עבודה זו נתמכה בחלקו על ידי 1R03DK096151.

כל העכברים נרכשו מהמעבדה ג&#39;קסון (בר הרבור, ME) ושוכנו בתנאים חופשיים הפתוגן באוניברסיטת קולורדו בדנוור, מתקן ברברה דייויס מרכז בעלי חיים על פי הנחיות NIH ועם אישורה של אוניברסיטת קולורדו דנבר IACUC. קציר כליות 1. התורם <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר את כל המכשירים, ללבוש כפפות סטריליות בכל ההליך ולשמור על שדה סטרילי. לבצע את כל הניתוחים בשימוש במיקרוסקופ הפעלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בניתוח להסיר כליות תורם עכבר מ( קילוגרם IP 60mg /) תורמים-הרדים pentobarbital. לברר לעומק של הרדמה על ידי הבוהן קמצוץ, ולבחון את קצב הנשימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קליפ הפרווה אז לשתק את העכבר על ידי ריסון 4-דרך. הכן את העור עם povidone- יוד ולעטוף את העכבר בצורה סטרילית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך אנכי בטן 2 קו האמצע סנטימטר ולהיכנס לחלל הבטן. לחזור מעי superiorly ולהחצין את זהעל החזה. שמור את המעי עטוף בגזה לחה סטרילי לאורך כל ההליך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את כלי בטן הגדולים ולגייס אותם, לזהות כל סניפים המותני וגם לצרוב או לקשור אותם עם 10/0 תפר ניילון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מייד דיסטלי כלי הכליה השמאלי להקניט את נחות הווריד נבוב (IVC) ואב עורקים בבטן (AA) לגזרים על ידי נתיחה בוטה על כ 2 מ&quot;מ. ולקשור עם 10/0 ניילון ולחלק עורקים קטנים וסניפי ורידים מכלי הכליות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכשיו להפריד את וריד הכליה מעורק הכליה בקפידה על ידי נתיחה בוטה של ​​מבנים אלה. זה מאפשר ליצירה מדויקת של תיקון קארל בקצה הפרוקסימלי של עורק הכליה, אשר תשמש ליצירת השקה קצה לצד למקבלי IVC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לזהות, לקשור ולחלק את כלי יותרת הכליה השמאלי. זה מאפשר גישה לאב עורקי suprarenal ותפר 6-0 משי ממוקם סביב אב העורקים בהכנה לקשירה, אבל לא קשור בשלב זה. </li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגייס את הכליות, כלי דם ושופכן מfacia שמסביב. סובב את הכליות לימין ולקשור / לחלק כל סניפים אחורי. לאחר מכן להחזיר את הכליות לשמאל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכשיו להפנות את תשומת לב לשופכן. מבלי להפריע hilum הכליה לשחרר את השופכן מטיפול לקיחת facia סביב לשמר את כלי ureteric. מחלקים את השופכן ברמה של הזרע ductus. הכליות היא מוכנות לשחזור החברה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לאט להזריק 300 יחידות של הפרין לIVC דיסטלי כך heparinizing התורם. לקשור את תפר 6-0 משי ממוקם סביב AA suprarenal וינקב בכליות השמאלית דרך אב העורקים בבטן דיסטלי עם 0.8ml של תמיסת מלח הפרין (100 U / ml). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שזלוף חדל ליצור תיקון קארל ורידים מייד לחסל את הזרימה חוזרת לכליות. לחזור וריד הכליה לכליה חושפת AA ועורק כליה מתחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחלקים את אב העורקים בסמוך לעורק הכליה יצירת העקב ולשרוול דואר כפי שמוצג באיור 1. הסר את הכליות, כלי הדם ושופכן מהתורם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הכליות ישירות לנמען מוכן מראש (זמן 0 דקות קר איסכמיה) או מאוחסן על 4 מעלות צלסיוס בפתרון של בחירה במשך זמן שנקבע מראש עד למועד השתלה. מורדמים התורמים ידי exsanguanation ונקע בצוואר הרחם. סה&quot;כ זמן להתאושש כליות תורמות הוא כ. 15-20 דקות. </li></ol> טכניקה שתל 2. כליות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את עכבר הנמען עם pentobarbital (60 מ&quot;ג / קילוגרם מינון ראשוני IP, 25mg מינון משלים / קילוגרם IP אם נדרש). לברר לעומק של הרדמה על ידי הבוהן קמצוץ, ולבחון את קצב הנשימה. קליפ הפרווה אז לשתק את העכבר על ידי ריסון 4-דרך ולהחיל משחת עיניים לעיניים. הכן את העור עם povidone- יוד ולעטוף את העכבר בצורה סטרילית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך אנכי בטן 2 קו האמצע סנטימטר ולהיכנס לחלל הבטן. לחזור המעיsuperiorly ולהחצין לחזה. שמור את המעי עטוף בגזה לחה סטרילי לאורך כל ההליך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב זה לבצע כריתת כליה תקין. ולקשור את עורק הכליה ווריד עם 6-0 תפרי משי. בלו דיסטלי הכליות לתפרים. לקשור את השופכן עם 6-0 משי ולאחר מכן לחלק הפרוקסימלי לכליות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבודד את וריד אב העורקים בבטן ונבוב נחות (IVC) מתחת לכלי הכליות. מניחים 4-0 קשרי כותנה סביב אב העורקים וIVC מעולה אז נחות לאתר ההשקה. לזהות ולקשור כל כלי המותני בתחום עם 10-0 תפר ניילון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קשר קשרי הכותנה, ראשון הנחות ואחריו מעולה. בדרך זו כמה דם נשמרים באב העורקים עושים aortotomy קלים יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טופס aortotomy עם מחט 30G להיכנס ללומן של אב העורקים. להאריך את החתך עם מספריים מיקרו קנס לאורך של כ 2 מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך קץ להשקת צד של שרוול העקב ובוהן אב העורקים תורם לאב העורקים הנמען באופנה הבאה. מניחים תפר שהות תפר 10-0 ניילון באב העורקים ותורם לזווית הנחותה של החתך באב עורקי הנמען והעניבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח 10-0 ניילון שני מול הראשון באב עורקי התורם והפינה מעולה של החתך באב העורקים ועניבת הבטן. הפוך קו תפר פועל ממעולה לנחות בקיר לרוחב של אב העורקים ולקשור נגד תפר השהות הניח בעבר. אז תפר את הקיר המדיאלי באופנה ועניבה פועלת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך קץ להשקת צד של עורק הכליה התורם למקבל IVC באופנה הבאה. לנקב את IVC עם מחט 30G ולהרחיב את החתך במספריים מיקרו קנס. לקשור את עורק הכליה התורם לפינה הנחות של החתך בIVC עם 10-0 ניילון. הפוך קו תפר פועל בין עורק הכליה וIVC והעניבה. הערה: זה גם חשוב וחיוני שעובי מלא עובר מחט התפר כולל adventit כלי הדםIA ואינטימה מושגות. Eversion של הקצוות גם מבטיח כי יש קשר אינטימה לאינטימה, אשר מסייע באיטום וריפוי של anastomoses. בעוד סוכן קרישה עוצר דמום יכול להיות שימושי לצמצום דליפות, אנו ממליצים שמנתח במקום להסתמך על טכניקה טובה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שanastomoses הם &quot;נקי&quot;. כלומר, שהקירות היריבים לא נתפסו בעת ביצוע תפרים. זה יגרום התכווצות משמעותית לזרום שיגרמו שתל נכשל ובמקרים קיצוניים לשיתוק גפיים האחורי. הערה: הגורם חשוב ביותר נוסף הוא להבטיח כי המתח של קווי תפר בהשקה הוא גם אופטימלי. רופף מדי ולא יהיו דליפה בלתי הפיכה, הדוקה מדי וצרות לזרום יגרום. אם בצד העורקים זה יגרום זלוף העני של השתל, אם בצד ורידי כליות צפופות יגרמו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שחרר את זרימת ורידי 4-0 עניבת כותנה מחדש הקמת דיסטלי. ברגע עצירת הדימום של Venoהשקתנו נצפתה בהדרגה לשחרר את העניבה הפרוקסימלי 4-0 הכותנה ולבחון את ההשקה העורקים לעצירת דימום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את קשרי כותנה מהעכבר פעם אחת שני anastomoses נחשב מאובטח. פירס השלפוחית ​​עם מחט 20 G יצירת שני חורים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעבור את הטיפים של מלקחיים מעוקלים דרך החורים ולמשוך את השופכן התורם דרך שלפוחית ​​השתן עם המלקחיים עם הקצה הפרוקסימלי של השופכן שמעוגן לקיר שלפוחית ​​השתן עם שני 10-0 תפרי ניילון. חתוך את האורך העודף של השופכן הבולט מהחור השני מאפשר השופכן לחזור בתוך שלפוחית ​​השתן ולסגור את החור עם שני 10-0 תפרי ניילון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להחזיר את המעי לבטן. סגור את דופן הבטן בשתי שכבות באמצעות 5-0 תפר משי באופנת ריצה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל בולוס 1.0 מיליליטר של תמיסת מלח סטרילית, חמה רגילה לתוך הבטן כהחייאת נוזלים על סגירה, ולהזריק 0.8 מיליליטר של שלאחר ניתוח מתחת לעור מלח רגיל. אין supporti האחרצעדי ve נדרשים במהלך הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשחזר את החיה על שמיכת התחממות. זמן שתל כולל הוא כ. 35-45 דק &#39;. לנהל משככי כאבים כגון עצירות, 0.05 מ&quot;ג / קילוגרם, SC, 0.1-0.2 מיליליטר בתחילת ההליך וכל שעה 6-12 למנותח 72 שעות. </li></ol> 3. נגדי כריתת כליה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בהתאם לדרישות הפרוטוקול, כמה ימים לאחר הליך השתל, לבצע כריתת כליה נגדי תחת ההרדמה isoflurane (5% isoflurane בשאיפה לזירוז, 1.5-2.0% לתחזוקה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזן את חלל הבטן ובעדינות לחזור המעי לזכותו של בעלי החיים. לחשוף את הכליה השמאלית ולנתח בוטים מfascia שמסביב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ולקשור את העורק, וריד הכליה והשופכן עם 6-0 תפרי משי ולאחר מכן יחתוך את הכליה מעל התפרים ולהסיר את הכליות. זמן ניתוח כולל הוא כ. 10 דקות. </li></ol> 4. הערכת שתל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> creati סרום מידהתשע בשיטת picrate אלקליין (התגובה יפה). </li></ol>

<ol>
	<li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity.</a> Transplant Proc. 5 (1), 721-725 (1973).</li><li>Kalina, S. L., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microsurgical+technique+for+renal+transplantation+in+mice.">A microsurgical technique for renal transplantation in mice.</a> Aust N Z J Surg. 63 (3), 213-216 (1993).</li><li>Han, W. R., Murray-Segal, L. J., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+technique+for+kidney+transplantation+in+mice.">Modified technique for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 19 (6), 272-274 (1999).</li><li>Ge, F., Gong, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Strategies+for+successfully+establishing+a+kidney+transplant+in+a+mouse+model.">Strategies for successfully establishing a kidney transplant in a mouse model.</a> Exp Clin Transplant. 9 (5), 287-294 (2011).</li><li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Learning+curve,+surgical+results+and+operative+complications+for+kidney+transplantation+in+mice.">Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D,+H-2K,+and+non-H-2+antigens+in+rejection.">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li><li>Zhang, Z., Chen, H., Qian, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+Transplantation+in+Mice.">Kidney Transplantation in Mice.</a> Experimental Organ Transplantation. , 45-64 (2013).</li><li>Zhang, L., Moskovitz, M., Piscatelli, S., Longaker, M. T., Siebert, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamic+study+of+different+angled+end-to-side+anastomoses.">Hemodynamic study of different angled end-to-side anastomoses.</a> Microsurgery. 16 (2), 114-117 (1995).</li><li>Liu, Q., Mirc, D., Fu, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+mechanisms+of+thrombosis+in+intact+bent+microvessels+of+rat+mesentery.">Mechanical mechanisms of thrombosis in intact bent microvessels of rat mesentery.</a> J Biomech. 41 (12), 2726-2734 (2008).</li><li>Chesnutt, J. K., Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tortuosity+triggers+platelet+activation+and+thrombus+formation+in+microvessels.">Tortuosity triggers platelet activation and thrombus formation in microvessels.</a> J Biomech Eng. 133 (12), 121004 (2011).</li><li>Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+vessel+buckling+within+soft+surrounding+tissue+generates+tortuosity.">Blood vessel buckling within soft surrounding tissue generates tortuosity.</a> J Biomech. 42 (16), 2797-2801 (2009).</li><li>Gutierrez-Diaz, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraluminal+thrombus+and+neointimal+hyperplasia+after+microvascular+surgery.">Intraluminal thrombus and neointimal hyperplasia after microvascular surgery.</a> Surg Neurol. 24 (2), 153-159 (1985).</li><li>Khouri, R. K., Cooley, B. C., Kenna, D. M., Edstrom, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thrombosis+of+microvascular+anastomoses+in+traumatized+vessels:+fibrin+versus+platelets.">Thrombosis of microvascular anastomoses in traumatized vessels: fibrin versus platelets.</a> Plast Reconstr Surg. 86 (1), 110-117 (1990).</li><li>Johnson, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+platelet+deposition+at+the+human+microvascular+anastomosis:+effect+on+downstream+platelet+deposition+to+intact+and+injured+vessels.">Initial platelet deposition at the human microvascular anastomosis: effect on downstream platelet deposition to intact and injured vessels.</a> Plast Reconstr Surg. 90 (4), 650-658 (1992).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

מאסטרינג טכניקת השתלה זה קשה, אבל ברגע שהשיג את זה הוא כלי מחקר חזק מאוד. המנתח / חוקר המטופל יתוגמל על ידי תשומת לב לפרטים ועקביות של טכניקה, המהווה את המפתח לשליטה בכל הליך כירורגי, עוד יותר מכך במודלים של בעלי חיים קטנים. הקשיים הטכניים של שליטה בהשתלת הכליה העכבר הם ...

מאז 1973 מודל השתלת הכליה בעכברים היה כלי מחקר חשובים, אבל בעיות טכניות שהקשו על השימוש הנרחב שלה. במהלך השנים כמה מאמרים שפורסמו מפרטים שיפורים / חידודים להליך זה. כמודל של השתלת איברים מוצקה בעיקר כלי דם בהליך זה הוא כנראה שני רק למודל השתלת לב heterotopic שגם תוכנן על ידי המעבדה ראסל בשנת 1973 6. שני הדגמים להשאיל את עצמם כדי לחקור לתגובות דחייה אלוגנאית, הפיתוח של פונקצית שתל מושהה ופגיעת reperfusion איסכמיה. אחת מהבעיות הנפוצות ביותר שדווח בהשתלת כליה הוא יחסית השכיחות הגבוהה של פקקת עורקי 4,5,7 שגם אנחנו חווינו במעבדה שלנו. לכן יצאנו לביצוע סקר ספרות של היווצרות קרישי דם ואולי למצוא את הסיבה לבעיה טכנית זה וגם לתכנןפתרון אפשרי. הסיבה הסבירה ביותר של פקקת היא הנתיב מפותל מעט הדם לוקח מאב עורקי הנמען, לאב עורקי הכליה התורם לאחר מכן על עורק הכליה התורם. בדרך זו גורמת למערבולת בעורק הכליה אשר יכול להוביל להפעלה של טסיות דם והיווצרות קרישי דם. בהתבסס על התצפיות האחרונות וחיפוש של ספרות רלוונטית 8-14 באנו עם טכניקה חדשה שצמצמה פקקת ל -0%. הטכניקה המתוארת כאן משתנה מטכניקות שדווחו בעבר במבנה של שרוול העקב ובוהן עורקים שמתקנים השתפרו זרימת דם והמפחית באופן משמעותי היווצרות קרישי דם. השרוול נוצר על ידי חלוקת אב העורקים אינפרא כליה על פניו של ostium עורקי הכליות בזווית פחות מ -45 o לציר האורך של אב העורקים (איור 1 א &amp; 1B). התוצאה שרוול כ 2 מ&quot;מ באורך. תיקון קארל ורידים נוצר על ידי חוצה rוריד enal לתוך IVC וכך להגדיל את הקוטר של השרוול. אינפרא-כליות שרוול העקב ובוהן תורם בטן אב העורקים הוא מקצה לצד anastomosed לאב העורקים בבטן הנמען ווריד הכליה התורם / תיקון IVC הוא הסוף לצד anastomosed לווריד הנבוב נחות בטן הנמען (IVC) . שופכן הוא הציג אז ולמעוגן לשלפוחית ​​השתן כפי שתואר על ידי האן ואח &#39;3. במחקר זה השתלות שלא טופלו עם פעמים איסכמיה החמה בלבד (כלומר., אין איסכמיה הקרה) הן בהשוואה. במקרה זה איסכמיה החמה מתייחסת לזמן מהפסקת זרימת דם דרך הכליות התורמות (שלב 1.11 להלן) וreperfusion של השתל בנמען (שלב 2.11 להלן). איסכמיה הקרה מתייחסת לזמן שהכליות לא perfused ונשמר בקירור עד לתחילת הליך השתל.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Instrument</td>
			<td>Roboz #</td>
			<td>Fine Science Tools #</td>
			<td>Arosurgical #</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight micro-dissecting forcep #5</td>
			<td>RS-5015</td>
			<td>11295-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved micro-dissecting forcep #7</td>
			<td>RS-5047</td>
			<td>11297-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved serrated forcep</td>
			<td>RS-5137</td>
			<td>11052-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas micro-dissecting scissors, short</td>
			<td>RS-5610</td>
			<td></td>
			<td>09.140.08</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Micro-dissecting scissors, straight, sharp, long</td>
			<td></td>
			<td>11.602.11</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro spring handle needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>11.549.15</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight mosquito forcep</td>
			<td></td>
			<td>91308-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-dissecting scissors, straight, blunt</td>
			<td>RS-5962</td>
			<td>14078-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-dissecting scissors, curved, blunt</td>
			<td>RS-5981</td>
			<td>14079-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro retractor</td>
			<td>RS-6540</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instrument tray, 10&#8221; x 6 &#189;&#8221; x &#190;&#8221;</td>
			<td>RT-1350S</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk suture, 5/0, 22.5m spool</td>
			<td></td>
			<td>18020-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10/0 nylon</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>T4A10Q07</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5/0 silk</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>E19A05N</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gloves</td>
			<td></td>
			<td>Drapes</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biogel from Medex Supply</td>
			<td></td>
			<td>Precept, #64-9012-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringes</td>
			<td></td>
			<td>Cotton applicators</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B-D 1cc insulin, #329424</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">Fisher-brand, #23-400-100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-Iodine swabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PDI, #B40600</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4/0 Cotton ties</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Domestic cotton autoclaved with instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine kidney transplant technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

טכניקה ניתוחית זו מאפשרת לשני מחקרים פשוטים שתל הישרדות / דחייה, או פרוטוקולי ניסוי מורכבים למדי. בנתוני להלן אנחנו מדגימים את היתרונות של שימוש בטכניקה זו השקה משופרת עורקים. שימוש בטכניקה זו צמצמנו באופן משמעותי את השכיחות של פקקת עורקים מ -35% ל 0% ובכך להגדיל את התפו...

Watch this Scientific Journal Video about Murine Kidney Transplant Technique at JoVE.com

Murine Kidney Transplant Technique

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

טכניקת השתלת כליה בעכברים

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Research

JoVE Journal

Medicine

15.7K Views.  University of Colorado, Denver. The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis. 

Video: Murine Kidney Transplant Technique

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

שיטה בידוד איילט Murine והשתלות כליה Subcapsular

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

עכברי צוואר הרחם לב השתלת דגם שימוש בטכניקת חפתים השתנה

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for liver transplantation die without receiving an organ transplant or are delisted for disease progression. One strategy to increase the donor pool is the utilization of marginal grafts, such as fatty livers, grafts from older donors, or donation after cardiac death (DCD). The current preservation technique of cold static storage is only poorly tolerated by marginal livers resulting in significant organ damage. In addition, cold static organ storage does not allow graft assessment or repair prior to transplantation.
These shortcomings of cold static preservation have triggered an interest in warm perfused organ preservation to reduce cold ischemic injury, assess liver grafts during preservation, and explore the opportunity to repair marginal livers prior to transplantation. The optimal pressure and flow conditions, perfusion temperature, composition of the perfusion solution and the need for an oxygen carrier has been controversial in the past.
In spite of promising results in several animal studies, the complexity and the costs have prevented a broader clinical application so far. Recently, with enhanced technology and a better understanding of liver physiology during ex vivo perfusion the outcome of warm liver perfusion has improved and consistently good results can be achieved.
This paper will provide information about liver retrieval, storage techniques, and isolated liver perfusion in pigs. We will illustrate a) the requirements to ensure sufficient oxygen supply to the organ, b) technical considerations about the perfusion machine and the perfusion solution, and c) biochemical aspects of isolated organs.

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Marginal grafts, such as fatty livers, grafts from older donors, or livers retrieved after cardiac death (DCD) tolerate conventional, cold static storage only poorly. We developed a novel model of subnormothermic ex vivo liver perfusion for preservation, assessment, and repair of marginal liver grafts prior to transplantation.

טכניקה של Subnormothermic<em&gt; Ex Vivo</em&gt; הכבד זלוף לאחסון, ההערכה, ותיקון שתלי כבד שולי

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

טכניקת השתלות Murine Heterotopic לב

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Technique of Porcine Liver Procurement and Orthotopic Transplantation using an Active Porto-Caval Shunt

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. Each year, a considerable number of patients on the liver transplantation waiting list die without receiving an organ transplant or are delisted due to disease progression. Even after a successful transplantation, rejection and side effects of immunosuppression remain major concerns for graft survival and patient morbidity. 
Experimental animal research has been essential to the success of liver transplantation and still plays a pivotal role in the development of clinical transplantation practice. In particular, the porcine orthotopic liver transplantation model (OLTx) is optimal for clinically oriented research for its close resemblance to human size, anatomy, and physiology. 
Decompression of intestinal congestion during the anhepatic phase of porcine OLTx is important to guarantee reliable animal survival. The use of an active porto-caval-jugular shunt achieves excellent intestinal decompression. The system can be used for short-term as well as long-term survival experiments. The following protocol contains all technical information for a stable and reproducible liver transplantation model in pigs including post-operative animal care.

Experimental animal research plays a pivotal role in the development of clinical transplantation practice. The porcine orthotopic liver transplantation model (OLTx) closely resembles human conditions and is frequently used in clinically oriented research. The following protocol contains all information for a reliable porcine OLTx model using an active porto-caval-jugular shunt.

טכניקה של רכש כבד בשר חזירים והשתלות Orthotopic באמצעות פורטו-caval אנט פעיל

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. Each year, a considerable number of patients on the liver transplantation ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

Normothermic<em&gt; Ex Vivo</em&gt; זלוף כליות לשימור הכליה שתלים לפני השתלה

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

An &#8220;All-laser&#8221; Endothelial Transplant

The &#8220;all laser&#8221; assisted endothelial keratoplasty is a procedure that is performed with a femtosecond laser used to cut the donor tissue at an intended depth, and a near infrared diode laser to weld the corneal tissue. The proposed technique enables to reach the three main goals in endothelial keratoplasty: a precise control in the thickness of the donor tissue; its easy insertion in the recipient bed and a reduced risk of donor lenticule dislocation. The donor cornea thickness is measured in the surgery room with optical coherence tomography (OCT), in order to correctly design the donor tissue dimensions. A femtosecond laser is used to cut the donor cornea. The recipient eye is prepared by manual stripping of the descemetic membrane. The donor endothelium is inserted into a Busin-injector, the peripheral inner side is stained with a proper chromophore (a water solution of Indocyanine Green) and then it is pulled in the anterior chamber. The transplanted tissue is placed in the final and correct location and then diode laser welding is induced from outside the eyeball. The procedure has been performed on more than 15 patients evidencing an improvement in surgery performances, with a good recovery of visual acuity and a reduced donor lenticule dislocation event.

An &amp;#8220;All-laser&amp;#8221; Endothelial Transplant

An all laser procedure is proposed in the endothelial transplant. The surgical technique is based on the use of a femtosecond laser to prepare the donor tissue. Laser welding technique is then used to secure the donor endothelium in the correct position.

השתלות &quot;All-הלייזר&quot; האנדותל

The &#8220;all laser&#8221; assisted endothelial keratoplasty is a procedure that is performed with a femtosecond laser used to cut the donor tissue at an ...

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

העכבר מודל עבור השתלת לבלב בטכניקה השינוי הצמיד

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Murine Cervical Aortic Transplantation Model using a Modified Non-Suture Cuff Technique

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. However, only minor improvement in the long-term results of transplanted solid organs could be observed over the past decades. In this context, chronic allograft vasculopathy (CAV) still represents the leading cause of late organ failure in cardiac, renal and pulmonary transplantation.
Thus far, the underlying pathogenesis of CAV development remains unclear, explaining why effective treatment strategies are presently missing and emphasizing a need for relevant experimental models in order to study the underlying pathophysiology leading to CAV formation. The following protocol describes a murine heterotopic cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique. In this technique, a segment of the thoracic aorta is interpositioned in the right common carotid artery. With the use of the non-suture cuff technique, an easy to learn and reproducible model can be established, minimizing the possible heterogeneity of sutured vascular micro anastomoses.

Here, we present a protocol of heterotopic aortic transplantation in mice using the non-suture cuff technique in a cervical murine model. This model can be used to study the underlying pathology of chronic allograft vasculopathy (CAV) and can help evaluate new therapeutic agents in order to prevent its formation.

מורי צוואר הרחם מורנה השתלת מודל באמצעות שינוי שאינו תפר שיטה השרוול

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

פגיעה באיבר איסכמיה-רפרופוזיה על ידי הדמיית שינויים המודינמיים במודל השתלת כבד עכברוש

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...