מימון מכליות המחקר בבריטניה, מכללת מנתחים המלכותית של אדינבורו והאיגוד האירופי להשתלות איברים נתמכות מחקר זה.

אתיקה מוסדית מקומית ולאומית מתאימה צריכה להיות במקום לפני ביצוע ניסויים בבעלי חיים. באופן ספציפי בבריטניה הניסויים הבאים נערכו תחת בעלי חיים (הליכים מדעיים) Act 1986. איפה שתי microsurgeons זמין להפעלה בו זמנית מנתח התורם צריך לבצע צעדים 1.1-1.16 אז 3.1-3.5, בעוד מנתח הנמען מבצע 2.1-2.8 . למפעיל יחיד יכולים להיות אחרי הצעדים ברצף. .1 תורם הכנה הערה: ההליך שהוצג כאן הוא לתורם C57BL / 6 BM12 ונמען / 6 עכברי זכרי C57BL בגילים שבין 8 עד 16 שבועות ישנים עם משקל גוף גדול יותר מ20 גרם. עם זאת הליך זה יכול להתבצע reproducibly על מגוון רחב של זני עכבר. הנתונים שהוצגו בסעיף תוצאות הנציג הושגו מC57BL / 6, עכברי C57BL / 6 / ג BM12 וBALB. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> usin נהלי התנהגותמכשירים גרם סטרילי כירורגים ומתכלים (autoclaved), עם מאמצים כדי לשמור על אזור ההפעלה סטרילי ככל האפשר. בצע הכנת התורם בו זמנית עם הכנת הנמען אם שני מנתחים זמינים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את העכבר עם זריקת intraperitoneal (מחט 31G) של medetomidine (0.5 מ&quot;ג / קילוגרם) וקטמין הידרוכלוריד (200 מ&quot;ג / קילוגרם). תוצאות זה במטוס הרדמה שנשמרה במשך 4 שעות מתן מספיק זמן לכל התהליך שיש לבצע. הרדמה נוספת אינה הכרחית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שהעכבר מורדם (לא תגובה לקמצוץ הבוהן). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח הבטן של העכבר ולהסיר כל שיער רופף עם סרט דביק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר על גבה על מזרן מחומם עטוף sterilely ורופף לשתק את הגפיים בנייר דבק סטרילי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפקח על העכבר בכל ההליך לכוויות תרמיים. אם אפשר להשתמש במקור חום לא חשמלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל סיכה עין וsanitize דופן הבטן עם תמיסת יוד מהולה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך קו האמצע בבטן כדי להיכנס לחלל הצפק והכנס מפשק בטן 3 סנטימטר Calibri. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל מלוח חימם לשמור המעיים ואזור ניתוח לחים ולהימנע מייבוש מיותר של הקרביים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כסה את העכבר בסדינים מעוקרים ולהעביר את המעיים לשמאלו של המפעיל (מהימין של העכבר) כדי לחשוף את אב העורקים, וריד נבוב וכליות עזבו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל מלקחיים הגבירו בבטן ולמשוך superiorly לחשוף את כלי המרכזיים וכליות עזבו באופן מלא. לארוז לח מטליות סטרילי (2 מ&quot;מ x 2 מ&quot;מ) לתוך הבטן לחזור מאזור הניתוח, כגון אונה של הכבד, שלפוחית ​​זרע, ובמעי גס רקמות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבודד את הכליות יצאו מadventia שמסביב, שומן ובלוטת יותרת הכליה השמאלית בחלל הצפק על ידי בוטות לנתח רקמת החיבור באמצעות מלקחיים קצה קנס. הנח את הטיפים סגורים של המלקחיים בין האזורים שneed להיות מופרד ומאפשר לאט הטיפים מלקחיים כדי לפתוח לנתח את המרחב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבודד את וריד הכליה השמאלי על ידי ligating ולאחר מכן חלוקת שמאל וריד יותרת הכליה ווריד אשכים נשאר עם 9 / O ניילון. מניחים את התפר הקרוב לוריד הכליה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקשור ולחלק את השופכן עם 7 / O תפר משי קרוב לשלפוחית ​​השתן והשאיר את התפר מסתיים ארוך. קצות תפר ארוך אלה ישמשו כאשר הכליות שנקטפו ונחוצים להשקת ureteric. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגייס ולנתח את אב עורקים ונבוב באופן מלא superiorly ונחות מעורק הכליה ווריד להשתמש במלקחי קצה קנס לנתח בצורה בוטה כלים ושומן הלימפה מהחזית והצדדים של כלי הדם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מצא את מטוס הרקמות בין אב העורקים והווריד נבוב והתפשטו לאט המלקחיים. לאט לאט לפתוח את קצות המלקחיים הקנס היטה כדי להפיץ את הרקמה עם טראומה מינימאלית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקשור 7 / O משי רופף סביב אב העורקים עליונים ונחותים לעורק הכליה על ידי העברת קנס בזוויתמלקחיים קצה סביב החלק האחורי של כלי השיט וציור תפר דרך. תפרים אלה התהדקו לפני שליפת כליה כדי לאפשר זלוף המדרדר של אוניברסיטת ויסקונסין פתרון. </li></ol> .2 נמען הכנה לפי מעקב הכנת תורם צעדים 1.2-1.8. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את המעיים לזכותו של המפעיל (משמאל של העכבר) כדי לחשוף את אב העורקים, וריד נבוב. כסה את המעיים עם ספוגית טבולה תמיסת מלח סטרילית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע כריתת כליה תקין על ידי ligating עורק הכליה הימני ווריד יחד עם 7/0 תפר משי ולאחר מכן לחלק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ולקשור את השופכן תקין עם 7 / O תפר משי ומתחלקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגייס ולנתח באופן מלא את אב העורקים ונבוב נחות לעורק ווריד הכליה כמתואר בשלב 1.14 ו1.15. להבטיח לנתיחה מלאה בין אב העורקים והווריד נבוב. דואג לשמר את עורק הזרע הפנימי אשר פועל קדמית לווריד הנבוב וaortיחד עם חבילת הלימפה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לזהות כלי המותני פועלים בretroperitoneum מהווריד הנבוב ווריד לעמוד השדרה, ולקשור עם 9 / O משי בהמשכיות, אין צורך לחלק את הכלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לזהות מספיק מקום למקום מלחציים כלי דם עם רווח בין לanastomoses כלי דם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל הפרין תוך ורידי (5 יחידות) דרך וריד פין גב. </li></ol> אחזור כליות .3 תורמים להדק את קשרי משי 7 / O שהוצבו סביב אב העורקים הנחות ומעולים לבודד את הכליות ממחזור הדם. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשרות 0.2 קר מדרדר - 0.5 מ&quot;ל של תמיסת אוניברסיטת ויסקונסין עם מחט (31G) לאב העורקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחלק את אב העורקים בתפרים ולחלק את וריד הכליה בצומת שלה עם הווריד הנבוב כדי להסיר את הכליות ואת עורק הכליה באורך של אב העורקים. לחלק כלי המותני הנובעים מאב העורקים, אם הם קיימים, wקשירת ithout. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הכליות במלח קר על מקלון סטרילי בצלחת תרבות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את עכבר תורם נקע בצוואר הרחם. </li></ol> הכנת כליות - השתלת כליה .4 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צור תיקון אב העורקים על ידי חלוקת קיר אב העורקים אורכים ישירות מול עורק הכליה. לזהות כל לומן כלי בתיקון שצריך ligated או להימנע בעת ביצוע ההשקה העורקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח תפר 10 / O מחוץ אל פן לומן הכליה וריד superiorly ותפר נפרד שני inferiorly. התפרים המשמשים לחלק את וריד יותרת הכליה ווריד אשכים יכול לשמש כדי להתמצא הכלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הכליות באגף הימני של הנמען (איור 1.1) ולהבטיח את התפרים הם גם להציב כדי להבטיח ניתן להשלים anastomoses כלי דם ללא התפרים הופכים לובים זה בזה במטליות או מכשירים אחרים. </li></ol> .5 כליות Transplantation - כלי הדם Anastomosis החל מלחציים כלי דם ראשון inferiorly אז superiorly מקיפים את הווריד הנבוב ואב עורקים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך ventomy עם מחט (31G) על ידי ניקוב הקיר הקדמי של וריד נבוב. דם סומק מהווריד הנבוב על ידי הזרקה כ 50 μl של .0.9% NaCl. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרחיב את venotomy באמצעות מלקחיים קצה קנס על ידי פתיחתם בתוך venotomy כך שהאורך שווה לקוטר של וריד הכליה התורם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את התפר מעולה 10 / O (שכבר נמצא בלומן של וריד הכליה) הראשונה בשיא venotomy (איור 1.2) ולהצטרף לקיר האחורי של ההשקה בתפר פועל עד שיגיע לשיא הנחות (איור 1.3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את התפר הנחותים 10 / O ולקשור ראשון עם קשר יחיד (איור 1.4) אז לקשור לתפר פועל מהקיר האחורי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בתפר הנחותים ליצור ול הקדמיl של ההשקה (איור 1.5) עם תפר ריצה ולקשור לקצה התפר מעולה בשיא מעולה (איור 1.6). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צור aortotomy ידי הרמת קיר אב העורקים עם מלקחיים וחיתוך תיקון סגלגל עם מספריים (כ aortotomy צריך להיות חמישי מההיקף של אב העורקים ושלוש פעמים לומן עורק הכליה באורך). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח תפר 10 / O בנקודה מעולה של תיקון אב העורקים מחוץ אל פנים (איור 1.7) ועובר דרך אב העורקים לקשור מחוץ לכולים בשיא מעולה של aortotomy. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צור השקה עורקים עם תפר פועל החל superiorly (איור 1.8) anastomosing תיקון התורם לאב עורקי הנמען, לדאוג שלא להצר ההשקה על ידי קשירת התפר ההדוק מדי (איור 1.9). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את ווי התלייה כלי דם הנחות ראשון ולאחר מכן את המהדק מעולה לreperfuse הכליות (איור 1.10 ו1.11). תנועה פריסטלטית גלויה של השופכן אולי ראתה אם אספקת דם נאותה לשופכן מושגת. </li></ol> .6 השתלת כליה - Anastomosis Ureteric <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחלק כל קבצים מצורפים של שלפוחית ​​השתן מדופן הבטן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עובר מחט (21G) מהשמאל לימין של שלפוחית ​​השתן דרך שני הקירות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח טיפים מלקחיים ישרים בלומן המחט ולהעביר את שני בחזרה דרך שלפוחית ​​השתן כך שהמלקחיים כעת עוברים מימין לשמאל מהצד השמאלי של שלפוחית ​​השתן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צייר את התפר בשופכן התורם דרך שלפוחית ​​השתן כך ששופכן עובר בפגם בשלפוחית ​​השתן השמאל אז מתוך הצד הימני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפר את adventitia של השופכן לadventitia של שלפוחית ​​השתן עם שלושה תפרי קטע יחידים סביב נקודת הכניסה עם 9 / O תפר ניילון במחט עגולה בעל גוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את הפרוקסימלי השופכן לקשירת ה, ובכך פתחהשופכן דואר כדי לאפשר שתן לזרום ולאפשר סוף השופכן לחזור לתוך הגוף של שלפוחית ​​השתן. ייצור גלוי של שתן יכול להיות שנצפה יחד עם דימום מפרי ureteric כלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את הפגם בשלפוחית ​​השתן צד ימין עם תפר משי יחיד שהופסק 9 / O. </li></ol> שחזור .7 וטיפול שלאחר ניתוח החלף את הקרביים של מערכת העיכול לתוך הבטן בכיוון המקורי שלהם ולסגור את דופן הבטן על ידי קירוב שרירי rectus עם 6 / O תפר נספג. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוער העור עם קליפים עור מתכת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חלקית להפוך את ההרדמה עם הזרקה תת עורית של hydrochloride atipamazole (10 μl / g). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל שיכוך כאבים על ידי hydrochloride תת עורי עצירות (0.05 מ&quot;ג / קילוגרם) ולהזרקת תמיכת נוזל 1 מ&quot;ל של .0.9% תת עורית NaCl. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשחזר את העכבר בארון התחממות ב28 מעלות צלזיוס במשך 24 עד 48 שעה. שים לב לעכבר למחלה עדהשלמת הניסוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר קליפים עור מתכת 7 - 10 ימי הודעה אופרטיבית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שהניסוי הושלם להרדים את העכבר על ידי נקע בצוואר הרחם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר ולאסוף את הכליה הנגדית ושל שתל לניתוח היסטולוגית. </li></ol>

<ol>
	<li>Guild, W. R., Harrison, J. H., Merrill, J. P., Murray, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+homotransplantation+of+the+kidney+in+an+identical+twin.">Successful homotransplantation of the kidney in an identical twin.</a> Trans. Am. Clin. Climatol Assoc. 67, 167-173 (1955).</li><li>Wolfe, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+mortality+in+all+patients+on+dialysis,+patients+on+dialysis+awaiting+transplantation,+and+recipients+of+a+first+cadaveric+transplant.">Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant.</a> N. Engl. J. Med. 341, 1725-1730 (1999).</li><li>Nankivell, B. J., Alexander, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Rejection of the Kidney Allograft. N. Engl. J. Med. 363, 1451-1462 (2010).</li><li>Tse, G. H., Hughes, J., Marson, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systematic+review+of+mouse+kidney+transplantation.">Systematic review of mouse kidney transplantation.</a> Transplant International. 26, 1149-1160 (2013).</li><li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.+Transplant.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant.</a> Proc. 5, 721-725 (1973).</li><li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+of+liver,+kidney,+heart,+and+intestine+allograft+rejection+in+different+mouse+strain+combinations.">Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations.</a> Transplantation. 62, 1267-1272 (1996).</li><li>Qi, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depletion+of+cells+of+monocyte+lineage+prevents+loss+of+renal+microvasculature+in+murine+kidney+transplantation.">Depletion of cells of monocyte lineage prevents loss of renal microvasculature in murine kidney transplantation.</a> Transplantation. 86, 1267-1274 (2008).</li><li>Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tubular+atrophy+and+interstitial+fibrosis+after+renal+transplantation+is+dependent+on+galectin-3.">Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3.</a> Transplantation. 93, 477-484 (2012).</li><li>Jabs, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogeneity+in+the+Evolution+and+Mechanisms+of+the+Lesions+of+Kidney+Allograft+Rejection+in+Mice.">Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice.</a> Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).</li><li>Lin, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficiency+of+C4+from+Donor+or+Recipient+Mouse+Fails+to+Prevent+Renal+Allograft+Rejection.">Deficiency of C4 from Donor or Recipient Mouse Fails to Prevent Renal Allograft Rejection.</a> Am. J. Pathol. 168, 1241-1248 (2006).</li></ol>

יש לי המחברים אין לחשוף.

האופן ביותר המתואר היטב כדי לבצע את ההשקה העורקים הוא להשתמש באב העורקים הדיסטלי של התורם, עם עורק הכליה בהמשך, באופן מקצה לצד לאב עורקי הנמען. אנו מתארים את השימוש בתיקון אב העורקים, דומה לשיקוף &#39;Carrell תיקון&#39; שבוצע בהשתלת כליה אנושית שאנו מאמינים שהוא נוח יותר. למר?...

השתלת כליה מוצלחת לטיפול באי ספיקת כליות תוארה לראשונה בשנת 1955 בין תאומים מונוזיגוטיים 1, מאז זה הפך להיות טיפול מהפכני בחולים עם אי ספיקת כליות סופנית בכל רחבי העולם, המציע גם שיפור באורך ואיכות החיים 2. עם זאת הישרדות שתל לטווח ארוך כבר הקשתה על ידי מספר רב של תהליכים פתולוגיים וכתוצאה מכך לנזק של שתל כרוני 3. דחיית הכליה המושתלת בבני אדם עדיין אחד גורמים עיקריים לתחלואה, למרות שיפור משמעותי במשטרי טיפול immunosupporessive. המטרה לפתח מודל עכבר של השתלת כליה היא לשכפל את התהליך ופתולוגיה מצא בהשתלת הכליה אנושית 4 מקרוב. Skoskiewicz et al. תואר לראשונה מודל העכבר של השתלת כליה בשינה 1973 5. למרות כישורי מייקרו מתקדמים נדרשים, זה לא יקרOOL מכמה סיבות: גנום העכבר כבר מאופיין היטב, ויש מגוון גדול של שיטות וטכניקות זמינות ללימודי עכבר ניסיוניים. קבוצות רבות משתמשים במודל העכבר של השתלת הכליה השתמשו הכליה המושתלת כאיבר התומך בחיים, לעומת זאת במחקרים אחרים ובמתודולוגיה שלנו תיארה את אחת מהכליות הטבעיות של עכבר הנמען הושאר באתר לתקופת הניסוי 4. היתרון הוא שהעכבר עובר הרדמה ופעולה אחת ובכך להפחית את התחלואה לעכבר ואת הסיכון למוות מהליך שני. בנוסף העכבר לא סובל מתופעות הלוואי של אי ספיקת כליות הדרגתית. למרות שמודלים של דחייה אלוגנאית קיימים באיברים אחרים, כגון לב ועור, אלה לא תמיד רלוונטיים ישירות להשתלת כליה. יש ראיות לכך מודלים אלה לעורר מצבים וdy שוניםnamics של דחייה, למשל הקורס של דחיית שתל בלב ושל שתל הכליה הזמן שונה באופן משמעותי בשילובי זן מסוימים 6. שתארנו דפוסי דחייה של שתל כליות חריפים בתורמים / ג BALB לעכברי FVB / ניו ג&#39;רזי שאינן מהונדסים, מודל זה הראה פגיעה בתיווך סלולרית עם הצטברות של תאי T ומקרופאגים 7. לחלופין יש לנו גם תיארנו מודל של נזק שתל כרוני המציג סיסטיק ביניים וניוון צינורי, זה נובע מהשתלת כליה מC57BL / 6 BM12 תורמים לC57BL / 6 המקבלים, כעכברים אלה מאופיינים בmis לוקוסים בודד MHC class II -התאם 8. היבטים רבים של השתלה נחקרו תוך שימוש במודל העכבר של השתלת כליה כוללים דחייה חריפה, דחייה סלולרית ולחות, פגיעת reperfusion איסכמיה, וtrialing סוכנים טיפוליים חדשניים. יש לנו שונה לא הניתוחייםechnique כדי לקצר את זמן הפעלה ולשפר את הקלות של ניתוח. במיוחד שתארנו תורם בו זמנית והכנת נמען וטכניקת השקה כלי דם פשוטה, תוך ניצול השקה תיקון אב העורקים רציפה. וידאו וכתב יד זה יספק נקודות מפתח כדי לסייע בהקמתה של טכניקה זו.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt Dissecting Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>&#160;14072-10</td>
			<td>For skin cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Castoviejo scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15017-10</td>
			<td>For tissue cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring Scissors &#8211; straight</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-08</td>
			<td>For suture cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toothed forceps 1x2 teeth</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11021-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11253-25</td>
			<td>For blunt dissecting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11273-22</td>
			<td>Useful to pass around vessels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Crile Haemostat</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>1300-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro clip applicator with lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18056-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18055-04</td>
			<td>Microvascular clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Colibri 3cm wire retractor</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>17000-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo needle holder with lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>120660-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wound clip applicator</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12031-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7mm wound clips</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12032-07</td>
			<td>Remove 7 to 10 days after surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OPMI pico microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>S100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermal cautery unit with fine tip</td>
			<td>Geiger</td>
			<td>150A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat electronic pad</td>
			<td>Cozee Cumfort</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euroklav 23-S</td>
			<td>Melag</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Disposable equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7/O Silk braided suture</td>
			<td>Pearsall</td>
			<td>30514</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10/O Dafilon (polyamide) suture</td>
			<td>B-Braun</td>
			<td>&#160;G1118099</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6/O Vicryl (plygalectin)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W9537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 1 inch, 21G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>305175</td>
			<td>For ureteric anastamosis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>305122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>304000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin needle 1ml, 29G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>324827</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin needle 0.3ml, 30G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>324826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringe slip tip</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>300184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 ml syringe slip tip</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>302187</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wypall paper swabs</td>
			<td>Kimberley-Clark</td>
			<td>L40</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton wool buds</td>
			<td>Johnson and Johnson</td>
			<td>n/a</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plain drapes</td>
			<td>Guardian</td>
			<td>CB03</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell culture dish 60mm x 15mm</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>430166</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispensing Pin</td>
			<td>B-Braun</td>
			<td>DP3500L / 413501</td>
			<td>Used with NaCl 0.9%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Re-agents and Drugs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2%</td>
			<td>Allergan Ltd</td>
			<td>21956GB10X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Videne) Povidone-iodine 10%</td>
			<td>Ecolab Ltd</td>
			<td>PL 04509/0041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Vetalar V) Ketamine hydrochloride</td>
			<td>Pfizer Animal Health</td>
			<td>Vm 42058/4165</td>
			<td>100mg/ml solution (dose 200mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Domitor) Medetomidine hydrochloride&#160;</td>
			<td>Orion Pharma</td>
			<td>Vm 06043/4003</td>
			<td>1mg/ml (dose 0.5mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride&#160;</td>
			<td>Alsto Animal Health</td>
			<td>Vm 00063/4002</td>
			<td>0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Antisedan) Atipamezole hydrochoride</td>
			<td>Orion Pharma</td>
			<td>Vm 06043/4004</td>
			<td>5mg/ml (dose 2mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>University of Wisconsin Solution</td>
			<td>Belzer Bridge to Life</td>
			<td>n/a</td>
			<td>dose approximately 500 microlitres/mouse</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0.9%</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FKE1323</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin Sulphate</td>
			<td>non-proprietary</td>
			<td>n/a</td>
			<td>5000units/ml (dose 5units/mouse)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

mouse kidney transplantation: models of allograft rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

דחייה של שתל כליה ניתן להעריך על ידי ניתוח היסטולוגית של חלקי רקמות קבועות methacarn המוטבע פרפין של הכליה המושתלת (איור 2). השתלת Isograft של כליות בין תוצאות עכברי syngeneic בפגיעה reperfusion איסכמי כליות, אולם ב -4 שבועות tubules התאוששה ונמצאת בהיסטולוגיה דומה לכליות ילידים. ד?...

Watch this Scientific Journal Video about Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection at JoVE.com

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

השתלת כליה עכבר: מודלים של דחיית השתל

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

mouse-kidney-transplantation-models-of-allograft-rejection

Research

JoVE Journal

Medicine

20.3K Views.  The University of Edinburgh. Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Video: Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

שיטה בידוד איילט Murine והשתלות כליה Subcapsular

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

The number of patients with end-stage renal disease, and the number of kidney allograft recipients continuously increases. Episodes of acute cellular allograft rejection (AR) are a negative prognostic factor for long-term allograft survival, and its timely diagnosis is crucial for allograft function 1. At present, AR can only be definitely diagnosed by core-needle biopsy, which, as an invasive method, bares significant risk of graft injury or even loss. Moreover, biopsies are not feasible in patients taking anticoagulant drugs and the limited sampling site of this technique may result in false negative results if the AR is focal or patchy. As a consequence, this gave rise to an ongoing search for new AR detection methods, which often has to be done in animals including the use of various transplantation models.
Since the early 60s rat renal transplantation is a well-established experimental method for the examination and analysis of AR 2. We herein present in addition small animal positron emission tomography (PET) using 18F-fluorodeoxyglucose (FDG) to assess AR in an allogeneic uninephrectomized rat renal transplantation model and propose graft FDG-PET imaging as a new option for a non-invasive, specific and early diagnosis of AR also for the human situation 3. Further, this method can be applied for follow-up to improve monitoring of transplant rejection 4.

Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

We herein present a rat renal transplantation model to non-invasively assess acute allograft rejection using positron emission tomography with 18F-fluorodeoxyglucose.

הדמיה לא פולשנית של דחיית שתל חריפה לאחר השתלת כליה באמצעות חולדה<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

The number of patients with end-stage renal  disease, and the number of kidney allograft recipients continuously increases.  Episodes of acute cellular ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

טכניקת השתלת כליה בעכברים

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

Normothermic<em&gt; Ex Vivo</em&gt; זלוף כליות לשימור הכליה שתלים לפני השתלה

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

Assessment of Kidney Function in Mouse Models of Glomerular Disease

The use of murine models to mimic human kidney disease is becoming increasingly common. Our research is focused on the assessment of glomerular function in diabetic nephropathy and podocyte-specific VEGF-A knock-out mice; therefore, this protocol describes the full kidney work-up used in our lab to assess these mouse models of glomerular disease, enabling a vast amount of information regarding kidney and glomerular function to be obtained from a single mouse. In comparison to alternative methods presented in the literature to assess glomerular function, the use of the method outlined in this paper enables the glomerular phenotype to be fully evaluated from multiple aspects. By using this method, the researcher can determine the kidney phenotype of the model and assess the mechanism as to why the phenotype develops. This vital information on the mechanism of disease is required when examining potential therapeutic avenues in these models. The methods allow for detailed functional assessment of the glomerular filtration barrier through measurement of the urinary albumin creatinine ratio and individual glomerular water permeability, as well as both structural and ultra-structural examination using the Periodic Acid Schiff stain and electron microscopy. Furthermore, analysis of the genes dysregulated at the mRNA and protein level enables mechanistic analysis of glomerular function. This protocol outlines the generic but adaptable methods that can be applied to all mouse models of glomerular disease.

This protocol describes a full kidney work-up that should be carried out in mouse models of glomerular disease. The methods allow for detailed functional, structural, and mechanistic analysis of glomerular function, which can be applied to all mouse models of glomerular disease.

הערכה של תפקוד כליות במודלים של העכבר של מחלת Glomerular

The use of murine models to mimic human kidney disease is becoming increasingly common. Our research is focused on the assessment of glomerular function ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of renal replacement therapy. Over the past few decades, the rat kidney transplantation model has been used to study the immunological phenomena of rejection and tolerance. This model has become an indispensable tool to test new immunomodulatory pharmaceuticals and regimens prior to proceeding with expensive preclinical large animal studies.
This protocol provides a detailed overview of how to reliably perform orthotopic kidney transplantation in rats. This protocol includes three distinctive steps that increase the probability of success: perfusion of the donor kidney by flushing through the portal vein and the use of a cuff system to anastomose the renal veins and ureters, thereby decreasing cold and warm ischemia times. Using this technique, we have achieved survival rates beyond 6 months with normal serum creatinine in animals with syngeneic or tolerant kidney transplants. Depending on the aim of the study, this model can be modified by pre- or posttransplant treatments to study the acute, chronic, cellular, or antibody-mediated rejection. It is a reproducible, reliable, and cost-effective animal model to study different aspects of kidney transplantation.

The purpose of this manuscript and protocol is to explain and demonstrate in detail the surgical procedure of orthotopic kidney transplantation in rats. This method is simplified to achieve the correct perfusion of the donor kidney and shorten the reperfusion time by using the venous and ureteral cuff anastomosis technique.

אורתובנושא חולדה השתלת כליה: מגישת רומן וכירורגית פשוטה

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...

Optical Clearing and Imaging of Immunolabeled Kidney Tissue

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) imaging. They have received great attention in all research areas for the potential to analyze microscopic multicellular structures that extend over macroscopic distances. Given that kidney tubules, vasculature, nerves, and glomeruli extend in many directions, which have been only partially captured by traditional two-dimensional techniques so far, tissue clearing also opened up many new areas of kidney research. The list of optical clearing methods is rapidly growing, but it remains difficult for beginners in this field to choose the best method for a given research question. Provided here is a simple method that combines antibody labeling of thick mouse kidney slices; optical clearing with cheap, non-toxic and ready-to-use chemical ethyl cinnamate; and confocal imaging. This protocol describes how to perfuse kidneys and use an antigen-retrieval step to increase antibody- binding without requiring specialized equipment. Its application is presented in imaging different multicellular structures within the kidney, and how to troubleshoot poor antibody penetration into tissue is addressed. We also discuss the potential difficulties of imaging endogenous fluorophores and acquiring very large samples and how to overcome them. This simple protocol provides an easy-to-setup and comprehensive tool to study tissue in three dimensions.

The combination of antibody labeling, optical clearing, and advanced light microscopy allows three-dimensional analysis of complete structures or organs. Described here is a simple method to combine immunolabeling of thick kidney slices, optical clearing with ethyl cinnamate, and confocal imaging that enables visualization and quantification of three-dimensional kidney structures.

ניקוי אופטי ודימות רקמות כליות של אימונוולילד

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) ...

Digital Home-Monitoring of Patients after Kidney Transplantation: The MACCS Platform

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney transplantation and physicians. Patients provide information such as vital signs, well-being, and medication intake via smartphone apps. The information is transferred directly into a database and electronic health record at the kidney transplant center, which is used for routine patient care and research. Physicians can send an updated medication plan and laboratory data directly to the patient app via this secure platform. Other features of the app are medical messages and video consultations. Consequently, the patient is better-informed, and self-management is facilitated. In addition, the transplant center and the patient's local nephrologist automatically exchange notes, medical reports, laboratory values, and medication data via the platform. A telemedicine team reviews all incoming data on a dashboard and takes action, if necessary. Tools to identify patients at risk for complications are under development. The platform exchanges data via a standardized secure interface (Health Level 7 (HL7), Fast Healthcare Interoperability Resources (FHIR)). The standardized data exchange based on HL7 FHIR guarantees interoperability with other eHealth solutions and allows rapid scalability to other chronic diseases. The underlying data protection concept is in concordance with the latest European General Data Protection Regulation. Enrollment started in February 2020, and 131 kidney transplant recipients are actively participating as of July 2020. Two large German health insurance companies are currently funding the telemedicine services of the project. The deployment for other chronic kidney diseases and solid organ transplant recipients is planned. In conclusion, the platform is designed to enable home monitoring and automatic data exchange, empower patients, reduce hospitalizations, and improve adherence, and outcomes after kidney transplantation.

The MACCS platform&#160;is a comprehensive telemedicine concept aiming at better outcomes after kidney transplantation by sharing key medical information between patients and physicians. A telemedicine team reviews incoming data to detect potential complications and to improve adherence in kidney transplant recipients to achieve better long-term outcomes.

ניטור ביתי דיגיטלי של חולים לאחר השתלת כליה: פלטפורמת MACCS

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney ...

Robot-Assisted Kidney Transplantation

This paper describes robot-assisted kidney transplantation (RAKT) from a living donor. The robot is docked between the parted legs of the patient, placed in the supine Trendelenburg position. Kidney allografts are provided by a living donor. Before vascular anastomosis, the kidney allograft is prepared by inserting a double-J stent in the ureter, and the temperature for the anastomosis is lowered by wrapping it in an ice-packed gauze. A 12 mm or 8 mm port for the robotic camera and three 8 mm ports for robotic arms are placed. A peritoneal pouch is created for the kidney allograft by raising the peritoneal flaps on both sides over the psoas muscle before dissecting the iliac vessels and bladder. A 6 cm Pfannenstiel incision is made to insert the kidney into the peritoneal pouch, lateral to the right iliac vessels. 
After clamping the external iliac vein with Bulldogs clamps, a venotomy is performed, and the graft renal vein is anastomosed to the external iliac vein in an end-to-side continuous manner with a 6/0 polytetrafluoroethylene suture. After clamping the graft renal vein, the iliac vein is declamped. This is followed by clamping of the external iliac artery, arteriotomy, arterial anastomosis with a 6/0 polytetrafluoroethylene suture, clamping of the graft renal artery, and declamping of the external iliac artery. Reperfusion is then carried out, and ureteroneocystostomy is performed using the Lich-Gregoir technique. The peritoneum is closed at a few locations with polymer locking clips, and a closed-suction drain is placed through one of the working ports. After deflating the pneumoperitoneum, all incisions are closed.

This paper provides technical details for robot-assisted kidney transplantation from a living donor.

השתלת כליה בסיוע רובוט

This paper describes robot-assisted kidney transplantation (RAKT) from a living donor. The robot is docked between the parted legs of the patient, placed ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

פרוטוקול השתלת לב הטרוטופית חזירית להעברת טיפולים לאלוגרפט לבבי

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...