Name: murine kidney transplant technique
Uploaded: 2015-10-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Murine Kidney Transplant Technique at JoVE.com

עבודה זו נתמכה בחלקו על ידי 1R03DK096151.

כל העכברים נרכשו מהמעבדה ג&#39;קסון (בר הרבור, ME) ושוכנו בתנאים חופשיים הפתוגן באוניברסיטת קולורדו בדנוור, מתקן ברברה דייויס מרכז בעלי חיים על פי הנחיות NIH ועם אישורה של אוניברסיטת קולורדו דנבר IACUC. קציר כליות 1. התורם <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר את כל המכשירים, ללבוש כפפות סטריליות בכל ההליך ולשמור על שדה סטרילי. לבצע את כל הניתוחים בשימוש במיקרוסקופ הפעלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בניתוח להסיר כליות תורם עכבר מ( קילוגרם IP 60mg /) תורמים-הרדים pentobarbital. לברר לעומק של הרדמה על ידי הבוהן קמצוץ, ולבחון את קצב הנשימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קליפ הפרווה אז לשתק את העכבר על ידי ריסון 4-דרך. הכן את העור עם povidone- יוד ולעטוף את העכבר בצורה סטרילית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך אנכי בטן 2 קו האמצע סנטימטר ולהיכנס לחלל הבטן. לחזור מעי superiorly ולהחצין את זהעל החזה. שמור את המעי עטוף בגזה לחה סטרילי לאורך כל ההליך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את כלי בטן הגדולים ולגייס אותם, לזהות כל סניפים המותני וגם לצרוב או לקשור אותם עם 10/0 תפר ניילון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מייד דיסטלי כלי הכליה השמאלי להקניט את נחות הווריד נבוב (IVC) ואב עורקים בבטן (AA) לגזרים על ידי נתיחה בוטה על כ 2 מ&quot;מ. ולקשור עם 10/0 ניילון ולחלק עורקים קטנים וסניפי ורידים מכלי הכליות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכשיו להפריד את וריד הכליה מעורק הכליה בקפידה על ידי נתיחה בוטה של ​​מבנים אלה. זה מאפשר ליצירה מדויקת של תיקון קארל בקצה הפרוקסימלי של עורק הכליה, אשר תשמש ליצירת השקה קצה לצד למקבלי IVC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לזהות, לקשור ולחלק את כלי יותרת הכליה השמאלי. זה מאפשר גישה לאב עורקי suprarenal ותפר 6-0 משי ממוקם סביב אב העורקים בהכנה לקשירה, אבל לא קשור בשלב זה. </li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגייס את הכליות, כלי דם ושופכן מfacia שמסביב. סובב את הכליות לימין ולקשור / לחלק כל סניפים אחורי. לאחר מכן להחזיר את הכליות לשמאל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכשיו להפנות את תשומת לב לשופכן. מבלי להפריע hilum הכליה לשחרר את השופכן מטיפול לקיחת facia סביב לשמר את כלי ureteric. מחלקים את השופכן ברמה של הזרע ductus. הכליות היא מוכנות לשחזור החברה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לאט להזריק 300 יחידות של הפרין לIVC דיסטלי כך heparinizing התורם. לקשור את תפר 6-0 משי ממוקם סביב AA suprarenal וינקב בכליות השמאלית דרך אב העורקים בבטן דיסטלי עם 0.8ml של תמיסת מלח הפרין (100 U / ml). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שזלוף חדל ליצור תיקון קארל ורידים מייד לחסל את הזרימה חוזרת לכליות. לחזור וריד הכליה לכליה חושפת AA ועורק כליה מתחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחלקים את אב העורקים בסמוך לעורק הכליה יצירת העקב ולשרוול דואר כפי שמוצג באיור 1. הסר את הכליות, כלי הדם ושופכן מהתורם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הכליות ישירות לנמען מוכן מראש (זמן 0 דקות קר איסכמיה) או מאוחסן על 4 מעלות צלסיוס בפתרון של בחירה במשך זמן שנקבע מראש עד למועד השתלה. מורדמים התורמים ידי exsanguanation ונקע בצוואר הרחם. סה&quot;כ זמן להתאושש כליות תורמות הוא כ. 15-20 דקות. </li></ol> טכניקה שתל 2. כליות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את עכבר הנמען עם pentobarbital (60 מ&quot;ג / קילוגרם מינון ראשוני IP, 25mg מינון משלים / קילוגרם IP אם נדרש). לברר לעומק של הרדמה על ידי הבוהן קמצוץ, ולבחון את קצב הנשימה. קליפ הפרווה אז לשתק את העכבר על ידי ריסון 4-דרך ולהחיל משחת עיניים לעיניים. הכן את העור עם povidone- יוד ולעטוף את העכבר בצורה סטרילית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך אנכי בטן 2 קו האמצע סנטימטר ולהיכנס לחלל הבטן. לחזור המעיsuperiorly ולהחצין לחזה. שמור את המעי עטוף בגזה לחה סטרילי לאורך כל ההליך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב זה לבצע כריתת כליה תקין. ולקשור את עורק הכליה ווריד עם 6-0 תפרי משי. בלו דיסטלי הכליות לתפרים. לקשור את השופכן עם 6-0 משי ולאחר מכן לחלק הפרוקסימלי לכליות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבודד את וריד אב העורקים בבטן ונבוב נחות (IVC) מתחת לכלי הכליות. מניחים 4-0 קשרי כותנה סביב אב העורקים וIVC מעולה אז נחות לאתר ההשקה. לזהות ולקשור כל כלי המותני בתחום עם 10-0 תפר ניילון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קשר קשרי הכותנה, ראשון הנחות ואחריו מעולה. בדרך זו כמה דם נשמרים באב העורקים עושים aortotomy קלים יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טופס aortotomy עם מחט 30G להיכנס ללומן של אב העורקים. להאריך את החתך עם מספריים מיקרו קנס לאורך של כ 2 מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך קץ להשקת צד של שרוול העקב ובוהן אב העורקים תורם לאב העורקים הנמען באופנה הבאה. מניחים תפר שהות תפר 10-0 ניילון באב העורקים ותורם לזווית הנחותה של החתך באב עורקי הנמען והעניבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח 10-0 ניילון שני מול הראשון באב עורקי התורם והפינה מעולה של החתך באב העורקים ועניבת הבטן. הפוך קו תפר פועל ממעולה לנחות בקיר לרוחב של אב העורקים ולקשור נגד תפר השהות הניח בעבר. אז תפר את הקיר המדיאלי באופנה ועניבה פועלת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך קץ להשקת צד של עורק הכליה התורם למקבל IVC באופנה הבאה. לנקב את IVC עם מחט 30G ולהרחיב את החתך במספריים מיקרו קנס. לקשור את עורק הכליה התורם לפינה הנחות של החתך בIVC עם 10-0 ניילון. הפוך קו תפר פועל בין עורק הכליה וIVC והעניבה. הערה: זה גם חשוב וחיוני שעובי מלא עובר מחט התפר כולל adventit כלי הדםIA ואינטימה מושגות. Eversion של הקצוות גם מבטיח כי יש קשר אינטימה לאינטימה, אשר מסייע באיטום וריפוי של anastomoses. בעוד סוכן קרישה עוצר דמום יכול להיות שימושי לצמצום דליפות, אנו ממליצים שמנתח במקום להסתמך על טכניקה טובה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שanastomoses הם &quot;נקי&quot;. כלומר, שהקירות היריבים לא נתפסו בעת ביצוע תפרים. זה יגרום התכווצות משמעותית לזרום שיגרמו שתל נכשל ובמקרים קיצוניים לשיתוק גפיים האחורי. הערה: הגורם חשוב ביותר נוסף הוא להבטיח כי המתח של קווי תפר בהשקה הוא גם אופטימלי. רופף מדי ולא יהיו דליפה בלתי הפיכה, הדוקה מדי וצרות לזרום יגרום. אם בצד העורקים זה יגרום זלוף העני של השתל, אם בצד ורידי כליות צפופות יגרמו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שחרר את זרימת ורידי 4-0 עניבת כותנה מחדש הקמת דיסטלי. ברגע עצירת הדימום של Venoהשקתנו נצפתה בהדרגה לשחרר את העניבה הפרוקסימלי 4-0 הכותנה ולבחון את ההשקה העורקים לעצירת דימום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את קשרי כותנה מהעכבר פעם אחת שני anastomoses נחשב מאובטח. פירס השלפוחית ​​עם מחט 20 G יצירת שני חורים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעבור את הטיפים של מלקחיים מעוקלים דרך החורים ולמשוך את השופכן התורם דרך שלפוחית ​​השתן עם המלקחיים עם הקצה הפרוקסימלי של השופכן שמעוגן לקיר שלפוחית ​​השתן עם שני 10-0 תפרי ניילון. חתוך את האורך העודף של השופכן הבולט מהחור השני מאפשר השופכן לחזור בתוך שלפוחית ​​השתן ולסגור את החור עם שני 10-0 תפרי ניילון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להחזיר את המעי לבטן. סגור את דופן הבטן בשתי שכבות באמצעות 5-0 תפר משי באופנת ריצה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל בולוס 1.0 מיליליטר של תמיסת מלח סטרילית, חמה רגילה לתוך הבטן כהחייאת נוזלים על סגירה, ולהזריק 0.8 מיליליטר של שלאחר ניתוח מתחת לעור מלח רגיל. אין supporti האחרצעדי ve נדרשים במהלך הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשחזר את החיה על שמיכת התחממות. זמן שתל כולל הוא כ. 35-45 דק &#39;. לנהל משככי כאבים כגון עצירות, 0.05 מ&quot;ג / קילוגרם, SC, 0.1-0.2 מיליליטר בתחילת ההליך וכל שעה 6-12 למנותח 72 שעות. </li></ol> 3. נגדי כריתת כליה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בהתאם לדרישות הפרוטוקול, כמה ימים לאחר הליך השתל, לבצע כריתת כליה נגדי תחת ההרדמה isoflurane (5% isoflurane בשאיפה לזירוז, 1.5-2.0% לתחזוקה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזן את חלל הבטן ובעדינות לחזור המעי לזכותו של בעלי החיים. לחשוף את הכליה השמאלית ולנתח בוטים מfascia שמסביב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ולקשור את העורק, וריד הכליה והשופכן עם 6-0 תפרי משי ולאחר מכן יחתוך את הכליה מעל התפרים ולהסיר את הכליות. זמן ניתוח כולל הוא כ. 10 דקות. </li></ol> 4. הערכת שתל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> creati סרום מידהתשע בשיטת picrate אלקליין (התגובה יפה). </li></ol>

<ol>
	<li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity.</a> Transplant Proc. 5 (1), 721-725 (1973).</li><li>Kalina, S. L., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microsurgical+technique+for+renal+transplantation+in+mice.">A microsurgical technique for renal transplantation in mice.</a> Aust N Z J Surg. 63 (3), 213-216 (1993).</li><li>Han, W. R., Murray-Segal, L. J., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+technique+for+kidney+transplantation+in+mice.">Modified technique for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 19 (6), 272-274 (1999).</li><li>Ge, F., Gong, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Strategies+for+successfully+establishing+a+kidney+transplant+in+a+mouse+model.">Strategies for successfully establishing a kidney transplant in a mouse model.</a> Exp Clin Transplant. 9 (5), 287-294 (2011).</li><li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Learning+curve,+surgical+results+and+operative+complications+for+kidney+transplantation+in+mice.">Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D,+H-2K,+and+non-H-2+antigens+in+rejection.">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li><li>Zhang, Z., Chen, H., Qian, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+Transplantation+in+Mice.">Kidney Transplantation in Mice.</a> Experimental Organ Transplantation. , 45-64 (2013).</li><li>Zhang, L., Moskovitz, M., Piscatelli, S., Longaker, M. T., Siebert, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamic+study+of+different+angled+end-to-side+anastomoses.">Hemodynamic study of different angled end-to-side anastomoses.</a> Microsurgery. 16 (2), 114-117 (1995).</li><li>Liu, Q., Mirc, D., Fu, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+mechanisms+of+thrombosis+in+intact+bent+microvessels+of+rat+mesentery.">Mechanical mechanisms of thrombosis in intact bent microvessels of rat mesentery.</a> J Biomech. 41 (12), 2726-2734 (2008).</li><li>Chesnutt, J. K., Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tortuosity+triggers+platelet+activation+and+thrombus+formation+in+microvessels.">Tortuosity triggers platelet activation and thrombus formation in microvessels.</a> J Biomech Eng. 133 (12), 121004 (2011).</li><li>Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+vessel+buckling+within+soft+surrounding+tissue+generates+tortuosity.">Blood vessel buckling within soft surrounding tissue generates tortuosity.</a> J Biomech. 42 (16), 2797-2801 (2009).</li><li>Gutierrez-Diaz, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraluminal+thrombus+and+neointimal+hyperplasia+after+microvascular+surgery.">Intraluminal thrombus and neointimal hyperplasia after microvascular surgery.</a> Surg Neurol. 24 (2), 153-159 (1985).</li><li>Khouri, R. K., Cooley, B. C., Kenna, D. M., Edstrom, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thrombosis+of+microvascular+anastomoses+in+traumatized+vessels:+fibrin+versus+platelets.">Thrombosis of microvascular anastomoses in traumatized vessels: fibrin versus platelets.</a> Plast Reconstr Surg. 86 (1), 110-117 (1990).</li><li>Johnson, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+platelet+deposition+at+the+human+microvascular+anastomosis:+effect+on+downstream+platelet+deposition+to+intact+and+injured+vessels.">Initial platelet deposition at the human microvascular anastomosis: effect on downstream platelet deposition to intact and injured vessels.</a> Plast Reconstr Surg. 90 (4), 650-658 (1992).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

מאסטרינג טכניקת השתלה זה קשה, אבל ברגע שהשיג את זה הוא כלי מחקר חזק מאוד. המנתח / חוקר המטופל יתוגמל על ידי תשומת לב לפרטים ועקביות של טכניקה, המהווה את המפתח לשליטה בכל הליך כירורגי, עוד יותר מכך במודלים של בעלי חיים קטנים. הקשיים הטכניים של שליטה בהשתלת הכליה העכבר הם קפלים רבים, וקיימת סבירות גבוהה שניסיון במודלים של בעלי החיים קטנים אחרים השתלה חייב להיות שנרכש לפני ההתמודדות בהליך זה. חשוב להבטיח כי anastomoses הם &quot;נקי&quot;, כלומר, קירות כלי דם היריבים אסור להיתפס בעת ביצוע תפרים על מנת לשמור על לומן פטנט. אחרת לא תהיה התכווצות משמעותית לזרום שיהיו יותר סיכוי תוצאה בשתל נכשל ובמקרים קיצוניים להוביל לשיתוק גפיים אחורי-. כמו כן, חשוב וחיוני שעובי מלא עובר מחט התפר<html> כולל adventitia כלי הדם ואינטימה מושגות כזה תוצאות בevertion התקינה של הקצוות להבטיח כי יש קשר אינטימה לאינטימה אשר מסייע באיטום וריפוי של anastomoses. בעוד סוכן קרישה עוצר דמום יכול להיות שימושי לצמצום דליפות, אנו ממליצים שמנתח במקום להסתמך על טכניקה טובה. כמו כן יש לשים לב להבטחת המתח של קווי תפר בהשקה הוא אופטימלי, רופף מדי ולא תהיה דליפה בלתי הפיכה, לזרימה חזק ומופחתת תגרום. אם בצד העורקים זה יגרום זלוף העני של השתל, אם בצד ורידי כליות צפופות יגרמו. השגת מתח נכון זה עניין של תרגול וניסיון עם מודלים כלי דם של בעלי החיים קטנים אחרים יהיה לעזר רב. מעל לכל העקביות של טכניקה ותשומת לב בלתי מתפשרת לפרטים תניב עכבר מצוין והישרדות שתל, ותפקוד השתלת הכליה. לא &quot;&gt; המגבלות של טכניקה זו נשלטות רק על ידי השימושים שיכולים להיות מיושמים על ידי החוקר. כמו בכל הליך כלי דם, טכניקה טובה כל כך הרבה זמן כפי שנצפתה התוצאות צריכה להיות לשחזור. השכיחות של פקקת עורקים באמצעות טכניקה זו צומצמה באופן דרסטי. שתוצאות בלפחות 1/3 מכל השתלות הכליה זה יומר מכשלים טכניים פוטנציאל לנתונים שימושיים, וכתוצאה מכך לצמצום עלויות והגדלת תפוקה. כמודל להשתלת כלי דם באופן מלא, orthotopic היישומים העתידיים יכללו דחייה / מחקרי סובלנות, התופעה של תפקוד שתל מתעכב וחקירות לתוך המנגנונים של פגיעת איסכמיה / reperfusion.

מאז 1973 מודל השתלת הכליה בעכברים היה כלי מחקר חשובים, אבל בעיות טכניות שהקשו על השימוש הנרחב שלה. במהלך השנים כמה מאמרים שפורסמו מפרטים שיפורים / חידודים להליך זה. כמודל של השתלת איברים מוצקה בעיקר כלי דם בהליך זה הוא כנראה שני רק למודל השתלת לב heterotopic שגם תוכנן על ידי המעבדה ראסל בשנת 1973 6. שני הדגמים להשאיל את עצמם כדי לחקור לתגובות דחייה אלוגנאית, הפיתוח של פונקצית שתל מושהה ופגיעת reperfusion איסכמיה. אחת מהבעיות הנפוצות ביותר שדווח בהשתלת כליה הוא יחסית השכיחות הגבוהה של פקקת עורקי 4,5,7 שגם אנחנו חווינו במעבדה שלנו. לכן יצאנו לביצוע סקר ספרות של היווצרות קרישי דם ואולי למצוא את הסיבה לבעיה טכנית זה וגם לתכנןפתרון אפשרי. הסיבה הסבירה ביותר של פקקת היא הנתיב מפותל מעט הדם לוקח מאב עורקי הנמען, לאב עורקי הכליה התורם לאחר מכן על עורק הכליה התורם. בדרך זו גורמת למערבולת בעורק הכליה אשר יכול להוביל להפעלה של טסיות דם והיווצרות קרישי דם. בהתבסס על התצפיות האחרונות וחיפוש של ספרות רלוונטית 8-14 באנו עם טכניקה חדשה שצמצמה פקקת ל -0%. הטכניקה המתוארת כאן משתנה מטכניקות שדווחו בעבר במבנה של שרוול העקב ובוהן עורקים שמתקנים השתפרו זרימת דם והמפחית באופן משמעותי היווצרות קרישי דם. השרוול נוצר על ידי חלוקת אב העורקים אינפרא כליה על פניו של ostium עורקי הכליות בזווית פחות מ -45 o לציר האורך של אב העורקים (איור 1 א &amp; 1B). התוצאה שרוול כ 2 מ&quot;מ באורך. תיקון קארל ורידים נוצר על ידי חוצה rוריד enal לתוך IVC וכך להגדיל את הקוטר של השרוול. אינפרא-כליות שרוול העקב ובוהן תורם בטן אב העורקים הוא מקצה לצד anastomosed לאב העורקים בבטן הנמען ווריד הכליה התורם / תיקון IVC הוא הסוף לצד anastomosed לווריד הנבוב נחות בטן הנמען (IVC) . שופכן הוא הציג אז ולמעוגן לשלפוחית ​​השתן כפי שתואר על ידי האן ואח &#39;3. במחקר זה השתלות שלא טופלו עם פעמים איסכמיה החמה בלבד (כלומר., אין איסכמיה הקרה) הן בהשוואה. במקרה זה איסכמיה החמה מתייחסת לזמן מהפסקת זרימת דם דרך הכליות התורמות (שלב 1.11 להלן) וreperfusion של השתל בנמען (שלב 2.11 להלן). איסכמיה הקרה מתייחסת לזמן שהכליות לא perfused ונשמר בקירור עד לתחילת הליך השתל.

<table><tbody><tr><td>Instrument</td><td>Roboz #</td><td>Fine Science Tools #</td><td>Arosurgical #</td></tr><tr><td>Straight micro-dissecting forcep #5</td><td>RS-5015</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Curved micro-dissecting forcep #7</td><td>RS-5047</td><td>11297-00</td><td></td></tr><tr><td>Curved serrated forcep</td><td>RS-5137</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Vannas micro-dissecting scissors, short</td><td>RS-5610</td><td></td><td>09.140.08</td></tr><tr><td>Micro-dissecting scissors, straight, sharp, long</td><td></td><td>11.602.11</td><td></td></tr><tr><td>Micro spring handle needle holder</td><td></td><td></td><td>11.549.15</td></tr><tr><td>Straight mosquito forcep</td><td></td><td>91308-12</td><td></td></tr><tr><td>Micro-dissecting scissors, straight, blunt</td><td>RS-5962</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro-dissecting scissors, curved, blunt</td><td>RS-5981</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro retractor</td><td>RS-6540</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Instrument tray, 10&amp;rdquo; x 6 &amp;frac12;&amp;rdquo; x &amp;frac34;&amp;rdquo;</td><td>RT-1350S</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silk suture, 5/0, 22.5m spool</td><td></td><td>18020-50</td><td></td></tr><tr><td>Suture</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>10/0 nylon</td><td></td><td></td><td>T4A10Q07</td></tr><tr><td>5/0 silk</td><td></td><td></td><td>E19A05N</td></tr><tr><td>Gloves</td><td></td><td>Drapes</td><td></td></tr><tr><td>Biogel from Medex Supply</td><td></td><td>Precept, #64-9012-9</td><td></td></tr><tr><td>Syringes</td><td></td><td>Cotton applicators</td><td></td></tr><tr><td>B-D 1cc insulin, #329424</td><td></td><td>Fisher-brand, #23-400-100</td><td></td></tr><tr><td>Povidone-Iodine swabs</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PDI, #B40600</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4/0 Cotton ties</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Domestic cotton autoclaved with instruments</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

murine kidney transplant technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

טכניקה ניתוחית זו מאפשרת לשני מחקרים פשוטים שתל הישרדות / דחייה, או פרוטוקולי ניסוי מורכבים למדי. בנתוני להלן אנחנו מדגימים את היתרונות של שימוש בטכניקה זו השקה משופרת עורקים. שימוש בטכניקה זו צמצמנו באופן משמעותי את השכיחות של פקקת עורקים מ -35% ל 0% ובכך להגדיל את התפוקה. אנחנו השתמשנו בטכניקה זו ליותר משנה עם אותה התוצאה פקקת 0% נשמרה. איור 1 מתאר את השיטה ליצירת שרוול העקב ובוהן עורקים המהווה את הבסיס של טכניקה חדשה זו. שרוול זה מספק להשקה ארוכה יותר וזרימת דם דרך ישרה לכליות. שתי נקודות אלה לגרום למערבולת פחתה באופן משמעותי ובכך להפחית את הסבירות של הפעלת טסיות דם והיווצרות קרישי דם. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/52848/52848fig1.jpg" /> <sטרונג&gt; איור 1. ייצוג סכמטי של ההכנה של שרוול התורם והשקת עורקים וכתוצאה מכך. תרשים קו המתאר את ההיווצרות של שרוול העקב ובוהן עורקים (). השרוול נוצר על ידי חלוקת אב העורקים בבטן באלכסון על פני ostium עורקי הכליות בזווית פחות מ -45 o לציר האורך של אב העורקים. תרשים מפושט (ב) מראה כיצד אב העורקים אינפרא כליה מחולק ליצירת השרוול. (ג) השרוול המתאר את לומן וכתוצאה מכך. (ד) ההשקה הושלמה (מבני ורידים וureteric לא מוצגת לבהירות) תוצאות בלומן חתך גדול וזרימת דם דרך ישרה. <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/52848/52848fig2.jpg" /> איור 2. ניתוח אימונוהיסטוכימיים. () תקופתי חומצה שיף מוכתם סעיף של אי-tra שליטהכליות nsplanted. (ב) להשתלת כליה syngeneic בPOD 8 באמצעות הטכניקה המתוקנת מדגימה תאים נורמלים הפרוקסימלי צינורי, שהם cuboidal, עם ציטופלסמה ברורה וגרעין אור עגול באמצע התא. יש עדויות לפגיעה בגבול מברשת עדינה (חיצים) אבל רוב גבולות מברשת הן רגילים והשתמר היטב. הגדלה: 400x. <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/52848/52848fig3.jpg" /> טבלת השוואה של שכיחות 1. פקקת ופעמים איסכמיה חמות בין שתי הטכניקות. כל הערכים באות לידי ביטוי כממוצע ± סטיית תקן. להשוואות בודדות, הנתונים מתפלגים נורמלי מוערכים באמצעות בדיקות מזווגים, שני זנב לא סטודנט, ונתונים מבוזרים-בדרך כלל אינם מנותחים על ידי מבחן Mann-Whitney U פרמטרית מזווג. ערכי P של פחות מ 0.05 נחשבים סטטיסטי משמעותיתלא.

Watch this Scientific Journal Video about Murine Kidney Transplant Technique at JoVE.com

Murine Kidney Transplant Technique

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

טכניקת השתלת כליה בעכברים

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

15.9K Views.  University of Colorado, Denver. The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis. 

Video: Murine Kidney Transplant Technique

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

שיטה בידוד איילט Murine והשתלות כליה Subcapsular

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Murine Renal Transplantation Procedure

Renal orthotopic transplantation in mice is a technically challenging procedure. Although the first kidney transplants in mice were performed by Russell et al over 30 years ago (1) and refined by Zhang et al years later (2), few people in the world have mastered this procedure. In our laboratory we have successfully performed 1200 orthotopic kidney transplantations with &gt; 90% survival rate. The key points for success include stringent control of reperfusion injury, bleeding and thrombosis, both during the procedure and post-transplantation, and use of 10-0 instead of 11-0 suture for anastomoses.
Post-operative care and treatment of the recipient is extremely important to transplant success and evaluation. All renal graft recipients receive antibiotics in the form of an injection of penicillin immediately post-transplant and sulfatrim in the drinking water continually. Overall animal health is evaluated daily and whole blood creatinine analyses are performed routinely with a portable I-STAT machine to assess graft function.

Renal transplantation in mice is a technically challenging procedure that requires careful post-operative care and treatment for success.

Murine נוהל השתלת כליה

Renal orthotopic transplantation in mice is a technically challenging procedure. Although the first kidney transplants in mice were performed by Russell ...

Biology

Isolation and Transplantation of Different Aged Murine Thymic Grafts.

The mechanisms that regulate the efficacy of thymic selection remain ill-defined. The method presented here allows in vivo analyses of the development and selection of T cells specific for self and foreign antigens. The approach entails implantation of thymic grafts derived from various aged mice into immunodeficient scid recipients. Over a relatively short period of time the recipients are fully reconstituted with T cells derived from the implanted thymus graft. Only thymocytes seeding the thymus at the time of isolation undergo selection and develop into mature T cells. As such, changes in the nature and specificity of the engrafted T cells as a function of age-dependent thymic events can be assessed. Although technical expertise is required for successful thymic transplantation, this method provides a unique strategy to study in vivo a wide range of pathologies that are due to or a result of aberrant thymic function and/or homeostasis.

This report provides a detailed description of transplanting murine thymi from different aged donor mice under the kidney capsule of immunodeficient mouse recipients. The goal of this approach is to model T cell development and thymic selection events in vivo.

בידוד והשתלה של שתלי הרתי Murine בני שונים.

The mechanisms that regulate the efficacy of thymic selection remain ill-defined. The method presented here allows in vivo analyses of the development and ...

Immunology and Infection

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

השתלת כליה עכבר: מודלים של דחיית השתל

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

Fate Mapping of Human Embryonic Stem Cells by Teratoma Formation 

Human embryonic stem cells (hESCs) have an unlimited capacity for self-renewal, and the ability to differentiate into cells derived from all three embryonic germ layers (1). Directed differentiation of hESCs into specific cell types has generated much interest in the field of regenerative medicine (e.g., (2-5)), and methods for determining the in vivo fate of selected or manipulated hESCs are essential to this endeavor. We have adapted a highly efficient teratoma formation assay for this purpose. A small number of specifically selected hESCs is mixed with undifferentiated wild type hESCs and Phaseolus vulgaris lectin to form a cell pellet. This is grafted beneath the kidney capsule in an immunodeficient mouse. As few as 2.5 x 105 hESCs are needed to form a 16 cm3 teratoma within 8-12 weeks. The fate of the originally selected hESCs can then be determined by immunohistochemistry. This method provides a valuable tool for characterizing tissue-specific reagents for cell-based therapy.

Fate Mapping of Human Embryonic Stem Cells by Teratoma Formation

Directed differentiation of hESCs into specific cells has generated much interest in regenerative medicine. We provide a concise, step-by-step protocol for determining the in vivo fate of selected hESCs that provides a valuable tool for characterizing tissue-specific reagents for cell-based therapy.

הגורל מיפוי בתאי גזע עובריים אנושיים על ידי גיבוש תפלצת

Human embryonic stem cells (hESCs) have an unlimited capacity for self-renewal, and the ability to differentiate into cells derived from all three ...

Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality of life when compared to dialysis. Although the last few decades have seen major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, the increasing shortage of available organs represents a severe problem worldwide. To expand the donor pool, marginal kidney grafts recovered from extended criteria donors (ECD) or donated after circulatory death (DCD) are now accepted for transplantation. To further improve the postoperative outcome of these marginal grafts, research must focus on new therapeutic approaches such as alternative preservation techniques, immunomodulation, gene transfer, and stem cell administration.
Experimental studies in animal models are the final step before newly developed techniques can be translated into clinical practice. Porcine kidney transplantation is an excellent model of human transplantation and allows investigation of novel approaches. The major advantage of the porcine model is its anatomical and physiological similarity to the human body, which facilitates the rapid translation of new findings to clinical trials. This article offers a surgical step-by-step protocol for an autotransplantation model and highlights key factors to ensure experimental success. Adequate pre- and postoperative housing, attentive anesthesia, and consistent surgical techniques result in favorable postoperative outcomes. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess post-transplant graft function. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow further detailed evaluation. For long-term follow-up studies and investigation of alternative graft preservation techniques, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the confounding bias posed by rejection and immunosuppressive medication.

Porcine models of organ transplantation provide an important platform to study mechanisms of organ preservation. This article describes a heterotopic porcine renal autotransplantation model, which allows investigating new approaches to improve the outcome of transplantation using marginal kidney grafts.

Heterotopic כליה Autotransplantation במודל חזירי: פרוטוקול צעד-אחר-צעד

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality ...

Production of Humanized Mouse via Thymic Renal Capsule Grafting, CD34+ Cells Injection, and Cytokine Delivery

Animal models provide a vital translation between in vitro and in vivo biomedical research. Humanized mouse models provide a bridge in the representation of human systems, thereby allowing for a more accurate study of pathogenesis, biomarkers, and many other scientific queries. In this method described, immune-deficient NOD-scid IL2R&#947;null (NSG) mice are implanted with autologous thymus, injected with liver-derived CD34+ cells followed by a series of injected cytokine deliveries. In contrast to other models of a similar nature, the model described here promotes an improved reconstitution of immune cells by delivering cytokines and growth factors via transgenes encoded in AAV8 or pMV101 DNA-based vectors. Moreover, it offers long-term stability with reconstituted mice having an average lifespan of 30 weeks after CD34+ injections. Through this model, we hope to provide a stable and impactful method of studying immunotherapy and human disease in a murine model, thus demonstrating the need for predictive preclinical models.

Production of Humanized Mouse via Thymic Renal Capsule Grafting, CD34+ Cells Injection, and Cytokine Delivery

Humanized mouse models provide a more accurate representation of the human immune microenvironment. This manuscript describes the process in which these models are created through a renal graft of human thymus, injection of human CD34+ cells, and the targeted delivery of human cytokine transgenes to promote CD34+ cell proliferation and differentiation.

Animal models provide a vital translation between in vitro and in vivo biomedical research. Humanized mouse models provide a bridge in the representation ...

A Modified Surgical Technique for Kidney Transplantation in Mice

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this operation. Therefore, this article introduces the technique and points out the surgical caveats associated with this operation. In addition, important modifications in comparison to the conventional procedure are demonstrated. Firstly, a patch of the abdominal aorta is cut and prepared so that the proximal bifurcations of the renal artery, including the ureteral artery are transected together with the donor kidney en bloc. This reduces the risk of a ureter necrosis and avoids the development of a urinary tract occlusion. Secondly, a new method of the vascular anastomosis is demonstrated that allows the operator to flexibly increase or decrease the size of the anastomosis after renal transplant reperfusion has already been initiated. This avoids the development of vessel strictures and intraabdominal bleeding. Thirdly, a technique that enables the anastomosis of the delicate donor ureter and the recipient bladder that does not cause a trauma is shown. Adopting this protocol can shorten the operation time and reduces the damage to the recipient's bladder, thereby significantly increasing the operation success rate for the recipient mice.

This protocol presents a new surgical technique of mouse kidney transplantation focusing on a modified arterial anastomosis strategy. A vascular suture technique including a simple and safer ureter-bladder anastomosis method is also presented. These modifications shorten the operation time and improve the success rate of the mouse kidney transplantation procedure.

טכניקה כירורגית מותאמת להשתלת כליה בעכברים

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of renal replacement therapy. Over the past few decades, the rat kidney transplantation model has been used to study the immunological phenomena of rejection and tolerance. This model has become an indispensable tool to test new immunomodulatory pharmaceuticals and regimens prior to proceeding with expensive preclinical large animal studies.
This protocol provides a detailed overview of how to reliably perform orthotopic kidney transplantation in rats. This protocol includes three distinctive steps that increase the probability of success: perfusion of the donor kidney by flushing through the portal vein and the use of a cuff system to anastomose the renal veins and ureters, thereby decreasing cold and warm ischemia times. Using this technique, we have achieved survival rates beyond 6 months with normal serum creatinine in animals with syngeneic or tolerant kidney transplants. Depending on the aim of the study, this model can be modified by pre- or posttransplant treatments to study the acute, chronic, cellular, or antibody-mediated rejection. It is a reproducible, reliable, and cost-effective animal model to study different aspects of kidney transplantation.

The purpose of this manuscript and protocol is to explain and demonstrate in detail the surgical procedure of orthotopic kidney transplantation in rats. This method is simplified to achieve the correct perfusion of the donor kidney and shorten the reperfusion time by using the venous and ureteral cuff anastomosis technique.

אורתובנושא חולדה השתלת כליה: מגישת רומן וכירורגית פשוטה

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...

Extracting Intact Kidney from Mouse: A Technique to Obtain Kidney Without Renal Capsule from Murine Models

Source: Grainger, N. et al. <a href="https://www.jove.com/video/62040" target="_blank">Isolating and Imaging Live, Intact Pacemaker Regions of Mouse Renal Pelvis by Vibratome Sectioning.</a> J. Vis. Exp. (2021)
In this video, we describe the procedure for kidney extraction from the retroperitoneal space of the mouse. The extracted kidney can further be microdissected to obtain an intact kidney without a renal capsule and the surrounding fat layer.

חילוץ כליה שלמה מעכבר: טכניקה להשגת כליה ללא כמוסת כליות מדגמי מורין

Source: Grainger, N. et al. Isolating and Imaging Live, Intact Pacemaker Regions of Mouse Renal Pelvis by Vibratome Sectioning. J. Vis. Exp. (2021)
In ...