özel yapılmış metal plaka yerleştirin. 0.7 mm çaplı dikkatle matkap paryetal kemiğin içine bir delik açın. </li><li> Yavaşça 0.85 mm çaplı vida vida - alt colliculus kaydedilmiş potansiyeller için referans olarak hizmet (IC) - sürece vida sabitlendi¤inden değil gibi forseps ile vidayı tutan. Beyin delmeden vida ve dura arasındaki iyi temas sağlamak. Vida ve siyanoakrilat yapıştırıcı ile, kafatası üzerine metal plakanın Tutkal. </li><li> N gevşetinyavaşça kafatası eck kaslar. Kaudale dolaylarında 1-2 mm boyun kaslarınızı gerin. Superior sagittal sinüs (SSS) ve transvers sinüsün (TS) kesişimini tanımlayın. Gerekirse fizyolojik NaCI solüsyonu ile kemiği nemlendirilerek kafatası saydamlığı artırır. <ol><li> SSS ve TS kavşak doğrudan kuyruk yalan olarak farelerde IC belirleyin. Yavaş ve dikkatli bir IC yere tespit edilmesinden sonra bir trepanasyon uzanan ca. gerçekleştirmek 0.5 mm&#39;lik rostral TS kaudal 1.5 mm yanal olarak yaklaşık 3 mm arasındadır. </li><li> Başarılı bir deney engel olur, bu gibi SSS ve TS için herhangi bir yaralanma kaçının. Burada, trepanned kemik yumuşak iterek gevşek hale olup olmadığını test edin. Forseps yavaş yavaş kemik kaldırın. </li></ol></li><li> Uygun bir adaptör ile bir micromanipulator üzerine çok kanallı bir dizi ve headstage takın. Dura kaldırmak dikkatlice IC içine yerleştirilmesi sırasında, çok kanallı bir kayıt dizi bozmamak içinKüçük bir derialtı iğne bükük bir ucu kemik kenarına yakın başlayan. <ol><li> Stereotaksik çerçeve hayvan çıkarın. Stereotaksik sabitleme kalması için bir bara üzerine metal plakayı sabitleyin. IC üzerinde kayıt sonda yerleştirin ve en üst kanal yüzeyinde sadece görünür şekilde mikroskopik kontrol altına sokun. </li></ol></li><li> Çevrimdışı analiz için bir bilgisayar 32 kHz, düşük geçiş filtresi (300 Hz) ve mağaza bir oranda kayıt dizisi ve parietal kemik referans vida, örneğin bir kanal arasında fark artrmaktadr. </li><li> Tüm hayvanlar dikkatli biçimde önceden ilgili ötenazi kurallara uygun olarak, anestezik iyileşme prosedürün ardından kurban olmalıdır. Ötenazi uygun yöntemler servikal dislokasyon veya CO 2 solumaktan içerebilir. </li></ol>

<ol>
	<li>Rubinstein, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Paediatric+cochlear+implantation:+prosthetic+hearing+and+language+development.">Paediatric cochlear implantation: prosthetic hearing and language development.</a> Lancet. 360 (9331), 483-485 (2002).</li><li>Middlebrooks, J. C., Bierer, J. A., Snyder, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cochlear+implants:+the+view+from+the+brain.">Cochlear implants: the view from the brain.</a> Current opinion in neurobiology. 15 (4), 488-493 (2005).</li><li>Clark, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+multiple-channel+cochlear+implant:+the+interface+between+sound+and+the+central+nervous+system+for+hearing,+speech,+and+language+in+deaf+people-a+personal+perspective.">The multiple-channel cochlear implant: the interface between sound and the central nervous system for hearing, speech, and language in deaf people-a personal perspective.</a> Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences. 361 (1469), 791-810 (2006).</li><li>Zeng, F. G., Rebscher, S., Harrison, W., Sun, X., Feng, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cochlear+implants:+system+design,+integration,+and+evaluation.">Cochlear implants: system design, integration, and evaluation.</a> IEEE reviews in biomedical engineering. 1, 115-142 (2008).</li><li>Wilson, B. S., Dorman, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cochlear+implants:+a+remarkable+past+and+a+brilliant+future.">Cochlear implants: a remarkable past and a brilliant future.</a> Hearing research. 242 (1-2), 3-21 (2008).</li><li>Moore, D. R., Shannon, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+cochlear+implants:+awakening+the+deafened+brain.">Beyond cochlear implants: awakening the deafened brain.</a> Nature neuroscience. 12 (6), 686-691 (2009).</li><li>Shannon, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multichannel+electrical+stimulation+of+the+auditory+nerve+in+man.+II.+Channel+interaction.">Multichannel electrical stimulation of the auditory nerve in man. II. Channel interaction.</a> Hearing research. 12 (1), 1-16 (1983).</li><li>Fishman, K. E., Shannon, R. V., Slattery, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Speech+recognition+as+a+function+of+the+number+of+electrodes+used+in+the+SPEAK+cochlear+implant+speech+processor.">Speech recognition as a function of the number of electrodes used in the SPEAK cochlear implant speech processor.</a> Journal of speech, language, and hearing research: JSLHR. 40 (5), 1201-1215 (1997).</li><li>Kral, A., Hartmann, R., Mortazavi, D., Klinke, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+resolution+of+cochlear+implants:+the+electrical+field+and+excitation+of+auditory+afferents.">Spatial resolution of cochlear implants: the electrical field and excitation of auditory afferents.</a> Hearing research. 121 (1-2), 11-28 (1998).</li><li>Izzo, A. D., Suh, E., Pathria, J., Walsh, J. T., Whitlon, D. S., Richter, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selectivity+of+neural+stimulation+in+the+auditory+system:+a+comparison+of+optic+and+electric+stimuli.">Selectivity of neural stimulation in the auditory system: a comparison of optic and electric stimuli.</a> Journal of biomedical. 12 (2), 021008 (2007).</li><li>Richter, C. P., Rajguru, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spread+of+cochlear+excitation+during+stimulation+with+pulsed+infrared+radiation:+inferior+colliculus+measurements.">Spread of cochlear excitation during stimulation with pulsed infrared radiation: inferior colliculus measurements.</a> Journal of neural engineering. 8 (5), 056006 (2011).</li><li>Teudt, I. U., Maier, H., Richter, C. P., Kral, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acoustic+events+and+&#8220;optophonic&#8221;+cochlear+responses+induced+by+pulsed+near-infrared+laser.">Acoustic events and &#8220;optophonic&#8221; cochlear responses induced by pulsed near-infrared laser.</a> IEEE transactions on bio-medical engineering. 58 (6), 1648-1655 (2011).</li><li>Wang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-speed+mapping+of+synaptic+connectivity+using+photostimulation+in+Channelrhodopsin-2+transgenic+mice.">High-speed mapping of synaptic connectivity using photostimulation in Channelrhodopsin-2 transgenic mice.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (19), 8143-8148 (2007).</li><li>Kleinlogel, S., Feldbauer, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultra+light-sensitive+and+fast+neuronal+activation+with+the+Ca2+-permeable+channelrhodopsin+CatCh.">Ultra light-sensitive and fast neuronal activation with the Ca2+-permeable channelrhodopsin CatCh.</a> Nature neuroscience. 14 (4), 513-518 (2011).</li><li>Friesen, L. M., Shannon, R. V., Baskent, D., Wang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Speech+recognition+in+noise+as+a+function+of+the+number+of+spectral+channels:+comparison+of+acoustic+hearing+and+cochlear+implants.">Speech recognition in noise as a function of the number of spectral channels: comparison of acoustic hearing and cochlear implants.</a> The Journal of the Acoustical Society of America. 110 (2), 1150-1163 (2001).</li><li>Donaldson, G. S., Kreft, H. A., Litvak, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Place-pitch+discrimination+of+single-+versus+dual-electrode+stimuli+by+cochlear+implant+users+(L).">Place-pitch discrimination of single- versus dual-electrode stimuli by cochlear implant users (L).</a> The Journal of the Acoustical Society of America. 118 (2), 623-626 (2005).</li><li>Srinivasan, A. G., Shannon, R. V., Landsberger, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+virtual+channel+discrimination+in+a+multi-channel+context.">Improving virtual channel discrimination in a multi-channel context.</a> Hearing research. 286 (1-2), 19-29 (2012).</li><li>Zeng, F. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Speech+dynamic+range+and+its+effect+on+cochlear+implant+performance.">Speech dynamic range and its effect on cochlear implant performance.</a> The Journal of the Acoustical Society of America. 111 (1 Pt 1), 377-386 (2002).</li><li>Matic, A. I., Walsh, J. T., Richter, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+extent+of+cochlear+infrared+neural+stimulation+determined+by+tone-on-light+masking.">Spatial extent of cochlear infrared neural stimulation determined by tone-on-light masking.</a> Journal of biomedical. 16 (11), 118002 (2011).</li><li>Verma, R., Guex, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Auditory+responses+to+electric+and+infrared+neural+stimulation+of+the+rat+cochlear+nucleus.">Auditory responses to electric and infrared neural stimulation of the rat cochlear nucleus.</a> Hearing research. 310, 69-75 (2014).</li><li>Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+and+application+of+optogenetics.">The development and application of optogenetics.</a> Annual review of neuroscience. 34, 389-412 (2011).</li><li>Hegemann, P., Nagel, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+channelrhodopsins+to+optogenetics.">From channelrhodopsins to optogenetics.</a> EMBO molecular medicine. 5 (2), 173-176 (2013).</li><li>Packer, A. M., Roska, B., H&#228;usser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeting+neurons+and+photons+for+optogenetics.">Targeting neurons and photons for optogenetics.</a> Nature neuroscience. 16 (7), 805-815 (2013).</li><li>Nagel, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Channelrhodopsin-2,+a+directly+light-gated+cation-selective+membrane+channel.">Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (24), 13940-13945 (2003).</li><li>Nagel, G., Szellas, T., Kateriya, S., Adeishvili, N., Hegemann, P., Bamberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Channelrhodopsins:+directly+light-gated+cation+channels.">Channelrhodopsins: directly light-gated cation channels.</a> Biochemical Society transactions. 33 (Pt 4), 863-866 (2005).</li><li>Nagel, G., Brauner, M., Liewald, J. F., Adeishvili, N., Bamberg, E., Gottschalk, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light+activation+of+channelrhodopsin-2+in+excitable+cells+of+Caenorhabditis+elegans+triggers+rapid+behavioral+responses.">Light activation of channelrhodopsin-2 in excitable cells of Caenorhabditis elegans triggers rapid behavioral responses.</a> Current biology: CB. 15 (24), 2279-2284 (2005).</li><li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale,+genetically+targeted+optical+control+of+neural+activity.">Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity.</a> Nature neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).</li><li>Bamann, C., Kirsch, T., Nagel, G., Bamberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectral+characteristics+of+the+photocycle+of+channelrhodopsin-2+and+its+implication+for+channel+function.">Spectral characteristics of the photocycle of channelrhodopsin-2 and its implication for channel function.</a> Journal of molecular biology. 375 (3), 686-694 (2008).</li><li>Ritter, E., Stehfest, K., Berndt, A., Hegemann, P., Bartl, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+light-induced+structural+changes+of+Channelrhodopsin-2+by+UV-visible+and+Fourier+transform+infrared+spectroscopy.">Monitoring light-induced structural changes of Channelrhodopsin-2 by UV-visible and Fourier transform infrared spectroscopy.</a> The Journal of biological chemistry. 283 (50), 35033-35041 (2008).</li><li>Berndt, A., Prigge, M., Gradmann, D., Hegemann, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+open+states+with+progressive+proton+selectivities+in+the+branched+channelrhodopsin-2+photocycle.">Two open states with progressive proton selectivities in the branched channelrhodopsin-2 photocycle.</a> Biophysical journal. 98 (5), 753-761 (2010).</li><li>Kato, H. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystal+structure+of+the+channelrhodopsin+light-gated+cation+channel.">Crystal structure of the channelrhodopsin light-gated cation channel.</a> Nature. 482 (7385), 369-374 (2012).</li><li>Hegemann, P., M&#246;glich, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Channelrhodopsin+engineering+and+exploration+of+new+optogenetic+tools.">Channelrhodopsin engineering and exploration of new optogenetic tools.</a> Nature methods. 8 (1), 39-42 (2011).</li><li>Mattis, J., Tye, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+for+applying+optogenetic+tools+derived+from+direct+comparative+analysis+of+microbial+opsins.">Principles for applying optogenetic tools derived from direct comparative analysis of microbial opsins.</a> Nature methods. 9 (2), 159-172 (2012).</li><li>Arenkiel, B. R., Peca, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vivo+Light-Induced+Activation+of+Neural+Circuitry+in+Transgenic+Mice+Expressing+Channelrhodopsin-2.">In Vivo Light-Induced Activation of Neural Circuitry in Transgenic Mice Expressing Channelrhodopsin-2.</a> Neuron. 54 (2), 205-218 (2007).</li><li>Tomita, H., Sugano, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+Properties+of+Transgenic+Rats+Harboring+the+Channelrhodopsin-2+Gene+Regulated+by+the+Thy-1.2+Promoter.">Visual Properties of Transgenic Rats Harboring the Channelrhodopsin-2 Gene Regulated by the Thy-1.2 Promoter.</a> PLoS ONE. 4 (11), e7679 (2009).</li><li>Hernandez, V. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+stimulation+of+the+auditory+pathway.">Optogenetic stimulation of the auditory pathway.</a> The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).</li><li>Madisen, L., Mao, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+toolbox+of+Cre-dependent+optogenetic+transgenic+mice+for+light-induced+activation+and+silencing.">A toolbox of Cre-dependent optogenetic transgenic mice for light-induced activation and silencing.</a> Nature Neuroscience. 15 (5), 793-802 (2012).</li><li>Yizhar, O., Fenno, L. E., Davidson, T. J., Mogri, M., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetics+in+neural+systems.">Optogenetics in neural systems.</a> Neuron. 71 (1), 9-34 (2011).</li><li>Hernandez, V. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+stimulation+of+the+auditory+pathway.">Optogenetic stimulation of the auditory pathway.</a> The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).</li><li>Gunaydin, L. A., Yizhar, O., Berndt, A., Sohal, V. S., Deisseroth, K., Hegemann, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrafast+optogenetic+control.">Ultrafast optogenetic control.</a> Nature neuroscience. 13 (3), 387-392 (2010).</li><li>Klapoetke, N. C., Murata, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Independent+optical+excitation+of+distinct+neural+populations.">Independent optical excitation of distinct neural populations.</a> Nature methods. 11 (3), 338-346 (2014).</li></ol>

Yazarlar hiçbir rakip mali çıkarlarının olmadığını beyan ederim.

Tarif edilen deneyler SGNs en Optogenetic uyarılmasını göstermektedir, ve prensip olarak, aynı zamanda, iç ve / veya dış saç hücrelerini uyarmak için kullanılabilir opsins ekspresyonunu sağladı. Bu deneyler çok sabır ve özen gerektirir. Daha önce de belirtildiği gibi, en önemli adımlar ışık kaynağının iyi cochleostomy / yuvarlak bir pencere ekleme hem de uygun bir konumu ve yönelimi vardır. ChR2 kullanarak Optogenetic stimülasyonu ile sınırlamaları vardır. S...

Dünya Sağlık Örgütü&#39;ne göre, 360 milyon insan dünyada işitme kaybına muzdarip. Sağır deneklerde, CI&#39;lerin tarafından SGNs doğrudan elektriksel uyarım bunların 1,2,4,5 çoğunluğunda açık konuşma anlama etkinleştirin. Olsa bile CIs nedenle en başarılı neuroprosthesis olmaktan, 200.000 &#39;den fazla insan implante edilmiş, mevcut koklear implant ile tahrik ses kodlama sınırlıdır. CIs her biri işitme siniri böylece kokleadaki Corti işlevsiz duyusal organı atlayarak bir tonotopic bölgesini aktive elektrotlar belli sayısına göre elektrik stimülasyonu dayanmaktadır. Normal işitme dinleyici Ancak bugünün CI sadece yukarı 12-22 frekans kanalları 4 için kullanmak, 2.000 &#39;den fazla frekansları ayırt edebilir. Bu, pek çok farklı ses frekanslarının 8,15 temsil SGNs çok sayıda aktive her Uyarıcı elektrotun 7,9, geniş çaplı bir akım akışına etmektir. Buçok-kutuplu bir sınırlama stimülasyonu kullanılarak, ancak bu daha yüksek bir güç tüketimi 16,17 pahasına geliştirilebilir. Ses yoğunluğu için kendi çıkış dinamik aralığı da genellikle 6-20 dB 4,18 aşağıda, sınırlıdır. Bu nedenlerle, iyileştirilmesi sıklığı ve yoğunluğu çözünürlüğü gürültülü ortamlarda, prozodi anlama ve müzik algısı konuşma tanıma iyileştirmek CI performansını artırmak için önemli hedeflerdir. Işitme siniri uyarmak için farklı bir seçenek optik stimülasyon. Işık uygun, daha iyi mekansal hapsini vaat frekans çözünürlüğü artırmak ve aynı zamanda daha iyi bir yoğunluk çözünürlükle sonuçlanır, dinamik yelpazemizi genişleterek, küçük bir SGN nüfusu hedef odaklı olabilir. Nitekim, kızılötesi ışık ile koklear uyarım hayvan modellerinde 10,11,19 mükemmel frekans çözünürlüğü göstermiştir. Uyarım bu tür dezavantajlarından biri, elektrik uyarımı daha yüksek enerjili gerektirmesidir <sus&gt; 10,11. Ayrıca, doğrudan işitsel nöronlar uyarma yöntemi yeteneği hakkında kabul 12,20 artmıştır. Kızılötesi stimülasyon alternatif olarak, SGNs ışığa duyarlı hale getirmek için optogenetik kullanır. Optogenetik non-invaziv genetik ve optik tekniklerini birleştiren ve özellikle yüksek zamansal hassasiyet (yorum 21-23) ile kontrol hücreleri yeni bir yaklaşımdır. Şu anda en sık kullanılan yöntem Chlamydomonas reinhardtii mikrobiyal channelrhodopsin 2 (CHR2) geninin ifadesini kullanan ve bir ışık geçişli katyon kanalı 24 şifreleyen, bunların türevleri olabilir. CHR2 nöronlar dönüştürülebilen ve mavi ışık ile aktive edildiğinde, böylece hücreler, 24-27, depolarize edici olmayan-selektif katyon kanal hareket eden bir 7-transmembran-sarmal bir proteindir. ChR2, iyi karakterize edilmiştir 24,28- 31 ve pek çok çeşidi Actio değiştirmek için geliştirilmiştirn spektrumu, yolluk ve geçirgenlik özellikleri 32,33. Çalışmalarımızın amacı, işitme yollarının aktivasyonu için koklear optogenetik kurmaktır. Bu işitsel siniri uyarmak için Optogenetic yaklaşım channelrhodopsin ekspresyonu için spiral ganglion genetik manipülasyonu gerektirir unutmayın. Fare ve sıçanlarla yapılan çalışma tonotopic eksenleri boyunca ve 36 hayvan içinde çok az değişkenlik olan channelrhodopsin üretilmesini sağlamak mevcut transgenik hayvanların 13,34,35 kullanımını sağlar. Uygun Cre çizgilerle koşullu alelleri 37 birleştiren hücreye spesifik eksprese edilmesini sağlar. Diğer hayvanların spiral ganglion gen transferi gibi optogenetik 38, standart bir yaklaşımdır adeno-ilişkili virüs ve 36 farelerde iyi çalışması için gösterdi virüsün kullanılmasını gerektirir. Genetik manipülasyon ve bu immünohistokimyası gibi yan etkileri için yabancı proteinlerin ayı riskleri kodlayan Transgenlerin ifadesiNE reaksiyonu ve / veya çoğalması dahil, tehlikeye durum ya da genetik olarak manipüle edilmiş hücrelerden hatta ölüm. Bu gösteri amaçla optik işitsel yolu uyarmak için Thy-1 yükselticisi 13 altında sarmal gangliyon nöronlarındaki ChR2 ifade eden transgenik fareler kullanır. Biz SGNs 39 içine varyant yakalamak 14 virüs kaynaklı transfer ile gösterildiği gibi, diğer channelrhodopsin varyantları, aynı amaç için kullanılabilir unutmayın. Koklear optogenetik genetik manipülasyon gerektirir iken, optimize SGN uyarılması için moleküler ayar sunar ve elektriksel stimülasyon ile kıyaslandığında sözler sıklığı ve yoğunluğu çözünürlüğü geliştirilmiş. Işitsel yolun optogenetic uyarılması araştırma işitme için son derece önem taşımaktadır. Örneğin, ses localizat spektral entegrasyon için gereksinimi analizi, gelişim sırasında tonotopy bir aktivite-bağımlı arıtma çalışmalarında ilerlemeler vaatiyonu ve merkezi işitme sistemine frekansa özgü iletici çıkıntılar arasındaki etkileşim ölçüde.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="769">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Urethane</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>U2500-100G</td>
			<td>Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine HCl</td>
			<td>RXV</td>
			<td></td>
			<td>Sedative and analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Reckitt Benckiser</td>
			<td></td>
			<td>Analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-10</td>
			<td>It is used to hold hard tissue, e.g. bone or materials. Never use them to hold soft delicated tissue&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 - Fine Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11254-20</td>
			<td>Only to be used to hold soft tissue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scissors - Sharp</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14060-09</td>
			<td>To open the skin and help with the muscle dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lempert Rongeurs&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>16004-16</td>
			<td>They are very useful to easily remove the bone from the bulla</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>473-nm laser&#160;</td>
			<td>Changchun New Industries</td>
			<td>MLL-III473</td>
			<td>100 mW solid state 473 nm laser</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser driver&#160;</td>
			<td>Changchun New Industries</td>
			<td>DPSSL MLL 100 mW</td>
			<td>TTL operated laser driver</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 &#181;m optical fiber</td>
			<td>Any comercial ; e.g. Thorlabs</td>
			<td>M42L05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acousto-optical modulator</td>
			<td>Crystal Technology, Inc.</td>
			<td>PCAOM VIS</td>
			<td>Control the amount of light coupled into the fiber from the laser</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Controller for Acousto-optical modulator</td>
			<td>Crystal Technology, Inc.</td>
			<td>160T1-8SAR-24-0.8</td>
			<td>Control the acousto-optic modulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solo2 laser power &#38; energy meter</td>
			<td>Gentec-EO</td>
			<td></td>
			<td>Used to measure light intensity of the LED and the fiber coupled laser</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blue &#181;LED</td>
			<td>Cree</td>
			<td>C470UT200</td>
			<td>It is necessary to build several &#956;LED devices because easily get damaged or the isolation is not good enough</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TDT System&#160;</td>
			<td>Tucker-Davis Technologies</td>
			<td>RZ6-A-P1</td>
			<td>It can be used any system for stimulus generation&#160; presentation and data acquisition</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single-shank, 16-channel silicon probe</td>
			<td>Neuronexus</td>
			<td>a1x16-5mm-100-177-CM16LP&#160;</td>
			<td>These are fragile devises, must be handled carefully and cleaned after use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Omnidrill</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>503598</td>
			<td>Perform craniotomy for IC recordings and reference screw implantation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Drill Steel Burrs</td>
			<td>any commercial; e.g. Fine Science Tools</td>
			<td>19007-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Self tapping bone screw</td>
			<td>any commercial; e.g. Fine Science Tools</td>
			<td>19010-10</td>
			<td>Reference screw</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>any commercial; e.g. Luigs+NeumannInVivo Unit Junior 4 axis</td>
			<td></td>
			<td>Positioning of recording probe</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

optogenetic stimulation of the auditory nerve

Koklear implant (CI) spiral ganglion nöronları (SGNs) Doğrudan elektrik stimülasyonu implante sağır konularda 1- 6 çoğunluğunda açık konuşma anlama sağlar. Yine de, mevcut CI ile ses kodlama nedeniyle koklea 7-9&#39;un tonotopic ekseni boyunca SGNs çok sayıda aktive her elektrot temas geniş akımı yaymak için zayıf sıklığı ve şiddeti çözünürlüğe sahiptir. Optik stimülasyon uzaysal fazla dolayısıyla, SGNs aktivasyonunu sınırlı ve sözler elektriksel stimülasyon, kodlama yüksek frekans çözünürlüğü için bir alternatif olarak önerilmiştir. Son yıllarda, koklea doğrudan kızılötesi aydınlatma işitme siniri 10 tepkiler uyandırmak için kullanılır olmuştur. Elektriksel stimülasyon 10,11 ve belirsizlik altında yatan mekanizma 12 olarak kalır daha Yine de yüksek enerjileri gerektirir. Burada SGNs uyarma optogenetik dayanan bir yöntem açıklanmaktadırchannelrhodopsin 2 (CHR2) 13 veya ChR2 varyant catch 14 virüs aracılı ifade nöronal ifadesi ile transgenik fareler kullanılarak düşük yoğunlukta mavi ışık ile. Biz küçük bir yapay açıklık (cochleostomy) veya yuvarlak pencereden ChR2 ifade SGNs uyarmak için diyotlar (μLEDs) ve fiber lazerler yayan mikro-ışık kullanılır. Biz ışık uyarılmış potansiyeller (Optogenetic işitsel beyinsapı cevabı: oABR) arasında kafa derisi kayıtları ile yanıtları analiz veya işitsel yolundan mikroelektrod görüntüleri ve akustik ve elektrik stimülasyonu ile karşılaştırıldı.

<html> Optimal bir cochleostomy kritiktir ve başarılı bir deney olasılığını arttırır. Bu pencere, düzenli küçük olduğu anlamına gelir ve iç Kohleanın yaralanma yok yoktur. Örneğin, kanama stria vaskularis hasar gösterir. Bunun iyi bir örneği Şekil 1B &#39;de verilmiştir. ChR2 transgenik fareler kullanılarak, ChR2 koklea (Şekil 1C) içindeki SGNs ifade edilir. Ya, μLED veya lazer ile mavi ışık aydınlatma genlik ...

Watch this Scientific Journal Video about Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve at JoVE.com

Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

Koklear implantlar (CI) işitme siniri doğrudan elektriksel stimülasyon ile işitme sağlarlar. Bununla birlikte, kötü sıklığı ve yoğunluğu çözünürlüğü CI ile işitme kalitesini sınırlar. Burada işitsel araştırma ve gelecekteki CI&#39;ler geliştirmek için alternatif bir strateji olarak farelerde işitme sinirinin Optogenetic uyarılmasını açıklamaktadır.

İşitsel Sinir optogenetic uyarılması

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted ...

optogenetic-stimulation-of-the-auditory-nerve

Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.5K Görüntüleme.  University Medical Center Goettingen.  Koklear implantlar (CI) işitme siniri doğrudan elektriksel stimülasyon ile işitme sağlarlar. Bununla birlikte, kötü sıklığı ve yoğunluğu çözünürlüğü CI ile işitme kalitesini sınırlar. Burada işitsel araştırma ve gelecekteki CI'ler geliştirmek için alternatif bir strateji olarak farelerde işitme sinirinin Optogenetic uyarılmasını açıklamaktadır. 

Video: Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

TMS: Using the Theta-Burst Protocol to Explore Mechanism of Plasticity in Individuals with Fragile X Syndrome and Autism

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS display abnormalities in the expression of FMR1 - a protein required for typical, healthy neural development.3 Recent data has suggested that the loss of this protein can cause the cortex to be hyperexcitable thereby affecting overall patterns of neural plasticity.4,5
In addition, Fragile X shows a strong comorbidity with autism: in fact, 30% of children with FXS are diagnosed with autism, and 2 - 5% of autistic children suffer from FXS.6
Transcranial Magnetic Stimulation (a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability via the application of localized magnetic field pulses 7,8) represents a unique method of exploring plasticity and the manifestations of FXS within affected individuals. More specifically, Theta-Burst Stimulation (TBS), a specific stimulatory protocol shown to modulate cortical plasticity for a duration up to 30 minutes after stimulation cessation in healthy populations, has already proven an efficacious tool in the exploration of abnormal plasticity.9,10 
Recent studies have shown the effects of TBS last considerably longer in individuals on the autistic spectrum - up to 90 minutes.11 This extended effect-duration suggests an underlying abnormality in the brain's natural plasticity state in autistic individuals - similar to the hyperexcitability induced by Fragile X Syndrome.
In this experiment, utilizing single-pulse motor-evoked potentials (MEPs) as our benchmark, we will explore the effects of both intermittent and continuous TBS on cortical plasticity in individuals suffering from FXS and individuals on the Autistic Spectrum.

In this article, we examine the effects of Theta-Burst TMS stimulation on cortical plasticity in individuals suffering from Fragile X syndrome and individuals on the autistic spectrum.

TMS: Fragile X Sendromu ve Otizm Bireylerde Plastisite, Mechasnism keşfedin Theta-Burst Protokolü kullanma

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS ...

Nörobilim

The NeuroStar TMS Device: Conducting the FDA Approved Protocol for Treatment of Depression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic fields. These rapidly alternating fields induce electrical currents within localized, targeted regions of the cortex which are associated with various physiological and functional brain changes.1,2,3
In 2007, O'Reardon et al., utilizing the NeuroStar device, published the results of an industry-sponsored, multisite, randomized, sham-stimulation controlled clinical trial in which 301 patients with major depression, who had previously failed to respond to at least one adequate antidepressant treatment trial, underwent either active or sham TMS over the left dorsolateral prefrontal cortex (DLPFC). The patients, who were medication-free at the time of the study, received TMS five times per week over 4-6 weeks.4
The results demonstrated that a sub-population of patients (those who were relatively less resistant to medication, having failed not more than two good pharmacologic trials) showed a statistically significant improvement on the Montgomery-Asberg Depression Scale (MADRS), the Hamilton Depression Rating Scale (HAMD), and various other outcome measures. In October 2008, supported by these and other similar results5,6,7, Neuronetics obtained the first and only Food and Drug Administration (FDA) approval for the clinical treatment of a specific form of medication-refractory depression using a TMS Therapy device (FDA approval K061053).
In this paper, we will explore the specified FDA approved NeuroStar depression treatment protocol (to be administered only under prescription and by a licensed medical profession in either an in- or outpatient setting).

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the FDA approved depression treatment protocol using the Neuronetics NeuroStar TMS device.

NeuroStar TMS Aygıt: FDA yürütülmesi Depresyon Tedavisinde Protokolü Onaylandı

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic ...

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells in the walls of the lateral ventricle give rise to neuroblasts that migrate for several millimeters along the rostral migratory stream (RMS) to reach and incorporate into the olfactory bulb. To study the different steps and the impact of adult-born neuron integration into preexisting olfactory circuits, it is necessary to selectively label and manipulate the activity of this specific population of neurons. The recent development of optogenetic technologies offers the opportunity to use light to precisely activate this specific cohort of neurons without affecting surrounding neurons4,5. Here, we present a series of procedures to virally express Channelrhodopsin2(ChR2)-YFP in a temporally restricted cohort of neuroblasts in the RMS before they reach the olfactory bulb and become adult-born neurons. In addition, we show how to implant and calibrate a miniature LED for chronic in vivo stimulation of ChR2-expressing neurons.

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Adult-born neurons of the olfactory bulb can be optogenetically controlled using Channelrhodopsin2-expressing lentiviral injection in the rostral migratory stream and chronic photostimulation with an implanted miniature LED.

Kronik Yetişkin doğmuş Koku Nöronlar Seçici Viral İletimi In vivo Optogenetic Uyarım

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells ...

Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard for analyzing patterns of synaptic connectivity, but paired electrophysiological recordings can be both cumbersome and experimentally limiting. The development of optogenetics has introduced an elegant method to stimulate neurons and circuits, both in vitro1 and in vivo2,3. By exploiting cell-type specific promoter activity to drive opsin expression in discrete neuronal populations, one can precisely stimulate genetically defined neuronal subtypes in distinct circuits4-6. Well described methods to stimulate neurons, including electrical stimulation and/or pharmacological manipulations, are often cell-type indiscriminate, invasive, and can damage surrounding tissues. These limitations could alter normal synaptic function and/or circuit behavior. In addition, due to the nature of the manipulation, the current methods are often acute and terminal. Optogenetics affords the ability to stimulate neurons in a relatively innocuous manner, and in genetically targeted neurons. The majority of studies involving in vivo optogenetics currently use a optical fiber guided through an implanted cannula6,7; however, limitations of this method include damaged brain tissue with repeated insertion of an optical fiber, and potential breakage of the fiber inside the cannula. Given the burgeoning field of optogenetics, a more reliable method of chronic stimulation is necessary to facilitate long-term studies with minimal collateral tissue damage. Here we provide our modified protocol as a video article to complement the method effectively and elegantly described in Sparta et al.8 for the fabrication of a fiber optic implant and its permanent fixation onto the cranium of anesthetized mice, as well as the assembly of the fiber optic coupler connecting the implant to a light source. The implant, connected with optical fibers to a solid-state laser, allows for an efficient method to chronically photostimulate functional neuronal circuitry with less tissue damage9 using small, detachable, tethers. Permanent fixation of the fiber optic implants provides consistent, long-term in vivo optogenetic studies of neuronal circuits in awake, behaving mice10 with minimal tissue damage.

The development of optogenetics now provides the means to precisely stimulate genetically defined neurons and circuits, both in vitro and in vivo. Here we describe the assembly and implantation of a fiber optic for chronic photostimulation of brain tissue.

Beyin Dokusu Kronik Optogenetic uyarılması için Fiber-optik İmplantasyon

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Yılında Escape Davranış Optogenetic Uyarım<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Selective Tracing of Auditory Fibers in the Avian Embryonic Vestibulocochlear Nerve

The embryonic chick is a widely used model for the study of peripheral and central ganglion cell projections. In the auditory system, selective labeling of auditory axons within the VIIIth cranial nerve would enhance the study of central auditory circuit development. This approach is challenging because multiple sensory organs of the inner ear contribute to the VIIIth nerve 1. Moreover, markers that reliably distinguish auditory versus vestibular groups of axons within the avian VIIIth nerve have yet to be identified. Auditory and vestibular pathways cannot be distinguished functionally in early embryos, as sensory-evoked responses are not present before the circuits are formed. Centrally projecting VIIIth nerve axons have been traced in some studies, but auditory axon labeling was accompanied by labeling from other VIIIth nerve components 2,3. Here, we describe a method for anterograde tracing from the acoustic ganglion to selectively label auditory axons within the developing VIIIth nerve. First, after partial dissection of the anterior cephalic region of an 8-day chick embryo immersed in oxygenated artificial cerebrospinal fluid, the cochlear duct is identified by anatomical landmarks. Next, a fine pulled glass micropipette is positioned to inject a small amount of rhodamine dextran amine into the duct and adjacent deep region where the acoustic ganglion cells are located. Within thirty minutes following the injection, auditory axons are traced centrally into the hindbrain and can later be visualized following histologic preparation. This method provides a useful tool for developmental studies of peripheral to central auditory circuit formation.

Here we describe a microdissection technique followed by fluorescent dye injection into the acoustic ganglion of early chick embryos for selective tracing of auditory axon fibers in the nerve and hindbrain.

Kuş Embriyonik vestibülokoklear sinir İşitsel Elyaf seçici Aydınger

The embryonic chick is a widely used model for the study of peripheral and central ganglion cell projections. In the auditory system, selective labeling ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

Kemirgen Santral Sinir Sistemi vivo optogenetic Stimülasyon içinde

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Direct Visualization of the Murine Dorsal Cochlear Nucleus for Optogenetic Stimulation of the Auditory Pathway

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. Few studies have examined gene transfer to the central auditory system. The dorsal cochlear nucleus (DCN) of the brainstem, which contains second order neurons of the auditory pathway, is a potential site for gene transfer. In this protocol, a technique for direct and maximal exposure of the murine DCN via a posterior fossa approach is demonstrated. This approach allows for either acute or survival surgery. Following direct visualization of the DCN, a host of experiments are possible, including injection of opsins into the cochlear nucleus and subsequent stimulation by an optical fiber coupled to a blue light laser.&#160;Other neurophysiology experiments, such as electrical stimulation and neural injector tracings are also feasible.&#160;The level of visualization and the duration of stimulation achievable make this approach applicable to a wide range of experiments.

The goal of this protocol is to outline a surgical approach to provide direct access to the dorsal cochlear nucleus in a murine model.

İşitsel Yolu ve optogenetic Stimülasyon için Murin Dorsal Koklear Çekirdek Doğrudan Görselleştirme

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. ...

Assessment of Neuromuscular Function Using Percutaneous Electrical Nerve Stimulation

Percutaneous electrical nerve stimulation is a non-invasive method commonly used to evaluate neuromuscular function from brain to muscle (supra-spinal, spinal and peripheral levels). The present protocol describes how this method can be used to stimulate the posterior tibial nerve that activates plantar flexor muscles. Percutaneous electrical nerve stimulation consists of inducing an electrical stimulus to a motor nerve to evoke a muscular response. Direct (M-wave) and/or indirect (H-reflex) electrophysiological responses can be recorded at rest using surface electromyography. Mechanical (twitch torque) responses can be quantified with a force/torque ergometer. M-wave and twitch torque reflect neuromuscular transmission and excitation-contraction coupling, whereas H-reflex provides an index of spinal excitability. EMG activity and mechanical (superimposed twitch) responses can also be recorded during maximal voluntary contractions to evaluate voluntary activation level. Percutaneous nerve stimulation provides an assessment of neuromuscular function in humans, and is highly beneficial especially for studies evaluating neuromuscular plasticity following acute (fatigue) or chronic (training/detraining) exercise.

We present a protocol to assess changes in neuromuscular function. Percutaneous electrical nerve stimulation is a non-invasive method that evokes muscular responses. Electrophysiological and mechanical properties of these responses permit the evaluation of neuromuscular function from brain to muscle (supra-spinal, spinal and peripheral levels).

Perkütan Elektriksel Sinir Stimülasyonu kullanma Nöromüsküler Fonksiyonu Değerlendirilmesi

Percutaneous electrical nerve stimulation is a non-invasive method commonly used to evaluate neuromuscular function from brain to muscle (supra-spinal, ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.